Grazie a Willy Sun per l&#39;assistenza tecnica e il Dr. Kris Gellynck per gli utili commenti e tre revisori anonimi per i loro consigli costruttivi. Questo lavoro è stato finanziato dalla udienza Regeneration Initiative Sunnybrook

Tessuto mouse è stato raccolto da Sox2 EGFP -reporter topi 12 mantenuti e eutanasia ai sensi del canadese sugli orientamenti per la cura degli animali per la cura e l&#39;uso di animali da laboratorio. 1. Coltura embrionale coclee <ol><li> Supplemento Dulbecco Modified Eagle Medium (DMEM) miscelando 8,89 ml di DMEM, 1 ml di siero fetale bovino (FBS), 100 ml di 100x N2 integratore, e 10 ml di 10 mg / ml ciprofloxacina. Supplemento soluzione salina bilanciata di Hank (HBSS) mescolando 495 ml HBSS con 5 ml di 100% HEPES. </li><li> Preparare vetro cultura fondo piatti: <ol><li> In una cappa a flusso laminare, risospendere 200 microlitri seminterrato estratto membrana substrato in 5 ml di DMEM. Preparare 35 millimetri di vetro del diametro di coltura fondo piatti con 10 mm di pozzi. Pipettare 150 ml di substrato / DMEM al centro di ogni piatto fondo di vetro. Questi piatti possono essere utilizzati dopo 40 minuti di incubazione, oppure possono memorizzare in un CO 2 </sub&gt; Incubatore a 35 ° C per almeno una settimana. NOTA: fondo trasparente piatti sono utilizzati per i seguenti motivi: per garantire che la base del piatto è trasparente e adatto per l&#39;imaging, per creare un pozzo nel centro del piatto che permette gli espianti di stabilirsi in una zona facilmente posizionato e infine in modo che dopo un esperimento il campione può essere trattati per immunoistochimica e successiva analisi. </li></ol></li><li> Preparare la stazione di lavoro e gli strumenti: <ol><li> Accendere il banco di lavoro pulito a flusso laminare, e spruzzare verso il basso con il 70% EtOH per creare uno spazio di lavoro pulito. Mettere a bagno pinze, cucchiai, e un nero 184 piatto elastomero di silicone (un mix di 184 elastomero di silicone (10 parti), il catalizzatore (1 parte) e polvere di carbone (2,5 g)), nel 70% EtOH. </li></ol></li><li> Nella stazione di lavoro pulita, embrioni di raccolta per l&#39;esperimento. Raccogliere embrioni di gestazione appropriato in ghiaccio freddo HBSS integrato con 1% HEPES. <ol><li> Determinare un organo esterno o visibile che dimostreràattività di giornalista e di esaminare gli embrioni utilizzando uno stereo microscopio a fluorescenza. Raccogliere gli embrioni che presentano attività di giornalista in ghiaccio freddo HBSS integrato con 1% HEPES come questi sono oggetto dell&#39;esperimento. </li></ol></li><li> Raccogliere le ossa temporali: <ol><li> Lavorare rapidamente, utilizzando una sorgente di luce fredda e una pinza sottile, raccogliere le teste dei cuccioli. Fare attenzione a clip in vertebre cervicali e sotto la mascella per evitare danni alle ossa temporali. </li><li> Aprire con cautela il cranio. Rimuovere il cervello, tagliare la parte anteriore della testa, e trasferire il cranio posteriormente ghiaccio fresco HBSS freddo addizionato con 1% HEPES in un piatto pulito. Sezionare con cautela le a forma di ossa temporali di arachidi avendo cura di mantenere il sistema vestibolare in tatto. </li></ol></li><li> Sezionare la coclea: <ol><li> Trasferire le ossa temporali ad un piatto rivestito nero elastomero siliconico in ghiaccio freddo HBSS integrato con 1% HEPES, pin regione vestibolare dell&#39;osso. Inserire i perni di insetti aun angolo obliquo per stabilizzare l&#39;osso temporale e creare spazio per le pinze. Il fissaggio è un passo cruciale nel processo come se l&#39;osso temporale può muoversi troppo è molto difficile raccogliere una coclea intatta. </li><li> Rimuovere con cautela la cartilagine che circonda la coclea. Inserire una barba della pinza nella cartilagine sul bordo esterno della base della coclea e ritagliare un foro nella cartilagine. </li><li> Agganciare un lembo sul lato, inserire il dente della pinza e separare delicatamente il tetto del condotto dalla cartilagine. Agganciare orizzontalmente nella parte superiore e in diagonale, e sollevare con cautela la parte anteriore della capsula. Inserire un polo della pinza tra la cartilagine rimanente e il condotto e la clip delicatamente l&#39;ultima sezione. La superficie apicale della coclea è ora esposta. </li><li> Partendo dalla base, prendere l&#39;area dove il tetto del condotto incontra l&#39;epitelio cocleare e aprire il condotto cocleare. Rimuovere delicatamente il tetto, tagliose necessario fino a quando non viene completamente rimosso. Tagliare porzioni di membrana sinistra sul lato mediale del condotto. Pulire il condotto di tessuto mesenchimale eccesso e staccare il condotto dal sistema vestibolare. </li></ol></li><li> Cultura espianti: <ol><li> Inserire un espianto, luminale superficiale fino, al centro di un vetro rivestito piatto di coltura di fondo del substrato, accuratamente erogare tutto il liquido e lasciate per due minuti. Aggiungere 150 microlitri DMEM integrato, goccia a goccia per l&#39;espianto, facendo attenzione a non disturbarlo. Qualora l&#39;espianto galleggiare liberamente, riposizionare con una pinza, ma fare attenzione che l&#39;espianto si deposita sul fondo del piatto in modo che possa collegare al substrato. </li><li> Porre le capsule fondo di vetro da 12 cm di diametro piatto Petri profondo, con un piattino di acqua sterile per mantenere l&#39;umidità. Mettere culture in un incubatore a 35 ° C durante la notte in modo che l&#39;espianto di allegare al substrato e appiattire. </li></ol></li></ol> 2. live Imaging <ol><li> Selezionare campioni espianto. Utilizzare uno stereo microscopio a fluorescenza per valutare la condizione di ciascuna coclea espiantato. Selezionare espianti solo se il condotto è intatta e attaccata al vetro dalla base all&#39;apice. </li><li> Impostare l&#39;incubatore a 35 ° C con il 5% di CO 2 per coltura di tessuti cocleare. Mettere le culture nel microscopio incubatore: <ol><li> Aspirare delicatamente il DMEM integrato e sostituirlo con almeno 500 ml di media fresco. Per l&#39;imaging fino a 6 giorni, 1-1,5 ml è meglio. Nei casi in cui espianti sono vagamente collegati, pipettare un anello di media di tutto il bordo del piatto. Questo liquido in più farà una miniatura &#39;camera umidificata&#39; senza disturbare l&#39;espianto mentre si continua ad attribuire alla matrice. <ol><li> In alternativa, l&#39;uso incernierato piatto copre per aprire i coperchi mentre il piatto rimane nel suo montaggio al microscopio se i reagenti devono essere scambiati durante gli intervalli tra le raccolte di immagini. Coperture piatto incernierati permettono i coperchi di essereaperto senza disturbare i campioni o di estrarre le stoviglie dalle loro impostazioni. Questo mantiene la loro esatta posizione per le successive acquisizioni di immagini. </li></ol></li><li> Inserire i piatti di vetro di fondo contenenti campioni adeguati nel supporto piatto del campione. Il microscopio in questo esempio ha una piattaforma rotante che contiene otto piatti 35 millimetri campione. </li><li> Sotto la cappa a flusso laminare sostituire i coperchi di plastica con coperchio di vetro e inserire i piatti nel supporto piatto del campione. Posizionare il supporto piatto del campione all&#39;interno dell&#39;incubatrice facendo attenzione a non spostare il espianti dal fondo del piatto o disturbare media. </li></ol></li><li> Impostare la routine di imaging: <ol><li> Accendere il microscopio, lampada UV e la fotocamera e aprire il software di imaging. </li><li> Individuare i campioni, scegliere un area di esposizione, piano di messa a fuoco e regolare i tempi di esposizione per ogni piatto in sequenza. Scegliere il piano di messa a fuoco dipende non solo la vista del espianto al momento della partenza, ma alavendo presente come il tessuto si muoverà e per quanto tempo il decorso verrà eseguito. </li><li> Impostare una pila Z centraggio intorno al piano focale selezionato nel canale di fluorescenza. Impostare la frequenza e la lunghezza del campionamento per l&#39;esperimento. La frequenza di campionamento è limitata dal tempo necessario per raccogliere le immagini, quindi questo dovrebbe essere determinato dopo aver selezionato campi di vista e impostando una pila Z. In questo caso il campionamento ha luogo ogni 30 minuti in cinque giorni. La durata dell&#39;esperimento può essere fino a 14 giorni. </li></ol></li><li> Genera un film: <ol><li> Alla fine del periodo di time lapse aprire i file di immagine. Viene utilizzato in questo caso il software Metamorph che si apre punti di raccolta sequenziali. Fotogramma per fotogramma scegliere il miglior piano focale per mostrare la popolazione di cellule. </li><li> Convertire le immagini in un file .avi, o esportarli come un montaggio per generare un insieme di immagini che possono essere aperti e analizzati nel software di elaborazione delle immagini o convertiti in forma multiplats utilizzando il software di elaborazione video. </li></ol></li></ol>

