אנו מכירים במקורות המימון הבאים: NIH NINDS – K08NS101122 (JB), R01NS040337 (JK), R01NS044370 (JK), בית הספר לרפואה של אוניברסיטת וירג'יניה (JB).

כל המחקרים בבעלי חיים אושרו על ידי הוועדה המוסדית לטיפול בבעלי חיים ושימוש (IACUC) של אוניברסיטת וירג'יניה.
1. בניין אלקטרודה / בניין כבלים
<ol><li>השתמש בחוט נירוסטה מבודד חד קוטבי (קוטר חשוף בגודל 0.005 אינץ', מצופה "0.008) כדי ליצור אלקטרודה המחוברת למחבר שקע נקבה (מחבר כלי קיבול נשי 0.079).</li>
	<li>השתמש בכבל מיוחד בהתאמה אישית כדי לחבר בעלי חיים למגבר.<ol>
<li>חבר מחבר זכר בעל 4 פינים (מחבר זכר 0.079) לאחדות של 4 ערוצים, השג עכום התואם למגבר תפעולי (op-amp). חבר נגד 10K לחוטים המתחברים לסוללת ה-9 V. חוט קרקע שאינו מחובר למגבר הפעולה פועל כנקודת האמצע של הסוללה.</li>
		<li>חבר קצה אחד של הכבל (AWG, 0.012" OD) למגבר החיבור וחבר את הקצה השני של הכבל למגבר.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. ניתוח השתלת אלקטרודה
<ol><li>הרדמה הגור (לאחר ההונאה 9) עם 4-5% איזופלוראן במכסה המנוע זרימה כלפי מטה. לפני תחילת ההליך, להזריק את הגורים עם bupivacaine (0.02-0.05 מ"ל, 0.25% חדירה מקומית תת עורית).</li>
	<li>ברגע שהחיה חסרת תנועה, העבר לשלב סטריאוטקטי עם חרוט באף. השתמש בצד ההפוך של מוט האוזן כפי שהוא רך להחזיק את הראש יציב. בגיל זה, גורים אין אוזן מפותחת לחלוטין להשתמש בקצה מחודד של חטיף האוזן.</li>
	<li>להנמיך את זרימת האיזופלוריין ולשמור אותו ב 2.5-3%. לפקוח עין על נשימה קבועה של הגור לאורך כל הניתוח. צבוט את הזנב כדי לבדוק את תגובת הכאב ולאחר מכן להמשיך לתחכים.</li>
	<li>לחטא את אזור ההשתכה על הגולגולת עם betadine ואלכוהול (3 מחזורים של יוד לסירוגין ו 70% אתנול). עוטפים את חלק הגוף שמסביב כך שאזור ההסתה נראה לעין.</li>
	<li>פתחו את הקרקפת הקדמית-אחורית מעט מעל העיניים וחזרו בהן כ-0.5 ס"מ מהעור. מקם מחדש את ראש העכבר על הבמה הסטריאוטקסית כך שהעור מושך החוצה וחושף את הגולגולת.</li>
	<li>החל מי חמצן על הגולגולת באמצעות צמר גפן ולגרד את הגולגולת נקי באמצעות להב אזמל. הגולגולת רכה מאוד; לנקוט זהירות בעת גירוד.</li>
	<li>החל טיפה אחת (כ 50 μL) של דבק ולהפיץ אותו סביב אזור הגולגולת החשוף באמצעות אפליקטור שלה. לחשוף לאור UV במשך 40 s כדי להגדיר את הדבק.</li>
	<li>מדוד את הקואורדינטות באמצעות ברגמה החשופה כהפניה. שתל אלקטרודות דו-צדדיות באזור CA1 של ההיפוקמפוס [-3.5 מ"מ דורסל-גחון (DV), ±2 מ"מ מנדל-לרוחב (ML), -1.75 מ"מ עמוק (D)] ובדו-צדדי בקליפת המוח הקודקודית [-1.22 מ"מ DV, ±0.5 מ"מ ML, -1 מ"מ D] ואלקטרודה ייחוס במוח הקטן17. השתמש במחט 32 G כדי ליצור חור באזור המסומן.</li>
	<li>נקה את הדם מפני השטח של הגולגולת. אלקטרודות נמוכות המחוברות למחבר השקע הנשי למוח בעזרת הזרוע הסטריאוטקסית ולתקן במקום עם אקריליק שיניים. להשתיל את האלקטרודה במוח. אוזניות מחבר השקע יושבות על גבי הגולגולת מודבקות יחד על ידי אקריליק דנטלי.</li>
	<li>הזריקו קטופרפן (5 מ"ג/ק"ג) באופן תת עורי באזור הבין-כוכבי לאחר שהחשמל תוקן. מחזירים את הגורים לאם. הערה: הצג חצי מהפסולת עם האוזניות בבת אחת לאם במקום להציג אותן אחת בכל פעם. זה ימנע מאמא לפגוע באוזניות של הגור.</li>
</ol>3. הגדרה והקלטה של EEG (בסיסי/טרום פגיעה)
<ol><li>לאחר 24 שעות של התאוששות לאחר השתלת אלקטרודה, מניחים כל חיה בתא פרספקס מחומם (37 °C) בהתאמה אישית להקלטת EEG. חדר זה ישמש גם כתא היפוקסיה.</li>
	<li>חברו גורים בתא למערכת ניטור וידאו-EEG באמצעות כבל גמיש (כבל op-amp בהתאמה אישית). הערה: עם האוזניות במקום, העכברים ניידים באופן חופשי ואינם מפגינים הבדלים בהתנהגות. לאחר חיבור חוטי האלקטרודה, החוטים חייבים להיות מותאמים בתוך כבל התא על מנת לספק את הכמות הנכונה של מרווח, כך הגור יכול לנוע בחופשיות ברחבי התא.</li>
	<li>דיגיטציה של נתוני ה- EEG ב- 1000 הרץ עם רווח 1K באמצעות מגבר דשא. סקור את אות ה- EEG (מסנן מעבר רצועה בין 3-70 הרץ) מאוחר יותר באמצעות תוכנה (למשל, LabChart Pro).</li>
	<li>הקלט EEG בסיסי לפני פציעה במשך 30 דקות לפני ניתוק בעלי חיים עבור הליך קשירת עורק עורקים.</li>
</ol>4. קשירת עורק עורקים שמאלית
<ol><li>הרדמה הגור (לאחר היילוד 10) עם 4-5% איזופלוראן במכסה זרימה כלפי מטה ומניחים אותם על התקנה מסודרת במיוחד על כרית מרחץ מים. מקם את עלון החיה ואבטח את החלק המנומר עם סרט נייר.<ol>
<li>תנמיך את זרימת האיזופלוריין ל-2-3%. צבוט את הזנב לתגובה לכאב ולנטר את הנשימה לאורך כל ההליך.</li>
	</ol>
</li>
