Ringraziamo Michael Dubbert, Oliver Hoffmann, Hans Scharstein, Jan Sydow e Anne Wosnitza per un&#39;eccellente assistenza tecnica. Questo studio è stato supportato da DFG concedere Bu 857 / 8,10 ad AB

1. Il piano di calpestio Il piano di calpestio nero è composto da due lastre di ottone nichelato rivestito permanentemente uniti fianco a fianco ed elettricamente isolate l&#39;una dall&#39;altra da una fascia larga due millimetri di 2-componente colla epossidica (UHU plus, UHU GmbH, Germania), direttamente sotto l&#39;asse longitudinale del l&#39;animale. Essi producono una superficie totale di 13.5x15.5cm (Figura 1). La separazione dei semipiani per le gambe a destra ea sinistra permette indipendente di monitoraggio tarsale contatto per una sola gamba su ogni lato. <ol><li> La piastra è lubrificato con glicerina acqua / miscela con un rapporto di 95 parti di glicerina a 5 parti-soluzione satura di NaCl per trasmettere scivolosità e conducibilità elettrica, la viscosità è di circa 430cStokes (Shankar e Kumar, 1994). </li><li> La miscela viene applicata direttamente sulla superficie e si disperde con un pezzo di tessuto molle per garantire uno spessore complessivo di 0.1-0.2mm. </li></ol> 2. Stimolazione installazione ottica <ol><li> Episodi piedi sono suscitato utilizzando due proiettori come descritto da Scharstein (1989) per proiettare un modello a strisce su due rotonde, schermi di vetro smerigliato (diametro 130mm, schermi Marata, Linos Photonics, Göttingen, Germania) che sono posizionati ad una distanza di ca. 70 millimetri dagli occhi, e con un angolo di 45 ° nella parte anteriore sinistra e destra del piatto (Fig.1). La lunghezza d&#39;onda del pattern a strisce viene mantenuta costante a λ = 21 °. La frequenza di contrasto degli stimoli in movimento può essere variata tra 0,35, 0,72, 1,07 e 1.49Hz. Dal momento che la reazione degli animali dipende solo dalla frequenza ω contrasto / λ (ω = velocità angolare, λ = lunghezza d&#39;onda modello) se il contrasto modello è sufficientemente elevato (Fermi e Reichhardt, 1963), non abbiamo λ variare nel corso degli esperimenti . La luminanza delle strisce luminose sulla parte dell&#39;animale è di circa 15cd/m2 e il contrasto 0.8. L&#39;occhio composto di insetto stecco (Carausio morosus) ha 24 ommatidi nel dorso-ventrale asse (Friza, 1928) e alcuni più in asse rostro-caudale. Come l&#39;angolo di divergenza degli occhi insetto stecco è in media di 6,2 ° (Jander e Volk-Henrichs, 1970) il nostro modello di lunghezza d&#39;onda è stata di circa 4 volte l&#39;angolo del ommatidi. Gli esperimenti sono installati in una gabbia di Faraday oscurato e si esibisce in una stanza buia a 20-22 ° C. </li><li> In avanti a piedi è indotto da un andamento progressivo su entrambi gli schermi, dove le strisce ogni mossa schermo verso l&#39;esterno, o un singolo fascio nero su sfondo bianco posto tra le schermate </li><li> Svolta è indotto da bande in movimento nella stessa direzione su entrambi gli schermi. Non abbiamo trovato una correlazione tra la velocità delle strisce in movimento e l&#39;angolo del turno. Una volta luminanza del pattern a strisce è impostato per indurre a piedi, di solito non richiede ulteriori regolazioni, ma può essere regolata per animali diversi a seconda delle necessità per la tensione delle lampade alogene nei proiettori. </li></ol> 3. Preparazione del Animal Sperimentale <ol><li> Femmina insetti stecco adulti (Carausio morosus) sono incollate (cemento dentale, ProTempII, 3M ESPE, Seefeld, Germania) lato ventrale giù su un bastoncino di balsa (3x5x100mm, LxAxP), che è inserito in un tubo di ottone che ha connettori multipli. L&#39;animale viene tenuto premuto per circa un minuto fino a quando la colla è almeno in parte indurito. </li><li> La testa e le gambe sporgono dalla parte anteriore e laterale del tassello per permettere la loro libera circolazione. L&#39;area del coxae di tutte le gambe, così come la maggior parte del ventre deve essere lasciato libero di colla. </li><li> Testa dell&#39;insetto, torace, e le estremità distali di ciascun femore e tibia sono contrassegnati con pigmenti fluorescenti (Dr. Kremer Farbmühle, Aichstetten, Germania) miscelato con cemento dentale per il monitoraggio video di seguito. </li></ol> 4. Posizionamento di elettrodi EMG L&#39;attività muscolare dei muscoli delle gambe diversi come, in questo esempio, il goniometro e muscoli coxae retrattore, che si trovano nel torace e la protrazione causa (movimento in avanti) e retrazione (movimento all&#39;indietro) della gamba, viene registrata per mezzo di elettrodi EMG impiantato nel torace. Tutte le registrazioni EMG sono amplificati in modo differenziato. Il segnale è stato amplificato 100 volte in un preamplificatore (elettronica officina, Istituto Zoologico, Colonia), filtro passa-banda (100Hz-2000Hz), ulteriormente amplificata (10x) e importati attraverso un convertitore AD in spike2 (Vers.5.05, CED, Cambridge, UK). <ol><li> Gli elettrodi sono fatti di fili di rame rivestiti (Elektrisola, Eckernhagen, Germania; 47μm diametro esterno). Per un elettrodo, due fili vengono prima spalmata di colla, poi, i due fili appiccicosi sono intrecciati intorno a vicenda </li><li> Ad una estremità estremità del filo ritorto sono saldati ad un mini-plug. All&#39;altra estremità i fili vengono tagliati per fornire le estremità pulita senza isolamento per l&#39;inserimento nel animale. </li><li> Gli elettrodi EMG sono