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	<li>Wu, D. K., Kelley, M. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Molecular+mechanisms+of+inner+ear+development.">Molecular mechanisms of inner ear development.</a> Cold Spring Harbor perspectives in biology. 4, (2012).</li><li>Shim, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+auditory+sensory+epithelium:+the+instrument+of+sound+perception.">The auditory sensory epithelium: the instrument of sound perception.</a> The international journal of biochemistry &amp; cell biology. 38, 1827-1833 (2006).</li><li>Van de Water, T., Ruben, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Growth+of+the+inner+ear+in+organ+culture.">Growth of the inner ear in organ culture.</a> The Annals of otology, rhinology, and laryngology. 83, 1-16 (1974).</li><li>Jacques, B. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+dual+function+for+canonical+Wnt/beta-catenin+signaling+in+the+developing+mammalian+cochlea.">A dual function for canonical Wnt/beta-catenin signaling in the developing mammalian cochlea.</a> Development. 139, 4395-4404 (2012).</li><li>Castellano-Munoz, M., Peng, A. W., Salles, F. T., Ricci, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Swept+field+laser+confocal+microscopy+for+enhanced+spatial+and+temporal+resolution+in+live-cell+imaging.+Microscopy+and+microanalysis+:+the+official+journal+of+Microscopy.">Swept field laser confocal microscopy for enhanced spatial and temporal resolution in live-cell imaging. Microscopy and microanalysis : the official journal of Microscopy.</a> Society of America, Microbeam Analysis Society, Microscopical Society of Canada. 18, 753-760 (2012).</li><li>Szarama, K. B., Gavara, N., Petralia, R. S., Chadwick, R. S., Kelley, M. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Thyroid+hormone+increases+fibroblast+growth+factor+receptor+expression+and+disrupts+cell+mechanics+in+the+developing+organ+of+corti.">Thyroid hormone increases fibroblast growth factor receptor expression and disrupts cell mechanics in the developing organ of corti.</a> BMC developmental biology. 13, 6 (2013).</li><li>Appler, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gata3+is+a+critical+regulator+of+cochlear+wiring.">Gata3 is a critical regulator of cochlear wiring.</a> The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 33, 3679-3691 (2013).</li><li>Wibowo, I., Pinto-Teixeira, F., Satou, C., Higashijima, S., Lopez-Schier, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Compartmentalized+Notch+signaling+sustains+epithelial+mirror+symmetry.">Compartmentalized Notch signaling sustains epithelial mirror symmetry.</a> Development. 138, 1143-1152 (2011).</li><li>Hashimoto, S., Kato, N., Saeki, K., Morimoto, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Selection+of+high-potential+embryos+by+culture+in+poly(dimethylsiloxane)+microwells+and+time-lapse+imaging.">Selection of high-potential embryos by culture in poly(dimethylsiloxane) microwells and time-lapse imaging.</a> Fertility and sterility. 97, 332-337 (2012).</li><li>Matsuoka, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Morphology-based+prediction+of+osteogenic+differentiation+potential+of+human+mesenchymal+stem+cells.">Morphology-based prediction of osteogenic differentiation potential of human mesenchymal stem cells.</a> PloS one. 8, (2013).</li><li>Ma, G. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=et+al.Transforming+growth+factor-beta1+and+-beta2+in+gastric+precancer+and+cancer+and+roles+in+tumor-cell+interactions+with+peripheral+blood+mononuclear+cells+in+vitro.">et al.Transforming growth factor-beta1 and -beta2 in gastric precancer and cancer and roles in tumor-cell interactions with peripheral blood mononuclear cells in vitro.</a> PloS one. 8, (2013).</li><li>Taranova, O. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=SOX2+is+a+dose-dependent+regulator+of+retinal+neural+progenitor+competence.">SOX2 is a dose-dependent regulator of retinal neural progenitor competence.</a> Genes &amp; development. 20, 1187-1202 (2006).</li><li>Chen, P., Segil, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=p27(Kip1)+links+cell+proliferation+to+morphogenesis+in+the+developing+organ+of+Corti.">p27(Kip1) links cell proliferation to morphogenesis in the developing organ of Corti.</a> Development. , 1581-1590 (1999).</li></ol>

