אנו מודים ג&#39;ון קלי מרטין טיילור (London School of Medicine טיפוח טרופי) למתן ט ב. GVR35-VSL-2 brucei וד&quot;ר אנדריאה Zelmer (LSHTM) עצה הדמיה in vivo. עבודה זו נתמכה על ידי תוכנית ביל ומלינדה גייטס גלובל בריאות (OPPGH5337 מספר מענק).

אֶתִיקָה כל העבודה בוצעה תחת אישור של בעלי חיים משרד הפנים בבריטניה (הליכים מדעיים) Act 1986 בלונדון סקול אוף צער בעלי חיים רפואה היגיינה &amp; Tropical המועצה לביקורת אתיקה. ARRIVE מנחה מלוות בדוח זה. 1. בקטע Vivo של Bioluminescent Trypanosoma brucei brucei <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר מניה cryopreserved (המכונה stabilate) של T. ב. brucei זן GVR35-VSL-2 (זמין פרופ &#39;ג&#39;ון קלי ב&quot;לונדון סקול אוף להיגיינה ורפואה טרופית &amp; דרך MTA) 9 מ חנקן נוזלי ולאפשר לאזן לטמפרטורת החדר. לדלל stabilate עד 2 x 10 4 trypanosomes / מ&quot;ל סליין גלוקוז שנאגרו פוספט סטרילית (PBS-G) pH 8.0 (1 L PBS + 15 גלוקוז גרם) 10. הערה: ט ב. brucei GVR35-VSL-2 הוא לא זיהומיות לבני אדם ודורשים סאפו מורשה מתקנים לבצע ניסויים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> inject עכבר CD1 נקבה 20-25 גרם עם 0.2 מ&quot;ל מדולל trypanosomes דרך המסלול הזרקה (IP) עם מחט 25 G. זהו &quot;עכבר התורם&quot;. מניחים את העכבר נגוע לתוך חינם פתוגן ספציפי (SPF) כרצונך -cage ולהאכיל. הערה: עכברים CD1 הם זן outbred וט ב. זיהומי GVR35 brucei הם מאופיינים היטב זן זה. עם זאת, פרוטוקול זה הוא גם החלים על זנים טהורים או גנטי שונים, אך חשוב לציין כי צבע פרווה עשוי להשפיע על רגישות ההדמיה 6,9. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צג parasitemia היקפי ידי לקיחת דמים. מניחים את העכבר לתוך עוצר פלסטיק ולקחת 5 μl של דם מזנב ידי venepuncture עם 21 G מחט או venesection ומערבבים 1/10 עם אמוניום כלוריד סטרילי 0.85% ל lyse תאי דם אדומים ולאפשר ספירת קל. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ספירת הדם המדולל נויבאואר hemocytometer. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> טען את הדם המדולל לשני התאים. ספירת הגר המרכזי כולהid של תא אחד לתת trypanosomes n. ריכוז trypanosomes בדם = n x 10 מ&quot;ל 4 trypanosomes /, להתאים לכל גורם לדילול ולחשב את הממוצע של שני החדרים. הערה: לאחר כ 5-7 ימים לאחר ההדבקה, parasitemia היקפי צריך לעלות מספיק לבצע זיהום בריכוז של 2 x 10 4 trypanosomes / מ&quot;ל. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כאשר רמות trypanosome גבוהות מספיק עבור מספר העכברים הנדרשים, עבור לשלב 1.6. רמת parasitemia של 6 x 10 מיליליטר 4 trypanosomes / עכבר תורם אחת מספיקה עבור זיהום של 10 עכברים. הערה: גדלים קבוצה משמעותית סטטיסטית, n = 6 לכל קבוצת טיפול של עכברים נדרשים 8. עבור דגמים אחרים של זיהום, חישובי כוח היו צריכים להיות מיושמים כדי לקבוע גדלים לקבוצה מתאימים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מקום עכברים לתוך קופסא חום (ב 28-30 מעלות צלזיוס למשך כ 5-10 דקות) כדי לאפשר את ורידי הזנב להתרחב.כדי לגרום הרדמה מסוף, לנהל 20 מ&quot;ג / iv pentobarbital ק&quot;ג עם מחט 25 G. אשר העכבר הוא מורדם בעדינות על ידי לחיצה לכפות הרגלים כדי להבטיח שאין רפלקס נסיגה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Heparinize מחט 21 G על ידי aliquoting 5 מ&quot;ל הפרין ב 5000 מ&quot;ל / יחידות USP לתוך צינור Bijou ומוצץ פעמיים פנימה והחוצה של מחט מצורף מזרק 1 מ&quot;ל. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> קח את מזרק 21 G מחט 1 מיליליטר heparinized, ולבצע לנקב לב על העכבר מעבר הרדים ידי החדרת מחט מרכזית מתחת לצלעות (אגל הדם יהיה ברכה בבסיס המחט) ומשוך בעדינות בחזרה על הבוכנה כדי לא להתמוטט לשכת בלב. לאסוף מינימום של 0.7 מ&quot;ל של דם. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לדלל דם נגוע לייצר הבידוד של 2 x 10 4 trypanosomes / מ&quot;ל ב PBS-G pH 8.0 כצעד 1.1 לעיל. הערה: בשלב זה, הדם הנותרים ניתן cryopreserved לייצר stabilate ידי ערבוב עם גליצרול 8%, 20% ca עוברי חום מומתסרום LF (היי-FCS) ו -72% דם נגוע. לאט להקפיא ב -80 מעלות צלזיוס באמצעות להקפיא איטי מקפיא מיכל להשיג קצב הקירור של -1 ° C / min, לפני העברת חנקן נוזלי. </li></ol> 2. זיהום של עכברי ניסוי <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים CD1 עכברות (~ 21-25 גרם) לתוך תיבת חימום חם בעדינות להתרחב ורידים. מניחים את העכברים חימם לתוך איפוק פלסטיק להזריק 0.2 מ&quot;ל הבידוד בדילול לווריד עם מחט 25 G לווריד הזנב, שווה ערך ל -4,000 trypanosomes לכל עכבר. מניח לחץ באזור הזריקה לאחר מכן לעצור את הדימום. הערה: זיהום Intraperitoneal הוא ניתוב חוקי של זיהום ויש בו נעשה שימוש במחקרים קודמים 10, אבל אנחנו מצאנו את זה פחות לשחזור מאשר המסלול תוך ורידי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בחר באקראי עכברים בכלוב נגועים בקבוצות של 3 בכלובים-פרקו SPF. כביקורת, להזריק עכברות CD1 עם טפיל שאינו bioluminescent סוג בר, ט ב. brucei GVR35 (n =3). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לפקח על הזיהום באמצעות מיקרוסקופיה סרטי דם <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> דם ספוט 5 μl מן venepuncture או venesection לשקופית כוס ולבצע כתם דם (באמצעות שקופיות כוס שניות בעדינות את טיפת הדם על פני השקופית כדי להפיק סרט דק). אפשר שקופיות לייבוש באוויר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תקן את כתם דם עם 100% מתנול ואת הכתם עם Giemsa במשך 10 דקות לפני השטיפה עם DH 2 O ולאפשר לייבוש באוויר. תחת מטרה 100x לספור את מספר trypanosomes ב 10 שדות הראייה (FOV). הערה: צילומי דם מתבצעים לצד הדמיה לא פולשנית כולה חיה מוקדם ככל שלאחר זיהום יום אחד. כאשר עיבוד מספר בעלי חיים, בשיטה זו של quantitation trypanosome עדיפה על פני ספירת hemocytometer כפי הדגימות ניתן לאחסן בטמפרטורת החדר ומנה מאוחר יותר. </li></ol></li></ol> 3. פליטת אור הדמיה כדי לעקוב אחר זיהום הערה: כדי לפקח על הזיהום, כולו עניםניתן להשתמש הדמיה אל פולשני. