Gli autori desiderano ringraziare John Marston esperto per la zootecnia e il Dott. Marco A. Passini di assistenza tecnica nelle fasi iniziali di questo progetto. Questo lavoro è stato finanziato dalla sovvenzione da parte del National Institutes of Health a CLL (R01NS41584; R01HD054413).

1. Iniezione intracerebroventricolare <ol><li> Il primo passo è la preparazione delle soluzioni madre l&#39;iniezione; queste soluzioni sono vettore virale, DNA plasmidico, droghe, e deve essere iniettato in condizioni sterili. </li><li> Mescolare un titolo desiderato di vettore virale (5-7 totale mL) con il 0,05% w / v in PBS tripano blu per la visualizzazione del sito di iniezione. </li><li> Soluzione di DNA plasmidico (5 in totale l mL) contiene D-(+)-glucosio al 20% (w / v) (1 mL), trypan blu (0,05%) PBS (1 mL), il plasmide (~ 5 ~ g / L ~ ) (2 ~ L), e 2,5 kDa lineare PEI omopolimero (150 mm) (1 ~ L). </li><li> Immobilizzare il PND 2 neonati tramite crio-anestesia per 1-2 minuti. </li><li> L&#39;ago utilizzato per questa iniezione è un micro-litro micropipetta tarata vetro sterilizzati che è collegato ad una siringa da 3 ml 3 ml Hamilton attraverso un lungo tubo. </li><li> Rompere la punta dell&#39;ago (con spatola) per regolare la penetrazione per 2 mm nel cranio. Posizionare l&#39;ago in diagonale nella provetta contenente la soluzione di iniezione. Caricare la soluzione iniezione l&#39;ago con attenzione tirando lo stantuffo della siringa. </li><li> Dopo l&#39;assorbimento della soluzione, dissociare la siringa dal tubo; tirare lo stantuffo fino ulteriormente e quindi collegare l&#39;ago di nuovo. </li><li> Tenere l&#39;ago nella mano destra tra il pollice e le dita indice e posizionare la siringa tra il medio e l&#39;anulare con lo stantuffo toccando il palmo della mano destra. </li><li> Afferrare il topo immobilizzato con fermezza dalla pelle dietro la testa con la mano sinistra e posto su una fibra ottica la luce per illuminare le strutture anatomiche rilevanti che possono essere utilizzati come guida. </li><li> Inserire le 2 mm di profondità dell&#39;ago, perpendicolare alla superficie del cranio, in una località a circa 0,25 mm lateralmente alla sutura sagittale e 0,50-0,75 millimetri anteriore del neonatali sutura coronarica (Figura 1A). Quindi, spingere lo stantuffo con il palmo della mano destra molto lentamente e con attenzione. Monitor per le navi rottura o gonfiore del viso. </li><li> Rimuovere l&#39;ago 15 secondi dopo l&#39;interruzione del movimento di stantuffo per impedire il riflusso. </li><li> Per recuperare, mantenere i topi per 5-10 minuti in un contenitore riscaldato fino a quando il movimento e la reattività generale viene ripristinato. </li></ol> 2. L&#39;iniezione endovenosa attraverso la vena temporale / viso <ol><li> La soluzione da iniettare deve essere preparata e integrata con filtrata colorante alimentare verde alla diluizione 1:100 e iniettato in condizioni sterili. </li><li> Allegare un piccolo plastico luer alla fine di una siringa di vetro 100 microlitri Hamilton. Per il luer, collegare un manometro 33 ago ipodermico 0,25 pollici. Assicurarsi che tutte le parti siano saldamente collegati. </li><li> Caricare la siringa con il volume da iniettare, assicurando che non ci sia aria nella siringa, come l&#39;iniezione di aria nel vaso è letale. È spesso utile pipetta il volume da iniettare fino un pezzo di parafilm. Questo permette la visualizzazione chiara di assorbimento della soluzione nella siringa. </li><li> Un Transilluminatore Sight Wee è usato per visualizzare facilmente la vena temporale superficiale, o vena facciale, nel neonato (Figura 2A). Prima dell&#39;iniezione, fissare il neonato al transilluminatore con nastro chirurgico. Garza deve essere collocato tra il neonato e il nastro per evitare che il nastro di danneggiare la pelle dell&#39;animale. Fissare l&#39;animale al transilluminatore dalla sua parte, assicurando che il nastro non impedisce la respirazione. Collo del neonato deve essere delicatamente girato in modo che la vena facciale è facilmente visibile e il naso dovrebbe essere registrato per stabilizzare la testa. </li><li> Utilizzando una lente d&#39;ingrandimento 2.25X archetto per consentire la visualizzazione più semplice, inserire lentamente l&#39;ago nella vena. La vena è molto superficiale modo che l&#39;ago deve rimanere visibili sotto la pelle. </li><li> Infondere lentamente il volume di soluzione nella vena. La tinta verde permette una facile visualizzazione di iniezione. </li><li> Attendere 