Plugged nel connettore piccolo, alla fine del tubo di ottone. </li><li> Un perno Minuten è usato per perforare forellini nella cuticola </li><li> Le estremità taglio degli elettrodi vengono poi separati e inserita in un muscolo a distanza di circa 1 millimetro l&#39;uno dall&#39;altro, che, nella nostra esperienza, dà un buon rapporto segnale rumore. Si deve prestare attenzione a non inserire gli elettrodi troppo in profondità nel muscolo in modo da evitare il danno. La figura 2 mostra la posizione degli elettrodi nel torace dell&#39;animale. La Figura 3 mostra un animale con i cavi elettrodo in posizione. </li><li> Noi usiamo una piccola goccia di colla histoacrylic (3M Vetbond, San Paolo, MN, USA) per tenere i fili in posizione. </li><li> Un filo di terra viene inserito nell&#39;addome. </li></ol> 5. Registrazione del contatto tarsale Contatto tarsale è sempre registrato insieme con tracce EMG. Poiché la superficie scivolosa è diviso in due metà, un massimo di due contatti controlaterale tarsali possono essere registrati nello stesso momento. A tal fine, la gamba viene utilizzato come un &quot;interruttore&quot; per chiudere un circuito tra la piastra e l&#39;amplificatore. Corrente può essere applicata alle placche separatamente attraverso due prese alla base di ogni piatto. Siamo in grado di generare due segnali ad onda quadra con 2-4mV ampiezze con un generatore di impulsi (modello MS501, elettronica di laboratorio, Istituto Zoologico, Colonia) che sono in ritardo di fase di 90 °. I segnali vengono attenuati da 60dB (/ 1000) e applicato le due metà della superficie scivolosa. In questo esperimento utilizziamo solo uno dei due segnali. E &#39;allo stesso tempo inserito in un lock-in-amplificatore come un segnale di riferimento. La fase 2-lock-in-amplificatore (elettronica officina, Istituto Zoologico, Colonia) amplifica selettivamente solo segnali della stessa frequenza e fase, come il segnale di riferimento fornito. Un secondo canale rileva solo il 90 ° fase del segnale ritardato. Segnali di rumore a frequenze diverse dalla frequenza di riferimento vengono rifiutate e non influenzano la misura. Il segnale di uscita dell&#39;amplificatore è immessa in un convertitore AD (Micro 1401k II, CED, Cambridge, UK) e digitalizzate Spike2 uso. Tra il touch-down e decollo del tarso sulla e dalla superficie scivolosa, la corrente scorre dalla piastra attraverso tarso e tibia in filo di rame (vedi sotto: 5,3-5,8). L&#39;amplificatore scelto ha una elevata resistenza di ingresso (1M) e la tensione del segnale è molto piccolo in modo da evitare di compromettere il comportamento a piedi dell&#39;animale. Il passaggio di corrente attraverso il tarso e tibia è compreso tra 2 e 4NA. Il lead time del segnale durante il touch-down, tra l&#39;entrata in il lubrificante e la superficie di contatto è inferiore a 1ms. La transizione del segnale di contatto durante il decollo è meno ripida e più ritardata. Ciò è dovuto al ritardato strappo del lubrificante dal tarso da un effetto di risalita capillare e grazie al movimento della gamba, senza completa lift-off in fase dinamica. <ol><li> Il tubo di ottone con il bastone balsa a cui è incollato l&#39;animale viene inserito in un micromanipolatore per consentire la regolazione in altezza dell&#39;animale compresa tra il 7 e 12 mm al di sopra della superficie scivolosa, che corrisponde all&#39;altezza durante il cammino libero. </li><li> Al fine di misurare il flusso di corrente ogni volta che il tarso insetto della gamba monitorato è a terra, un filo (diametro 47μm) viene tagliata in pezzi lunghi circa 15 cm. </li><li> L&#39;isolamento di rame viene rimosso dalla combustione di via con l&#39;alcol. </li><li> Un ciclo è formato con una estremità del filo e scivolò oltre il tarso dell&#39;animale </li><li> Il ciclo è legato al termine distale della tibia per fornire un buon contatto tra l&#39;animale e filo. </li><li> Il filo è poi fissato sul torace dell&#39;animale con una goccia di colla bicomponente (ProTempII, vedi sopra), e collegata al amplificatore differenziale tramite un morsetto alligatore. </li><li> Per migliorare la conducibilità del filo alle estremità, una goccia di crema elettrodo viene applicato (Marquette Hellige, Friburgo, Germania) sulle aree di contatto. </li><li> La potenza del segnale viene poi testato sul monitor. A causa delle proprietà del filtro passa-basso del lock-in-amplificatore (10ms costante di tempo) e la lift-off/touch-down graduale del tarso, il segnale non è un segnale preciso quadrati. Si deve quindi fare impostare soglie adatto vicino al punto di transizione per determinare l&#39;esatta tempistica di contatto tarsale e controllare manualmente ogni evento determinato dal software di digitalizzazione. Basata sul contatto del tarso, abbiamo definito il momento in cui il tarso di una gamba dato era a terra come posizione e il tempo in cui era nell&#39;aria come fase dinamica. </li><li> Il segnale di trigger per la fotocamera viene registrato contemporaneamente la traccia EMG e il segnale di contatto del tarso, e permette un preciso quadro di correlazione struttura di comportamento e le tracce registrate. </li></ol> 6. La registrazione ottica di movimenti delle gambe per l&#39;analisi digitale La frequenza di stepping insetti stecco su superfici scivolose può raggiungere i 3-4 Hz (Graham e Cruse, 1981). <ol><li>Prima di registrare sequenze a piedi, uno specchio è posto in un angolo di 45 ° dietro all&#39;animale di avere un monitor aggiuntivo visivo per touch-down. La fotocamera è di indurre dall&#39;esterno e le immagini sono inserite in un PC attraverso una interfaccia FireWire. </li><li> Registriamo piedi sequenze dall&#39;alto con una telecamera di video ad alta velocità (Marlin F-033C, Allied Vision Technologies, Stadtroda, Germania) a 100 fps per analizzare i movimenti delle gambe digitalmente, e correlare con l&#39;attività EMG e il contatto tarsale. </li><li> Durante la registrazione di sequenze a piedi, l&#39;animale è illuminato con array di LED blu (30-50V DC, 24cd luminanza, Elettronica Workshop, Istituto Zoologico, Università di Colonia), che sono regolate in intensità per illuminare i marcatori fluorescenti. Secondo la letteratura (Schlegtendal, 1934), insetti stecco non possiedono la visione a colori e non abbiamo osservato un effetto negativo di illuminazione luce UV sulla risposta di svolta. Un filtro giallo davanti all&#39;obiettivo della fotocamera sopprime la breve lunghezza d&#39;onda della luce di attivazione e dà un contrasto maggiore per le registrazioni video. </li><li> I file video possono essere analizzati utilizzando il software di monitoraggio del movimento (WINanalyze, Vers.1.9, Mikromak servizio, Berlino, Germania). </li></ol> 7. Registrazione di sequenze Walking <ol><li> Come controllo, in primo luogo una sequenza a piedi con un animale intatto è registrato. </li><li> La velocità del modello a strisce è impostata, e il modello e la registrazione video sono iniziate all&#39;incirca nello stesso momento. </li><li> Se l&#39;animale non si avvia locomozione spontaneamente, può essere stimolata al ventre con un pennello (Bässler e Wegener, 1983), o da un soffio d&#39;aria per le antenne. In questo caso, gli animali toccato nella parte sinistra dell&#39;addome tendono a girare a sinistra e viceversa. Il modello a strisce è continuato a muoversi fino a quando l&#39;animale smette di camminare o fino a quando dopo 3 minuti di registrazione continua. </li><li> Al fine di testare fino a che punto l&#39;attività muscolare a una gamba dipende da un input sensoriale dalle gambe vicini, l&#39;animale è indotto a autotomize sue gambe. Il sito di autotomia si chiude in modo naturale in pochi secondi. Un esempio di un animale con frontale autotomized e zampe posteriori è mostrata in Figura 3. </li><li> Ad esempio, per gli esperimenti con gli animali che hanno una sola gamba centrale, ci induce autotomia delle gambe pro e metathoracic pizzicando il femore prossimale con un paio di pinze (Schmidt e Grund, 2003) o tagliare le gambe a livello del coxae dopo la registrazione dal intatta di un animale. Dopo che un minimo di 30 minuti per tempo di recupero è dato per l&#39;animale. </li><li> Poi abbiamo il nuovo record sequenze camminare come prima. In preparazione ridotta, spesso abbiamo bisogno di indurre a piedi con pennellate di vernice. </li></ol> 8. Rappresentante dei risultati: <img src="/files/ftp_upload/2629/2629fig1.jpg" alt="Figura 1" /> Figura 1 configurazione sperimentale; A:. Fotografia di un insetto stecco legato sopra la superficie scivolosa, contrassegnati con pigmenti fluorescenti per il monitoraggio delle gambe e cablato per la registrazione EMG e misura a contatto tarsale. B: schema di collegamento per la registrazione a doppio contatto tarsica della gamba durante la deambulazione sulla superficie scivolosa. <img src="/files/ftp_upload/2629/2629fig2.jpg" alt="Figura 2" /> Figura 2. Posizioni per il posizionamento di elettrodi EMG nei muscoli goniometro e divaricatore nel torace della gamba centrale bastone di insetti. ML: metà gamba; FL: gamba <img src="/files/ftp_upload/2629/2629fig3.jpg" alt="Figura 3" /> . Figura 3 Stick insetti con fili EMG nei muscoli pro e retrattore della gamba in posizione centrale, zampe anteriori e posteriori sono stati rimossi per studiare l&#39;effetto della presenza di gambe vicini sulla cinematica e l&#39;attività dei muscoli delle gambe in mezzo la preparazione ridotta. <img src="/files/ftp_upload/2629/2629fig4.jpg" alt="Figura 4" /> Figura 4. Traccia Esempio di attività retrattore EMG con segnale di riferimento di contatto tarsale in una gamba dentro mezzo durante la tornitura. All&#39;inizio della traccia (la prima blue box), il riavvolgitore è attivo durante l&#39;appoggio, mentre la gamba ha contatto con il terreno (&quot;circuito chiuso&quot;), indicando che la gamba fa passi in avanti, dopo un breve passaggio (seconda scatola blu), il riavvolgitore è attivo durante l&#39;oscillazione, mentre la gamba è in aria (&quot;circuito aperto&quot;, il terzo blue box), che mostra la presenza di passi indietro regia. <img src="/files/ftp_upload/2629/2629fig5.jpg" alt="Figura 5" /> Figura 5. Schermata di una registrazione dal goniometro (traccia in alto) e divaricatore (metà traccia) i muscoli e la traccia simultaneamente contatto registrato tarso (traccia in basso). Nota l&#39;attività di alternanza nelle tracce EMG che corrisponde all&#39;attività dei due muscoli nel ciclo di passo, che è l&#39;attività goniometro appena prima e duranteswing, quando la perdita di contatto tarsale traccia segnali di contatto con il terreno, e l&#39;attività retrattore dopo e durante touch-down del tarso, quando la gamba è in posizione. L&#39;inserto mostra il file video corrispondente corrispondente a questa registrazione che viene utilizzato per verificare il comportamento dell&#39;animale.