	<li>לחטא את אזור הסינג '(בין הלסת הלסת לבריח) בצד שמאל של הצוואר עם בטדין ואלכוהול (3 מחזורים של יוד לסירוגין ו -70% אתנול).</li>
	<li>בצע תרסיס באורך של כ-1 ס"מ בצד שמאל של הצוואר באמצעות מיקרו-רסיסים. באמצעות מיקרוסקופ מנתח, בזהירות לסגת הרקמה התת עורית ואת העור כדי לחשוף את העורק הראשי. יש להקפיד לזהות את עצב הוואגוס (ריצה רוחבית לעורק) ולהפריד בעדינות ולהסיר אותו מהעורק.</li>
	<li>השחיל תיל משי סטרילי באורך 5 ס"מ מתחת לעורק באמצעות מיקרו-כוחספס. לקשור תיל כפול קשור סביב העורק כדי לחנוק את זרימת.</li>
	<li>חותכים את התפר העודף וסוגרו את העורק החשוף על ידי משיכת הרקמה והעור התת עורי. השתמש בקשר וטרינר כדי לאטום את החתירה.</li>
	<li>מניחים את החיה בחזרה על ניטור EEG רציף בתא בטמפרטורת החדר, אשר ממוקם על מזרן חימום. יש ליטול בדיקת טמפרטורת אינפרא אדום נקודתית של טמפרטורת הליבה של הגור כדי להימנע מפתיחת התא. אפשר לחיה להתאושש במשך שעה אחת לפני היפוקסיה.</li>
</ol>5. EEG והיפוקסיה
<ol><li>צג באופן רציף FiO2 (שבריר של חמצן השראה) בתוך התא באמצעות צג חמצן.</li>
	<li>לשטוף את התא עם 60 L / min של 100% N2 ו 0.415 L / min עבור 100% O2. ברגע רוויית החמצן בתא מגיע 12%, להקטין את זרימת N2 ל 10 L / min תוך שמירה על זרימת O2 ללא שינוי. עם התאמות קטנות, לשמור על FiO2 ב 8% במשך 45 דקות.</li>
	<li>לאחר 45 דקות של חשיפה היפוקסיה, להחזיר FiO2 ל 21%.</li>
	<li>יש גורים להתאושש בתא ולפקח על EEG עבור 2 שעות לאחר היפוקסיה.</li>
	<li>לאחר סיום תקופת ההקלטה, נתק עכברים מהקלטת EEG וחזר לאם.</li>
</ol>6. ניתוח EEG
<ol><li>נתח את קובץ ה- EEG באמצעות וידאו ב- LabChart Pro. יש חוקר עיוור לסמן את EEG להתקפים ודפוסי רקע17. התקפים מוגדרים כאירוע אלקטרוגרפי הנמשך יותר מ -10 שניות עם הפרשות גל חדות בקצב גבוה (≥3x בסיסי) עם אבולוציה ברורה17.</li>
	<li>יש סקירת חוקר עיוור שני אירועים מסומנים באקראי להסכמה.</li>
	<li>סקור וידאו משויך עבור כל אירוע אלקטרוגרפי מסומן ולנתח על פי ציון תפיסה התנהגותית מכרסם יילודים16. בקצרה, ציון זה נע בין 0-6 (חוסר תנועה להתנהגות טוניק-קלוני חמור). כדי לאפיין עוד יותר את סמילוגיית ההתקפים, ניתחו התנהגות לרוחב (תנועות רב-מוקדיות/דו-צדדיות לעומת מוקד/חד-צדדי לעומת מעורב).</li>
	<li>צור ספקטרוגרמת כוח. השתמש בהסטת פורייה מהירה עם חלון נתונים של Cosine-Bell בגודל של 1024 נקודות נתונים. צור ציר x חלק בספקטרוגרמה בעזרת חפיפת חלון של 87.5%. לבטא את הכוח כמו μV218.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Vasudevan, C., Levene, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Epidemiology+and+aetiology+of+neonatal+seizures.">Epidemiology and aetiology of neonatal seizures.</a> Seminars in Fetal &amp; Neonatal Medicine. , (2013).</li><li>Volpe, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neonatal+Seizures.">Neonatal Seizures.</a> Volpe's Neurology of the Newborn. , 275-321 (2018).</li><li>Shankaran, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Network+EKSNNR.+Childhood+outcomes+after+hypothermia+for+neonatal+encephalopathy.">Network EKSNNR. Childhood outcomes after hypothermia for neonatal encephalopathy.</a> New England Journal of Medicine. 366 (22), 2085-2092 (2012).</li><li>Pappas, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cognitive+outcomes+after+neonatal+encephalopathy.">Cognitive outcomes after neonatal encephalopathy.</a> Pediatrics. 135 (3), 624-634 (2015).</li><li>van Schie, P. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-term+motor+and+behavioral+outcome+after+perinatal+hypoxic-ischemic+encephalopathy.">Long-term motor and behavioral outcome after perinatal hypoxic-ischemic encephalopathy.</a> European Journal of Paediatric Neurology. 19 (3), 354-359 (2015).</li><li>Rensing, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Longitudinal+analysis+of+developmental+changes+in+electroencephalography+patterns+and+sleep-wake+states+of+the+neonatal+mouse.">Longitudinal analysis of developmental changes in electroencephalography patterns and sleep-wake states of the neonatal mouse.</a> PLoS One. 13 (11), 1-17 (2018).</li><li>Rice, J. E., Vannucci, R. C., Brierley, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+influence+of+immaturity+on+hypoxic-ischemic+brain+damage+in+the+rat.">The influence of immaturity on hypoxic-ischemic brain damage in the rat.