15 secondi prima di rimuovere l&#39;ago in quanto vi è un ritardo tra completamente lo stantuffo della siringa e l&#39;espulsione della soluzione rimanenti a causa del foro ago molto sottile. </li><li> Dopo aver rimosso l&#39;ago, usare una garza per applicare pressione sul sito di iniezione fino a quando il sanguinamento cessa. </li><li> Monitorare il neonato per i segni di sofferenza. Dopo una iniezione appropriate, nessun disagio palese devono essere osservati. Il neonato deve essere somministrata circa 5 minuti per riprendersi prima di essere restituita alla gabbia. </li><li> Sciacquare l&#39;ago / siringa unità con PBS tra iniezioni di sangue in l&#39;ago si intasano rapidamente a causa di foro di piccole dimensioni. </li></ol> 3. Rappresentante dei risultati: ICV iniezione: Il cervello può essere raccolte in diversi punti in tempo post-iniezione e visualizzati per dimostrare la tecnica di iniezione di successo. Se il colorante non viene aggiunto alla soluzione da iniettare, sarà difficile per verificare l&#39;accuratezza del aproiezione. Iniezione appropriate di uno dei ventricoli permetterà la distribuzione del trypan blu sul lato del cervello iniettato circa 10-15 minuti dopo l&#39;iniezione (Figura 1B). Una distribuzione uniforme di blu tripano in entrambi gli emisferi destro e sinistro cerebrale e bulbi olfattivi saranno visibili circa 60 minuti dopo l&#39;iniezione (figura 1C). Ciò è dovuto alla connettività dei ventricoli cerebrali che permetterà la diffusione del colorante blu per il ventricolo adiacenti. Iniezioni accurato può anche essere visualizzati dalla dispersione del colorante blu nel rostrale canale centrale spinale circa entro 12 ore dopo l&#39;iniezione (Figura 1D). Iniezioni inesatte si distingue per la mancanza di colore blu in emisferi cerebrali. In questo caso, la profondità dell&#39;ago non era sufficiente e la soluzione di iniezione è probabilmente distribuito sotto la pelle. Una possibilità alternativa è che l&#39;ago penetra troppo in profondità nel cervello, passando così al di là del ventricolo e la soluzione è svuotato sotto i ventricoli cerebrali. IV iniezione: accurata ed efficiente iniezione vena temporale / facciali possono essere visualizzati immediatamente dopo l&#39;iniezione. Dato che la soluzione viene iniettata, il colorante verde permette la visualizzazione della soluzione che entrano e che fluisce attraverso la vena facciale (Figura 2A). Inoltre, il colore della pelle alterata del mouse sarà osservato dopo l&#39;iniezione. Colore normale rosa del neonato è convertito al verde, a causa della presenza di colorante alimentare verde nella soluzione da iniettare (Figura 2B). L&#39;entità del cambiamento di colore verde osservato nel neonato dipende dalla concentrazione di colorante usato. Per la semplice visualizzazione di iniezione e durante un periodo di pratica, una diluizione 1:50 è raccomandato. Tuttavia, il tono della pelle drammaticamente alterato provoca spesso il cucciolo di essere rifiutato dalla madre e, quindi, la rimozione del colorante o di una concentrazione significativamente ridotto dovrebbero essere presi in considerazione durante le procedure sperimentali. Un&#39;iniezione imprecisi comporterà l&#39;accumulo di colorante verde sotto la pelle al sito di iniezione. Iniezione incompleta, che si verifica quando l&#39;apertura dell&#39;ago non è completamente inserito all&#39;interno della vena, si vede quando qualche soluzione fluisce nella vena e alcuni si accumula sotto la pelle. Se questa è osservato, l&#39;ago deve essere inserito ulteriormente nel vaso. <img src="/files/ftp_upload/2968/2968fig1.jpg" alt="Figura 1"/> Figura 1. Dimostrazione del successo iniezioni ICV in PDN2 topi. A) Schema di iniezione utilizzati in iniezioni ICV nei ventricoli. B) Cervello da ICV iniettato Pup con tripano blu in PBS sul ventricolo sinistro, foto scattata 15 minuti dopo l&#39;iniezione. C ) Cervello da ICV iniettato Pup con tripano blu in PBS a ventricolo sinistro, foto scattata 60 minuti dopo l&#39;iniezione. D) viene mostrato rostrate centrale canale spinale in ICV iniettato cucciolo con tripano blu in PBS sul ventricolo sinistro, foto scattata 12 ore dopo l&#39;iniezione. <img src="/files/ftp_upload/2968/2968fig2.jpg" alt="Figura 2"/> Figura 2. Dimostrazione del successo iniezioni IV PDN2 topi. A) Schema di vena facciale utilizzata per iniezioni IV. B) Pup IV iniettato con colorante verde in PBS rispetto ai non-iniettati cucciolata, Foto scattata immediatamente dopo l&#39;iniezione.