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	<li>B&#228;ssler, U., Wegener, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Motor+output+of+the+denervated+thoracic+ventral+nerve+cord+in+the+stick+insect+Carausius+morosus.">Motor output of the denervated thoracic ventral nerve cord in the stick insect Carausius morosus.</a> J. Exp. Biol. 105, 127-147 (1983).</li><li>B&#246;hm, H., Messai, E., Heinzel, H. -. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Activity+of+command+fibres+in+free-ranging+crayfish,+Orconectes+limosus+Raf.">Activity of command fibres in free-ranging crayfish, Orconectes limosus Raf.</a> Naturwissenschaften. 84, 408-410 (1997).</li><li>B&#252;schges, A., Gruhn, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanosensory+feedback+in+walking:+from+joint+control+to+locomotor+pattern.">Mechanosensory feedback in walking: from joint control to locomotor pattern.</a> Adv.Insect Physiology. 34, 194-234 (2008).</li><li>B&#252;schges, A., Akay, T., JP, G. a. b. r. i. e. l., Schmidt, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Organizing+network+action+for+locomotion:+insights+from+studying+insect+walking.">Organizing network action for locomotion: insights from studying insect walking.</a> Brain Res Rev. 57, 162-171 (2008).</li><li>Camhi, J. M., Levy, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Organization+of+a+complex+movement:+fixed+and+variable+components+of+the+cockroach+escape+behavior.">Organization of a complex movement: fixed and variable components of the cockroach escape behavior.</a> J Comp Physiol A. 163, 317-328 (1988).</li><li>Camhi, J. M., Nolen, T. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Properties+of+the+escape+system+of+cockroaches+during+walking.">Properties of the escape system of cockroaches during walking.</a> J Comp Physiol A. 142, 339-346 (1981).</li><li>Clarac, F., Libersat, F., Pfl&#252;ger, H. J., Rathmayer, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Motor+pattern+analysis+in+the+shore+crab+(Carcinus+maenas)+walking+freely+in+water+and+on+land.">Motor pattern analysis in the shore crab (Carcinus maenas) walking freely in water and on land.</a> J Exp Biol. 133, 395-414 (1987).</li><li>Duch, C., Pfl&#252;ger, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Motor+patterns+for+horizontal+and+upside+down+walking+and+vertical+climbing+in+the+locust.">Motor patterns for horizontal and upside down walking and vertical climbing in the locust.</a> J Exp Biol. 198, 1963-1976 (1995).</li><li>Fermi, G., Reichhardt, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optomotorische+Reaktionen+der+Fliege+Musca+domestica.+Abh&#228;ngigkeit+der+Reaktion+von+der+Wellenl&#228;nge,+der+Geschwindigkeit,+dem+Kontrast+und+der+mittleren+Leuchtdichte+bewegter+periodischer+Muster.">Optomotorische Reaktionen der Fliege Musca domestica. Abh&#228;ngigkeit der Reaktion von der Wellenl&#228;nge, der Geschwindigkeit, dem Kontrast und der mittleren Leuchtdichte bewegter periodischer Muster.</a> Kybernetik. 2, 15-28 (1963).</li><li>Fischer, H., Kautz, H., Kutsch, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+radiotelemetric+2-channel+unit+for+transmission+of+muscle+potentials+during+free+flight+of+the+desert+locust,+Schistocerca+gregaria.">A radiotelemetric 2-channel unit for transmission of muscle potentials during free flight of the desert locust, Schistocerca gregaria.</a> J Neurosci Methods. 64, 39-45 (1996).</li><li>Friza, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Zur+Frage+der+F&#228;rbung+und+Zeichnung+des+facettierten+Insektenauges.">Zur Frage der F&#228;rbung und Zeichnung des facettierten Insektenauges.</a> Zeitschr. f. vergl. Physiologie. 8, 289-336 (1928).</li><li>G&#246;tz, K. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Principles+of+optomotor+reactions+in+insects.">Principles of optomotor reactions in insects.</a> Bibl. Ophthalmol. 82, 251-2559 (1972).</li><li>Gruhn, M., Rathmayer, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+implantable+electrode+design+for+both+chronic+in+vivo+nerve+recording+and+axon+stimulation+in+freely+behaving+crayfish.">An implantable electrode design for both chronic in vivo nerve recording and axon stimulation in freely behaving crayfish.</a> J Neurosci Methods. 118, 33-40 (2002).</li><li>Gruhn, M., Hoffmann, O., D&#252;bbert, M., Scharstein, H., B&#252;schges, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tethered+stick+insect+walking:+a+modified+slippery+surface+setup+with+optomotor+stimulation+and+electrical+monitoring+of+tarsal+contact.">Tethered stick insect walking: a modified slippery surface setup with optomotor stimulation and electrical monitoring of tarsal contact.</a> J Neurosci Methods. 158, 195-206 (2006).</li><li>Gruhn, M., Zehl, L., B&#252;schges, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Straight+walking+and+turning+on+a+slippery+surface.">Straight walking and turning on a slippery surface.</a> J Exp Biol. 212, 194-209 .</li><li>Gruhn, M., Uckermann, G. v. o. n., Westmark, S., Wosnitza, A., B&#252;schges, A., Borgmann, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Control+of+stepping+velocity+in+the+stick+insect+Carausius+morosus.">Control of stepping velocity in the stick insect Carausius morosus.</a> J Neurophysiol. 102, 1180-1192 .</li><li>Hama, N., Tsuchida, Y., Takahata, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Behavioral+context-dependent+modulation+of+descending+statocyst+pathways+during+free+walking,+as+revealed+by+optical+telemetry+in+crayfish.">Behavioral context-dependent modulation of descending statocyst pathways during free walking, as revealed by optical telemetry in crayfish.</a> J Exp Biol. 210, 2199-2211 (2007).</li><li>Hassenstein, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=&#220;ber+die+Wahrnehmung+der+Bewegung+von+Figuren+und+unregelm&#228;&#946;igen+Helligkeitsmustern+(nach+verhaltensphysiologischen+Untersuchungen+an+dem+R&#252;sselk&#228;fer+Chlorophanus+viridis.">&#220;ber die Wahrnehmung der Bewegung von Figuren und unregelm&#228;&#946;igen Helligkeitsmustern (nach verhaltensphysiologischen Untersuchungen an dem R&#252;sselk&#228;fer Chlorophanus viridis.</a> Zeitschr. f. vergl. Physiologie. 40, 556-592 (1958).</li><li>Jander, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Untersuchungen zum Mechanismus und zur zentralnerv&#246;sen Steuerung des Kurvenlaufs bei Stabheuschrecken (Carausius morosus) [dissertation]. , (1982).</li><li>Jander, R., Volk-Henrichs, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Das+strauch-spezifische+Perzeptorsystem+der+Stabheuschrecke+(Carausius+morosus).">Das strauch-spezifische Perzeptorsystem der Stabheuschrecke (Carausius morosus).</a> Zeitschr. f. vergl. Physiologie. 70, 425-447 (1970).</li><li>Kirschfeld, K., Zettler, F., Weiler, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+resolution+of+lens+and+compound+eyes.">The resolution of lens and compound eyes.</a> Neural Principles in Vision. , 354-370 (1976).</li><li>Kutsch, W., Schwarz, G., Fischer, H., Kautz, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Wireless+transmission+of+muscle+potentials+during+free+flight+of+a+locust.">Wireless transmission of muscle potentials during free flight of a locust.</a> J Exp Biol. 185, 367-373 (1993).</li><li>Scharstein, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+universal+projector+for+optomotor+stimulation.">A universal projector for optomotor stimulation.</a> , (1985).</li><li>Schlegtendal, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Beitrag+zum+Farbensinn+der+Arthropoden.">Beitrag zum Farbensinn der Arthropoden.</a> Zeitschr. f. vergl. Physiologie. 20, 573-581 .</li><li>Schmidt, J., Grund, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rhythmic+activity+in+a+motor+axon+induced+by+axotomy.">Rhythmic activity in a motor axon induced by axotomy.</a> Neuroreport. 14, 1267-1271 (2003).</li><li>Shankar, P. N., Kumar, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Experimental+Determination+of+the+Kinematic+Viscosity+of+Glycerol-Water+Mixtures.">Experimental Determination of the Kinematic Viscosity of Glycerol-Water Mixtures.</a> Proc. Mathematical and Physical Sci. 444, 573-581 (1994).</li><li>Tryba, A. K., Ritzmann, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Multi-Joint+coordination+during+walking+and+foothold+searching+in+the+Blaberus+cockroach+I.+Kinematics+and+electromyograms.">Multi-Joint coordination during walking and foothold searching in the Blaberus cockroach I. Kinematics and electromyograms.</a> J Neurophysiol. 83, 3323-3336 .</li><li>Tryba, A. K., Ritzmann, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Multi-Joint+coordination+during+walking+and+foothold+searching+in+the+Blaberus+cockroach.+II.+Extensor+motor+neuron+pattern.">Multi-Joint coordination during walking and foothold searching in the Blaberus cockroach. II. Extensor motor neuron pattern.</a> J Neurophysiol. 83, 3337-3350 .</li><li>Tsuchida, Y., Hama, N., Takahata, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+optical+telemetry+system+for+underwater+recording+of+electromyogram+and+neuronal+activity+from+non-tethered+crayfish.">An optical telemetry system for underwater recording of electromyogram and neuronal activity from non-tethered crayfish.</a> J Neurosci Methods. 137, 103-109 (2004).</li><li>Wang, H., Ando, N., Kanzaki, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Active+control+of+free+flight+maneuvers+in+a+hawkmoth,+Agrius+convolvuli.">Active control of free flight maneuvers in a hawkmoth, Agrius convolvuli.</a> J Exp Biol. 211, 423-432 (2008).</li></ol>