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן פתרון המניות של D-luciferin, המצע בלוציפראז גחלילית, ב בופר פוספט של Dulbecco (DPBS) 30 מ&quot;ג / מ&quot;ל. סנן לעקר ולהקפיא aliquots ב -20 ° C. הערה: D-Luciferin הוא אור רגיש, ולכן להגן עליו מפני האור על ידי לפפה aliquots בנייר כסף. אין להקפיא להפשיר luciferin שוב ושוב כפי שהוא יכול להשפיע על הפעילות 11. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחמם aliquot של D-luciferin לטמפרטורת החדר. הסר כל עכבר מהכלוב (כולל שליטה עכברים נגועים בזן טפיל סוג בר nonbioluminescent) ולהזריק 150 מ&quot;ג / ק&quot;ג של D-luciferin חיממה (מדולל DPBS) intraperitoneally עם מחט 25 G. מניחים את העכברים לתוך תא isofluorane כ 5 דקות כדי להשרות הרדמה עם 2% isofluorane / O 2 תערובת של 2.5 ליטר / דקה. הערה: העכברים להיות נייחים כשהם נמצאים תחת הרדמה. עבור תרמי משמש כאן, 3 עכברים ניתן לעבד בכל פעם. אם עכברים הם anesthetized עבור יותר מ -30 דקות, משחה דמעה מלאכותית עיניים יכול להיות מיושם כדי למנוע את העיניים של העכברים מהתייבשות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עבור תרמי המתואר כאן, לפתוח את התוכנה לאתחל את המכשיר באמצעות תוכנה לפי הוראות היצרן. לרכוש תמונות הפעם הגיעה לטמפרטורת מצלמת צלחת מחוממת. הערה: מכשיר זה אינו בדרך כלל כבוי, המאפשר את המכונה כדי לבצע כיולי רקע לילה. במקרה זה צריך להפעיל מחדש, זה חייב להפעיל בדיקת כיול ראשון. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את העכברים מורדם לתוך תרמי (ראה 3.5). השתמש מפרידי שחור גדולים בין העכברים כדי למזער לדמם דרך של כל אות bioluminescent בהירה. עכברי תמונה באמצעות סט של פעמי חשיפה; 1, 3, 10, 30, 60 ו -180 שניות, עם binning בינוני, 1 f / stop מסנן פתוח, ותחום E נוף (12.5 x 12.5 ס&quot;מ 2). ההערה: עכברי השליטה נגועים טפילי GVR35 nonbioluminescent סוג הבר לספק backgrערך פליטת אור ound. מניסוי קינטיקה luciferin (איור 6) עם מודל זה, מצאנו כי פסגות אות פליטת האור ב -10 דקות לפרסם ממשל וההדמיה לוקחת כ 5 דקות עבור 3 עכברים. קח זמנים זה בחשבון בעת ​​הרדמה והדמיה העכברים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי להבטיח הדמיה יסודית של העכברים, לסובב שתיתן להם תמונת גחון, הגבה ו לרוחב. לשמור על עקביות סדר אוריינטציה הדמיה בין בעלי חיים רציפים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר הדמיה, לאפשר עכברים להתאושש מן ההרדמה בהשגחה לפני שחזר כלוב SPF. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> המשך הדמיה עכברים כל 7 ימים עד יום 21 לאחר הפגיעה. לא צריך להיות עלייה מתמדת אות פליטת אור על החיה כולה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בשעה D21, תמונה ודם הסרט העכברים כמתואר לעיל, והמנה עכברים עם 40 מ&quot;ג / ק&quot;ג diminazene aceturate intraperitoneally. תרופה זו תנקה את parasitemia ההיקפי אבל לא לחצות את הדם-braiמחסום n, ולכן מאפשרת ויזואליזציה טובה יותר של זיהום במערכת העצבים המרכזית. הערה: aceturate Diminazene הוא תרופה ומבוססת המשמשת לטיפול trypanosomiasis חי בשלב מוקדם. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> המשך הדמיה וניטור ב D28 ו D35. </li></ol> 4. אישור CNS זיהום <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בשעת D35, עכברי תמונה כמפורט לעיל (שלבי 3.1-3.4). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר הדמיה, לאפשר עכברים להתאושש מעכברי הרדמה, ולגרום לדימום מחודש כמפורט צעד 1.6-1.8, איסוף דם לצורך ניתוח נוסף. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעקבות לנקב לב, perfuse עכברים עם 20 מ&quot;ל PBS (אופציונלי: להוסיף 3 מ&quot;ג / מ&quot;ל ​​של luciferin לפתרון זלוף) דרך הלב כדי לנקות דם מן האיברים לחדש תווית luciferin שאולי פינה מאזור המוח על מרווח זמן משלב 4.1. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הוצא בעדינות את המוח, באמצעות מספריים מעוקלים, חיתוך מהבסיס סביב היקף הגולגולת, מרים את החלק העליון של הגולגולת, כדי לאפשר למוחשירים החוצה בזהירות עם מלקחיים מעוקלים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את המוח נכרת על קטע של פלסטיק שחור פיפטה 50 μl של 15 מ&quot;ג / מ&quot;ל ​​luciferin מעל האיבר לפני הדמיה, כדי להבטיח luciferin נאותה נוספה המוח נכרת. תמונה תוך שימוש בהגדרות כנ&quot;ל. זה יהיה להדגים לוקליזציה של הזיהום ההמיספרות של המוח. הערה: כימות Downstream של parasitemia על המוח הניכר יכולה להתבצע על ידי qPCR כפי שתוארו לעיל 8. יישומים במורד הזרם חלופיים אחרים עשויים לכלול היסטולוגיה או אימונוהיסטוכימיה לזהות טפילים ברקמת המוח לאחר קיבעון. </li></ol> 5. כימות של הדמיה פליטת אור הערה: פליטת אור ניתן לכמת באמצעות האזור של עניין (ROI) עם תוכנת ההדמיה ותיקן עבור פליטת אור רקע. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> באמצעות כלי ROI, ליצור ROI מלבני עבור quantitation כל חיהnd למקמו מעל תמונת העכבר לכסות קצה האף כדי בבסיס הזנב של העכבר. השתמש באותו בתיבת הגודל עבור כל בעל חיים וכל נקודת זמן. כאשר מסתכלים על ההחזר על ההשקעה עבור המוח, להשתמש ROI חוזר באותה דרך, מיקומה על אזור הראש העכבר בתמונה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אם תרצה, להתאים תמונות להופיע באותו ספקטרום עבור ייצוג חזותי של זיהום. הערה: התוכנה בה משתמשת כאן מייצרת מפת צבע עבור כל תמונה המותאמת באופן אוטומטי עבור ספירת פוטון מינימום ומקסימום. כדי לאפשר השוואה ויזואלית בין סדרה של תמונות, את סולם הצבעים חייב להיות מוגדר אותם הערכים עבור כל התמונות. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שימוש בתמונה עם פליטת האור הגבוהה ביותר ואת הכרטיסייה &#39;תמונה להתאים&#39; על לוח הכלי, בחר סולם לוגריתמים ו למינימום סקאלת צבעים מתאים ומקסימום (נקבע באופן אמפירי). החל סולם זה על כל התמונות לאורך הניסוי. </li></ol></li></ol>

