We thank Dr. M. Rosenberg for her advice and help with anatomical sectioning. We also thank D. Eisler for his technical assistance. This research was supported by grants from FP7-PEOPLE-IRG-2008, Binational Agriculture research and Development (BARD; IS-4246-09), and Israel Science Foundation (ISF; 592/13).

1. crescita delle piante <ol><li> Superficie sterilizzare i semi. <ol><li> Sterilizzare semi (fino a 30 mg) con il metodo a umido oa secco. Ad esempio, per il metodo di sterilizzazione a secco, aggiungere 1 ml glaciale HCl 37% in 50 ml di candeggina, in un bicchiere di vetro in un essiccatore chiuso per almeno 4 ore e fino a tutta la notte. Eseguire questo passaggio in una cappa chimica. </li></ol></li><li> Diffondere i semi sterili su piastre di agar con impianto di 0,8% a 0.5x Murashige &amp; Skoog (MS). Avvolgere le piastre con parafilm o nastro poroso e coprire con un foglio di alluminio. </li><li> Conservare le piastre a 4 ° C per 1 - 4 giorni per promuovere la germinazione uniforme. </li><li> Trasferire le piastre ad una camera di crescita adatto per la coltivazione di piante di Arabidopsis. Posizionare le piastre verticalmente per mantenere la crescita delle radici sopra del mezzo agar e per impedire la penetrazione. </li><li> piantine di trasferimento di fissativo 7 giorni dopo la germinazione (DAG). </li></ol> 2. Fissazione <ol><li> Preparare 50 ml Richardson Solution combinando volumi uguali di 1% borace (agente di buffer), 1% Blu di metilene e l&#39;1% Azure (coloranti istologici) in acqua bidistillata. Filtrare attraverso una siringa Driven 0,22 micron Unità di PVDF filtro prima dell&#39;uso. </li><li> Preparare 50 ml di fissativo: 1,25% glutaraldeide in 0,05 M di sodio Cacodylate (agente tampone). Nota: Questi materiali sono tossici e devono essere trattati in una cappa chimica. </li><li> Aggiungere 100 pl di soluzione di Richardson (vedere 2.1) alla soluzione di fissaggio (vedi 2.2) per ottenere la soluzione finale fissazione. </li><li> Mark ciascun pozzetto di una piastra da 6 pozzetti con il nome del campione corrispondente. </li><li> Mettere 2 - 3 ml di soluzione finale di fissaggio (vedi 2.3) nei pozzetti, in modo che le piantine, una volta trasferiti, saranno interamente coperti in un liquido. </li><li> Trasferire accuratamente, usando pinze, fino a 10 piantine a ciascun pozzetto. Sigillare le piastre con Parafilm. Conservare a 4 ° C, al buio, per almeno una notte, e fino ad una settimana. </li></ol> 3. disidratazione <ol> &lt;li&gt; Disidratare piantine. trasferirli tra i pozzi di nuovi 6 pozzetti, contenente concentrazioni crescenti di etanolo, come elencato qui: 10% di etanolo per 15 min; 30% di etanolo per 15 min; 50% di etanolo per 15 min; 70% di etanolo per 15 min; 85% di etanolo per 15 min; 95% di etanolo per 15 min; 95% di etanolo a 4 ° C, overnight, al minimo. Maneggiare piantine da loro afferrando con cura dai loro cotiledoni, preferibilmente con una pinza di plastica. </li></ol> 4. Infiltrazione <ol><li> Preparare mezzo di infiltrazione. Mescolare il contenuto di 1 sacchetto del kit historesin attivatore con 50 ml kit liquido resina di base in una piccola bottiglia di vetro. Mescolare con calamita per 20 min. medio infiltrazione può essere conservato a 4 ° C per alcune settimane. </li><li> Mark ciascun pozzetto di una nuova piastra da 6 pozzetti con il nome del campione corrispondente e riempire con 2 - 3 ml di terreno infiltrazione. </li><li> Trasferire le piantine dalla soluzione di etanolo al 95% al ​​mezzo di infiltrazione con pinze. Assicurarsi che le piantine sono fully coperti dal mezzo. </li><li> Conservare a 4 ° C per almeno 4 giorni, per garantire la massima penetrazione nei tessuti vegetali. </li></ol> 5. Blocco Preparazione <ol><li> Mettere piccole etichette, matita contrassegnati con il nome del campione, all&#39;interno di ogni ben di embedding stampi. </li><li> Preparare mezzo di inclusione con l&#39;aggiunta di 1 ml di indurente a 15 ml di mezzo di infiltrazione (vedi 4.1). Non tentare di preparare un volume minore di 15 ml, per evitare problemi di polimerizzazione. </li><li> Riempire la metà di ciascun pozzetto nello stampo con 200 microlitri mezzo di inclusione e coprire con un pezzo proiezione Overhead tagliare alla forma dello stampo, ma per la taglia 1 mm maggiore su ogni lato. Incubare a temperatura ambiente per almeno 2 ore, per permettere la polimerizzazione. Non superare 5 ore. </li><li> Preparare una serie supplementare di mezzo di inclusione (vedi 5.2) e tenere in ghiaccio, al fine di evitare la polimerizzazione mentre apici radicali vengono disposti nello stampo. </li><li> Tagliare ogni punta della radice in un ambito dissezione utilizzando bisturi e con molta attenzione posizione It: verticalmente per le sezioni trasversali o orizzontalmente per sezione longitudinale, a circa 2 - 3 mm dal bordo dello stampo. Riempire lo stampo completamente con soluzione bloccante e la copertura con un film in testa. Si noti che la soluzione di saturazione si restringerà leggermente una volta polimerizzato. </li><li> Mantenere a temperatura ambiente per 2 ore, al minimo. </li><li> Per asciugare i blocchi, mettere in una scatola con gel di silice asciutta e lasciare a temperatura ambiente per una notte, al minimo. </li></ol> 6. sezionamento <ol><li> Preparare coltelli in vetro da canne di vetro con un produttore di coltello. Utilizzare i coltelli di vetro per il sezionamento dei tessuti. Tagliare la bacchetta di vetro in un quadrato e poi tagliare il quadrato in diagonale per la produzione di due coltelli, utilizzando uno strumento di diamante di punteggio. </li><li> blocco di un tratto in 2 - 3 micron fette di larghezza, utilizzando una macchina di sezionamento. Mettere le fette su un vetrino, sulla parte superiore delle goccioline di acqua distillata e posizionare il vetrino su un blocco di calore impostato su fuoco basso (50 - 60 ° C), fino acqua evapora. </li></ol><ol><li> Diluire soluzione Richardson (vedi 2.1) allo 0,2% della soluzione originale e utilizzare 1 ml di esso per coprire le fette. Posizionare sul blocco di calore per 5 secondi e poi lavare con acqua distillata. </li><li> Asciugare