Nessun conflitto di interessi dichiarati.

Abbiamo descritto una configurazione che consente la generazione otticamente indotta di trasformare il comportamento e permette in larga misura il disaccoppiamento di neuronally generato attività a piedi dagli effetti passivi causati dallo spostamento meccanico degli arti altri a piedi per terra. Flusso di informazioni potenziali tra le gambe attraverso il sistema nervoso per le forze di reazione del terreno o contattare tarso, d&#39;altra parte, è ancora possibile e permette lo sperimentatore per studiare l&#39;influenza di tali informazioni nella preparazione ridotta. Principali vantaggi della configurazione superficie scivolosa che includono gli animali mostrano una tendenza molto alta a camminare, e contrariamente a piedi o pestare un treadwheel, l&#39;animale può eseguire swing e movimenti fase statica in tutte le direzioni del cammino naturale. Inoltre, i gradi di libertà per tutte le gambe permettere all&#39;animale di effettuare la curva a piedi se si tratta di una preparazione intatto o semi-intatti. Perché le gambe non possono essere spostati passivamente semplicemente il movimento in avanti l&#39;animale o il movimento del substrato sottostante, ogni movimento riflette l&#39;uscita del motore di quella gamba (Cruse, 1976; Graham e Wendler, 1981). L&#39;installazione è particolarmente adatto per indagare le basi neurali di comportamenti adattivi come girare all&#39;indietro o in avanti rispetto a piedi, perché si può combinare registrazioni elettrofisiologiche dell&#39;attività motoria con l&#39;analisi cinematica del movimento degli arti. Abbiamo usato la risposta optomotor dell&#39;insetto bastone di suscitare camminare. Le risposte degli animali al motivo a strisce a rotazione si mostrano pronti a effettuare la curva a piedi, mentre legato sulla superficie scivolosa. Più sorprendente per noi, solo gambe in una sola gamba qualitativamente preparati mostrano lo stesso modello in movimento come nel intatta di un animale. Abbiamo quindi ragione di credere che il controllo di camminare curva può funzionare in gran parte senza coordinando gli input sensoriali dalle gambe vicine. Sarà importante provare a ulteriori esperimenti se l&#39;attività dei motoneuroni delle gambe rimosso è influenzato anche dal modello optomotor. La configurazione può essere facilmente modificato per consentire lo studio di altre attività come dritto in avanti e indietro a piedi mettendo una striscia sola di fronte l&#39;animale o tirando delicatamente le antenne. La misura precisa di contatto con il terreno ci permette di correlare l&#39;attività muscolare e la posizione delle gambe. L&#39;elevata risoluzione temporale di questo segnale contatto elettrico è meglio di 1 ms e ci conduce a una nuova comprensione i tempi del passaggio dallo swing alla fase statica. La risoluzione è peggiore per la posizione di swing transizione a causa del ritardo nel taglio del lubrificante conduzione e la mancanza di necessità di un completo decollo durante protrazione sulla superficie scivolosa. Tuttavia, la conoscenza sull&#39;altalena preciso per la transizione posizione è un passo particolarmente utile prima se vogliamo capire i meccanismi che controllano tempi muscolare e le attività coordinate dei muscoli delle gambe in diversi contesti comportamentali (vedi anche: Büschges et al, 2008;. Büschges &amp; Gruhn 2008). Come esempio, abbiamo usato il riavvolgitore e goniometro coxae muscolare della gamba centrale e precisamente correlata la sua attività con il passaggio dallo swing alla fase statica mentre noi contemporaneamente monitorato il contesto comportamentale in cui è stata utilizzata la gamba. A questo scopo, abbiamo indotto a piedi e hanno registrato l&#39;attività muscolare in modo continuo. Una gamba dato può essere un interno o una gamba esterna, a seconda del senso di rotazione. Alla gamba mezzo passo, in qualità di una gamba dentro in senso funzionale, si può osservare che i muscoli riavvolgitore e goniometro può lavorare sia i muscoli posizione funzionale, perché la gamba produce intermittenza passi indietro in aggiunta a passi avanti diretto (vedi Fig.4 ). Il elettromiogrammi (EMG) da entrambi i muscoli sono state rettificate e normalizzato al tempo di touch-down e la latenza del primo spike muscolo è stato calcolato. È interessante notare che le latenze di entrambi i muscoli rispetto a dipendere lift-off e touch-down sulla funzione del muscolo come altalena rispettivi atteggiamento muscolare (vedi Fig. 4) e non sul muscolo stesso, e mostrano solo piccole modifiche nel tempi di inizio attività. La maggior parte delle spiegazioni per il cambiamento di stato dallo swing alla posizione assumere che i segnali sensoriali di trigger contatto tarsale l&#39;inizio della presa di posizione. La domanda interessante di come le latenze breve tra touch-down e attivazione muscolare nel insetto stecco sono determinati e su quali informazioni sensoriali dipendono ora possono essere affrontate con la configurazione modificata. In sintesi, ci mostrano una configurazione superficie scivolosa che ci permette di suscitare affidabile a dritto e in curva insetti stecco fermo. Cinematica, l&#39;attività muscolare e la tempistica di tarsale touch-down e lift-off possono essere monitorati e correlati nei due diversi c comportamentaliontexts allo stesso tempo. Questo ci dà un ottimo strumento per studiare la connessione tra l&#39;attività muscolare dettagliato e contesto comportamentali per una sola gamba e nell&#39;animale intatto e i meccanismi alla base.

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		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>2-component epoxy glue</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>UHU plus, UHU GmbH, Germany</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>glass screens (diameter 130mm)</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Marata screens, Linos Photonics, G&#246;ttingen, Germany</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>dental cement</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>ProTemp II, 3M ESPE, Seefeld, Germany</td>
<td>3M Id : 70-2011-0358-0 Catalog Number : 46430</td>
<td>Available through 3M (<a href="http://www.3m.com/">http://www.3m.com/</a>)or dental suppliers</td>
</tr>
<tr>
<td>fluorescent pigments </td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Dr. Kremer Farbm&#252;hle, Aichstetten, Germany</td>
<td>Cat.#s: i.e 56200 Fluorescent Pigment Golden Yellow 56350 Fluorescent Pigment Flame Red</td>
<td><a href="http://kremer-pigmente.de/en">http://kremer-pigmente.de/en</a> or <a href="http://www.kremerpigments.com/
">http://www.kremerpigments.com/</a>
</td>
</tr>
<tr>
<td>histoacrylic glue </td>
<td>&nbsp;</td>
<td>3M Vetbond, St.Paul, MN, USA</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>supplier: WPI</td>
</tr>
<tr>
<td>coated copper wire</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Elektrisola Eckernhagen</td>
<td>&nbsp;</td>
<td><a href="http://www.elektrisola.com/">http://www.elektrisola.com/</a></td>
</tr>
<tr>
<td>electrode cream </td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Marquette Hellige, Freiburg, Germany</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Product is now discontinued, we suggest for example: <a href="www.grasstechnologies.com">www.grasstechnologies.com</a></td>
</tr>
<tr>
<td>pulse generator </td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Model MS501, electronics workshop, Zoological Institute, Cologne, Germany</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>lock-in-amplifier </td>
<td>&nbsp;</td>
<td>electronics workshop, Zoological Institute, Cologne, Germany</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>AD converter </td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Micro 1401k II, CED, Cambridge, UK</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>preamplifier </td>
<td>&nbsp;</td>
<td>electronics workshop, Zoological Institute, Cologne, Germany</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>high speed video camera </td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Marlin F-033C, Allied Vision Technologies, Stadtroda, Germany</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>UV LED arrays </td>
<td>&nbsp;</td>
<td>30-50V DC, electronics workshop, Zoological Institute, Cologne, Germany</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&lambda;390-395nm 
Luminance 24cd</td>
</tr>
<tr>
<td>Digitalizing software Spike2 </td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Vers.5.05, CED, Cambridge, UK</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>motion tracking software </td>
<td>&nbsp;</td>
<td>(WINanalyze, Vers.1.9, Mikromak service, Berlin, Germany</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>		</tbody>
		</table>
		</div>