<ol>
	<li>Brun, R., Blum, J., Chappuis, F., Burri, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Human+African+trypanosomiasis.">Human African trypanosomiasis.</a> Lancet. 375 (9709), 148-159 (2010).</li><li>Rodgers, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Trypanosomiasis+and+the+brain.">Trypanosomiasis and the brain.</a> Parasitology. 137 (14), 1995-2006 (2010).</li><li>Barrett, M. P., Boykin, D. W., Brun, R., Tidwell, R. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Human+African+trypanosomiasis:+pharmacological+re-engagement+with+a+neglected+disease.">Human African trypanosomiasis: pharmacological re-engagement with a neglected disease.</a> Br. J. Pharmacol. 152 (8), 1155-1171 (2007).</li><li>Barrett, M. P., Vincent, I. M., Burchmore, R. J. S., Kazibwe, A. J. N., Matovu, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drug+resistance+in+human+African+trypanosomiasis.">Drug resistance in human African trypanosomiasis.</a> Future Microbiol. 6 (9), 1037-1047 (2011).</li><li>Jennings, F. W., Whitelaw, D. D., Urquhart, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+relationship+between+duration+of+infection+with+Trypanosoma+brucei+in+mice+and+the+efficacy+of+chemotherapy.">The relationship between duration of infection with Trypanosoma brucei in mice and the efficacy of chemotherapy.</a> Parasitology. 75 (2), 143-153 (1977).</li><li>Andreu, N., Zelmer, A., Wiles, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Noninvasive+biophotonic+imaging+for+studies+of+infectious+disease.">Noninvasive biophotonic imaging for studies of infectious disease.</a> FEMS Microbiol. Rev. 35 (2), 360-394 (2011).</li><li>Sadikot, R. T., Blackwell, T. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bioluminescence+imaging.">Bioluminescence imaging.</a> Proc. Am. Thorac. Soc. 2 (6), 537-540 (2005).</li><li>Burrell-Saward, H., Rodgers, J., Bradley, B., Croft, S. L., Ward, T. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+sensitive+and+reproducible+in+vivo+imaging+mouse+model+for+evaluation+of+drugs+against+late-stage+human+African+trypanosomiasis.">A sensitive and reproducible in vivo imaging mouse model for evaluation of drugs against late-stage human African trypanosomiasis.</a> J. Antimicrob. Chemother. 70 (2), 510-517 (2015).</li><li>McLatchie, A. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Highly+sensitive+in+vivo+imaging+of+Trypanosoma+brucei+expressing+'red-shifted'+luciferase.">Highly sensitive in vivo imaging of Trypanosoma brucei expressing 'red-shifted' luciferase.</a> PLoS Negl. Trop. Dis. 7 (11), e2571 (2013).</li><li>Jennings, F. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Human+African+trypanosomiasis:+potential+therapeutic+benefits+of+an+alternative+suramin+and+melarsoprol+regimen.">Human African trypanosomiasis: potential therapeutic benefits of an alternative suramin and melarsoprol regimen.</a> Parasitol. Int. 51 (4), 381-388 (2002).</li><li>Wiles, S., Robertson, B. D., Frankel, G., Kerton, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bioluminescent+monitoring+of+in+vivo+colonization+and+clearance+dynamics+by+light-emitting+bacteria.">Bioluminescent monitoring of in vivo colonization and clearance dynamics by light-emitting bacteria.</a> Methods Mol. Biol. 574, 137-153 (2009).</li><li>Rodgers, J., Bradley, B., Kennedy, P. G. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Combination+chemotherapy+with+a+substance+P+receptor+antagonist+(aprepitant)+and+melarsoprol+in+a+mouse+model+of+human+African+trypanosomiasis.">Combination chemotherapy with a substance P receptor antagonist (aprepitant) and melarsoprol in a mouse model of human African trypanosomiasis.</a> Parasitol. Int. 56 (4), 321-324 (2007).</li><li>Kamerkar, S., Davis, P. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Toxoplasma+on+the+brain:+understanding+host-pathogen+interactions+in+chronic+CNS+infection.">Toxoplasma on the brain: understanding host-pathogen interactions in chronic CNS infection.</a> J. Parasitol. Res. 2012, 589295 (2012).</li><li>Franke-Fayard, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Murine+malaria+parasite+sequestration:+CD36+is+the+major+receptor,+but+cerebral+pathology+is+unlinked+to+sequestration.">Murine malaria parasite sequestration: CD36 is the major receptor, but cerebral pathology is unlinked to sequestration.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 102 (32), 11468-11473 (2005).</li><li>Hitziger, N., Dellacasa, I., Albiger, B., Barragan, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dissemination+of+Toxoplasma+gondii+to+immunoprivileged+organs+and+role+of+Toll/interleukin-1+receptor+signalling+for+host+resistance+assessed+by+in+vivo+bioluminescence+imaging.">Dissemination of Toxoplasma gondii to immunoprivileged organs and role of Toll/interleukin-1 receptor signalling for host resistance assessed by in vivo bioluminescence imaging.</a> Cell. Microbiol. 7 (6), 837-848 (2005).</li><li>Lewis, M. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bioluminescence+imaging+of+chronic+Trypanosoma+cruzi+infections+reveals+tissue-specific+parasite+dynamics+and+heart+disease+in+the+absence+of+locally+persistent+infection.">Bioluminescence imaging of chronic Trypanosoma cruzi infections reveals tissue-specific parasite dynamics and heart disease in the absence of locally persistent infection.</a> Cell. Microbiol. 16 (9), 1285-1300 (2014).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