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Ci sono diversi punti tecnici da considerare quando le culture sono stabiliti e nella creazione del microscopio time-lapse in modo per l&#39;imaging a lungo termine. Usiamo matrice di membrana basale come substrato per la coltura di espianti cocleari, ma il supporto deve essere adattato al tipo di cellula. Ad esempio, per colture neuronali di immagine, può essere meglio per fornire un rivestimento fibronectina. Temperatura di incubazione e la composizione del gas dovrebbero essere scelti in...

La coclea dei mammiferi è un organo complesso altamente ordinato. Nel topo, tra l&#39;emergere dell&#39;orecchio interno primitiva vescicola otica del giorno E11 e il completamento del programma di sviluppo nelle fasi postnatali precoci, più ondate di segnalazione cellulare e cambiamenti coordinati nell&#39;espressione genica hanno luogo. Esecuzione dalla base all&#39;apice del condotto cocleare è il suono di rilevamento epitelio sensoriale, o l&#39;organo del Corti. Sviluppo dell&#39;organo del Corti è squisitamente controllato in modo tale che entro la fine dello sviluppo, che sarà composto da una sola fila di cellule ciliate interne, tre file di cellule ciliate esterne intervallate da cinque file di cellule di supporto (due file di celle pilastro, tre file di celle Deiters &#39;) 1. Deviazione da questo preciso ordine si traduce in perdita di udito, heighlighting l&#39;importanza di studye Ofthe genesi e patterning del epithemlium sensoriale 2. In coltura in vitro del mouse Coch embrionalelea è uno strumento essenziale per lo studio dei meccanismi di sviluppo dell&#39;organo del Corti. Questa tecnica è stata fondata nel 1974 e nel corso degli ultimi 40 anni, è stato utilizzato per chiarire molti dei meccanismi attraverso i quali è specificato l&#39;epitelio sensoriale e l&#39;organo del Corti stabilito 3. La coclea è un organo complesso con processi di sviluppo dinamici; una manipolazione può richiedere fino a sette giorni per manifestare 1. Ad esempio, quando si aggiunge inibitori GSK 3β ad una cultura espianto cocleare a E13, il periodo di incubazione ottimale per osservare un effetto robusto del composto è di sei giorni 4. Immagini dal vivo della coclea in via di sviluppo permette di indagine in cambiamenti nella morfologia dell&#39;organo del Corti, cambiamenti di espressione genica, il monitoraggio di migrazione, proliferazione o morenti cellule, e permette l&#39;osservazione in tempo reale dei risultati di agenti farmaceutici e la rottura di segnalazione percorsi. Fino ad ora, vivere l&#39;imaging della cocleaè stata principalmente effettuata mediante microscopia confocale a immagini piccole aree dell&#39;organo del Corti in periodi di tempo brevi 5-8, ma questa tecnica ha dei limiti dovuti alla redditività espianto. Nelle immagini degli effetti delle manipolazioni a lungo termine sui processi evolutivi lenti, l&#39;ambiente di imaging è cruciale. Tipicamente un sistema di imaging vivo confocale utilizza una scatola di plastica umidificata che siede sul microscopio. Calore e umidità possono sfuggire attraverso le fessure nella scatola incubazione dove incontra il tavolo microscopio, attraverso le finestre di accesso, attraverso le aperture a battente e attraverso le aperture intorno varie parti del Microscopio quali l&#39;obiettivo o della sorgente luminosa. Questo non è ottimale per mantenere espianti sani per più di due o tre giorni. Definiamo &#39;microscopio incubatore&#39; come un microscopio invertito sigillato all&#39;interno di un livello di CO 2 incubatore, piuttosto che un incubatore costruito intorno al microscopio. Un microscopio incubatore extende la durata dell&#39;esperimento tale che piuttosto che l&#39;imaging in due o tre giorni, i campioni possono essere esposte per due settimane. Un microscopio incubatore fornisce un ottimo ambiente per la crescita cellulare e la differenziazione, con il minimo disturbo per espiantare le culture e le condizioni standard controllato. Negli studi che si svolgono su più giorni è comune ricorrere a campioni di imaging quotidianamente rimuovendoli dal termostato e li trasporta ad un microscopio a fluorescenza invertito. Anche se questo approccio può funzionare, di estrarre le stoviglie dal termostato infligge stress sul tessuto in via di sviluppo sensibile. Variazioni acidità del mezzo di coltura e le fluttuazioni di temperatura dovuto alla rimozione dal termostato può provocare lo sviluppo ottimale e tessuto sano. Imaging stessa regione nello stesso piano focale e nello stesso orientamento in ogni punto temporale è estremamente impegnativo. Utilizzando un sistema automatizzato all&#39;interno di un incubatore, è possibile mantenere in buona salutetessuti, per raccogliere le immagini a più punti di tempo e di garantire che la stessa area viene catturato in ogni fotogramma. Negli ultimi anni sono stati sviluppati diversi incubatori tessuto microscopio integrati, questi sono stati utili non solo nella pratica clinica 9 ma anche in cellule staminali e cancro ricerche 10,11. Qui vi presentiamo un protocollo per il lungo termine l&#39;imaging dal vivo di espianti embrionali del mouse cocleari. Usiamo un sistema di microscopia automatizzata all&#39;interno di un incubatore CO 2 standard che ha la capacità di catturare immagini di più campioni in momenti insieme. Il sistema è costituito da un microscopio invertito impostato all&#39;interno di un incubatore. I campioni sono collocati in una pedana rotante che permette l&#39;imaging di campioni multipli ad ogni tempo. Illuminazione, l&#39;acquisizione di immagini e la rotazione della pedana sono controllati da un sistema automatico gestito tramite software Metamorph. Impostando una routine di imaging con il software operativo possiamo impostare un esperimento di correre per un massimo di two settimane con minimo intervento umano. In questo esempio si usa sia in campo chiaro e fluorescenza a mostrare una crescita su larga scala e riarrangiamento della coclea, e, in particolare, la regione prosensory. In questo esperimento, coclee verrà sezionato da Sox2 EGFP topi reporter del giorno embrionale E13. Sarà stabilita culture in vitro e poi ripreso nel corso di cinque giorni.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Dulbecco&#39;s Modified Eagle media</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>12430</td>
			<td>Multiple brands manufacture this</td>