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	<li>Blanchette, M., Fortin, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Blood-brain+barrier+disruption+in+the+treatment+of+brain+tumors.">Blood-brain barrier disruption in the treatment of brain tumors.</a> Methods Mol. Biol. 686, 447-463 (2011).</li><li>Foust, K. D., Kaspar, B. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Over+the+barrier+and+through+the+blood:+to+CNS+delivery+we+go.">Over the barrier and through the blood: to CNS delivery we go.</a> Cell Cycle. 24, 4017-4018 (2009).</li><li>Snyder, E. Y., Taylor, R. M., Wolfe, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neural+progenitor+cell+engraftment+corrects+lysosomal+storage+throughout+the+MPS+VII+mouse+brain.">Neural progenitor cell engraftment corrects lysosomal storage throughout the MPS VII mouse brain.</a> Nature. 374, 367-370 (1995).</li><li>Passini, M. A., Wolfe, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Widespread+gene+delivery+and+structure-specific+patterns+of+expression+in+the+brain+after+intraventricular+injections+of+neonatal+mice+with+an+adeno-associated+virus+vector.">Widespread gene delivery and structure-specific patterns of expression in the brain after intraventricular injections of neonatal mice with an adeno-associated virus vector.</a> J. Virol. 24, 12382-12392 (2001).</li><li>Kienstra, K. A., Freysdottir, D., Gonzales, N. M., Hirschi, K. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Murine+neonatal+intravascular+injections:+modeling+newborn+disease.">Murine neonatal intravascular injections: modeling newborn disease.</a> J. Am. Assoc. Lab. Anim. Sci. 46, 50-54 (2007).</li><li>Sands, M. S., Barker, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Percutaneous+intravenous+injection+in+neonatal+mice.">Percutaneous intravenous injection in neonatal mice.</a> Lab. Anim. Sci. 49, 328-330 (1999).</li><li>Foust, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rescue+of+the+spinal+muscular+atrophy+phenotype+in+a+mouse+model+by+early+postnatal+delivery+of+SMN.">Rescue of the spinal muscular atrophy phenotype in a mouse model by early postnatal delivery of SMN.</a> Nat. Biotechnol. 28, 271-274 (2010).</li><li>Foust, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intravascular+AAV9+preferentially+targets+neonatal+neurons+and+adult+astrocytes.">Intravascular AAV9 preferentially targets neonatal neurons and adult astrocytes.</a> Nat. Biotechnol. 27, 59-65 (2009).</li><li>Passini, M. A., Watson, D. J., Wolfe, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gene+delivery+to+the+mouse+brain+with+adeno-associated+virus.">Gene delivery to the mouse brain with adeno-associated virus.</a> Methods Mol. Biol. 246, 225-236 (2004).</li><li>Coady, T. H., Lorson, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Trans-splicing-mediated+improvement+in+a+severe+mouse+model+of+spinal+muscular+atrophy.">Trans-splicing-mediated improvement in a severe mouse model of spinal muscular atrophy.</a> J. Neurosci. 30, 126-130 (2010).</li><li>Baughan, T. D., Dickson, A., Osman, E. Y., Lorson, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Delivery+of+bifunctional+RNAs+that+target+an+intronic+repressor+and+increase+SMN+levels+in+an+animal+model+of+spinal+muscular+atrophy.">Delivery of bifunctional RNAs that target an intronic repressor and increase SMN levels in an animal model of spinal muscular atrophy.</a> Hum. Mol. Genet. 18, 1600-1611 (2009).</li><li>Coady, T. H., Baughan, T. D., Shababi, M., Passini, M. A., Lorson, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+a+single+vector+system+that+enhances+trans-splicing+of+SMN2+transcripts.">Development of a single vector system that enhances trans-splicing of SMN2 transcripts.</a> PLoS One. 3, e3468-e3468 (2008).</li><li>Dickson, A., Osman, E., Lorson, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Negatively-Acting+Bifunctional+RNA+Increases+Survival+Motor+Neuron+in+vitro+and+in+vivo.">Negatively-Acting Bifunctional RNA Increases Survival Motor Neuron in vitro and in vivo.</a> Hum. Gene. Ther. 19, 1307-1315 .</li><li>Mattis, V. B., Ebert, A. D., Fosso, M. Y., Chang, C. W., Lorson, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Delivery+of+a+read-through+inducing+compound,+TC007,+lessens+the+severity+of+a+spinal+muscular+atrophy+animal+model.">Delivery of a read-through inducing compound, TC007, lessens the severity of a spinal muscular atrophy animal model.</a> Hum. Mol. Genet. 18, 3906-3913 (2009).</li><li>Williams, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Oligonucleotide-mediated+survival+of+motor+neuron+protein+expression+in+CNS+improves+phenotype+in+a+mouse+model+of+spinal+muscular+atrophy.">Oligonucleotide-mediated survival of motor neuron protein expression in CNS improves phenotype in a mouse model of spinal muscular atrophy.</a> J. Neurosci. 29, 7633-7638 (2009).</li><li>Passini, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=CNS-targeted+gene+therapy+improves+survival+and+motor+function+in+a+mouse+model+of+spinal+muscular+atrophy.">CNS-targeted gene therapy improves survival and motor function in a mouse model of spinal muscular atrophy.</a> J. Clin. Invest. 120, 1253-1264 (2010).</li><li>Shababi, M., Glascock, J., Lorson, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Combination+of+SMN+Trans-Splicing+and+a+Neurotrophic+Factor+Increases+the+Life+Span+and+Body+Mass+in+a+Severe+Model+of+Spinal+Muscular+Atrophy.">Combination of SMN Trans-Splicing and a Neurotrophic Factor Increases the Life Span and Body Mass in a Severe Model of Spinal Muscular Atrophy.</a> Hum. Gene. Ther. 22, 1-10 (2010).</li></ol>