</a> Annals of Neurology. 9 (2), 131-141 (1981).</li><li>Burnsed, J. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hypoxia-ischemia+and+therapeutic+hypothermia+in+the+neonatal+mouse+brain--a+longitudinal+study.">Hypoxia-ischemia and therapeutic hypothermia in the neonatal mouse brain--a longitudinal study.</a> PLoS One. 10 (3), 0118889 (2015).</li><li>Semple, B. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Brain+development+in+rodents+and+humans:+Identifying+benchmarks+of+maturation+and+vulnerability+to+injury+across+species.">Brain development in rodents and humans: Identifying benchmarks of maturation and vulnerability to injury across species.</a> Progress in Neurobiology. , 1-16 (2013).</li><li>Comi, A. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gabapentin+neuroprotection+and+seizure+suppression+in+immature+mouse+brain+ischemia.">Gabapentin neuroprotection and seizure suppression in immature mouse brain ischemia.</a> Pediatric Research. 64 (1), 81-85 (2008).</li><li>Comi, A. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+model+of+stroke+and+ischemic+seizures+in+the+immature+mouse.">A new model of stroke and ischemic seizures in the immature mouse.</a> Pediatric Neurology. 31 (4), 254-257 (2004).</li><li>Kadam, S. D., White, A. M., Staley, K. J., Dudek, F. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Continuous+Electroencephalographic+Monitoring+with+Radio-Telemetry+in+a+Rat+Model+of+Perinatal+Hypoxia-Ischemia+Reveals+Progressive+Post-Stroke+Epilepsy.">Continuous Electroencephalographic Monitoring with Radio-Telemetry in a Rat Model of Perinatal Hypoxia-Ischemia Reveals Progressive Post-Stroke Epilepsy.</a> Journal of Neuroscience. 30 (1), 404-415 (2010).</li><li>Burnsed, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neuronal+Circuit+Activity+during+Neonatal+Hypoxic+-+Ischemic+Seizures+in+Mice.">Neuronal Circuit Activity during Neonatal Hypoxic - Ischemic Seizures in Mice.</a> Annals of Neurology. 86, 927-938 (2019).</li><li>Sampath, D., White, A. M., Raol, Y. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+neonatal+seizures+in+an+animal+model+of+hypoxic-ischemic+encephalopathy.">Characterization of neonatal seizures in an animal model of hypoxic-ischemic encephalopathy.</a> Epilepsia. 55 (7), 985-993 (2014).</li><li>Sampath, D., Valdez, R., White, A. M., Raol, Y. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anticonvulsant+effect+of+flupirtine+in+an+animal+model+of+neonatal+hypoxic-ischemic+encephalopathy.">Anticonvulsant effect of flupirtine in an animal model of neonatal hypoxic-ischemic encephalopathy.</a> Neuropharmacology. 123, 126-135 (2017).</li><li>Kang, S. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=and+sex-dependent+susceptibility+to+phenobarbital-resistant+neonatal+seizures:+role+of+chloride+co-transporters.">and sex-dependent susceptibility to phenobarbital-resistant neonatal seizures: role of chloride co-transporters.</a> Frontiers in Cellular Neuroscience. 9, 1-16 (2015).</li><li>Zanelli, S., Goodkin, H. P., Kowalski, S., Kapur, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Impact+of+transient+acute+hypoxia+on+the+developing+mouse+EEG.">Impact of transient acute hypoxia on the developing mouse EEG.</a> Neurobiology of Disease. 68, 37-46 (2014).</li><li>Lewczuk, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=EEG+and+behavior+patterns+during+experimental+status+epilepticus.">EEG and behavior patterns during experimental status epilepticus.</a> Epilepsia. 59 (2), 369-380 (2017).</li><li>Wu, D., Martin, L. J., Northington, F. J., Zhang, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Oscillating+gradient+diffusion+MRI+reveals+unique+microstructural+information+in+normal+and+hypoxia-ischemia+injured+mouse+brains.">Oscillating gradient diffusion MRI reveals unique microstructural information in normal and hypoxia-ischemia injured mouse brains.</a> Magnetic Resonance in Medicine. 72 (5), 1366-1374 (2014).</li></ol>