ההתפתחות המינית של ט bioluminescent ב. זן brucei GVR35 מאפשר הדמיה של זיהום trypanosome מן המוקדמות בשלב מאוחר. מודלי זיהום קודמים לא הצליחו לזהות בשלב מאוחר, כאשר טפילים הם במוח, בזמן אמת במיקרוסקופ סרט דם, ודרשו קולינג והסרת המוח של עכברים הנגועים לקבוע טפיל נטל 12....

Human African trypanosomiasis (HAT), or sleeping sickness, is caused by the vector-borne protozoan parasites of the Trypanosoma brucei spp1. Estimated numbers of current cases is fewer than 7 thousand every year with almost 70 million people exposed to the risk of the parasite infection within the African continent. The disease, which is most often lethal if left untreated, comprises an early hemolymphatic stage where parasites are present in the blood, progressing to the late stage when parasites invade the central nervous system (CNS) and are no longer susceptible to treatment by early stage trypanosomal drugs2. The current drug therapies for late-stage HAT have both complex, prolonged, treatment regimens and severe adverse effects as well as reported resistance, therefore research into new drug therapies is imperative3,4. 
The study of late-stage human African trypanosomiasis (HAT) within traditional mouse models is lengthy and complex, with the removal of brain tissue being required to monitor parasitic burden5. The animal infective strain T. b. brucei is used as the study model of trypanosomiasis with the late stage appearing 21 days post infection (dpi). To monitor the wild type nonbioluminescent parasite infection in the mouse model, peripheral blood films or quantitative PCR are the only methods to determine parasite burden. For parasite burden in the brain, the mouse needs to be culled, brain excised and qPCR carried out on tissues, making it impossible to track parasites through multiple time points in the late stage infection. This results in the inability to follow real-time infections within the central nervous system (CNS). 
In vivo bioluminescence imaging (BLI) can provide highly sensitive, non-invasive detection of parasite dissemination and disease progression in a mouse model that can be followed in a single animal for the entirety of the experiment6. BLI is based on the emission of light in the visible spectrum produced by a luciferase-catalyzed reaction. The emitted photons are then detected by a charge coupled device (CCD) camera7. For this purpose, the pathogen is genetically modified to express a luciferase protein and the substrate, luciferin, is introduced at time points of interest by injection. The main advantage of this method is the ability to carry out longitudinal studies, in which the same animal can be imaged several times with minimal adverse effects. The acquired bioluminescence signal can be quantified, thus indicating the pathogen burden.
The optimization and validation of a red-shifted bioluminescent T. b. brucei has enabled the investigation of the late stage infection through non-invasive procedures, detecting parasites earlier than blood film microscopy and greatly reducing the time, cost and numbers of animals needed to study CNS infection and drug screening in late-stage trypanosomiasis8,9. In this protocol we demonstrate infection of mice with bioluminescent trypanosomes and how to then visualize the parasites in vivo for quantification of disease progression and CNS penetration.