Nessun conflitto di interessi dichiarati.

La ricerca che utilizza modelli murini di malattie spesso richiede la somministrazione di farmaci o altre sostanze per neonati. In questo video, dimostriamo il passo per passo le procedure che coinvolgono due tipi di strategie di iniezione che possono essere utilizzati per indirizzare il sistema nervoso centrale: 1) iniezione diretta nel sistema nervoso centrale che utilizza intracerebroventricolare (ICV) di iniezione, oppure 2) intese a promuovere l&#39;iniezione IV / temporali vena facciale. I tempi di queste iniezion...

<table border="1"><tbody><tr><th> Nome del reagente </th><th> Azienda </th><th> Numero di catalogo </th><th> Commenti (opzionale) </th></tr><tr><td> Green Food Dye </td><td> McCormick </td><td> n / a </td><td> Devono essere filtrati </td></tr><tr><td> Hamilton siringa di vetro (100 mL) </td><td> Sigma Aldrick </td><td> 20702 </td><td></td></tr><tr><td> LuerMxF filo di nylon Style Bianco </td><td> Parti piccole, Inc. </td><td> VPLF-LC78-1-25 </td><td></td></tr><tr><td> Belle calibro aghi ipodermici </td><td> Bottone automatico </td><td> 7111 </td><td> Dimensioni: 33 (SWG) x ¼ &quot;(6,35 mm) </td></tr><tr><td> Vista Transilluminatore Wee </td><td> Respironics </td><td> 1017920 </td><td></td></tr><tr><td> 2.25X fascia Magnifier </td><td> MagEyes </td><td> Modello n. 5 </td><td> Seleziona ingrandimento per soddisfare le preferenze individuali </td></tr></tbody></table>

delivery of therapeutic agents through intracerebroventricular (icv) and intravenous (iv) injection in mice