הצגנו מודל לניטור רציף של וידאו-EEG בעכברים יילודים במהלך התקפים היפוקסיים-איסכמיים. ניתוח וידאו בשילוב עם EEG מאפשר אפיון של סמיולוגיה התקפים. ניתוח של EEG מאפשר מיצוי ספקטרוגרמות כוח וניתוח משרעת רקע.
מיקום נכון וזהיר של אלקטרודות הוא קריטי בפרוטוקול זה, כמו פגיעה במהלך מיקום...

אנצפלופתיה איסכמית היפוקסית (HIE) היא מצב המשפיע על 1.5 ב-1,000 תינוקות בשנה והוא הגורם השכיח ביותר להתקפי יילודים1,2. תינוקות ששרדו נמצאים בסיכון למוגבלויות נוירולוגיות שונות כגון שיתוק מוחין, נכות שכלית ואפילפסיה3,4,5.
מודלים של בעלי חיים ממלאים תפקיד קריטי בהבנת וחקירת הפתופיזיולוגיה של איסכמיה היפוקסיה והתקפי יילודים6,7. מודל Vannucci שונה משמש כדי לגרום היפוקסיה איסכמיה (HI) ביום שלאחר הנתיחת 10 (p10)7,8. גורי עכברים בגיל זה מתרגמים בערך נוירולוגית למונח הניאונט האנושי המלא9.
ניטור אלקטרואנצפלוגרפיה רציף של וידאו (EEG) המשמש בשילוב עם מודל פגיעה זה מאפשר הבנה ואפיון נוספים של התקפים איסכמיים היפוקסיים יילודים. מחקרים קודמים השתמשו בשיטות שונות לניתוח התקפי יילודים במכרסמים, כולל הקלטות וידאו, הקלטות EEG מוגבלות והקלטות EEG טלמטריה10,11,12,13,14,15,16. בכתב היד הבא, אנו דנים לעומק בתהליך הקלטת EEG וידאו רציף בגורי עכבר במהלך היפוקסיה-איסכמיה. טכניקה זו לניטור EEG וידאו רציף בגורי עכבר יילודים יכולה להיות מיושמת על מגוון מודלים של מחלות ותקפים.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>SURGERY</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ball Point Applicator</td>
			<td>Metrex Research</td>
			<td>8300-F</td>
			<td>i-bond applicator</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cranioplast (Powder/Resin)</td>
			<td>Coltene</td>
			<td>H00383</td>
			<td>Perm Reline/Power</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>I-Bond</td>
			<td>Kulzer GmbH, Germany</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LOOK Silk Suture</td>
			<td>Surgical Specialities Corporation</td>
			<td>SP115</td>
			<td>LOOK SP115 Black Braided Silk Non absorbable surgical suture</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>RS-5168 Botvin Forceps</td>
			<td>Roboz Surgical Instrument</td>
			<td>RS5168</td>
			<td>Forcep for surgery/ligation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>RS-5138 Graefe Forceps</td>
			<td>Roboz Surgical Instrument</td>
			<td>RS5138</td>
			<td>Forcep for surgery/ligation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>UV light for I-Bond</td>
			<td>Blast Lite By First Media</td>
			<td>BL778</td>
			<td>UV ligth for I-bond</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vannas Microdissecting Scissor</td>
			<td>Roboz Surgical Instrument</td>
			<td>RS5618</td>
			<td>Scissor for ligation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vet Bond</td>
			<td>3M Vetbond</td>
			<td>1469SB</td>
			<td>Vet Glue</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HYPOXIA</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hypoxidial</td>
			<td>Starr Life Science</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Oxygen sensor</td>
			<td>Medical Products</td>
			<td></td>
			<td>MiniOxI- oxygen analyzer/sensor for hypoxia rig</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>EEG RECORDING</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Female receptacle connector 0.079&#34;</td>
			<td>Mill-Max Manufacturing Corp</td>
			<td>832-10-024-10-001000</td>
			<td>Ordered from Digikey</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Grass Amplifier</td>
			<td>Natus Neurology Incorporated</td>
			<td></td>
			<td>Grass Product</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LabChart Pro</td>
			<td>ADI Instruments</td>
			<td></td>
			<td>Software to run the system</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Male Socket Connector 0.079&#34;</td>
			<td>Mill-Max Manufacturing Corp</td>
			<td>833-43-024-20-001000</td>
			<td>Ordered from Digikey</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Operational Amplifier</td>
			<td>Texas Instruments, Dallas, TX, USA</td>
			<td>TLC2274CD</td>
			<td>TLC2274 Quad Low&#8208;Noise Rail&#8208;to Rail Operational Amplifier</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Operational Amplifier</td>
			<td>Texas Instruments, Dallas, TX, USA</td>
			<td>TLC2272ACDR</td>
			<td>TLC2274 Quad Low&#8208;Noise Rail&#8208;to Rail Operational Amplifier</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stainless Steel wire</td>
			<td>A-M Systems</td>
			<td>791400</td>
			<td>0.005&#34; Bare/0.008&#34; Coated 100 ft</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ultra-Flexible Wire</td>
			<td>McMaster-Carr</td>
			<td>9564T1</td>
			<td>36 Gauze wire of various color</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