il vetrino su una piastra calda. Osservare sotto un ambito dissezione e segnare il retro del vetrino con un marcatore, per indicare la posizione delle fette di interesse, per facilitare la loro successiva identificazione al microscopio. </li><li> Aggiungere 100 ml di mezzo di montaggio e coprire con un vetrino. </li></ol> 8. Acquisizione di immagini <ol><li> Posizionare il vetrino coperto che contiene le sezioni di radice sotto un microscopio ottico dotato di sistema PolScope adatto per ottenere le informazioni ritardante e di un filtro polarizzatore / interferenza ottica (Figura 1 dC). </li><li> Selezionare ingrandimento che permette chiara visualizzazione dell&#39;intero campione (ad esempio, 40X in questo studio) e mettere a fuoco il Microscopioe su un campo vuoto che contiene la sezione di blocco, ma nessuna sezione radice. Prova a trovare una regione pulita senza macchie. Utilizzare questa regione per impostare lo sfondo. </li><li> Impostare il sistema di imaging e parametri software: Imposta l&#39;intervallo a 17 nm. Applica &quot;Esposizione automatica&quot; e ottenere un&#39;immagine di sfondo dal campo vuoto (vedi 8.2). Una immagine di sfondo viene utilizzato per esperimento. </li></ol> 9. Analisi PolScope di cellulosa microfibril Orientamento <ol><li> Analisi di sezioni longitudinali. <ol><li> Inserire una diapositiva contenente sezioni longitudinali al microscopio e ottenere un&#39;immagine ritardanti di esso. Mettere a fuoco il microscopio su una sezione principale di interesse. Fornire un nuovo nome di file. </li><li> Scattare una foto Abrio (immagine con informazioni ritardo) attraverso la finestra &quot;Live Abrio&quot;. Assicurarsi di catturare una sezione che comprende la parete cellulare, che può essere identificato dalla cellulosa macchiato corre lungo la periferia della cellula, come mostrato nella Figura 2C.</li></ol></li><li> Analisi delle immagini. <ol><li> Fare doppio clic sull&#39;immagine rilevante nella serie di immagini. Selezionare &quot;Colore Orientamento Pseudo&quot; nella scheda &quot;Impostazioni di visualizzazione&quot;. </li><li> Per stimare l&#39;angolo di cellulosa microfibril, corrispondere la relativa ombra della parete cellulare a quella nella ruota dei colori. NOTA: La ruota colore nella Figura 2C riflette l&#39;asse lento della luce disteso lungo la microfibril che indica la direzione lungo l&#39;asse delle microfibrille. L&#39;angolo di microfibrille di cellulosa è l&#39;angolo indicato dal colore e l&#39;asse lungo della cella. Ad esempio, la cella allungamento nel cestello mostra colore ciano, inclinata di circa 90 ° rispetto all&#39;asse delle cellule. </li><li> Per quantificare l&#39;angolo medio microfibril nella parete cellulare, utilizzare lo strumento &quot;ritardante e Azimuth Stamp&quot; dalla barra degli strumenti del software. Durante la selezione lo strumento, punta e clicca sulla regione di interesse per l&#39;immagine ottenuta. NOTA: Questo will risultato nella visualizzazione degli angoli (azimut) in gradi (Figura 2C). </li><li> In un accesso aperto polarizzata software di analisi di immagine di luce alternativa, il pranzo plug-in &quot;Pol-Analyzer&quot; dal menu plugin. Nella nuova finestra che si apre, selezionare la scheda &quot;Birifrangenza&quot; e aprire e quindi salvare il file di sfondo e il file di immagine. </li><li> Nella finestra di immagine, selezionare &quot;Spec.&quot; e regolare la &#39;dimensione dei pixel ROI&#39; (uso di 5 pixel per questo studio). Nella &quot;Spec.&quot; finestra, selezionare &quot;Mostra valori nella tabella dei risultati&quot;. </li><li> Utilizzare lo strumento Poligono per segnare la regione di interesse nella finestra dell&#39;immagine. Selezionare &quot;Linee Orientamento&quot; per ottenere l&#39;orientamento del microfibril cellulosa. NOTA: Ciò comporta la visualizzazione degli angoli (azimut) in gradi. NOTA: L&#39;angolo medio calcolato da uno dei due metodi dovrà essere poi normalizzata al posizionamento della sezione di radice lungo la slitta. Per correggere la deviazione dallail posizionamento orizzontale della sezione di radice intera lungo la slitta, quantificare l&#39;angolo medio microfibril della parete cellulare fiancheggiano la cella lungo il suo asse lungo (cioè perpendicolare alla sezione e lungo l&#39;asse crescita delle radici, Figura 2C). Questo angolo è di 180 °, quando la parte di radice viene accuratamente posizionato lungo la slitta. Per calcolare l&#39;angolo microfibril, sottrarre l&#39;angolo microfibril media misurata della parete cellulare fiancheggiante da 180 °. Aggiungere la differenza portato all&#39;angolo media misurata microfibril della parete cellulare che giace piatto sul vetrino. </li></ol></li></ol> 10. Analisi PolScope del cristallino cellulosa accumulo <ol><li> Utilizzare sezioni trasversali (cross). Si noti che l&#39;accumulo di cellulosa cristallina può essere paragonata solo tra cellule quando i loro microfibrille di cellulosa sono allineate con un angolo simile (come determinato a 9). </li><li> Fare doppio clic sull&#39;immagine rilevante nella serie di immagini. Selezionare &quot;Pseudo colore &quot;nella scheda&quot; Impostazioni di visualizzazione &quot;. </li><li> Per misurare ritardante. Zoom-in sull&#39;immagine. Selezionare &quot;Regione&quot; e contrassegnare tutte le regioni di interesse. Passare alla scheda &quot;misure&quot; e &quot;Copia negli Appunti&quot; tutti i valori. <ol><li> Trasferire i dati in Excel ed estrarre le informazioni richieste (media regione di ritardata propagazione). Normalizzare i dati. NOTA: per tenere conto delle differenze di spessore tra le fette, esprimono i valori relativi ad un bordo specifico parete cellulare nella diapositiva. Per normalizzare, dividere il ritardo di media corrispondente alla parete cellulare di interesse dal ritardo della media di una parete cellulare diverso nella stessa immagine. Ad esempio, la parete cellulare epidermico esterno era normalizzata alla parete cellulare corticale interna nel nostro studio. </li></ol></li><li> Ripetere le misurazioni per almeno 3 sezioni per radice, con un minimo di 3 radici per campione. </li></ol>