Nonostante il ruolo protettivo che la barriera sanguigna del cervello gioca nella protezione del cervello, che limita l&#39;accesso al sistema nervoso centrale (SNC), che il più delle volte si traduce in mancanza di terapie potenziali previsti per le malattie neurodegenerative 1,2. Malattie neurodegenerative come l&#39;atrofia muscolare spinale (SMA), in cui i neuroni motori inferiori sono interessati, possono trarre grandi vantaggi di introdurre gli agenti terapeutici nel sistema nervoso centrale. Lo scopo di questo video è quello di dimostrare due paradigmi diversi di iniezione per fornire materiali terapeutici in topo neonato subito dopo la nascita. Uno di questi metodi è l&#39;iniezione direttamente nel cervello ventricoli laterali (intracerebroventricolare) che si traduce in consegna dei materiali nel sistema nervoso centrale attraverso il fluido cerebrospinale 3,4. Il secondo metodo è una iniezione vena temporale (per via endovenosa) che possono introdurre terapie diverse nel sistema circolatorio, con conseguente consegna sistemiche tra cui il sistema nervoso centrale 5. Trasduzione diffusa del sistema nervoso centrale è realizzabile se un vettore virale appropriato e sierotipo virale viene utilizzato. Visualizzazione e l&#39;utilizzo della vena temporale per l&#39;iniezione è possibile fino al giorno dopo la nascita 6. Tuttavia, se il materiale consegnato è destinato a raggiungere il sistema nervoso centrale, queste iniezioni dovrebbero avvenire mentre la barriera emato-encefalica è più permeabile per il suo status immaturi, preferibilmente prima del giorno post-natale 2. La pienamente sviluppato barriera emato-encefalica limita fortemente l&#39;efficacia della consegna per via endovenosa. Entrambi i sistemi di consegna sono semplici ed efficaci, una volta l&#39;attitudine chirurgica è raggiunto. Essi non richiedono dispositivi chirurgici ampio e può essere eseguita da una sola persona. Tuttavia, queste tecniche non sono senza sfide. Le piccole dimensioni dei post-natale giorno 2 cuccioli e le aree successive bersaglio di piccole dimensioni può rendere le iniezioni di difficile esecuzione e inizialmente difficili da replicare.

Watch this Scientific Journal Video about Delivery of Therapeutic Agents Through Intracerebroventricular ICV and Intravenous IV Injection in Mice at JoVE.com

Delivery of Therapeutic Agents Through Intracerebroventricular ICV and Intravenous IV Injection in Mice

Questo articolo viene illustrato due metodi molto diversi di iniezione: 1) nel cervello (intracerebroventricolare) e 2) sistemica (endovenosa) per introdurre gli agenti terapeutici nel sistema nervoso centrale di topi neonati.

Consegna di agenti terapeutici attraverso intracerebroventricolare (ICV) e per via endovenosa (ev) nei topi

Despite the protective role that blood brain barrier plays in shielding the brain, it limits the access to the central nervous system (CNS) which most ...

delivery-therapeutic-agents-through-intracerebroventricular-icv

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Medicine

Delivery of Therapeutic Agents Through Intracerebroventricular (ICV) and Intravenous (IV) Injection in Mice

59.3K Views.  University of Missouri. Questo articolo viene illustrato due metodi molto diversi di iniezione: 1) nel cervello (intracerebroventricolare) e 2) sistemica (endovenosa) per introdurre gli agenti terapeutici nel sistema nervoso centrale di topi neonati.

Video: Delivery of Therapeutic Agents Through Intracerebroventricular ICV and Intravenous IV Injection in Mice

Intranasal Administration of CNS Therapeutics to Awake Mice

Intranasal administration is a method of delivering therapeutic agents to the central nervous system (CNS). It is non-invasive and allows large molecules that do not cross the blood-brain barrier access to the CNS. Drugs are directly targeted to the CNS with intranasal delivery, reducing systemic exposure and thus unwanted systemic side effects1. Delivery from the nose to the CNS occurs within minutes along both the olfactory and trigeminal neural pathways via an extracellular route and does not require drug to bind to any receptor or axonal transport2. Intranasal delivery is a widely publicized method and is currently being used in human clinical trials3.
Intranasal delivery of drugs in animal models allows for initial evaluation of pharmacokinetic distribution and efficacy. With mice, it is possible to administer drugs to awake (non-anesthetized) animals on a regular basis using a specialized intranasal grip. Awake delivery is beneficial because it allows for long-term chronic dosing without anesthesia, it takes less time than with anesthesia, and can be learned and done by many people so that teams of technicians can dose large numbers of mice in short periods. Efficacy of therapeutics administered intranasally in this way to mice has been demonstrated in a number of studies including insulin in diabetic mouse models 4-6 and deferoxamine in Alzheimer's mouse models. 7,8
The intranasal grip for mice can be learned, but is not easy and requires practice, skill, and a precise grip to effectively deliver drug to the brain and avoid drainage to the lung and stomach. Mice are restrained by hand using a modified scruff in the non-dominant hand with the neck held parallel to the floor, while drug is delivered with a pipettor using the dominant hand. It usually takes 3-4 weeks of acclimating to handling before mice can be held with this grip without a stress response. We have prepared this JoVE video to make this intranasal delivery technique more accessible.