continuous video electroencephalogram during hypoxia-ischemia in neonatal mice

היפוקסיה איסכמיה היא הגורם הנפוץ ביותר להתקפי יילודים. מודלים של בעלי חיים חיוניים להבנת המנגנונים והפיזיולוגיה שבבית התקפי יילודים ואיסכמיה היפוקסיה. כתב יד זה מתאר שיטה לניטור אלקטרואנצפלוגרמה וידאו רציף (EEG) בעכברים יילודים כדי לזהות התקפים ולנתח רקע EEG במהלך איסכמיה היפוקסיה. השימוש בווידאו ו- EEG בשילוב מאפשר תיאור של סמיולוגיה של התקפים ואישור התקפים. שיטה זו מאפשרת גם ניתוח של ספקטרוגרמות כוח ומגמות דפוסי רקע EEG לאורך תקופת הניסוי. במודל היפוקסיה איסכמיה זה, השיטה מאפשרת הקלטת EEG לפני הפציעה כדי לקבל בסיס נורמטיבי במהלך פציעה והתאוששות. זמן הניטור הכולל מוגבל על ידי חוסר היכולת להפריד גורים מהאם במשך יותר מארבע שעות. אמנם, השתמשנו במודל של התקפים היפוקסיים-איסכמיים בכתב יד זה, שיטה זו לניטור EEG וידאו יילודים יכול להיות מיושם מודלים שונים של מחלות ותפיסות מכרסמים.

סמיולוגיה של התקפים
חשיפה להיפוקסיה-איסכמיה יילודים גורמת להתקפים כלליים ומוקדיים בעכברים (איור 1A-C). הקלטות EEG וידאו מאפשרות לממצאים אלקטרוגרפיים להיות מתואמים להתנהגות בוידאו. התנהגויות אלה קיבלו ציון באמצעות ציון תפיסה התנהגותית של מכרסם ?...

Watch this Scientific Journal Video about Continuous Video Electroencephalogram during Hypoxia-Ischemia in Neonatal Mice at JoVE.com

Continuous Video Electroencephalogram during Hypoxia-Ischemia in Neonatal Mice

כתב יד זה מתאר שיטה להקלטות EEG וידאו מתמשכות באמצעות אלקטרודות עומק מרובות בעכברים יילודים העוברים היפוקסיה-איסכמיה.

אלקטרואנצפלוגרמה וידאו רציפה במהלך היפוקסיה-איסכמיה בעכברים יילודים

Hypoxia ischemia is the most common cause of neonatal seizures. Animal models are crucial for understanding the mechanisms and physiology underlying ...

continuous-video-electroencephalogram-during-hypoxia-ischemia

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Neuroscience

3.3K Views.  University of Virginia. כתב יד זה מתאר שיטה להקלטות EEG וידאו מתמשכות באמצעות אלקטרודות עומק מרובות בעכברים יילודים העוברים היפוקסיה-איסכמיה.

Video: Continuous Video Electroencephalogram during Hypoxia-Ischemia in Neonatal Mice

Video-oculography in Mice

Eye movements are very important in order to track an object or to stabilize an image on the retina during movement. Animals without a fovea, such as the mouse, have a limited capacity to lock their eyes onto a target. In contrast to these target directed eye movements, compensatory ocular eye movements are easily elicited in afoveate animals1,2,3,4. Compensatory ocular movements are generated by processing vestibular and optokinetic information into a command signal that will drive the eye muscles. The processing of the vestibular and optokinetic information can be investigated separately and together, allowing the specification of a deficit in the oculomotor system. The oculomotor system can be tested by evoking an optokinetic reflex (OKR), vestibulo-ocular reflex (VOR) or a visually-enhanced vestibulo-ocular reflex (VVOR). The OKR is a reflex movement that compensates for "full-field" image movements on the retina, whereas the VOR is a reflex eye movement that compensates head movements. The VVOR is a reflex eye movement that uses both vestibular as well as optokinetic information to make the appropriate compensation. The cerebellum monitors and is able to adjust these compensatory eye movements. Therefore, oculography is a very powerful tool to investigate brain-behavior relationship under normal as well as under pathological conditions (f.e. of vestibular, ocular and/or cerebellar origin).
Testing the oculomotor system, as a behavioral paradigm, is interesting for several reasons. First, the oculomotor system is a well understood neural system5. Second, the oculomotor system is relative simple6; the amount of possible eye movement is limited by its ball-in-socket architecture ("single joint") and the three pairs of extra-ocular muscles7. Third, the behavioral output and sensory input can easily be measured, which makes this a highly accessible system for quantitative analysis8. Many behavioral tests lack this high level of quantitative power. And finally, both performance as well as plasticity of the oculomotor system can be tested, allowing research on learning and memory processes9.
Genetically modified mice are nowadays widely available and they form an important source for the exploration of brain functions at various levels10. In addition, they can be used as models to mimic human diseases. Applying oculography on normal, pharmacologically-treated or genetically modified mice is a powerful research tool to explore the underlying physiology of motor behaviors under normal and pathological conditions. Here, we describe how to measure video-oculography in mice8.