<ol>
	<li>Cosgrove, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Growth+of+the+plant+cell+wall.">Growth of the plant cell wall.</a> Nat Rev Mol Cell Biol. 6, 850-861 (2005).</li><li>Wolf, S., Hematy, K., Hofte, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Growth+control+and+cell+wall+signaling+in+plants.">Growth control and cell wall signaling in plants.</a> Annu Rev Plant Biol. 63, 381-407 (2012).</li><li>Mazeau, K., Heux, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Molecular+Dynamics+Simulations+of+Bulk+Native+Crystalline+and+Amorphous+Structures+of+Cellulose.">Molecular Dynamics Simulations of Bulk Native Crystalline and Amorphous Structures of Cellulose.</a> J. Phys. Chem. B. 107, 2394-2403 (2003).</li><li>Zhao, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Studying+cellulose+fiber+structure+by+SEM,+XRD,+NMR+and+acid+hydrolysis.">Studying cellulose fiber structure by SEM, XRD, NMR and acid hydrolysis.</a> Carbohydr Polym. 68, 235-241 (2007).</li><li>Fujita, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cortical+microtubules+optimize+cell-wall+crystallinity+to+drive+unidirectional+growth+in+Arabidopsis.">Cortical microtubules optimize cell-wall crystallinity to drive unidirectional growth in Arabidopsis.</a> Plant J. 66, 915-928 (2011).</li><li>Peng, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fractional+separation+and+structural+features+of+hemicelluloses+from+sweet+sorghum+leaves.">Fractional separation and structural features of hemicelluloses from sweet sorghum leaves.</a> Bioresources. 7, (2012).</li><li>Xu, S. L., Rahman, A., Baskin, T. I., Kieber, J. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Two+leucine-rich+repeat+receptor+kinases+mediate+signaling,+linking+cell+wall+biosynthesis+and+ACC+synthase+in+Arabidopsis.">Two leucine-rich repeat receptor kinases mediate signaling, linking cell wall biosynthesis and ACC synthase in Arabidopsis.</a> Plant Cell. 20, 3065-3079 (2008).</li><li>Anderson, C. T., Carroll, A., Akhmetova, L., Somerville, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Real-Time+Imaging+of+Cellulose+Reorientation+during+Cell+Wall+Expansion+in+Arabidopsis+Roots.">Real-Time Imaging of Cellulose Reorientation during Cell Wall Expansion in Arabidopsis Roots.</a> Plant Physiol. 152, 787-796 (2010).</li><li>Baskin, T. I., Beemster, G. T., Judy-March, J. E., Marga, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Disorganization+of+cortical+microtubules+stimulates+tangential+expansion+and+reduces+the+uniformity+of+cellulose+microfibril+alignment+among+cells+in+the+root+of+Arabidopsis.">Disorganization of cortical microtubules stimulates tangential expansion and reduces the uniformity of cellulose microfibril alignment among cells in the root of Arabidopsis.</a> Plant Physiol. 135, 2279-2290 (2004).</li><li>Iyer, K. R. K., Neelakantan, P., Radhakrishnan, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Birefringence+of+native+cellulosic+fibers.+I.+Untreated+cotton+and+ramie.">Birefringence of native cellulosic fibers. I. Untreated cotton and ramie.</a> J. Polym. Sci. A-2: Polymer Physics. 6, 1747-1758 (1968).</li><li>Abraham, Y., Elbaum, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantification+of+microfibril+angle+in+secondary+cell+walls+at+subcellular+resolution+by+means+of+polarized+light+microscopy.">Quantification of microfibril angle in secondary cell walls at subcellular resolution by means of polarized light microscopy.</a> New Phytol. 197, 1012-1019 (2013).</li><li>Petricka, J. J., Winter, C. M., Benfey, P. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Control+of+Arabidopsis+root+development.">Control of Arabidopsis root development.</a> Annu Rev Plant Biol. 63, 563-590 (2012).</li><li>Vanstraelen, M., Benkova, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hormonal+Interactions+in+the+Regulation+of+Plant+Development.">Hormonal Interactions in the Regulation of Plant Development.</a> Annu Rev Cell Dev Biol. , (2012).</li><li>Singh, A. P., Savaldi-Goldstein, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Growth+control:+brassinosteroid+activity+gets+context.">Growth control: brassinosteroid activity gets context.</a> J Exp Bot. 66, 1123-1132 (2015).</li><li>Fridman, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Root+growth+is+modulated+by+differential+hormonal+sensitivity+in+neighboring+cells.">Root growth is modulated by differential hormonal sensitivity in neighboring cells.</a> Genes Dev. 28, 912-920 (2014).</li><li>Vragovic, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Translatome+analyses+capture+of+opposing+tissue-specific+brassinosteroid+signals+orchestrating+root+meristem+differentiation.">Translatome analyses capture of opposing tissue-specific brassinosteroid signals orchestrating root meristem differentiation.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 112, 923-928 (2015).</li><li>Hacham, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Brassinosteroid+perception+in+the+epidermis+controls+root+meristem+size.">Brassinosteroid perception in the epidermis controls root meristem size.</a> Development. 138, 839-848 (2011).</li><li>Gu, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+of+a+cellulose+synthase-associated+protein+required+for+cellulose+biosynthesis.">Identification of a cellulose synthase-associated protein required for cellulose biosynthesis.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 107, 12866-12871 (2010).</li><li>Fendrych, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Programmed+cell+death+controlled+by+ANAC033/SOMBRERO+determines+root+cap+organ+size+in+Arabidopsis.">Programmed cell death controlled by ANAC033/SOMBRERO determines root cap organ size in Arabidopsis.</a> Curr Biol. 24, 931-940 (2014).</li></ol>

The authors have no conflicts of interest.