studying the neural basis of adaptive locomotor behavior in insects

Studiare le basi neurali del comportamento a piedi, si affrontano spesso il problema che è difficile separare l&#39;uscita neuronally produced un passo da quei movimenti delle gambe che risultano da forze passive e le interazioni con le gambe di altri attraverso il contatto con il substrato comune. Se vogliamo comprendere, quale parte di un dato movimento è prodotto da uscita motore del sistema nervoso, l&#39;analisi cinematica dei movimenti passo-passo, quindi, deve essere integrata con le registrazioni elettrofisiologiche dell&#39;attività motoria. La registrazione dell&#39;attività neuronale o muscolare in un animale si comporta è spesso limitata dalle apparecchiature elettrofisiologiche che possono limitare l&#39;animale nella sua capacità di muoversi con molti gradi di libertà possibile. Questo può essere evitato utilizzando elettrodi impiantabili e quindi avere la mossa animale su un cordino lungo (cioè Clarac et al, 1987;. Duch &amp; Pflüger, 1995; Böhm et al, 1997;. Gruhn &amp; Rathmayer, 2002) o trasmettendo i dati utilizzando dispositivi telemetrici (Kutsch et al, 1993; Fischer et al, 1996;. Tsuchida et al 2004;. Hama et al, 2007;.. Wang et al, 2008). Entrambi questi metodi eleganti, che vengono utilizzati con successo in grandi artropodi, si rivelano spesso difficili da applicare in piedi più piccoli insetti che sia facilmente impigliata nella cordino lungo o sono impediti dal peso del dispositivo telemetrico e le sue batterie. Inoltre, in tutti questi casi, è ancora impossibile distinguere tra la base puramente neuronale di locomozione e gli effetti esercitati da collegamento meccanico tra le gambe camminando attraverso il substrato. Una soluzione per questo problema è quello di condurre gli esperimenti in un animale legato, che è libero di camminare sul posto e che è sospeso a livello locale, ad esempio, su una superficie scivolosa, che rimuove efficacemente meccanica contatto più terreno. Questo è stato utilizzato per studiare le risposte di fuga (Camhi e Nolen, 1981; Camhi e Levy, 1988), trasformando (tryba e Ritzman, 2000a, b;. Gruhn et al, 2009a), indietro a piedi (Graham e Epstein, 1985) o variazioni di velocità (Gruhn et al. 2009b) e permette allo sperimentatore di combinare facilmente intra ed extracellulari fisiologia con analisi cinematica (Gruhn et al., 2006). Noi usiamo una configurazione scivolosa superficie per indagare la tempistica dei muscoli delle gambe in insetto stecco comportarsi riguardo al touch-down e lift-off in differenti paradigmi comportamentali, come camminare dritto in avanti e curve in preparati intatto e ridotto.

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Studying the Neural Basis of Adaptive Locomotor Behavior in Insects

Descriviamo un metodo per registrare l&#39;attività motoria, programmata per il segnale elettrico registrato contatto tarsale in un insetto legati, camminare su una superficie scivolosa. Questo è utilizzato per studiare le basi neurali del comportamento adattivo sotto l&#39;influenza della ridotta interazione meccanica tra le gambe attraverso il substrato.

Studiare le basi neurali del comportamento adattivo Locomotore in Insetti

Studying the neural basis of walking behavior, one often faces the problem that it is hard to separate the neuronally produced stepping output from those ...

studying-the-neural-basis-of-adaptive-locomotor-behavior-in-insects

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Neuroscience

12.7K Views.  University of Cologne. Descriviamo un metodo per registrare l'attività motoria, programmata per il segnale elettrico registrato contatto tarsale in un insetto legati, camminare su una superficie scivolosa. Questo è utilizzato per studiare le basi neurali del comportamento adattivo sotto l'influenza della ridotta interazione meccanica tra le gambe attraverso il substrato.

Video: Studying the Neural Basis of Adaptive Locomotor Behavior in Insects

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed in sensory hairs called sensilla, which cover the surface of olfactory organs. The surface of each sensillum is covered with tiny pores, through which odorants pass and dissolve in a fluid called sensillum lymph, which bathes the sensory dendrites of the OSNs housed in a given sensillum. The OSN dendrites express odorant receptor (OR) proteins, which in insects function as odor-gated ion channels4, 5. The interaction of odorants with ORs either increases or decreases the basal firing rate of the OSN. This neuronal activity in the form of action potentials embodies the first representation of the quality, intensity, and temporal characteristics of the odorant6, 7.
Given the easy access to these sensory hairs, it is possible to perform extracellular recordings from single OSNs by introducing a recording electrode into the sensillum lymph, while the reference electrode is placed in the lymph of the eye or body of the insect. In Drosophila, sensilla house between one and four OSNs, but each OSN typically displays a characteristic spike amplitude. Spike sorting techniques make it possible to assign spiking responses to individual OSNs. This single sensillum recording (SSR) technique monitors the difference in potential between the sensillum lymph and the reference electrode as electrical spikes that are generated by the receptor activity on OSNs1, 2, 8. Changes in the number of spikes in response to the odorant represent the cellular basis of odor coding in insects. Here, we describe the preparation method currently used in our lab to perform SSR on Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae, and show representative traces induced by the odorants in a sensillum-specific manner.

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

Electrophysiological responses of olfactory sensory neurons to odorants can be measured in insects using single sensillum recordings. In this video article we will demonstrate how to perform single sensillum recordings in the antennae of the vinegar fly (Drosophila melanogaster) and the maxillary palps of the malaria mosquito (Anopheles gambiae).

Registrazioni Sensillum singolo in Insetti Drosophila melanogaster E Anopheles gambiae</em

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed ...

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Neuroscienze

Studying the Integration of Adult-born Neurons

Neurogenesis occurs in adult mammalian brains in the sub-ventricular zone (SVZ) of the lateral ventricle and in the sub-granular zone (SGZ) of the hippocampal dentate gyrus throughout life. Previous reports have shown that adult hippocampal neurogenesis is associated with diverse brain disorders, including epilepsy, schizophrenia, depression and anxiety (1). Deciphering the process of normal and aberrant adult-born neuron integration may shed light on the etiology of these diseases and inform the development of new therapies.
SGZ adult neurogenesis mirrors embryonic and post-natal neuronal development, including stages of fate specification, migration, synaptic integration, and maturation. However, full integration occurs over a prolonged, 6-week period. Initial synaptic input to adult-born SGZ dentate granule cells (DGCs) is GABAergic, followed by glutamatergic input at 14 days (2). The specific factors which regulate circuit formation of adult-born neurons in the dentate gyrus are currently unknown.
Our laboratory uses a replication-deficient retroviral vector based on the Moloney murine leukemia virus to deliver fluorescent proteins and hypothesized regulatory genes to these proliferating cells. This viral technique provides high specificity and resolution for analysis of cell birth date, lineage, morphology, and synaptogenesis.
A typical experiment often employs two or three viruses containing unique label, transgene, and promoter elements for single-cell analysis of a desired developmental process in vivo. The following protocol describes a method for analyzing functional newborn neuron integration using a single green (GFP) or red (dTomato) fluorescent protein retrovirus and patch-clamp electrophysiology.

A way to study the integration of newborn dentate granule cells in adult animals is described. This technique uses an engineered retrovirus to label newborn neurons, followed by electrophysiological recordings to determine in vivo functional integration.

Studiare l&#39;integrazione degli adulti nati Neuroni

Neurogenesis occurs in adult mammalian brains in the sub-ventricular zone (SVZ) of the lateral ventricle and in the sub-granular zone (SGZ) of the ...

High-resolution Live Imaging of Cell Behavior in the Developing Neuroepithelium

The embryonic spinal cord consists of cycling neural progenitor cells that give rise to a large percentage of the neuronal and glial cells of the central nervous system (CNS). Although much is known about the molecular mechanisms that pattern the spinal cord and elicit neuronal differentiation1, 2, we lack a deep understanding of these early events at the level of cell behavior. It is thus critical to study the behavior of neural progenitors in real time as they undergo neurogenesis.
In the past, real-time imaging of early embryonic tissue has been limited by cell/tissue viability in culture as well as the phototoxic effects of fluorescent imaging. Here we present a novel assay for imaging such tissue for long periods of time, utilizing a novel ex vivo slice culture protocol and wide-field fluorescence microscopy (Fig. 1). This approach achieves long-term time-lapse monitoring of chick embryonic spinal cord progenitor cells with high spatial and temporal resolution.
This assay may be modified to image a range of embryonic tissues3, 4 In addition to the observation of cellular and sub-cellular behaviors, the development of novel and highly sensitive reporters for gene activity (for example, Notch signaling5) makes this assay a powerful tool with which to understand how signaling regulates cell behavior during embryonic development.