			<td>http://www.lifetechnologies.com/us/en/home/life-science/cell-culture/mammalian-cell-culture/classical-media/dmem.html</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Basement membrane extract&#160;</td>
			<td>Corning</td>
			<td>354230</td>
			<td>Matrigel. Alternative similar products are available from other suppliers. 
			http://catalog2.corning.com/Lifesciences/en-US/Shopping/Product.aspx?categoryname=Cell+Culture+and+Bioprocess%28Lifesciences%29|Extracellular+Matrix+Proteins+ECMs+and+Attachment+Factors%28Lifesciences%29|Matrigel+Basement+Membrane+Matrix+%28Lifesciences%29</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fetal bovine serum</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>16000044</td>
			<td>Multiple brands manufacture this 
			http://www.lifetechnologies.com/search/global/searchAction.action?query=fbs&#38;resultPage=1&#38;results PerPage=15&#38;autocomplete=</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HEPES</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>5630080</td>
			<td>Multiple brands manufacture this 
			http://www.lifetechnologies.com/search/global/searchAction.action?query=hepes&#38;resultPage=1&#38;results PerPage=15&#38;autocomplete=</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>100 x N2 supplement</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>17502-048</td>
			<td>Multiple brands manufacture this 
			http://www.lifetechnologies.com/search/global/searchAction.action?query=n2&#38;resultPage=1&#38;results PerPage=15&#38;autocomplete=</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ciprofloxacin</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>17850-5G-F</td>
			<td>Multiple brands manufacture this 
			http://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/fluka/17850?lang=en&#38;region=CA</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hank&#39;s balanced salt solution</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>14170161</td>
			<td>Multiple brands manufacture this. Should be refidgerated before use. 
			http://www.lifetechnologies.com/us/en/home/life-science/cell-culture/mammalian-cell-culture/reagents/balanced-salt-solutions/hbss-hanks-balanced-salt-solution.html?s_kwcid=AL!3652!3!26107410508!e!!g!!hbss&#38;ef_id=xoFOglw2s UMAAMU8:20140228185720:s</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fine Forceps</td>
			<td>Fine Science tools</td>
			<td>11254-20</td>
			<td>Size number 5 
			http://www.finescience.ca/Special-Pages/Products.aspx?ProductId=350&#38;CategoryId=29</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Curette&#160;</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>10080-05</td>
			<td>size 1 mm&#160; 
			http://www.finescience.ca/Special-Pages/Products.aspx?ProductId=91&#38;CategoryId=118</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Insect Pins</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>26001-35</td>
			<td>Must be stainless Steel 
			http://www.finescience.ca/Special-Pages/Products.aspx?ProductId=124</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>50 mm plastic dishes</td>
			<td>Corning/Falcon</td>
			<td>351006</td>
			<td>Multiple brands manufacture this</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>charcoal</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>05105-250G</td>
			<td>Multiple brands manufacture similar items 
			http://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/fluka/05105?lang=en&#38;region=CA</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>184 silicone elastomer</td>
			<td>Dow/Corning&#160;</td>
			<td>SYLGARD&#174; 184 SILICONE ELASTOMER KIT</td>
			<td>Dishes are home made several weeks in advance.&#160; Silicone elastomer can be from any supplier.<a href="http://www.dowcorning.com/applications/search/products/Details.aspx?prod=01064291">http://www.dowcorning.com/applications/search/products/Details.aspx?prod=01064291</a></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass bottom dishes</td>
			<td>MatTek</td>
			<td>P35G-0-10-C</td>
			<td>The dimensions of the dish are determined by the specifications of the imaging system.&#160; 35 mm diameter, 10mm well, number 0 coverslip fits Olympus Vivaview FL. 
			http://glass-bottom-dishes.com/catalog/index.php?main_page=product_info&#38;cPath= 1_4_15&#38;products_id=2</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stereomicroscope</td>
			<td>Zeiss&#160;</td>
			<td>495101-9804-000</td>
			<td>&#160;Stemi 2000 model. multiple brands manufacture similar items 
			http://microscopy.zeiss.com/microscopy/en_de/products/stereo-zoom-microscopes/stemi-2000.html</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cold Light Source</td>
			<td>Zeiss</td>
			<td>000000-1063-182</td>
			<td>Multiple brands manufacture similar items 
			http://microscopy.zeiss.com/microscopy/en_de/products/microscope-components/lightsources.html</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fluorescent Stereomicroscope&#160;</td>
			<td>Leica microsystems</td>
			<td>Contact Leica microsystems</td>
			<td>Leica M165-FC. Multiple brands manufacture similar items 
			http://www.leica-microsystems.com/products/stereo-microscopes-macroscopes/fluorescence/details/product/leica-m165-fc/</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Incubator Microscope +imaging software</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>Contact Olympus</td>
			<td>Inverted microcope sealed inside a Co2 incubator. Vivaview FL incubator microscope with proprietry Metamorpoh imaging software. 
			http://olympuscanada.com/seg_section/product.asp?product=1055&#38;c=0</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Clean bench</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>51029701</td>
			<td>Multiple brands manufacture similar items 
			http://www.thermoscientific.com/en/product/heraguard-eco-clean-bench.html</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CO2 incubator</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>3310</td>
			<td>Multiple brands manufacture similar items 
			http://www.thermoscientific.com/en/products/co2-incubators.html</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Laminar Flow hood</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>51026651</td>
			<td>Multiple brands manufacture similar items 
			http://www.thermoscientific.com/en/products/biological-safety-cabinets-clean-benches.html</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