Qui, presentiamo un metodo per determinare l&#39;accumulo di cellulosa cristallina nei diversi tessuti che compongono le radici di Arabidopsis, mantenendo informazioni anatomiche. Come tale, fornisce un ulteriore passo verso la comprensione processi di crescita nelle piante con una risoluzione cellulare. Questo metodo può essere applicato anche per lo studio di specie vegetali aggiuntivi e organi. Un certo numero di punti deve essere considerato quando si applica il metodo. Prima a...

La parete cellulare vegetale è una struttura dinamica. cellule in crescita sono circondate da una parete cellulare primaria, la cui organizzazione permette alle cellule di espandersi. Cellule che cessano di crescere deposito una parete secondaria più rigida che migliora il supporto meccanico della pianta. Entrambe le pareti cellulari sono composti microfibrille di cellulosa annegate in una matrice di polisaccaridi di diverse strutture (ad esempio, emicellulosa e pectina) che variano di tutti i diversi stadi di sviluppo e tessuti 1,2. Cellulosa viene sintetizzato come catene di (1,4) -β-D-glucano che sono strettamente allineati a formare la microfibril di una struttura cristallina. cellulosa amorfo si riferisce alle regioni in cui le catene glucano sono meno ordinate. Il rapporto tra il cristallino ei domini amorfi è un parametro pensato per influenzare le proprietà meccaniche della parete cellulare, fornendo resistenza meccanica e caratteristico viscoelastico rispettivamente 3. Diversi metodi sono statisviluppato per rilevare e quantificare le due forme di disposizione di cellulosa, tra i quali la diffrazione a raggi X e polarizzazione incrociata / angolo magic filatura NMR allo stato solido 4. Diffrazione di raggi X può essere utilizzato per determinare la percentuale di cristallina rispetto domini cellulosa amorfi nel campione 5. Un metodo alternativo utilizza frazionamento di contenuti parete cellulare in materiale acido insolubile e acido solubile, per distinguere tra il cristallino e cellulosa amorfa o altri polimeri, rispettivamente. In questo approccio, incorporazione di glucosio marcato ([14 C] glucosio) viene utilizzato per quantificare il 6,7 cellulosa. Questi metodi richiedono grandi quantità di materiale vegetale per le analisi di organi interi, nella migliore delle ipotesi, e, di conseguenza, sono adeguatamente sensibili a variazioni tessuto-specifica nella struttura della parete cellulare. Visualizzazione microfibrille di cellulosa ad una risoluzione cellulare può essere ottenuto in studi di imaging vivi combinati con coloranti fluorescenti 8,9, che può identificare variazionil&#39;orientamento delle microfibrille di cellulosa. Tuttavia, questi coloranti non sono utilizzati per la quantificazione, non sono specifici a cristallino cellulosa e possono interferire con la normale struttura della parete cellulare 8. PolScope è una tecnica di imaging che si basa sulla capacità di cellulosa cristallina dividere fasci di luce e ritardare parte della luce 10. ritardo luce è più forte per microfibrille che giacciono perpendicolarmente alla direzione di propagazione della luce. Per microfibrille con orientamento simile, maggiore è il grado di cristallinità, maggiore è il ritardo di luce 11. Quindi, PolScope viene usato per studiare sia i livelli relativi e l&#39;orientamento delle microfibrille di cellulosa. Radici presentano crescita lineare, durante il quale le cellule originari alla nicchia di cellule staminali, sulla punta della radice, subire una serie di divisioni cellulari, prima che rapidamente si espandono 12. Le cellule che compongono la radice si espandono in un unidirezionale (anisotropico)maniera, come dettato dalle piccole ormoni molecola di segnalazione che hanno un impatto le proprietà della parete cellulare 13. Risposte differenziale ormoni, nel tempo e nello spazio, forniscono un mezzo per assicurare una crescita equilibrata organo 14. Quindi, l&#39;analisi ad alta risoluzione di struttura della parete cellulare in grado di fornire importanti informazioni necessarie per comprendere meglio la connessione tra le risposte specifiche per tipo di cellule per la crescita dell&#39;intero organo. Qui, si segnala la realizzazione di PolScope per studiare l&#39;accumulo di tessuto-specifica di cellulosa cristallina nelle radici di Arabidopsis, come osservato nelle sezioni anatomiche di alta qualità. Questo metodo ha recentemente scoperto l&#39;accumulo specifico tipo di cellule di cellulosa cristallina in risposta alla perturbazione spaziale delle attività ormonale 15.

<table><tbody><tr><td>Murashige &amp;amp; Skoog (MS)</td><td>Duchefa</td><td>M0221</td><td></td></tr><tr><td>Borax</td><td>LOBA CHEMIE&amp;nbsp;</td><td>6038</td><td></td></tr><tr><td>Methylene blue</td><td>Sigma</td><td>M-9140</td><td></td></tr><tr><td>Azure</td><td>Sigma</td><td>861065</td><td></td></tr><tr><td>Syringe Driven 0.22 mm PVDF Filter&amp;nbsp;</td><td>MILLEX-GV</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Glutaraldehyde</td><td>EMS</td><td>16220</td><td></td></tr><tr><td>Sodium Cacodylate</td><td>Sigma</td><td>C-0250</td><td></td></tr><tr><td>Leica kit historesin&amp;nbsp;</td><td>Leica</td><td>7022 18 500</td><td></td></tr><tr><td>embedding molds</td><td>Agar Scientific</td><td>AGG3530</td><td></td></tr><tr><td>film 100 &amp;micro; P.P.C.&amp;nbsp;</td><td>www.Jolybar.com</td><td></td><td>overhead film</td></tr><tr><td>Knivemaker</td><td>LKB</td><td>7800</td><td></td></tr><tr><td>Ultratome III</td><td>LKB</td><td>8800</td><td>Ultratome</td></tr><tr><td>Shandon immumount&amp;nbsp;</td><td>Thermo</td><td>9990402</td><td>mounting medium</td></tr><tr><td>light microscope</td><td>Nikon</td><td>Eclipse 80i</td><td></td></tr><tr><td>Abrio imaging system</td><td>CRI</td><td>Abrio imaging system</td><td></td></tr><tr><td>Abrio V2.2 software</td><td>CRI</td><td>Abrio V2.2 software</td><td></td></tr><tr><td>Open access polarized light image analysis software &amp;nbsp;</td><td>OPS</td><td>OpenPolScope</td><td>&lt;a href=&quot;http://www.openpolscope.org/&quot;&gt;http://www.openpolscope.org/&lt;/a&gt;</td></tr></tbody></table>

high resolution quantification of crystalline cellulose accumulation in arabidopsis roots to monitor tissue-specific cell wall modifications