Video-oculography is a very quantitative method to investigate ocular motor performance as well as motor learning. Here, we describe how to measure video-oculography in mice. Applying this technique on normal, pharmacologically-treated or genetically modified mice is a powerful research tool to explore the underlying physiology of motor behaviors.

וידאו oculography ב עכברים

Eye movements are very important in order to track an object or to stabilize an image on the retina during movement. Animals without a fovea, such as the ...

Neonatal Subventricular Zone Electroporation

Neural stem cells (NSCs) line the postnatal lateral ventricles and give rise to multiple cell types which include neurons, astrocytes, and ependymal cells1. Understanding the molecular pathways responsible for NSC self-renewal, commitment, and differentiation is critical for harnessing their unique potential to repair the brain and better understand central nervous system disorders. Previous methods for the manipulation of mammalian systems required the time consuming and expensive endeavor of genetic engineering at the whole animal level2. Thus, the vast majority of studies have explored the functions of NSC molecules in vitro or in invertebrates.
Here, we demonstrate the simple and rapid technique to manipulate neonatal NPCs that is referred to as neonatal subventricular zone (SVZ) electroporation. Similar techniques were developed a decade ago to study embryonic NSCs and have aided studies on cortical development3,4 . More recently this was applied to study the postnatal rodent forebrain5-7. This technique results in robust labeling of SVZ NSCs and their progeny. Thus, postnatal SVZ electroporation provides a cost and time effective alternative for mammalian NSC genetic engineering.

We demonstrate a minimally invasive technique referred to as neonatal subventricular zone electroporation. The technique consists of injecting plasmid DNA into the lateral ventricles of neonatal pups and applying electrical current to deliver and genetically manipulate neural stem cells

Electroporation האזור Subventricular ילודים

Neural stem cells (NSCs) line the postnatal lateral ventricles and give rise to multiple cell types which include neurons, astrocytes, and ependymal ...

Neonatal Pial Surface Electroporation

Over the past several years the pial surface has been identified as a germinal niche of importance during embryonic, perinatal and adult neuro- and gliogenesis, including after injury. However, methods for genetically interrogating these progenitor populations and tracking their lineages had been limited owing to a lack of specificity or time consuming production of viruses. Thus, progress in this region has been relatively slow with only a handful of investigations of this location. Electroporation has been used for over a decade to study neural stem cell properties in the embryo, and more recently in the postnatal brain. Here we describe an efficient, rapid, and simple technique for the genetic manipulation of pial surface progenitors based on an adapted electroporation approach. Pial surface electroporation allows for facile genetic labeling and manipulation of these progenitors, thus representing a time-saving and economical approach for studying these cells.

The pial surface is a unique progenitor zone in the CNS that is receiving increasing attention. Herein, we detail a method for rapid genetic manipulation of this progenitor zone using a modified electroporation method. This procedure can be used for cellular and molecular investigations of cell lineages and signaling pathways involved in cell differentiation and to elucidate the fate and properties of daughter cells.

Electroporation שטח pial ילודים

Over the past several years the pial surface has been identified as a germinal niche of importance during embryonic, perinatal and adult neuro- and ...

Intracerebroventricular Viral Injection of the Neonatal Mouse Brain for Persistent and Widespread Neuronal Transduction

With the pace of scientific advancement accelerating rapidly, new methods are needed for experimental neuroscience to quickly and easily manipulate gene expression in the mouse brain. Here we describe a technique first introduced by Passini and Wolfe for direct intracranial delivery of virally-encoded transgenes into the neonatal mouse brain. In its most basic form, the procedure requires only an ice bucket and a microliter syringe. However, the protocol can also be adapted for use with stereotaxic frames to improve consistency for researchers new to the technique. The method relies on the ability of adeno-associated virus (AAV) to move freely from the cerebral ventricles into the brain parenchyma while the ependymal lining is still immature during the first 12-24 hr after birth. Intraventricular injection of AAV at this age results in widespread transduction of neurons throughout the brain. Expression begins within days of injection and persists for the lifetime of the animal. Viral titer can be adjusted to control the density of transduced neurons, while co-expression of a fluorescent protein provides a vital label of transduced cells. With the rising availability of viral core facilities to provide both off-the-shelf, pre-packaged reagents and custom viral preparation, this approach offers a timely method for manipulating gene expression in the mouse brain that is fast, easy, and far less expensive than traditional germline engineering.

Here we demonstrate a technique for widespread neuronal transduction by intraventricular injection of adeno-associated virus into the neonatal mouse brain. This method provides a rapid and easy way to attain lifelong expression of virally-delivered transgenes.