Imaging embryonic tissue in real-time is challenging over long periods of time. Here we present an assay for monitoring cellular and sub-cellular changes in chick spinal cord for long periods with high spatial and temporal resolution. This technique can be adapted for other regions of the nervous system and developing embryo.

Imaging ad alta risoluzione dal vivo del comportamento delle cellule in via di sviluppo neuroepitelio

The embryonic spinal cord consists of cycling neural progenitor cells that give rise to a large percentage of the neuronal and glial cells of the central ...

Co-analysis of Brain Structure and Function using fMRI and Diffusion-weighted Imaging

The study of complex computational systems is facilitated by network maps, such as circuit diagrams. Such mapping is particularly informative when studying the brain, as the functional role that a brain area fulfills may be largely defined by its connections to other brain areas. In this report, we describe a novel, non-invasive approach for relating brain structure and function using magnetic resonance imaging (MRI). This approach, a combination of structural imaging of long-range fiber connections and functional imaging data, is illustrated in two distinct cognitive domains, visual attention and face perception. Structural imaging is performed with diffusion-weighted imaging (DWI) and fiber tractography, which track the diffusion of water molecules along white-matter fiber tracts in the brain (Figure 1). By visualizing these fiber tracts, we are able to investigate the long-range connective architecture of the brain. The results compare favorably with one of the most widely-used techniques in DWI, diffusion tensor imaging (DTI). DTI is unable to resolve complex configurations of fiber tracts, limiting its utility for constructing detailed, anatomically-informed models of brain function. In contrast, our analyses reproduce known neuroanatomy with precision and accuracy. This advantage is partly due to data acquisition procedures: while many DTI protocols measure diffusion in a small number of directions (e.g., 6 or 12), we employ a diffusion spectrum imaging (DSI)1, 2 protocol which assesses diffusion in 257 directions and at a range of magnetic gradient strengths. Moreover, DSI data allow us to use more sophisticated methods for reconstructing acquired data. In two experiments (visual attention and face perception), tractography reveals that co-active areas of the human brain are anatomically connected, supporting extant hypotheses that they form functional networks. DWI allows us to create a "circuit diagram" and reproduce it on an individual-subject basis, for the purpose of monitoring task-relevant brain activity in networks of interest.

We describe a novel approach for simultaneous analysis of brain function and structure using magnetic resonance imaging (MRI). We assess brain structure with high-resolution diffusion-weighted imaging and white-matter fiber tractography. Unlike standard structural MRI, these techniques allow us to directly relate anatomical connectivity to functional properties of brain networks.

Co-analisi della struttura e delle funzioni cerebrali con fMRI e Diffusion-weighted imaging

The study of complex computational systems is facilitated by network maps, such as circuit diagrams. Such mapping is particularly informative when ...

In Vivo Two-photon Imaging Of Experience-dependent Molecular Changes In Cortical Neurons

The brain's ability to change in response to experience is essential for healthy brain function, and abnormalities in this process contribute to a variety of brain disorders1,2. To better understand the mechanisms by which brain circuits react to an animal's experience requires the ability to monitor the experience-dependent molecular changes in a given set of neurons, over a prolonged period of time, in the live animal. While experience and associated neural activity is known to trigger gene expression changes in neurons1,2, most of the methods to detect such changes do not allow repeated observation of the same neurons over multiple days or do not have sufficient resolution to observe individual neurons3,4. Here, we describe a method that combines in vivo two-photon microscopy with a genetically encoded fluorescent reporter to track experience-dependent gene expression changes in individual cortical neurons over the course of day-to-day experience. 
One of the well-established experience-dependent genes is Activity-regulated cytoskeletal associated protein (Arc)5,6. The transcription of Arc is rapidly and highly induced by intensified neuronal activity3, and its protein product regulates the endocytosis of glutamate receptors and long-term synaptic plasticity7. The expression of Arc has been widely used as a molecular marker to map neuronal circuits involved in specific behaviors3. In most of those studies, Arc expression was detected by in situ hybridization or immunohistochemistry in fixed brain sections. Although those methods revealed that the expression of Arc was localized to a subset of excitatory neurons after behavioral experience, how the cellular patterns of Arc expression might change with multiple episodes of repeated or distinctive experiences over days was not investigated. 
In vivo two-photon microscopy offers a powerful way to examine experience-dependent cellular changes in the living brain8,9. To enable the examination of Arc expression in live neurons by two-photon microscopy, we previously generated a knock-in mouse line in which a GFP reporter is placed under the control of the endogenous Arc promoter10. This protocol describes the surgical preparations and imaging procedures for tracking experience-dependent Arc-GFP expression patterns in neuronal ensembles in the live animal. In this method, chronic cranial windows were first implanted in Arc-GFP mice over the cortical regions of interest. Those animals were then repeatedly imaged by two-photon microscopy after desired behavioral paradigms over the course of several days. This method may be generally applicable to animals carrying other fluorescent reporters of experience-dependent molecular changes4.

In Vivo Two-photon Imaging Of Experience-dependent Molecular Changes In Cortical Neurons

Experience-dependent molecular changes in neurons are essential for the brain's ability to adapt in response to behavioral challenges. An in vivo two-photon imaging method is described here that allows the tracking of such molecular changes in individual cortical neurons through genetically encoded reporters.

In Vivo a due fotoni di imaging dei cambi molecolari esperienza-dipendenti nei neuroni corticali

The brain's ability to change in response to experience is essential for healthy brain function, and abnormalities in this process contribute to a variety ...

Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster has been used as an excellent model organism to study environmental and genetic manipulations that affect behavior. One such behavior is spontaneous locomotor activity. Here we describe our protocol that utilizes Drosophila population monitors and a tracking system that allows continuous monitoring of the spontaneous locomotor activity of flies for several days at a time. This method is simple, reliable, and objective and can be used to examine the effects of aging, sex, changes in caloric content of food, addition of drugs, or genetic manipulations that mimic human diseases.

Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster are useful in studying genetic or environmental manipulations that affect behaviors such as spontaneous locomotor activity.&#160; Here we describe a protocol that utilizes monitors with infrared beams and data analysis software to quantify spontaneous locomotor activity.&#160;

Determinazione del locomotore attività spontanea in<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Drosophila melanogaster has been used as an excellent model organism to study environmental and genetic manipulations that affect behavior. One such ...

Dyeing Insects for Behavioral Assays: the Mating Behavior of Anesthetized Drosophila

Mating experiments using Drosophila have contributed greatly to the understanding of sexual selection and behavior. Experiments often require simple, easy and cheap methods to distinguish between individuals in a trial. A standard technique for this is CO2 anaesthesia and then labelling or wing clipping each fly. However, this is invasive and has been shown to affect behavior. Other techniques have used coloration to identify flies. This article presents a simple and non-invasive method for labelling Drosophila that allows them to be individually identified within experiments, using food coloring. This method is used in trials where two males compete to mate with a female. Dyeing allowed quick and easy identification. There was, however, some difference in the strength of the coloration across the three species tested. Data is presented showing the dye has a lower impact on mating behavior than CO2 in Drosophila melanogaster. The impact of CO2 anaesthesia is shown to depend on the species of Drosophila, with D. pseudoobscura and D. subobscura showing no impact, whereas D. melanogaster males had reduced mating success. The dye method presented is applicable to a wide range of experimental designs.