long-term time lapse imaging of mouse cochlear explants

Qui vi presentiamo un metodo a lungo termine time-lapse imaging dal vivo espianti del mouse cocleari embrionali. Il programma di sviluppo responsabile della costruzione altamente ordinata, complessa struttura dei proventi coclea di mammifero per una decina di giorni. Al fine di studiare i cambiamenti nell&#39;espressione genica in questo periodo e la loro risposta alla farmaceutica o la manipolazione genetica, l&#39;imaging a lungo termine è necessario. In precedenza, l&#39;imaging in tempo reale è tipicamente stata limitata dalla redditività del tessuto espiantato in una camera umidificata cima a un microscopio standard. Difficoltà nel mantenere condizioni ottimali per la crescita della cultura in materia di umidità e temperatura ha posto limiti alla lunghezza di esperimenti di imaging. Un microscopio integrato in una coltura di tessuti incubatore modificato fornisce un ambiente ideale per l&#39;imaging a lungo termine-live. In questo metodo si dimostra come stabilire embrionali di topo espianti cocleari e come utilizzare un microscopio incubatore per condurre lasso di tempo Imaging utilizzando sia in campo chiaro e microscopia a fluorescenza per esaminare il comportamento di una tipica giornata embrionale (E) 13 espianto cocleare e Sox2, un marker delle cellule prosensory della coclea, su 5 giorni.

Qui vi mostriamo un montaggio (Figura 1) e un film (Figura 2), a dimostrazione di come un tipico espianto cocleare organotipica crescerà se placcato su E13.5. Un Sox2 topo reporter è stato utilizzato per visualizzare la regione prosensory. Il film illustra che la coclea subisce crescita e la convergenza ed estensione, le cellule nella zona laterale del dominio Sox2 verde non sembrano dividere il tessuto circostante si espande. Questa è una caratteristica dell&#39;or...

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Long-term Time Lapse Imaging of Mouse Cochlear Explants

Immagini dal vivo della coclea embrionale dei mammiferi è impegnativo, perché i processi di sviluppo a portata di mano operano su un gradiente temporale nell&#39;arco di dieci giorni. Qui vi presentiamo un metodo per la coltura e quindi l&#39;imaging embrionale dei tessuti espianto cocleare preso da un topo reporter fluorescente in cinque giorni.

A lungo termine Time Lapse Imaging del mouse cocleari Espianti

Here we present a method for long-term time-lapse imaging of live embryonic mouse cochlear explants. The developmental program responsible for building ...

long-term-time-lapse-imaging-of-mouse-cochlear-explants

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Neuroscience

9.5K Views.  Sunnybrook Research Institute.  Immagini dal vivo della coclea embrionale dei mammiferi è impegnativo, perché i processi di sviluppo a portata di mano operano su un gradiente temporale nell'arco di dieci giorni. Qui vi presentiamo un metodo per la coltura e quindi l'imaging embrionale dei tessuti espianto cocleare preso da un topo reporter fluorescente in cinque giorni. 

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Multiple-mouse Neuroanatomical Magnetic Resonance Imaging

The field of mouse phenotyping with magnetic resonance imaging (MRI) is rapidly growing, motivated by the need for improved tools for characterizing and evaluating mouse models of human disease. MRI is an excellent modality for investigating genetically altered animals. It is capable of whole brain coverage, can be used in vivo, and provides multiple contrast mechanisms for investigating different aspects of neuranatomy and physiology. The advent of high-field scanners along with the ability to scan multiple mice simultaneously allows for rapid phenotyping of novel mutations.
Effective mouse MRI studies require attention to many aspects of experiment design. In this article, we will describe general methods to acquire quality images for mouse phenotyping using a system that images mice concurrently in shielded transmit/receive radio frequency (RF) coils in a common magnet (Bock et al., 2003). We focus particularly on anatomical phenotyping, an important and accessible application that has shown a high potential for impact in many mouse models at our imaging centre. Before we can provide the detailed steps to acquire such images, there are important practical considerations for both in vivo brain imaging (Dazai et al., 2004) and ex vivo brain imaging (Spring et al., 2007) that should be noted. These are discussed below.