<table><tbody><tr><td>PBS</td><td>Sigma, UK</td><td>P4417</td><td>tablets pH 7.4</td></tr><tr><td>Glucose</td><td>Sigma, UK</td><td>G8270</td><td>99.5% (molecular) grade</td></tr><tr><td>Ammonium chloride</td><td>Sigma, UK</td><td>A9434</td><td>99.5% (molecular) grade</td></tr><tr><td>Heparin (lithium salt)</td><td>Sigma, UK</td><td>H0878</td><td></td></tr><tr><td>Hi-FCS</td><td>Gibco, Life Technologies, UK</td><td>10500-064</td><td>500 ml</td></tr><tr><td>DPBS</td><td>Sigma, UK</td><td>D4031</td><td>Sterile filtered</td></tr><tr><td>Mr. Frosty</td><td>Nalgene, UK</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Giemsa</td><td>Sigma, UK</td><td>G5637</td><td></td></tr><tr><td>D-Luciferin</td><td>Perkin Elmer, UK</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sigma, UK</td><td>115144-35-9</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Diminazene aceturate</td><td>Sigma, UK</td><td>D7770</td><td>Analytical grade</td></tr><tr><td>IVIS Lumina II</td><td>Perkin Elmer, UK</td><td></td><td>other bioimagers available &lt;em&gt;e.g.&lt;/em&gt; from Bruker, Kodak</td></tr><tr><td>Living Image v. 4.2</td><td>Perkin Elmer, UK</td><td></td><td>proprietary software for Perkin Elmer IVIS instruments; other instruments may have their own</td></tr><tr><td>1 ml Syringe</td><td>Fisher Scientific, UK</td><td>10142104</td><td></td></tr><tr><td>20 ml Syringe</td><td>Fisher Scientific, UK</td><td>10743785</td><td></td></tr><tr><td>25 G Needles</td><td>Greiner Bio-one</td><td>N2516</td><td></td></tr><tr><td>21 G Needles</td><td>Greiner Bio-one</td><td>N2138</td><td></td></tr><tr><td>Twin-frosted microscope slide</td><td>VWR, UK</td><td>631-0117</td><td></td></tr><tr><td>1.5 ml Microcentrifuge tube</td><td>StarLab, UK</td><td>I1415-1000</td><td></td></tr><tr><td>7 ml Bijou tube</td><td>StarLab, UK</td><td>E1412-0710</td><td></td></tr><tr><td>Mouse restrainer</td><td>Sigma, UK</td><td>Z756903</td><td>our restrainer was made in-house, this is a similar model</td></tr></tbody></table>

bioluminescence imaging to detect late stage infection of african trypanosomiasis

Human African trypanosomiasis (HAT) is a multi-stage disease that manifests in two stages; an early blood stage and a late stage when the parasite invades the central nervous system (CNS). In vivo study of the late stage has been limited as traditional methodologies require the removal of the brain to determine the presence of the parasites.
Bioluminescence imaging is a non-invasive, highly sensitive form of optical imaging that enables the visualization of a luciferase-transfected pathogen in real-time. By using a transfected trypanosome strain that has the ability to produce late stage disease in mice we are able to study the kinetics of a CNS infection in a single animal throughout the course of infection, as well as observe the movement and dissemination of a systemic infection.
Here we describe a robust protocol to study CNS infections using a bioluminescence model of African trypanosomiasis, providing real time non-invasive observations which can be further analyzed with optional downstream approaches.

פרוטוקול זה מדגים כיצד לעקוב התקדמות המחלה בעקבות זיהום של עכברים עם ט ב. brucei, מודל trypanosomiasis אדם אפריקני. איור 1 מציג את ציר הזמן של פרוטוקול הניסוי, הוכיח את לוח הזמנים עבור טיפול שלבים והדמיה. איור 2 הדגים שדה טיפוסי של נוף כתם ?...

Watch this Scientific Journal Video about Bioluminescence Imaging to Detect Late Stage Infection of African Trypanosomiasis at JoVE.com

Bioluminescence Imaging to Detect Late Stage Infection of African Trypanosomiasis

This manuscript describes the use of a bioluminescent strain of African trypanosomes to enable the tracking of late stage infection and demonstrates how in vivo live imaging can be used to visualize infections within the central nervous system in real-time.

הדמיה פליטת אור כדי לזהות זיהום בשלב מאוחר של מחלת השינה

Human African trypanosomiasis (HAT) is a multi-stage disease that manifests in two stages; an early blood stage and a late stage when the parasite invades ...

bioluminescence-imaging-to-detect-late-stage-infection-african

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

7.7K Views.  London School of Hygiene & Tropical Diseases. This manuscript describes the use of a bioluminescent strain of African trypanosomes to enable the tracking of late stage infection and demonstrates how in vivo live imaging can be used to visualize infections within the central nervous system in real-time.

Video: Bioluminescence Imaging to Detect Late Stage Infection of African Trypanosomiasis

In vivo Imaging of Transgenic Leishmania Parasites in a Live Host

Distinct species of Leishmania, a protozoan parasite of the family Trypanosomatidae, typically cause different human disease manifestations. The most common forms of disease are visceral leishmaniasis (VL) and cutaneous leishmaniasis (CL). Mouse models of leishmaniasis are widely used, but quantification of parasite burdens during murine disease requires mice to be euthanized at various times after infection. Parasite loads are then measured either by microscopy, limiting dilution assay, or qPCR amplification of parasite DNA. The in vivo imaging system (IVIS) has an integrated software package that allows the detection of a bioluminescent signal associated with cells in living organisms. Both to minimize animal usage and to follow infection longitudinally in individuals, in vivo models for imaging Leishmania spp. causing VL or CL were established. Parasites were engineered to express luciferase, and these were introduced into mice either intradermally or intravenously. Quantitative measurements of the luciferase driving bioluminescence of the transgenic Leishmania parasites within the mouse were made using IVIS. Individual mice can be imaged multiple times during longitudinal studies, allowing us to assess the inter-animal variation in the initial experimental parasite inocula, and to assess the multiplication of parasites in mouse tissues. Parasites are detected with high sensitivity in cutaneous locations. Although it is very likely that the signal (photons/second/parasite) is lower in deeper visceral organs than the skin, but quantitative comparisons of signals in superficial versus deep sites have not been done. It is possible that parasite numbers between body sites cannot be directly compared, although parasite loads in the same tissues can be compared between mice. Examples of one visceralizing species (L. infantum chagasi) and one species causing cutaneous leishmaniasis (L. mexicana) are shown. The IVIS procedure can be used for monitoring and analyzing small animal models of a wide variety of Leishmania species causing the different forms of human leishmaniasis.