A method to intranasally administer drugs to awake mice for the purpose of targeting the brain is described. This method allows for repeat dosing over long periods using intranasal administration of drug without anesthesia, and nose-to-brain delivery with minimal systemic exposure.

Somministrazione intranasale di terapeutica del sistema nervoso centrale di topi Awake

Intranasal administration is a method of delivering  therapeutic agents to the central nervous system (CNS). It is  non-invasive and allows large ...

Ricerca

Medicina

Direct Intraventricular Delivery of Drugs to the Rodent Central Nervous System

Due to an inability to cross the blood brain barrier, certain drugs need to be directly delivered into the central nervous system (CNS). Our lab focuses specifically on antisense oligonucleotides (ASOs), though the techniques shown in the video here can also be used to deliver a plethora of other drugs to the CNS. Antisense oligonucleotides (ASOs) have the capability to knockdown sequence-specific targets 1 as well as shift isoform ratios of specific genes 2. To achieve widespread gene knockdown or splicing in the CNS of mice, the ASOs can be delivered into the brain using two separate routes of administration, both of which we demonstrate in the video.
The first uses Alzet osmotic pumps, connected to a catheter that is surgically implanted into the lateral ventricle. This allows the ASOs to be continuously infused into the CNS for a designated period of time. The second involves a single bolus injection of a high concentration of ASO into the right lateral ventricle. Both methods use the mouse cerebral ventricular system to deliver the ASO to the entire brain and spinal cord, though depending on the needs of the study, one method may be preferred over the other.

We describe a method to target drugs to the central nervous system by either implanting a catheter or performing a bolus injection into the right lateral ventricle in mice. We focus specifically on the delivery of antisense oligonucleotides. This technique is readily adaptable to other drugs and to rats.

Consegna diretta intraventricolare di farmaci per il sistema nervoso centrale, Roditore

Due to an inability to cross the blood brain barrier, certain drugs need to be directly delivered into the central nervous system (CNS). Our lab focuses ...

Neuroscienze

<meta charset="utf8"></head><body>Riparazione comune dell'arteria carotide dopo l'iniezione in un modello murino

Facilitating Repeat Intracarotid Injections in Mouse Models by a Novel Injection Site Repair Technique

Given recent advances in the delivery of novel antitumor therapeutics using endovascular selective intraarterial delivery methods in neuro-oncology, there is an urgent need to develop methods for intracarotid injections in mouse models, including methods to repair the carotid artery in mice after injection to allow for subsequent injections. We developed a method of intracarotid injection in a mouse model to deliver therapeutics into the internal carotid artery (ICA) with two alternative procedures. 
During injection, the needle is inserted into the common carotid artery (CCA) after tying a suture around the external carotid artery (ECA) and injected therapeutics are delivered into the ICA. Following injection, the common carotid artery (CCA) can be ligated, which limits the number of intracarotid injections to one. The alternative procedure described in this article includes a modification where intracarotid artery injection is followed by injection site repair of the CCA, which restores blood flow within the CCA and avoids the complication of cerebral ischemia seen in some mouse models. 
We also compared the delivery of bone marrow-derived human mesenchymal stem cells (BM-hMSCs) to intracranial tumors when delivered through intracarotid injection with and without injection site repair following the injection. Delivery of BM-hMSCs does not differ significantly between the methods. Our results demonstrate that injection site repair of the CCA allows for repeat injections through the same artery and does not impair the delivery and distribution of injected material, thus providing a model with greater flexibility that more closely emulates intracarotid injection in humans.

<meta charset="utf8"></head><body>Autore in primo piano: Avanzamento del trattamento del glioblastoma attraverso strategie di somministrazione intraarteriosa per virus oncolitici e microRNA

Repair of the intracarotid artery in a mouse model after injection returns blood flow to the artery without negatively impacting the distribution of the injected material. Injection site repair facilitates subsequent injections through the same artery and prevents cerebral ischemia in mouse strains that lack a complete Circle of Willis.

Facilitare la ripetizione delle iniezioni intracarotidei in modelli murini mediante una nuova tecnica di riparazione del sito di iniezione

Given recent advances in the delivery of novel antitumor therapeutics using endovascular selective intraarterial delivery methods in neuro-oncology, there ...