Plant cells are surrounded by a cell wall, the composition of which determines their final size and shape. The cell wall is composed of a complex matrix containing polysaccharides that include cellulose microfibrils that form both crystalline structures and cellulose chains of amorphous organization. The orientation of the cellulose fibers and their concentrations dictate the mechanical properties of the cell. Several methods are used to determine the levels of crystalline cellulose, each bringing both advantages and limitations. Some can distinguish the proportion of crystalline regions within the total cellulose. However, they are limited to whole-organ analyses that are deficient in spatiotemporal information. Others relying on live imaging, are limited by the use of imprecise dyes. Here, we report a sensitive polarized light-based system for specific quantification of relative light retardance, representing crystalline cellulose accumulation in cross sections of Arabidopsis thaliana roots. In this method, the cellular resolution and anatomical data are maintained, enabling direct comparisons between the different tissues composing the growing root. This approach opens a new analytical dimension, shedding light on the link between cell wall composition, cellular behavior and whole-organ growth.

Studiamo l&#39;impatto delle risposte specifiche per tipo di cellula brassinosteroids (BRS), usando la radice Arabidopsis come modello organo 15-17. Quando il recettore BRI1 BR si rivolge, sullo sfondo di BRI1 mutante, a un sottoinsieme di cellule epidermiche chiamate cellule non-capelli (Figura 2A, B), inibisce l&#39;espansione delle cellule unidirezionale di cellule vicine, e la crescita integrale della radice 15. analisi PolScop...

Watch this Scientific Journal Video about High Resolution Quantification of Crystalline Cellulose Accumulation in Arabidopsis Roots to Monitor Tissue-specific Cell Wall Modifications at JoVE.com

High Resolution Quantification of Crystalline Cellulose Accumulation in Arabidopsis Roots to Monitor Tissue-specific Cell Wall Modifications

Crystalline cellulose is an important constituent of the plant cell wall. However, its quantification at a cellular resolution is technically challenging. Here, we report the use of polarized light technology and root cross sections to obtain information of cell wall composition at a spatiotemporal resolution.

Risoluzione Quantificazione alta del cristallino cellulosa accumulo in<em&gt; Arabidopsis</em&gt; Roots a Monitor tessuto-specifica delle cellule parete Modifiche

Plant cells are surrounded by a cell wall, the composition of which determines their final size and shape. The cell wall is composed of a complex matrix ...

high-resolution-quantification-crystalline-cellulose-accumulation

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Biology

High Resolution Quantification of Crystalline Cellulose Accumulation in Arabidopsis Roots to Monitor Tissue-specific Cell Wall Modifications

8.1K Views.  Technion-Israel Institute of Technology. Crystalline cellulose is an important constituent of the plant cell wall. However, its quantification at a cellular resolution is technically challenging. Here, we report the use of polarized light technology and root cross sections to obtain information of cell wall composition at a spatiotemporal resolution.

Video: High Resolution Quantification of Crystalline Cellulose Accumulation in Arabidopsis Roots to Monitor Tissue-specific Cell Wall Modifications

Fluorescent Immunolocalization of Arabinogalactan Proteins and Pectins in the Cell Wall of Plant Tissues

Plant development involves constant adjustments of the cell wall composition and structure in response to both internal and external stimuli. Cell walls are composed of cellulose and non-cellulosic polysaccharides together with proteins, phenolic compounds and water. 90% of the cell wall is composed of&#160;polysaccharides (e.g., pectins) and arabinogalactan proteins (AGPs). The fluorescent immunolocalization of specific glycan epitopes in plant histological sections remains a key tool to uncover remodeling of wall polysaccharide networks, structure and components.
Here, we report an optimized fluorescent immunolocalization procedure to detect glycan epitopes from AGPs and pectins in plant tissues. Paraformaldehyde/glutaraldehyde fixation was used along with LR-White embedding of the plant samples, allowing for a better preservation of the tissue structure and composition. Thin sections of the embedded samples obtained with an ultra-microtome were used for immunolocalization with specific antibodies. This technique offers great resolution, high specificity, and the chance to detect multiple glycan epitopes in the same sample. This technique allows subcellular localization of glycans and detects their level of accumulation in the cell wall. It also permits the determination of spatio-temporal patterns of AGP and pectin distribution during developmental processes. The use of this tool may ultimately guide research directions and link glycans to specific functions in plants. Furthermore, the information obtained can complement biochemical and gene expression studies.

This protocol describes in detail how the plant material for immunolocalization of Arabinogalactan proteins and pectins is fixed, embedded in a hydrophilic acrylic resin, sectioned and mounted on glass slides. We show cell wall related epitopes will be detected with specific antibodies.

Immunolocalizzazione fluorescente delle proteine arabinogalactane e delle pectine nella parete cellulare dei tessuti vegetali

Plant development involves constant adjustments of the cell wall composition and structure in response to both internal and external stimuli. Cell walls ...