הזרקת נגיפי Intracerebroventricular של ילודים עכבר המוח לתמרה עצבית מתמשכת ונרחבת

With the pace of scientific advancement accelerating rapidly, new methods are needed for experimental neuroscience to quickly and easily manipulate gene ...

A Simple and Inexpensive Method for Determining Cold Sensitivity and Adaptation in Mice

Cold hypersensitivity is a serious clinical problem, affecting a broad subset of patients and causing significant decreases in quality of life. The cold plantar assay allows the objective and inexpensive assessment of cold sensitivity in mice, and can quantify both analgesia and hypersensitivity. Mice are acclimated on a glass plate, and a compressed dry ice pellet is held against the glass surface underneath the hindpaw. The latency to withdrawal from the cooling glass is used as a measure of cold sensitivity.
Cold sensation is also important for survival in regions with seasonal temperature shifts, and in order to maintain sensitivity animals must be able to adjust their thermal response thresholds to match the ambient temperature. The Cold Plantar Assay (CPA) also allows the study of adaptation to changes in ambient temperature by testing the cold sensitivity of mice at temperatures ranging from 30 &#176;C to 5 &#176;C. Mice are acclimated as described above, but the glass plate is cooled to the desired starting temperature using aluminum boxes (or aluminum foil packets) filled with hot water, wet ice, or dry ice. The temperature of the plate is measured at the center using a filament T-type thermocouple probe. Once the plate has reached the desired starting temperature, the animals are tested as described above.
This assay allows testing of mice at temperatures ranging from innocuous to noxious. The CPA yields unambiguous and consistent behavioral responses in uninjured mice and can be used to quantify both hypersensitivity and analgesia. This protocol describes how to use the CPA to measure cold hypersensitivity, analgesia, and adaptation in mice.

The Cold Plantar Assay (CPA) measures cold responsiveness between 30 &#176;C and 5 &#176;C, and can also measure cold adaptation. This protocol describes how to use the CPA to measure cold hypersensitivity, analgesia, and adaptation in mice.

שיטה פשוטה וזולה לקביעה קרה רגישות והסתגלות בעכברים

Cold hypersensitivity is a serious clinical problem, affecting a broad subset of patients and causing significant decreases in quality of life.  The cold ...

Utilizing Combined Methodologies to Define the Role of Plasma Membrane Delivery During Axon Branching and Neuronal Morphogenesis

During neural development, growing axons extend to multiple synaptic partners by elaborating axonal branches. Axon branching is promoted by extracellular guidance cues like netrin-1 and results in dramatic increases to the surface area of the axonal plasma membrane. Netrin-1-dependent axon branching likely involves temporal and spatial control of plasma membrane expansion, the components of which are supplied through exocytic vesicle fusion. These fusion events are preceded by formation of SNARE complexes, comprising a v-SNARE, such as VAMP2 (vesicle-associated membrane protein 2), and plasma membrane t-SNAREs, syntaxin-1 and SNAP25 (synaptosomal-associated protein 25). Detailed herein isa multi-pronged approach used to examine the role of SNARE mediated exocytosis in axon branching. The strength of the combined approach is data acquisition at a range of spatial and temporal resolutions, spanning from the dynamics of single vesicle fusion events in individual neurons to SNARE complex formation and axon branching in populations of cultured neurons. This protocol takes advantage of established biochemical approaches to assay levels of endogenous SNARE complexes and Total Internal Reflection Fluorescence (TIRF) microscopy of cortical neurons expressing VAMP2 tagged with a pH-sensitive GFP (VAMP2-pHlourin) to identify netrin-1 dependent changes in exocytic activity in individual neurons. To elucidate the timing of netrin-1-dependent branching, time-lapse differential interference contrast (DIC) microscopy of single neurons over the order of hours is utilized. Fixed cell immunofluorescence paired with botulinum neurotoxins that cleave SNARE machinery and block exocytosis demonstrates that netrin-1 dependent axon branching requires SNARE-mediated exocytic activity.

Light microscopy techniques coupled with biochemical assays elucidate the involvement of SNARE-mediated exocytosis in netrin-dependent axon branching. This combination of techniques permits identification of molecular mechanisms controlling axon branching and cell shape change.

ניצול מתודולוגיות משולב להגדיר את התפקיד של משלוח ממברנה פלזמה במהלך אקסון מסעף ו העצבית המורפוגנזה

During neural development, growing axons extend to multiple synaptic partners by elaborating axonal branches. Axon branching is promoted by extracellular ...

Video Imaging and Spatiotemporal Maps to Analyze Gastrointestinal Motility in Mice

The enteric nervous system (ENS) plays an important role in regulating gastrointestinal (GI) motility and can function independently of the central nervous system. Changes in ENS function are a major cause of GI symptoms and disease and may contribute to GI symptoms reported in neuropsychiatric disorders including autism. It is well established that isolated colon segments generate spontaneous, rhythmic contractions known as Colonic Migrating Motor Complexes (CMMCs). A procedure to analyze the enteric neural regulation of CMMCs in ex vivo preparations of mouse colon is described. The colon is dissected from the animal and flushed to remove fecal content prior to being cannulated in an organ bath. Data is acquired via a video camera positioned above the organ bath and converted to high-resolution spatiotemporal maps via an in-house software package. Using this technique, baseline contractile patterns and pharmacological effects on ENS function in colon segments can be compared over 3-4 hr. In addition, propagation length and speed of CMMCs can be recorded as well as changes in gut diameter and contraction frequency. This technique is useful for characterizing gastrointestinal motility patterns in transgenic mouse models (and in other species including rat and guinea pig). In this way, pharmacologically induced changes in CMMCs are recorded in wild type mice and in the Neuroligin-3R451C mouse model of autism. Furthermore, this technique can be applied to other regions of the GI tract including the duodenum, jejunum and ileum and at different developmental ages in mice.