Ricerca sul cancro

Intracerebroventricular and Intravascular Injection of Viral Particles and Fluorescent Microbeads into the Neonatal Brain

In the study on the pathogenesis of viral encephalitis, the infection method is critical. The first of the two main infectious routes to the brain is the hematogenous route, which involves infection of the endothelial cells and pericytes of the brain. The second is the intracerebroventricular (ICV) route. Once within the central nervous system (CNS), viruses may spread to the subarachnoid space, meninges, and choroid plexus via the cerebrospinal fluid. In experimental models, the earliest stages of CNS viral distribution are not well characterized, and it is unclear whether only certain cells are initially infected. Here, we have analyzed the distribution of cytomegalovirus (CMV) particles during the acute phase of infection, termed primary viremia, following ICV or intravascular (IV) injection into the neonatal mouse brain. In the ICV injection model, 5 &#181;l of murine CMV (MCMV) or fluorescent microbeads were injected into the lateral ventricle at the midpoint between the ear and eye using a 10-&#181;l syringe with a 27 G needle. In the IV injection model, a 1-ml syringe with a 35 G needle was used. A transilluminator was used to visualize the superficial temporal (facial) vein of the neonatal mouse. We infused 50 &#181;l of MCMV or fluorescent microbeads into the superficial temporal vein. Brains were harvested at different time points post-injection. MCMV genomes were detected using the in situ hybridization method. Fluorescent microbeads or green fluorescent protein expressing recombinant MCMV particles were observed by fluorescent microscopy. These techniques can be applied to many other pathogens to investigate the pathogenesis of encephalitis.

Here, we describe a simple method of intracerebroventricular and intravascular injection of viral particles or fluorescent microbeads into the neonatal mouse brain. The localization pattern of the virus and nanoparticles could be detected by microscopic evaluation or by in situ hybridization.

Intracerebroventricular e intravascolare Iniezione di Viral particelle e fluorescenti microperle nel cervello neonatale

In the study on the pathogenesis of viral encephalitis, the infection method is critical. The first of the two main infectious routes to the brain is the ...

Mouse Microsurgery Infusion Technique for Targeted Substance Delivery into the CNS via the Internal Carotid Artery

Animal models of central nervous system (CNS) diseases and, consequently, blood-brain barrier disruption diseases, require the delivery of exogenous substances into the brain. These exogenous substances may induce injurious impact or constitute therapeutic strategy. The most common delivery methods of exogenous substances into the brain are based on systemic deliveries, such as subcutaneous or intravenous routes. Although commonly used, these approaches have several limitations, including low delivery efficacy into the brain. In contrast, surgical methods that locally deliver substances into the CNS are more specific and prevent the uptake of the exogenous substances by other organs. Several surgical methods for CNS delivery are available; however, they tend to be very traumatic. Here, we describe a mouse infusion microsurgery technique, which effectively delivers substances into the brain via the internal carotid artery, with minimal trauma and no interference with normal CNS functionality.

Mouse Microsurgery Infusion Technique for Targeted Substance Delivery into the CNS via the Internal Carotid Artery

The present protocol describes a mouse microsurgery infusion technique, which effectively delivers substances directly into the brain via the internal carotid artery.

Tecnica mouse Microchirurgia infusione per Targeted Sostanza consegna nel sistema nervoso centrale<i&gt; via</i&gt; Carotide interna

Animal models of central nervous system (CNS) diseases and, consequently, blood-brain barrier disruption diseases, require the delivery of exogenous ...

Intravenous Injections in Neonatal Mice

Intravenous injection is a clinically applicable manner to deliver therapeutics. For adult rodents and larger animals, intravenous injections are technically feasible and routine. However, some mouse models can have early onset of disease with a rapid progression that makes administration of potential therapies difficult. The temporal (or facial) vein is just anterior to the ear bud in mice and is clearly visible for the first two days after birth on either side of the head using a dissecting microscope. During this window, the temporal vein can be injected with volumes up to 50 &#956;l. The injection is safe and well tolerated by both the pups and the dams. A typical injection procedure is completed within 1-2 min, after which the pup is returned to the home cage. By the third postnatal day the vein is difficult to visualize and the injection procedure becomes technically unreliable. This technique has been used for delivery of adeno-associated virus (AAV) vectors, which in turn can provide almost body-wide, stable transgene expression for the life of the animal depending on the viral serotype chosen.

Animal models of pediatric disease can experience early onset and aggressive disease progression. Clinically relevant therapy delivery to young mouse models can be technically difficult. This protocol describes a non-invasive intravenous injection method for newborn mice within the first two postnatal days of life.