Ricerca

Biologia dello sviluppo

Label-free in situ Imaging of Lignification in Plant Cell Walls

Meeting growing energy demands safely and efficiently is a pressing global challenge. Therefore, research into biofuels production that seeks to find cost-effective and sustainable solutions has become a topical and critical task. Lignocellulosic biomass is poised to become the primary source of biomass for the conversion to liquid biofuels1-6. However, the recalcitrance of these plant cell wall materials to cost-effective and efficient degradation presents a major impediment for their use in the production of biofuels and chemicals4. In particular, lignin, a complex and irregular poly-phenylpropanoid heteropolymer, becomes problematic to the postharvest deconstruction of lignocellulosic biomass. For example in biomass conversion for biofuels, it inhibits saccharification in processes aimed at producing simple sugars for fermentation7. The effective use of plant biomass for industrial purposes is in fact largely dependent on the extent to which the plant cell wall is lignified. The removal of lignin is a costly and limiting factor8 and lignin has therefore become a key plant breeding and genetic engineering target in order to improve cell wall conversion.
Analytical tools that permit the accurate rapid characterization of lignification of plant cell walls become increasingly important for evaluating a large number of breeding populations. Extractive procedures for the isolation of native components such as lignin are inevitably destructive, bringing about significant chemical and structural modifications9-11. Analytical chemical in situ methods are thus invaluable tools for the compositional and structural characterization of lignocellulosic materials. Raman microscopy is a technique that relies on inelastic or Raman scattering of monochromatic light, like that from a laser, where the shift in energy of the laser photons is related to molecular vibrations and presents an intrinsic label-free molecular "fingerprint" of the sample. Raman microscopy can afford non-destructive and comparatively inexpensive measurements with minimal sample preparation, giving insights into chemical composition and molecular structure in a close to native state. Chemical imaging by confocal Raman microscopy has been previously used for the visualization of the spatial distribution of cellulose and lignin in wood cell walls12-14. Based on these earlier results, we have recently adopted this method to compare lignification in wild type and lignin-deficient transgenic Populus trichocarpa (black cottonwood) stem wood15. Analyzing the lignin Raman bands16,17 in the spectral region between 1,600 and 1,700 cm-1, lignin signal intensity and localization were mapped in situ. Our approach visualized differences in lignin content, localization, and chemical composition. Most recently, we demonstrated Raman imaging of cell wall polymers in Arabidopsis thaliana with lateral resolution that is sub-&mu;m18. Here, this method is presented affording visualization of lignin in plant cell walls and comparison of lignification in different tissues, samples or species without staining or labeling of the tissues.

Label-free in situ Imaging of Lignification in Plant Cell Walls

A method based on confocal Raman microscopy is presented that affords label-free visualization of lignin in plant cell walls and comparison of lignification in different tissues, samples or species.

Senza etichetta In situ</emImaging> di lignificazione in pareti delle cellule vegetali

Meeting growing energy demands safely and efficiently is a pressing global challenge. Therefore, research into biofuels production that seeks to find ...

Biologia

Atomic Force Microscopy to Study the Physical Properties of Epidermal Cells of Live Arabidopsis Roots

A method is described here to characterize the physical properties of the cell wall of epidermal cells of living Arabidopsis roots through nanoindentations with an atomic force microscope (AFM) coupled with an optical inverted fluorescence microscope. The method consists of applying controlled forces to the sample while measuring its deformation, allowing quantifying parameters such as the apparent Young's modulus of cell walls at subcellular resolutions. It requires a careful mechanical immobilization of the sample and correct selection of indenters and indentation depths. Although it can be used only in external tissues, this method allows characterizing mechanical changes in plant cell walls during development and enables the correlation of these microscopic changes with the growth of an entire organ.

Atomic Force Microscopy to Study the Physical Properties of Epidermal Cells of Live Arabidopsis Roots

The atomic force microscopy indentation protocol offers the possibility to dissect the role of the physical properties of the cell wall of a particular cell of a tissue or organ during normal or constrained growth (i.e., under water deficit).

Microscopia a forza atomica per studiare le proprietà fisiche delle cellule epidermiche delle radici vive di Arabidopsis

A method is described here to characterize the physical properties of the cell wall of epidermal cells of living Arabidopsis roots through ...

Long-term, High-resolution Confocal Time Lapse Imaging of Arabidopsis Cotyledon Epidermis during Germination

Imaging in vivo dynamics of cellular behavior throughout a developmental sequence can be a powerful technique for understanding the mechanics of tissue patterning. During animal development, key cell proliferation and patterning events occur very quickly. For instance, in Caenorhabditis elegans all cell divisions required for the larval body plan are completed within six hours after fertilization, with seven mitotic cycles1; the sixteen or more mitoses of Drosophila embryogenesis occur in less than 24 hr2. In contrast, cell divisions during plant development are slow, typically on the order of a day 3,4,5 . This imposes a unique challenge and a need for long-term live imaging for documenting dynamic behaviors of cell division and differentiation events during plant organogenesis. Arabidopsis epidermis is an excellent model system for investigating signaling, cell fate, and development in plants. In the cotyledon, this tissue consists of air- and water-resistant pavement cells interspersed with evenly distributed stomata, valves that open and close to control gas exchange and water loss. Proper spacing of these stomata is critical to their function, and their development follows a sequence of asymmetric division and cell differentiation steps to produce the organized epidermis (Fig. 1).
This protocol allows observation of cells and proteins in the epidermis over several days of development. This time frame enables precise documentation of stem-cell divisions and differentiation of epidermal cells, including stomata and epidermal pavement cells. Fluorescent proteins can be fused to proteins of interest to assess their dynamics during cell division and differentiation processes. This technique allows us to understand the localization of a novel protein, POLAR6, during the proliferation stage of stomatal-lineage cells in the Arabidopsis cotyledon epidermis, where it is expressed in cells preceding asymmetric division events and moves to a characteristic area of the cell cortex shortly before division occurs. Images can be registered and streamlined video easily produced using public domain software to visualize dynamic protein localization and cell types as they change over time.

Long-term, High-resolution Confocal Time Lapse Imaging of Arabidopsis Cotyledon Epidermis during Germination

We describe a protocol using chamber slides and media to immobilize plant cotyledons for confocal imaging of the epidermis over several days of development, documenting stomatal differentiation. Fluorophore-tagged proteins can be tracked dynamically by expression and subcellular localization, increasing understanding of their possible roles during cell division and cell-type differentiation.

A lungo termine, ad alta risoluzione confocale Lapse Imaging Tempo di<em&gt; Cotyledon Arabidopsis</emEpidermide&gt; durante la germinazione

Imaging in vivo dynamics of cellular behavior throughout a developmental sequence can be a powerful technique for understanding the mechanics of tissue ...