In vivo Imaging of Transgenic Leishmania Parasites in a Live Host

An in vivo imaging system is used to generate quantitative measurements of murine infection with the Trypanosomatid protozoan Leishmania. This is a non-invasive and non-lethal method for detecting parasites expressing luciferase within many tissues throughout the course of chronic Leishmania spp. infection.

בתחום ההדמיה vivo של טפילים טראנסגנטי שושנת יריחו שורה חיים

Distinct species of Leishmania, a protozoan parasite of the family Trypanosomatidae, typically cause different human disease manifestations. The most ...

Comprehensive &amp; Cost Effective Laboratory Monitoring of HIV/AIDS: an African Role Model

We present the video about assisting anti-retroviral therapy (ART) by an apt laboratory service - representing a South-African role model for economical large scale diagnostic testing. In the low-income countries inexpensive ART has transformed the prospects for the survival of HIV seropositive patients but there are doubts whether there is a need for the laboratory monitoring of ART and at what costs - in situations when the overall quality of pathology services can still be very low. The appropriate answer is to establish economically sound services with better coordination and stricter internal quality assessment than seen in western countries. This video, photographed at location in the National Health Laboratory Services (NHLS-SA) at the Witwatersrand University, Johannesburg, South Africa, provides such a coordinated scheme expanding the original 2-color CD4-CD45 PanLeucoGating strategy (PLG). Thus the six modules of the video presentation reveal the simplicity of a 4-color flow cytometric assay to combine haematological, immunological and virology-related tests in a single tube. These video modules are: (i) the set-up of instruments; (ii) sample preparations; (iii) testing absolute counts and monitoring quality for each sample by bead-count-rate; (iv) the heamatological CD45 test for white cell counts and differentials; (v) the CD4 counts, and (vi) the activation of CD8+ T cells measured by CD38 display, a viral load related parameter. The potential cost-savings are remarkable. This arrangement is a prime example for the feasibility of performing &gt; 800-1000 tests per day with a stricter quality control than that applied in western laboratories, and also with a transfer of technology to other laboratories within a NHLS-SA network. Expert advisors, laboratory managers and policy makers who carry the duty of making decisions about introducing modern medical technology are frequently not in a position to see the latest technical details as carried out in the large regional laboratories with huge burdens of workload. Hence this video shows details of these new developments.

Comprehensive & Cost Effective Laboratory Monitoring of HIV/AIDS: an African Role Model

Anti-retroviral therapy to treat HIV/AIDS is monitored in South Africa on a large scale. Flow cytometry is combined for haematology (CD45), immunology (CD4) and viral-load linked CD38 assay. Recorded at NHLS-SA laboratories, Johannesburg, these modern methods are cost-efficient with heightened local internal quality control, serving as role-models for resource-limited diagnostics.

מקיף &amp; עלות מעבדה ניטור יעיל של HIV / איידס: מודל לחיקוי אפריקה

We present the video about assisting anti-retroviral therapy (ART) by an apt laboratory service - representing a South-African role model for economical ...

Bioluminescence Imaging of NADPH Oxidase Activity in Different Animal Models

NADPH oxidase is a critical enzyme that mediates antibacterial and antifungal host defense. In addition to its role in antimicrobial host defense, NADPH oxidase has critical signaling functions that modulate the inflammatory response 1. Thus, the development of a method to measure in "real-time" the kinetics of NADPH oxidase-derived ROS generation is expected to be a valuable research tool to understand mechanisms relevant to host defense, inflammation, and injury.
Chronic granulomatous disease (CGD) is an inherited disorder of the NADPH oxidase characterized by severe infections and excessive inflammation. Activation of the phagocyte NADPH oxidase requires translocation of its cytosolic subunits (p47phox, p67phox, and p40phox) and Rac to a membrane-bound flavocytochrome (composed of a gp91phox and p22phox heterodimer). Loss of function mutations in any of these NADPH oxidase components result in CGD. Similar to patients with CGD, gp91phox -deficient mice and p47phox-deficient mice have defective phagocyte NADPH oxidase activity and impaired host defense 2, 13. In addition to phagocytes, which contain the NADPH oxidase components described above, a variety of other cell types express different isoforms of NADPH oxidase.
Here, we describe a method to quantify ROS production in living mice and to delineate the contribution of NADPH oxidase to ROS generation in models of inflammation and injury. This method is based on ROS reacting with L-012 (an analogue of luminol) to emit luminescence that is recorded by a charge-coupled device (CCD). In the original description of the L-012 probe, L-012-dependent chemiluminescence was completely abolished by superoxide dismutase, indicating that the main ROS detected in this reaction was superoxide anion 14. Subsequent studies have shown that L-012 can detect other free radicals, including reactive nitrogen species 15, 16. Kielland et al. 16 showed that topical application of phorbol myristate acetate, a potent activator of NADPH oxidase, led to NADPH oxidase-dependent ROS generation that could be detected in mice using the luminescent probe L-012. In this model, they showed that L-012-dependent luminescence was abolished in p47phox-deficient mice.
We compared ROS generation in wildtype mice and NADPH oxidase-deficient p47phox-/- mice 2 in the following three models: 1) intratracheal administration of zymosan, a pro-inflammatory fungal cell wall-derived product that can activate NADPH oxidase; 2) cecal ligation and puncture (CLP), a model of intra-abdominal sepsis with secondary acute lung inflammation and injury; and 3) oral carbon tetrachloride (CCl4), a model of ROS-dependent hepatic injury. These models were specifically selected to evaluate NADPH oxidase-dependent ROS generation in the context of non-infectious inflammation, polymicrobial sepsis, and toxin-induced organ injury, respectively. Comparing bioluminescence in wildtype mice to p47phox-/- mice enables us to delineate the specific contribution of ROS generated by p47phox-containing NADPH oxidase to the bioluminescent signal in these models.
Bioluminescence imaging results that demonstrated increased ROS levels in wildtype mice compared to p47phox-/- mice indicated that NADPH oxidase is the major source of ROS generation in response to inflammatory stimuli. This method provides a minimally invasive approach for "real-time" monitoring of ROS generation during inflammation in vivo.