Magnetic resonance imaging (MRI) has become an increasingly popular tool for examining the phenotype of genetically altered mice. This article illustrates the methods necessary to achieve high-throughput phenotyping of genetically altered mice using multiple-mouse MRI.

Multiple-topo Imaging neuroanatomici Risonanza Magnetica

The field of mouse phenotyping with magnetic resonance imaging (MRI) is rapidly growing, motivated by the need for improved tools for characterizing and ...

Ricerca

Neuroscienze

A Polished and Reinforced Thinned-skull Window for Long-term Imaging of the Mouse Brain

In vivo imaging of cortical function requires optical access to the brain without disruption of the intracranial environment. We present a method to form a polished and reinforced thinned skull (PoRTS) window in the mouse skull that spans several millimeters in diameter and is stable for months. The skull is thinned to 10 to 15 &mu;m in thickness with a hand held drill to achieve optical clarity, and is then overlaid with cyanoacrylate glue and a cover glass to: 1) provide rigidity, 2) inhibit bone regrowth and 3) reduce light scattering from irregularities on the bone surface. Since the skull is not breached, any inflammation that could affect the process being studied is greatly reduced. Imaging depths of up to 250 &mu;m below the cortical surface can be achieved using two-photon laser scanning microscopy. This window is well suited to study cerebral blood flow and cellular function in both anesthetized and awake preparations. It further offers the opportunity to manipulate cell activity using optogenetics or to disrupt blood flow in targeted vessels by irradiation of circulating photosensitizers.

We present a method to form an imaging window in the mouse skull that spans millimeters and is stable for months without inflammation of the brain. This method is well suited for longitudinal studies of blood flow, cellular dynamics, and cell/vascular structure using two-photon microscopy.

Un lucido e rinforzato Assottigliato cranio-Window a lungo termine Imaging del cervello di topo

In vivo imaging of cortical function requires optical access to the brain without disruption of the intracranial environment. We present a method to form ...

Time-lapse Imaging of Neuroblast Migration in Acute Slices of the Adult Mouse Forebrain

There is a substantial body of evidence indicating that new functional neurons are constitutively generated from an endogenous pool of neural stem cells in restricted areas of the adult mammalian brain. Newborn neuroblasts from the subventricular zone (SVZ) migrate along the rostral migratory stream (RMS) to their final destination in the olfactory bulb (OB)1. In the RMS, neuroblasts migrate tangentially in chains ensheathed by astrocytic processes2,3 using blood vessels as a structural support and a source of molecular factors required for migration4,5. In the OB, neuroblasts detach from the chains and migrate radially into the different bulbar layers where they differentiate into interneurons and integrate into the existing network1, 6.
In this manuscript we describe the procedure for monitoring cell migration in acute slices of the rodent brain. The use of acute slices allows the assessment of cell migration in the microenvironment that closely resembling to in vivo conditions and in brain regions that are difficult to access for in vivo imaging. In addition, it avoids long culturing condition as in the case of organotypic and cell cultures that may eventually alter the migration properties of the cells. Neuronal precursors in acute slices can be visualized using DIC optics or fluorescent proteins. Viral labeling of neuronal precursors in the SVZ, grafting neuroblasts from reporter mice into the SVZ of wild-type mice, and using transgenic mice that express fluorescent protein in neuroblasts are all suitable methods for visualizing neuroblasts and following their migration. The later method, however, does not allow individual cells to be tracked for long periods of time because of the high density of labeled cells. We used a wide-field fluorescent upright microscope equipped with a CCD camera to achieve a relatively rapid acquisition interval (one image every 15 or 30 sec) to reliably identify the stationary and migratory phases. A precise identification of the duration of the stationary and migratory phases is crucial for the unambiguous interpretation of results. We also performed multiple z-step acquisitions to monitor neuroblasts migration in 3D. Wide-field fluorescent imaging has been used extensively to visualize neuronal migration7-10. Here, we describe detailed protocol for labeling neuroblasts, performing real-time video-imaging of neuroblast migration in acute slices of the adult mouse forebrain, and analyzing cell migration. While the described protocol exemplified the migration of neuroblasts in the adult RMS, it can also be used to follow cell migration in embryonic and early postnatal brains.

We describe a protocol for real-time videoimaging of neuronal migration in the mouse forebrain. The migration of virally-labeled or grafted neuronal precursors was recorded in acute live slices using wide-field fluorescent imaging with a relatively rapid acquisition interval to study the different phases of cell migration, including the durations of the stationary and migration phases and the speed of migration.

Time-lapse imaging delle Migrazioni neuroblasti in fette acuta del prosencefalo topo adulto

There is a substantial body of evidence indicating that new functional neurons are constitutively generated from an endogenous pool of neural stem cells ...

Motor Nerve Transection and Time-lapse Imaging of Glial Cell Behaviors in Live Zebrafish

The nervous system is often described as a hard-wired component of the body even though it is a considerably fluid organ system that reacts to external stimuli in a consistent, stereotyped manner, while maintaining incredible flexibility and plasticity. Unlike the central nervous system (CNS), the peripheral nervous system (PNS) is capable of significant repair, but we have only just begun to understand the cellular and molecular mechanisms that govern this phenomenon. Using zebrafish as a model system, we have the unprecedented opportunity to couple regenerative studies with in vivo imaging and genetic manipulation. Peripheral nerves are composed of axons surrounded by layers of glia and connective tissue. Axons are ensheathed by myelinating or non-myelinating Schwann cells, which are in turn wrapped into a fascicle by a cellular sheath called the perineurium. Following an injury, adult peripheral nerves have the remarkable capacity to remove damaged axonal debris and re-innervate targets. To investigate the roles of all peripheral glia in PNS regeneration, we describe here an axon transection assay that uses a commercially available nitrogen-pumped dye laser to axotomize motor nerves in live transgenic zebrafish. We further describe the methods to couple these experiments to time-lapse imaging of injured and control nerves. This experimental paradigm can be used to not only assess the role that glia play in nerve regeneration, but can also be the platform for elucidating the molecular mechanisms that govern nervous system repair.