Using Flatbed Scanners to Collect High-resolution Time-lapsed Images of the Arabidopsis Root Gravitropic Response

Research efforts in biology increasingly require use of methodologies that enable high-volume collection of high-resolution data. A challenge laboratories can face is the development and attainment of these methods. Observation of phenotypes in a process of interest is a typical objective of research labs studying gene function and this is often achieved through image capture. A particular process that is amenable to observation using imaging approaches is the corrective growth of a seedling root that has been displaced from alignment with the gravity vector. Imaging platforms used to measure the root gravitropic response can be expensive, relatively low in throughput, and/or labor intensive. These issues have been addressed by developing a high-throughput image capture method using inexpensive, yet high-resolution, flatbed scanners. Using this method, images can be captured every few minutes at 4,800 dpi. The current setup enables collection of 216 individual responses per day. The image data collected is of ample quality for image analysis applications.

This protocol describes a process for rapid collection of images of Arabidopsis seedlings responding to a gravity stimulus using commercially-available flatbed scanners. The method allows for inexpensive, high-volume capture of high-resolution images amenable for downstream analysis algorithms.

Utilizzo di Scanner Flatbed per la raccolta ad alta risoluzione e ritardi Immagini della Arabidopsis Root gravitropica risposta

Research efforts in biology increasingly require use of methodologies that enable high-volume collection of high-resolution data. A challenge laboratories ...

AFM-based Mapping of the Elastic Properties of Cell Walls: at Tissue, Cellular, and Subcellular Resolutions

We describe a recently developed method to measure mechanical properties of the surfaces of plant tissues using atomic force microscopy (AFM) micro/nano-indentations, for a JPK&#160;AFM. Specifically, in this protocol we measure the apparent Young&#8217;s modulus of cell walls at subcellular resolutions across regions of up to 100 &#181;m&#160;x 100 &#181;m in floral meristems, hypocotyls, and roots. This requires careful preparation of the sample, the correct selection of micro-indenters and indentation depths. To account for cell wall properties only, measurements are performed in highly concentrated solutions of mannitol in order to plasmolyze the cells and thus remove the contribution of cell turgor pressure.
In contrast to other extant techniques, by using different indenters and indentation depths, this method allows simultaneous multiscale measurements, i.e. at subcellular resolutions and across hundreds of cells comprising a tissue. This means that it is now possible&#160;to spatially-temporally characterize the changes that take place in the mechanical properties of cell walls during development, enabling these changes to be correlated with growth and differentiation. This represents a key step to understand how coordinated microscopic cellular changes bring about macroscopic morphogenetic events.
However, several limitations remain: the method can only be used on fairly small samples (around 100 &#181;m in diameter) and only on external tissues; the method is sensitive to tissue topography; it measures only certain aspects of the tissue&#8217;s complex mechanical properties. The technique is being developed rapidly and it is likely that most of these limitations will be resolved in the near future.

We describe a method to map mechanical properties of plant tissues using an atomic force microscope (AFM). We focus on how to record mechanical changes that take place in cell walls during plant development at wide-field mesoscale, enabling these changes to be correlated with growth and morphogenesis.

Mapping basato AFM delle proprietà elastiche delle pareti cellulari: al Tissue, cellulare, e le risoluzioni subcellulari

We describe a recently developed method to measure mechanical properties of the surfaces of plant tissues using atomic force microscopy (AFM) ...

Histochemical Staining of Arabidopsis thaliana Secondary Cell Wall Elements

Arabidopsis thaliana is a model organism commonly used to understand and manipulate various cellular processes in plants, and it has been used extensively in the study of secondary cell wall formation. Secondary cell wall deposition occurs after the primary cell wall is laid down, a process carried out exclusively by specialized cells such as those forming vessel and fiber tissues. Most secondary cell walls are composed of cellulose (40&#8211;50%), hemicellulose (25&#8211;30%), and lignin (20&#8211;30%). Several mutations affecting secondary cell wall biosynthesis have been isolated, and the corresponding mutants may or may not exhibit obvious biochemical composition changes or visual phenotypes since these mutations could be masked by compensatory responses. Staining procedures have historically been used to show differences on a cellular basis. These methods are exclusively visual means of analysis; nevertheless their role in rapid and critical analysis is of great importance. Congo red and calcofluor white are stains used to detect polysaccharides, whereas M&#228;ule and phloroglucinol are commonly used to determine differences in lignin, and toluidine blue O is used to differentially stain polysaccharides and lignin. The seemingly simple techniques of sectioning, staining, and imaging can be a challenge for beginners. Starting with sample preparation using the A. thaliana model, this study details the protocols of a variety of staining methodologies that can be easily implemented for observation of cell and tissue organization in secondary cell walls of plants.

Histochemical Staining of Arabidopsis thaliana Secondary Cell Wall Elements

Plant cell wall composition varies between tissue types and can include lignin, cellulose, hemicelluloses, and pectin. Various staining techniques have been developed to visualize differences at the cell-type level. This paper is a compilation of commonly used cell wall staining techniques.

Colorazione istochimica di<em&gt; Arabidopsis thaliana</em&gt; Cellula secondaria Elementi da parete

Arabidopsis thaliana is a model organism commonly used to understand and manipulate various cellular processes in plants, and it has been used extensively ...

An Efficient Method for Quantitative, Single-cell Analysis of Chromatin Modification and Nuclear Architecture in Whole-mount Ovules in Arabidopsis

In flowering plants, the somatic-to-reproductive cell fate transition is marked by the specification of spore mother cells (SMCs) in floral organs of the adult plant. The female SMC (megaspore mother cell, MMC) differentiates in the ovule primordium and undergoes meiosis. The selected haploid megaspore then undergoes mitosis to form the multicellular female gametophyte, which will give rise to the gametes, the egg cell and central cell, together with accessory cells. The limited accessibility of the MMC, meiocyte and female gametophyte inside the ovule is technically challenging for cytological and cytogenetic analyses at single cell level. Particularly, direct or indirect immunodetection of cellular or nuclear epitopes is impaired by poor penetration of the reagents inside the plant cell and single-cell imaging is demised by the lack of optical clarity in whole-mount tissues.
Thus, we developed an efficient method to analyze the nuclear organization and chromatin modification at high resolution of single cell in whole-mount embedded Arabidopsis ovules. It is based on dissection and embedding of fixed ovules in a thin layer of acrylamide gel on a microscopic slide. The embedded ovules are subjected to chemical and enzymatic treatments aiming at improving tissue clarity and permeability to the immunostaining reagents. Those treatments preserve cellular and chromatin organization, DNA and protein epitopes. The samples can be used for different downstream cytological analyses, including chromatin immunostaining, fluorescence in situ hybridization (FISH), and DNA staining for heterochromatin analysis. Confocal laser scanning microscopy (CLSM) imaging, with high resolution, followed by 3D reconstruction allows for quantitative measurements at single-cell resolution.