This article describes a video imaging technique and high-resolution spatiotemporal mapping to identify changes in the neural regulation of colonic motility in adult mice. Subtle effects on gastrointestinal (GI) function can be detected using this approach in isolated tissue preparations to advance our understanding of GI disease.

הדמיה וידאו ומפות Spatiotemporal לנתח תנועתיות מערכת העיכול של עכברים

The enteric nervous system (ENS) plays an important role in regulating gastrointestinal (GI) motility and can function independently of the central ...

Recording EEG in Freely Moving Neonatal Rats Using a Novel Method

EEG is a useful method to detect electrical activity in the brain. Moreover, it is a widely used diagnostic tool for various neurological conditions, such as epilepsy and neurodegenerative disorders. However, it is technically difficult to obtain EEG recordings in neonates as it requires specialized handling and great care. Here, we present a novel method to record EEG in neonatal rat pups (P8-P15). We designed a simple and reliable electrode using computer pin loci; it can be easily implanted into the skull of a rat pup to record high-quality EEG signals in the normal and epileptic brain. Pups were given an intraperitoneal (i.p.) injection of the neurotoxin kainic acid (KA) to induce epileptic seizures. The surgical implantation performed in this procedure is less expensive than other EEG procedures for neonates. This method allows one to record high-quality and stable EEG signals for more than 1 week. Furthermore, this procedure can also be applied to adult rats and mice to study epilepsy or other neurological disorders.

Here, we introduce a novel technique designed to record electroencephalography (EEG) in freely moving neonatal epileptic pups and describe its procedures, features, and applications. This method allows one to record EEG for more than 1 week.

הקלטה EEG בחופשיות העברת חולדות neonatal בשיטת רומן

EEG is a useful method to detect electrical activity in the brain. Moreover, it is a widely used diagnostic tool for various neurological conditions, such ...

Spinal Cord Neurons Isolation and Culture from Neonatal Mice

We present a protocol for the isolation and culture of spinal cord neurons. The neurons are obtained from neonatal C57BL/6 mice and are isolated on postnatal day 1-3. A mouse litter, usually 4-10 pups born from one breeding pair, is gathered for one experiment, and spinal cords are collected individually from each mouse after euthanasia with isoflurane. The spinal column is dissected out and then the spinal cord is released from the column. The spinal cords are then minced to increase the surface area of delivery for an enzymatic protease that allows for the neurons and other cells to be released from the tissue. Trituration is then used to release the cells into solution. This solution is subsequently fractionated in a density gradient to separate the various cells in solution, allowing for neurons to be isolated. Approximately 1-2.5 x 106 neurons can be isolated from one litter group. The neurons are then seeded onto wells coated with adhesive factors that allow for proper growth and maturation. The neurons take approximately 7 days to reach maturity in the growth and culture medium and can be used thereafter for treatment and analysis.

This study presents a technique for the isolation of neurons from WT neonatal mice. It requires the careful dissection of the spinal cord from the neonatal mouse, followed by the separation of neurons from the spinal cord tissue through mechanical and enzymatic cleavage.

נוירונים חוט השדרה בידוד ותרבות מ עכברים ניאונטליים

We present a protocol for the isolation and culture of spinal cord neurons. The neurons are obtained from neonatal C57BL/6 mice and are isolated on ...

In Vivo Two-photon Imaging of Cortical Neurons in Neonatal Mice

Two-photon imaging is a powerful tool for the in vivo analysis of neuronal circuits in the mammalian brain. However, a limited number of in vivo imaging methods exist for examining the brain tissue of live newborn mammals. Herein we summarize a protocol for imaging individual cortical neurons in living neonatal mice. This protocol includes the following two methodologies: (1) the Supernova system for sparse and bright labeling of cortical neurons in the developing brain, and (2) a surgical procedure for the fragile neonatal skull. This protocol allows the observation of temporal changes of individual cortical neurites during neonatal stages with a high signal-to-noise ratio. Labeled cell-specific gene silencing and knockout can also be achieved by combining the Supernova with RNA interference and CRISPR/Cas9 gene editing systems. This protocol can, thus, be used for analyzing the developmental dynamics of cortical neurons, molecular mechanisms that control the neuronal dynamics, and changes in neuronal dynamics in disease models.

In Vivo Two-photon Imaging of Cortical Neurons in Neonatal Mice

We present an in vivo two-photon imaging protocol for imaging the cerebral cortex of neonatal mice. This method is suitable for analyzing the developmental dynamics of cortical neurons, the molecular mechanisms that control the neuronal dynamics, and the changes in neuronal dynamics in disease models.

אין ויוו שני הפוטונים הדמיה של נוירונים בקליפת המוח בעכברים Neonatal

Two-photon imaging is a powerful tool for the in vivo analysis of neuronal circuits in the mammalian brain. However, a limited number of in vivo imaging ...