Although the peripheral nervous system (PNS) is capable of significant repair after injury, little is known about the cellular and molecular mechanisms that govern this phenomenon. Using live, transgenic zebrafish and a reproducible nerve transection assay, we can study dynamic glial cell behaviors during nerve degeneration and regeneration.

Motor Nerve transezione e Time-lapse imaging di gliali comportamenti delle cellule in vivo Zebrafish

The  nervous system is often described as a hard-wired component of the body even  though it is a considerably fluid organ system that reacts to external ...

In vivo Postnatal Electroporation and Time-lapse Imaging of Neuroblast Migration in Mouse Acute Brain Slices

The subventricular zone (SVZ) is one of the main neurogenic niches in the postnatal brain. Here, neural progenitors proliferate and give rise to neuroblasts able to move along the rostral migratory stream (RMS) towards the olfactory bulb (OB). This long-distance migration is required for the subsequent maturation of newborn neurons in the OB, but the molecular mechanisms regulating this process are still unclear. Investigating the signaling pathways controlling neuroblast motility may not only help understand a fundamental step in neurogenesis, but also have therapeutic regenerative potential, given the ability of these neuroblasts to target brain sites affected by injury, stroke, or degeneration.
In this manuscript we describe a detailed protocol for in vivo postnatal electroporation and subsequent time-lapse imaging of neuroblast migration in the mouse RMS. Postnatal electroporation can efficiently transfect SVZ progenitor cells, which in turn generate neuroblasts migrating along the RMS. Using confocal spinning disk time-lapse microscopy on acute brain slice cultures, neuroblast migration can be monitored in an environment closely resembling the in vivo condition. Moreover, neuroblast motility can be tracked and quantitatively analyzed. As an example, we describe how to use in vivo postnatal electroporation of a GFP-expressing plasmid to label and visualize neuroblasts migrating along the RMS. Electroporation of shRNA or CRE recombinase-expressing plasmids in conditional knockout mice employing the LoxP system can also be used to target genes of interest. Pharmacological manipulation of acute brain slice cultures can be performed to investigate the role of different signaling molecules in neuroblast migration. By coupling in vivo electroporation with time-lapse imaging, we hope to understand the molecular mechanisms controlling neuroblast motility and contribute to the development of novel approaches to promote brain repair.

In vivo Postnatal Electroporation and Time-lapse Imaging of Neuroblast Migration in Mouse Acute Brain Slices

Neuroblast migration is a fundamental event in postnatal neurogenesis. We describe a protocol for efficient labeling of neuroblasts by in vivo postnatal electroporation and subsequent visualization of their migration using time-lapse imaging of acute brain slices. We include a description for the quantitative analysis of neuroblast dynamics by video tracking.

In vivo postnatale elettroporazione e Time-lapse imaging di migrazione neuroblasti in mouse acuta Fette cervello

The subventricular zone (SVZ) is one of the main neurogenic niches in the postnatal brain. Here, neural progenitors proliferate and give rise to ...

Agarose Microchambers for Long-term Calcium Imaging of Caenorhabditis elegans

Behavior is controlled by the nervous system. Calcium imaging is a straightforward method in the transparent nematode Caenorhabditis elegans to measure the activity of neurons during various behaviors. To correlate neural activity with behavior, the animal should not be immobilized but should be able to move. Many behavioral changes occur during long time scales and require recording over many hours of behavior. This also makes it necessary to culture the worms in the presence of food. How can worms be cultured and their neural activity imaged over long time scales? Agarose Microchamber Imaging (AMI) was previously developed to culture and observe small larvae and has now been adapted to study all life stages from early L1 until the adult stage of C. elegans. AMI can be performed on various life stages of C. elegans. Long-term calcium imaging is achieved without immobilizing the animals by using short externally triggered exposures combined with an electron multiplying charge-coupled device (EMCCD) camera recording. Zooming out or scanning can scale up this method to image up to 40 worms in parallel. Thus, a method is described to image behavior and neural activity over long time scales in all life stages of C. elegans.

Agarose Microchambers for Long-term Calcium Imaging of Caenorhabditis elegans

Imaging behavior and neural activity over long time scales without immobilization of the animal is a prerequisite to understand behavior. Agarose microfluidic chambers imaging (AMI) can be used to image neural activity and behavior for all life stages of Caenorhabditis elegans.

Microchambers Agarose per lungo termine Imaging di calcio<em&gt; Caenorhabditis elegans</em

Behavior is controlled by the nervous system. Calcium imaging is a straightforward method in the transparent nematode Caenorhabditis elegans to measure ...

Time-lapse Confocal Imaging of Migrating Neurons in Organotypic Slice Culture of Embryonic Mouse Brain Using In Utero Electroporation

In utero electroporation is a rapid and powerful approach to study the process of radial migration in the cerebral cortex of developing mouse embryos. It has helped to describe the different steps of radial migration and characterize the molecular mechanisms controlling this process. To directly and dynamically analyze migrating neurons they have to be traced over time. This protocol describes a workflow that combines in utero electroporation with organotypic slice culture and time-lapse confocal imaging, which allows for a direct examination and dynamic analysis of radially migrating cortical neurons. Furthermore, detailed characterization of migrating neurons, such as migration speed, speed profiles, as well as radial orientation changes, is possible. The method can easily be adapted to perform functional analyses of genes of interest in radially migrating cortical neurons by loss and gain of function as well as rescue experiments. Time-lapse imaging of migrating neurons is a state-of-the-art technique that once established is a potent tool to study the development of the cerebral cortex in mouse models of neuronal migration disorders.