NADPH oxidase is the major source of reactive oxygen species (ROS) in phagocytes. Because of the ephemeral nature of ROS, it is difficult to measure and monitor ROS levels in living animals. A minimally invasive method for serial quantification of ROS in living mice is described.

הדמית פליטת אור של פעילות מונואמין NADPH במודלים של בעלי חיים שונים

NADPH oxidase is a critical enzyme that mediates antibacterial and antifungal host defense. In addition to its role in antimicrobial host defense, NADPH ...

Bioluminescent Bacterial Imaging In Vivo

This video describes the use of whole body bioluminesce imaging (BLI) for the study of bacterial trafficking in live mice, with an emphasis on the use of bacteria in gene and cell therapy for cancer. Bacteria present an attractive class of vector for cancer therapy, possessing a natural ability to grow preferentially within tumors following systemic administration. Bacteria engineered to express the lux gene cassette permit BLI detection of the bacteria and concurrently tumor sites. The location and levels of bacteria within tumors over time can be readily examined, visualized in two or three dimensions. The method is applicable to a wide range of bacterial species and tumor xenograft types. This article describes the protocol for analysis of bioluminescent bacteria within subcutaneous tumor bearing mice. Visualization of commensal bacteria in the Gastrointestinal tract (GIT) by BLI is also described. This powerful, and cheap, real-time imaging strategy represents an ideal method for the study of bacteria in vivo in the context of cancer research, in particular gene therapy, and infectious disease. This video outlines the procedure for studying lux-tagged E. coli in live mice, demonstrating the spatial and temporal readout achievable utilizing BLI with the IVIS system.

Bioluminescent Bacterial Imaging In Vivo

This article describes the administration of lux-tagged bacteria to mice and subsequent in vivo analysis using IVIS bioluminescence imaging.

הדמיה בקטריאלי bioluminescent<em&gt; In Vivo</em

This video describes the use of whole body bioluminesce imaging (BLI) for the study of bacterial trafficking in live mice, with an emphasis on the use of ...

In Vivo Imaging Systems (IVIS) Detection of a Neuro-Invasive Encephalitic Virus

Modern advancements in imaging technology encourage further development and refinement in the way viral research is accomplished. Initially proposed by Russel and Burch in Hume's 3Rs (replacement, reduction, refinement), the utilization of animal models in scientific research is under constant pressure to identify new methodologies to reduce animal usage while improving scientific accuracy and speed. A major challenge to Hume's principals however, is how to ensure the studies are statistically accurate while reducing animal disease morbidity and overall numbers. Vaccine efficacy studies currently require a large number of animals in order to be considered statistically significant and often result in high morbidity and mortality endpoints for identification of immune protection. We utilized in vivo imaging systems (IVIS) in conjunction with a firefly bioluminescent enzyme to progressively track the invasion of the central nervous system (CNS) by an encephalitic virus in a murine model. Typically, the disease progresses relatively slowly, however virus replication is rapid, especially within the CNS, and can lead to an often, lethal outcome. Following intranasal infection of the mice with TC83-Luc, an attenuated Venezuelan equine encephalitis virus strain modified to expresses a luciferase gene; we are able to visualize virus replication within the brain at least three days before the development of clinical disease symptoms. Utilizing CNS invasion as a key encephalitic disease development endpoint we are able to quickly identify therapeutic and vaccine protection against TC83-Luc infection before clinical symptoms develop. With IVIS technology we are able to demonstrate the rapid and accurate testing of drug therapeutics and vaccines while reducing animal numbers and morbidity.

In Vivo Imaging Systems IVIS Detection of a Neuro-Invasive Encephalitic Virus

Utilizing luciferase and in vivo imaging systems (IVIS) as a novel means to identify disease endpoints before clinical developments occur. IVIS has allowed us to visualize in real time the invasion of encephalitic viruses over multiple days, providing a more accurate disease model for future study. It has also allowed us to identify the potential protective features of antivirals and vaccines faster than currently utilized animal models. The capability to utilize individual animals over multiple time points ensures reduced animal requirements, costs, and overall morbidity to the animals utilized ensuring a more humane and more scientific means of disease study.

איתור vivo מערכות הדמיה (IVIS) של וירוס אנצפליטים נוירו פולשנית

Modern advancements in imaging technology encourage further development and refinement in the way viral research is accomplished. Initially proposed by ...