Le iniezioni per via endovenosa nel topo neonatale

Intravenous injection is a clinically applicable manner to deliver therapeutics. For adult rodents and larger animals, intravenous injections are ...

Biologia

Intraventricular Drug Delivery and Sampling for Pharmacokinetics and Pharmacodynamics Study

Although the blood-brain barrier (BBB) protects the brain from foreign entities, it also prevents some therapeutics from crossing into the central nervous system (CNS) to ameliorate diseases or infections. Drugs are administered directly into the CNS in animals and humans to circumvent the BBB. The present protocol describes a unique way of treating brain infections through intraventricular delivery of antibiotics, i.e., polymyxins, the last-line antibiotics to treat multi-drug resistant Gram-negative bacteria. A straightforward stereotaxic surgery protocol was developed to implant a guide cannula reaching into the lateral ventricle in rats. After a recovery period of 24 h, rats can be injected consciously and repeatedly through a cannula that is fitted to the guide. Injections can be delivered manually as a bolus or infusion using a microinjection pump to obtain a slow and controlled flow rate. The intraventricular injection was successfully confirmed with Evans Blue dye. Cerebrospinal fluid (CSF) can be drained, and the brain and other organs can be collected. This approach is highly amenable for studies involving drug delivery to the CNS and subsequent assessment of pharmacokinetic and pharmacodynamic activity.

Delivery of therapeutics directly into the central nervous system is one way of circumventing the blood-brain barrier. The present protocol demonstrates intracerebroventricular injection for subsequent collection of cerebrospinal fluid and bodily organs. This facilitates the investigation of drug pharmacokinetics and pharmacodynamics in animal models for developing new treatments.

Although the blood-brain barrier (BBB) protects the brain from foreign entities, it also prevents some therapeutics from crossing into the central nervous ...

Esecuzione di iniezioni intracerebroventricolari nei topi utilizzando un approccio a mano libera

Free-Hand Intracerebroventricular Injections in Mice

The investigation of neuroendocrine systems often requires the delivery of drugs, viruses, or other experimental agents directly into the brains of mice. An intracerebroventricular (ICV) injection allows the widespread delivery of the experimental agent throughout the brain (particularly in the structures near the ventricles). Here, methods for making free-hand ICV injections in adult mice are described. By using visual and tactile landmarks on the heads of mice, injections into the lateral ventricles can be made rapidly and reliably. The injections are made with a glass syringe held in the experimenter&#39;s hand and placed at approximate distances from the landmarks. Thus, this technique does not require a stereotaxic frame. Furthermore, this technique requires only brief isoflurane anesthesia, which permits the subsequent assessment of mouse behavior and/or physiology in awake, freely behaving mice. Free-hand ICV injection is a powerful tool for the efficient delivery of experimental agents into the brains of living mice and can be combined with other techniques such as frequent blood sampling, neural circuit manipulation, or in vivo recording to investigate neuroendocrine processes.

Autore in primo piano: approfondimenti, innovazioni e strade future nel neurocontrollo riproduttivo 

Here, a simple and rapid approach for performing intracerebroventricular injections in mice using a free-hand approach (that is, without a stereotaxic device) is described.

Iniezioni intracerebroventricolari a mano libera nei topi

The investigation of neuroendocrine systems often requires the delivery of drugs, viruses, or other experimental agents directly into the brains of mice. ...

Consegna di agenti terapeutici attraverso intracerebroventricolare (ICV) e per via endovenosa (ev) nei topi

Riepilogo

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Capitoli in questo video

Somministrazione intranasale di terapeutica del sistema nervoso centrale di topi Awake

Consegna diretta intraventricolare di farmaci per il sistema nervoso centrale, Roditore

Facilitare la ripetizione delle iniezioni intracarotidei in modelli murini mediante una nuova tecnica di riparazione del sito di iniezione

Facilitare la ripetizione delle iniezioni intracarotidei in modelli murini mediante una nuova tecnica di riparazione del sito di iniezione

Facilitare la ripetizione delle iniezioni intracarotidei in modelli murini mediante una nuova tecnica di riparazione del sito di iniezione

Intracerebroventricular e intravascolare Iniezione di Viral particelle e fluorescenti microperle nel cervello neonatale

Tecnica mouse Microchirurgia infusione per Targeted Sostanza consegna nel sistema nervoso centrale

Le iniezioni per via endovenosa nel topo neonatale

Intraventricular Drug Delivery and Sampling for Pharmacokinetics and Pharmacodynamics Study

Iniezioni intracerebroventricolari a mano libera nei topi