Time-lapse Confocal Imaging of Migrating Neurons in Organotypic Slice Culture of Embryonic Mouse Brain Using In Utero Electroporation

This protocol provides instructions for direct observation of radially migrating cortical neurons. In utero electroporation, organotypic slice culture, and time-lapse confocal imaging are combined to directly and dynamically study the effects of overexpression or downregulation of genes of interest in migrating neurons and to analyze their differentiation during development.

Impressione confocale dei migratori dei neuroni nella cultura di fetta organotipica del cervello embrionale del mouse usando<em&gt; In Utero</em&gt; Elettroporazione

In utero electroporation is a rapid and powerful approach to study the process of radial migration in the cerebral cortex of developing mouse embryos. It ...

Generation and Long-term Maintenance of Nerve-free Hydra

The interstitial cell lineage of Hydra includes multipotent stem cells, and their derivatives: gland cells, nematocytes, germ cells, and nerve cells. The interstitial cells can be eliminated through two consecutive treatments with colchicine, a plant-derived toxin that kills dividing cells, thus erasing the potential for renewal of the differentiated cells that are derived from the interstitial stem cells. This allows for the generation of Hydra that lack nerve cells. A nerve-free polyp cannot open its mouth to feed, egest, or regulate osmotic pressure. Such animals, however, can survive and be cultured indefinitely in the laboratory if regularly force-fed and burped. The lack of nerve cells allows for studies of the role of the nervous system in regulating animal behavior and regeneration. Previously published protocols for nerve-free Hydra maintenance involve outdated techniques such as mouth-pipetting with hand-pulled micropipette tips to feed and clean the Hydra. Here, an improved protocol for maintenance of nerve-free Hydra is introduced. Fine-tipped forceps are used to force open the mouth and insert freshly killed Artemia. Following force-feeding, the body cavity of the animal is flushed with fresh medium using a syringe and hypodermic needle to remove undigested material, referred to here as "burping". This new method of force-feeding and burping nerve-free Hydra through the use of forceps and syringes eliminates the need for mouth-pipetting using hand-pulled micropipette tips. It thus makes the process safer and significantly more time efficient. To ensure that the nerve cells in the hypostome have been eliminated, immunohistochemistry using anti-tyrosine-tubulin is conducted.

Generation and Long-term Maintenance of Nerve-free Hydra

Through a double treatment with colchicine, a plant-derived toxin that kills dividing cells, nerve-free Hydra vulgaris can be generated. These Hydra cannot feed or egest on their own. This paper describes an improved method for long-term maintenance of nerve free Hydra vulgaris in the laboratory.

Generazione e manutenzione a lungo termine di nervi liberi<em&gt; Hydra</em

The interstitial cell lineage of Hydra includes multipotent stem cells, and their derivatives: gland cells, nematocytes, germ cells, and nerve cells. The ...

Long-term Sensory Conflict in Freely Behaving Mice

Long-term sensory conflict protocols are a valuable means of studying motor learning. The presented protocol produces a persistent sensory conflict for experiments aimed at studying long-term learning in mice. By permanently wearing a device fixed on their heads, mice are continuously exposed to a sensory mismatch between visual and vestibular inputs while freely moving in home cages. Therefore, this protocol readily enables the study of the visual system and multisensory interactions over an extended timeframe that would not be accessible otherwise. In addition to lowering the experimental costs of long-term sensory learning in naturally behaving mice, this approach accommodates the combination of in vivo and in vitro experiments. In the reported example, video-oculography is performed to quantify the vestibulo-ocular reflex (VOR) and optokinetic reflex (OKR) before and after learning. Mice exposed to this long-term sensory conflict between visual and vestibular inputs presented a strong VOR gain decrease but exhibited few OKR changes. Detailed steps of device assembly, animal care, and reflex measurements are hereby reported.

The presented protocol produces a persistent sensory conflict for experiments aimed at studying long-term learning. By permanently wearing a fixed device on their heads, mice are continuously exposed to a sensory mismatch between visual and vestibular inputs while freely moving in home cages.

A lungo termine conflitto sensoriale a comportarsi liberamente topi

Long-term sensory conflict protocols are a valuable means of studying motor learning. The presented protocol produces a persistent sensory conflict for ...

Assessment of Long-term Depression Induction in Adult Cerebellar Slices

Synaptic plasticity provides a mechanism for learning and memory. For cerebellar motor learning, long-term depression (LTD) of synaptic transmissions from parallel fibers (PF) to Purkinje cells (PC) is considered the basis for motor learning, and deficiencies of both LTD and motor learning are observed in various gene-manipulated animals. Common motor learning sets, such as adaptation of the optokinetic reflex (OKR), the vestibular-ocular reflex (VOR), and rotarod test were used for evaluation of motor learning ability. However, results obtained from the GluA2-carboxy terminus modified knock-in mice demonstrated normal adaptation of the VOR and the OKR, despite lacking PF-LTD. In that report, induction of LTD was only attempted using one type of stimulation protocol at room temperature. Thus, conditions to induce cerebellar LTD were explored in the same knock-in mutants using various protocols at near physiological temperature. Finally, we found stimulation protocols, by which LTD could be induced in these gene-manipulated mice. In this study, a set of protocols are proposed to evaluate LTD-induction, which will more accurately allow examination of the causal relationship between LTD and motor learning. In conclusion, experimental conditions are crucial when evaluating LTD in gene-manipulated mice.

In some gene-manipulated animals, using a single protocol may fail to induce LTD in cerebellar Purkinje cells, and there may be a discrepancy between LTD and motor learning. Multiple protocols are necessary to assess LTD-induction in gene-manipulated animals. Standard protocols are shown.

Valutazione dell'induzione della depressione a lungo termine nelle fette di cerebellar adulto

Synaptic plasticity provides a mechanism for learning and memory. For cerebellar motor learning, long-term depression (LTD) of synaptic transmissions from ...

A lungo termine Time Lapse Imaging del mouse cocleari Espianti

Riepilogo

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