An Efficient Method for Quantitative, Single-cell Analysis of Chromatin Modification and Nuclear Architecture in Whole-mount Ovules in Arabidopsis

We provide here an efficient and reliable protocol for immunostaining, Fluorescence in&#160;situ Hybridization, DNA staining followed by quantitative, high-resolution imaging in whole-mount Arabidopsis thaliana ovules. This method was successfully used to analyze chromatin modifications and nuclear architecture.

Un metodo efficiente per quantitativa, analisi singola cella della cromatina Cambiamento e architettura nucleare in tutto il montaggio Ovuli in<em&gt; Arabidopsis</em

In flowering plants, the somatic-to-reproductive cell fate transition is marked by the specification of spore mother cells (SMCs) in floral organs of the ...

Wide-Field, Real-Time Imaging of Local and Systemic Wound Signals in Arabidopsis

Plants respond to mechanical stresses such as wounding and herbivory by inducing defense responses both in the damaged and in the distal undamaged parts. Upon wounding of a leaf, an increase in cytosolic calcium ion concentration (Ca2+ signal) occurs at the wound site. This signal is rapidly transmitted to undamaged leaves, where defense responses are activated. Our recent research revealed that glutamate leaking from the wounded cells of the leaf into the apoplast around them serves as a wound signal. This glutamate activates glutamate receptor-like Ca2+ permeable channels, which then leads to long-distance Ca2+ signal propagation throughout the plant. The spatial and temporal characteristics of these events can be captured with real-time imaging of living plants expressing genetically encoded fluorescent biosensors. Here we introduce a plant-wide, real-time imaging method to monitor the dynamics of both the Ca2+ signals and changes in apoplastic glutamate that occur in response to wounding. This approach uses a wide-field fluorescence microscope and transgenic Arabidopsis plants expressing Green Fluorescent Protein (GFP)-based Ca2+ and glutamate biosensors. In addition, we present methodology to easily elicit wound-induced, glutamate-triggered rapid and long-distance Ca2+ signal propagation. This protocol can also be applied to studies on other plant stresses to help investigate how plant systemic signaling might be involved in their signaling and response networks.

Wide-Field, Real-Time Imaging of Local and Systemic Wound Signals in Arabidopsis

Extracellular glutamate-triggered systemic calcium signaling is critical for the induction of plant defense responses to mechanical wounding and herbivore attack in plants. This article describes a method to visualize the spatial and temporal dynamics of both these factors using Arabidopsis thaliana plants expressing calcium- and glutamate-sensitive fluorescent biosensors.

Imaging in tempo reale a ampio campo dei segnali di ferita locali e sistemici in Arabidopsis

Plants respond to mechanical stresses such as wounding and herbivory by inducing defense responses both in the damaged and in the distal undamaged parts. ...

Imaging ad alta risoluzione della biosintesi della clorofilla nella piantina di Arabidopsis

Non-invasive Assay for Chlorophyll Biosynthesis Kinetics Determination during Early Stages of Arabidopsis De-etiolation

Chlorophyll biosynthesis is a hallmark of de-etiolation, one of the most dramatic stages in the plant life cycle. The tightly controlled and highly dynamic process of chlorophyll biosynthesis is triggered during the shift from the dark to the light in flowering plants. At the moment when etiolated seedlings are exposed to the first traces of sunlight, rapid (in order of seconds) conversion of protochlorophyllide into chlorophyllide is mediated by unique light-accepting protein complexes, leading via subsequent metabolic steps to the production of fully functional chlorophyll. Standard techniques for chlorophyll content analysis include pigment extraction from detached plant tissues, which does not apply to studying such fast processes. To investigate chlorophyll kinetics in vivo with high accuracy and spatiotemporal resolution in the first hours after light-induced de-etiolation, an instrument and protocol were developed. Here, we present a detailed procedure designed for statistically robust quantification of chlorophyll in the early stages of Arabidopsis de-etiolation.

Autore in primo piano: Misurazione non invasiva ad alta risoluzione della sintesi della clorofilla durante la de-eziolazione

Here, we describe an advanced tool designed for chlorophyll biosynthesis monitoring during the early stages of Arabidopsis seedling de-etiolation. The novel methodology provides non-invasive real-time chlorophyll fluorescence imaging at high spatial and temporal resolution.

Test non invasivo per la determinazione della cinetica della biosintesi della clorofilla durante le prime fasi della deeziolazione dell'Arabidopsis

Chlorophyll biosynthesis is a hallmark of de-etiolation, one of the most dramatic stages in the plant life cycle. The tightly controlled and highly ...

Risoluzione Quantificazione alta del cristallino cellulosa accumulo in

Riepilogo

Esplora Altri Video

Capitoli in questo video

Immunolocalizzazione fluorescente delle proteine arabinogalactane e delle pectine nella parete cellulare dei tessuti vegetali

Senza etichetta In situ di lignificazione in pareti delle cellule vegetali

Microscopia a forza atomica per studiare le proprietà fisiche delle cellule epidermiche delle radici vive di Arabidopsis

A lungo termine, ad alta risoluzione confocale Lapse Imaging Tempo di

Utilizzo di Scanner Flatbed per la raccolta ad alta risoluzione e ritardi Immagini della Arabidopsis Root gravitropica risposta

Mapping basato AFM delle proprietà elastiche delle pareti cellulari: al Tissue, cellulare, e le risoluzioni subcellulari

Colorazione istochimica di

Un metodo efficiente per quantitativa, analisi singola cella della cromatina Cambiamento e architettura nucleare in tutto il montaggio Ovuli in

Imaging in tempo reale a ampio campo dei segnali di ferita locali e sistemici in Arabidopsis

Test non invasivo per la determinazione della cinetica della biosintesi della clorofilla durante le prime fasi della deeziolazione dell'Arabidopsis