Dyeing Insects for Behavioral Assays: the Mating Behavior of Anesthetized Drosophila

This protocol describes a simple, cost effective way to individually identify Drosophila or other insects. Demonstration data investigating mating success across three species of Drosophila show that this method is comparable or better than the use of CO2 anaesthesia.

Tintoria Insetti per comportamentali saggi: il comportamento di accoppiamento di anestetizzati<em&gt; Drosophila</em

Mating experiments using Drosophila have contributed greatly to the understanding of sexual selection and behavior. Experiments often require simple, easy ...

A Simple Flight Mill for the Study of Tethered Flight in Insects

Flight in insects can be long-range migratory flights, intermediate-range dispersal flights, or short-range host-seeking flights. Previous studies have shown that flight mills are valuable tools for the experimental study of insect flight behavior, allowing researchers to examine how factors such as age, host plants, or population source can influence an insects' propensity to disperse. Flight mills allow researchers to measure components of flight such as speed and distance flown. Lack of detailed information about how to build such a device can make their construction appear to be prohibitively complex. We present a simple and relatively inexpensive flight mill for the study of tethered flight in insects. Experimental insects can be tethered with non-toxic adhesives and revolve around an axis by means of a very low friction magnetic bearing. The mill is designed for the study of flight in controlled conditions as it can be used inside an incubator or environmental chamber. The strongest points are the very simple electronic circuitry, the design that allows sixteen insects to fly simultaneously allowing the collection and analysis of a large number of samples in a short time and the potential to use the device in a very limited workspace. This design is extremely flexible, and we have adjusted the mill to accommodate different species of insects of various sizes.

Flight in insects is influenced by a number of factors and the propensity to disperse is an important variable in understanding insect ecology and biological control strategies. We describe the construction and use of a simple, relatively inexpensive, and flexible flight mill for measuring parameters of tethered flight in insects.

Un semplice volo Mill per lo Studio del Tethered Volo in Insetti

Flight in insects can be long-range migratory flights, intermediate-range dispersal flights, or short-range host-seeking flights. Previous studies have ...

Time-dependent Increase in the Network Response to the Stimulation of Neuronal Cell Cultures on Micro-electrode Arrays

Micro-electrode arrays (MEAs) can be used to investigate drug toxicity, design paradigms for next-generation personalized medicine, and study network dynamics in neuronal cultures. In contrast with more traditional methods, such as patch-clamping, which can only record activity from a single cell, MEAs can record simultaneously from multiple sites in a network, without requiring the arduous task of placing each electrode individually. Moreover, numerous control and stimulation configurations can be easily applied within the same experimental setup, allowing for a broad range of dynamics to be explored. One of the key dynamics of interest in these in vitro studies has been the extent to which cultured networks display properties indicative of learning. Mouse neuronal cells cultured on MEAs display an increase in response following training induced by electrical stimulation. This protocol demonstrates how to culture neuronal cells on MEAs; successfully record from over 95% of the plated dishes; establish a protocol to train the networks to respond to patterns of stimulation; and sort, plot, and interpret the results from such experiments. The use of a proprietary system for stimulating and recording neuronal cultures is demonstrated. Software packages are also used to sort neuronal units. A custom-designed graphical user interface is used to visualize post-stimulus time histograms, inter-burst intervals, and burst duration, as well as to compare the cellular response to stimulation before and after a training protocol. Finally, representative results and future directions of this research effort are discussed.

Mouse neuronal cells cultured on multi-electrode arrays display an increase in response following electrical stimulation. This protocol demonstrates how to culture neurons, how to record activity, and how to establish a protocol to train the networks to respond to patterns of stimulation.

Aumento del tempo della risposta alla rete alla stimolazione delle colture cellulari neuronali sulle matrici di microelettrodi

Micro-electrode arrays (MEAs) can be used to investigate drug toxicity, design paradigms for next-generation personalized medicine, and study network ...

High-throughput Analysis of Locomotor Behavior in the Drosophila Island Assay

Advances in next-generation sequencing technologies contribute to the identification of (candidate) disease genes for movement disorders and other neurological diseases at an increasing speed. However, little is known about the molecular mechanisms that underlie these disorders. The genetic, molecular, and behavioral toolbox of Drosophila melanogaster makes this model organism particularly useful to characterize new disease genes and mechanisms in a high-throughput manner. Nevertheless, high-throughput screens require efficient and reliable assays that, ideally, are cost-effective and allow for the automatized quantification of traits relevant to these disorders. The island assay is a cost-effective and easily set-up method to evaluate Drosophila locomotor behavior. In this assay, flies are thrown onto a platform from a fixed height. This induces an innate motor response that enables the flies to escape from the platform within seconds. At present, quantitative analyses of filmed island assays are done manually, which is a laborious undertaking, particularly when performing large screens.
This manuscript describes the &#34;Drosophila Island Assay&#34; and &#34;Island Assay Analysis&#34; algorithms for&#160;high-throughput, automated data processing and quantification of island assay data. In the setup, a simple webcam connected to a laptop collects an image series of the platform while the assay is performed. The &#34;Drosophila Island Assay&#34; algorithm developed for the open-source software Fiji processes these image series and quantifies, for each experimental condition, the number of flies on the platform over time. The &#34;Island Assay Analysis&#34; script, compatible with the free software R, was developed to automatically process the obtained data and to calculate whether treatments/genotypes are statistically different. This greatly improves the efficiency of the island assay and makes it a powerful readout for basic locomotion and flight behavior. It can thus be applied to large screens investigating fly locomotor ability, Drosophila models of movement disorders, and drug efficacy.

High-throughput Analysis of Locomotor Behavior in the Drosophila Island Assay

The island assay is a relatively new, cost-effective assay that can be used to evaluate the basic locomotor behavior of Drosophila melanogaster. This manuscript describes algorithms for automatic data processing and objective quantification of island assay data, making this assay a sensitive, high-throughput readout for large genetic or pharmacological screens.

Studiare le basi neurali del comportamento adattivo Locomotore in Insetti

Riepilogo

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Capitoli in questo video

Registrazioni Sensillum singolo in Insetti Drosophila melanogaster E Anopheles gambiae

Studiare l'integrazione degli adulti nati Neuroni

Imaging ad alta risoluzione dal vivo del comportamento delle cellule in via di sviluppo neuroepitelio

Co-analisi della struttura e delle funzioni cerebrali con fMRI e Diffusion-weighted imaging

In Vivo a due fotoni di imaging dei cambi molecolari esperienza-dipendenti nei neuroni corticali

Determinazione del locomotore attività spontanea in

Tintoria Insetti per comportamentali saggi: il comportamento di accoppiamento di anestetizzati

Un semplice volo Mill per lo Studio del Tethered Volo in Insetti

Aumento del tempo della risposta alla rete alla stimolazione delle colture cellulari neuronali sulle matrici di microelettrodi

High-throughput analisi del comportamento motorio nell'analisi di Isola della drosofila