Separation of Plasmodium falciparum Late Stage-infected Erythrocytes by Magnetic Means

Unlike other Plasmodium species, P. falciparum can be cultured in the lab, which facilitates its study 1. While the parasitemia achieved can reach the &asymp;40% limit, the investigator usually keeps the percentage at around 10%. In many cases it is necessary to isolate the parasite-containing red blood cells (RBCs) from the uninfected ones, to enrich the culture and proceed with a given experiment. 
When P. falciparum infects the erythrocyte, the parasite degrades and feeds from haemoglobin 2, 3. However, the parasite must deal with a very toxic iron-containing haem moiety 4, 5. The parasite eludes its toxicity by transforming the haem into an inert crystal polymer called haemozoin 6, 7. This iron-containing molecule is stored in its food vacuole and the metal in it has an oxidative state which differs from the one in haem 8. The ferric state of iron in the haemozoin confers on it a paramagnetic property absent in uninfected erythrocytes. As the invading parasite reaches maturity, the content of haemozoin also increases 9, which bestows even more paramagnetism on the latest stages of P. falciparum inside the erythrocyte.
Based on this paramagnetic property, the latest stages of P. falciparum infected-red blood cells can be separated by passing the culture through a column containing magnetic beads. These beads become magnetic when the columns containing them are placed on a magnet holder. Infected RBCs, due to their paramagnetism, will then be trapped inside the column, while the flow-through will contain, for the most part, uninfected erythrocytes and those containing early stages of the parasite.
Here, we describe the methodology to enrich the population of late stage parasites with magnetic columns, which maintains good parasite viability 10. After performing this procedure, the unattached culture can be returned to an incubator to allow the remaining parasites to continue growing.

Separation of Plasmodium falciparum Late Stage-infected Erythrocytes by Magnetic Means

The paramagnetic properties of hemozoin are used to isolate late stages of Plasmodium falciparum-infected red blood cells growing in culture. The method is simple and fast and does not affect the subsequent invasive capabilities of the parasites.

הפרדה<em&gt; Plasmodium falciparum</emאריתרוציטים&gt; שלב מאוחר נגועים באמצעי מגנטי

Unlike other Plasmodium species, P. falciparum can be cultured in the lab, which facilitates its study 1. While the parasitemia achieved can reach the ...

Using Fluorescent Proteins to Monitor Glycosome Dynamics in the African Trypanosome

Trypanosoma brucei is a kinetoplastid parasite that causes human African trypanosomiasis (HAT), or sleeping sickness, and a wasting disease, nagana, in cattle1. The parasite alternates between the bloodstream of the mammalian host and the tsetse fly vector. The composition of many cellular organelles changes in response to these different extracellular conditions2-5.
Glycosomes are highly specialized peroxisomes in which many of the enzymes involved in glycolysis are compartmentalized. Glycosome composition changes in a developmental and environmentally regulated manner4-11. Currently, the most common techniques used to study glycosome dynamics are electron and fluorescence microscopy; techniques that are expensive, time and labor intensive, and not easily adapted to high throughput analyses.
To overcome these limitations, a fluorescent-glycosome reporter system in which enhanced yellow fluorescent protein (eYFP) is fused to a peroxisome targeting sequence (PTS2), which directs the fusion protein to glycosomes12, has been established. Upon import of the PTS2eYFP fusion protein, glycosomes become fluorescent. Organelle degradation and recycling results in the loss of fluorescence that can be measured by flow cytometry. Large numbers of cells (5,000 cells/sec) can be analyzed in real-time without extensive sample preparation such as fixation and mounting. This method offers a rapid way of detecting changes in organelle composition in response to fluctuating environmental conditions.

Glycosome dynamics in African trypanosomes are difficult to study by traditional cell biology techniques such as electron and fluorescence microscopy. As a means of observing dynamic organelle behavior, a fluorescent-organelle reporter system has been used in conjunction with flow cytometry to monitor real-time glycosome dynamics in live parasites.

שימוש בחלבוני ניאון כדי לפקח Dynamics Glycosome בTrypanosome האפריקאי

Trypanosoma brucei is a kinetoplastid parasite that causes human African trypanosomiasis (HAT), or sleeping sickness, and a wasting disease, nagana, in ...

Dual Bioluminescence Imaging of Tumor Progression and Angiogenesis

Angiogenesis, as a crucial process of tumor progression, has become a research hotspot and target of anti-tumor therapy. However, there is no reliable model for tracing tumor progression and angiogenesis simultaneously in a visual and sensitive manner. Bioluminescence imaging displays its unique superiority in living imaging due to its advantages of high sensitivity, strong specificity, and accurate measurement. Presented here is a protocol to establish a tumor-bearing mouse model by injecting a Renilla luciferase-labeled murine breast cancer cell line 4T1 into the transgenic mouse with angiogenesis-induced Firefly luciferase expression. This mouse model provides a valuable tool to simultaneously monitor tumor progression and angiogenesis in real-time by dual bioluminescence imaging in a single mouse. This model may be widely applied in anti-tumor drug screening and oncology research.

This protocol describes the establishment of a tumor-bearing mouse model to monitor tumor progression and angiogenesis in real-time by dual bioluminescence imaging.

הדמיה ביולומינסנציה כפולה של התקדמות הגידול ואנגיוגנזה

Angiogenesis, as a crucial process of tumor progression, has become a research hotspot and target of anti-tumor therapy. However, there is no reliable ...

Medicine

פרוטוקול למודל In Vivo Bioluminescent להערכת תרופות למחלת Chagas

Demystifying In Vivo Bioluminescence Imaging of a Chagas Disease Mouse Model for Drug Efficacy Studies

To control and decrease the public health impact of human protozoan diseases such as Chagas disease, leishmaniasis, and human African trypanosomiasis, expediting the development of new drugs and vaccines is necessary. However, this process is filled with difficulties such as highly complex parasite biology and disease pathogenesis and, as typical for neglected tropical diseases, comparatively limited funding for research and development. Thus, in vitro and in vivo study models that can sufficiently reproduce infection and disease key features while providing rational use of resources are essential for progressing research for these conditions. One example is the in vivo bioluminescence imaging (BLI) mouse model for Chagas disease, which provides highly sensitive detection of long wavelength light generated by Trypanosoma cruzi parasites expressing luciferase. Despite this technique becoming the standard approach for drug efficacy in vivo studies, research groups might still struggle to implement it due to a lack of proper practical training on equipment handling and application of quality control procedures, even when suitable BLI equipment is readily available. Considering this scenario, this protocol aims to guide from planning experiments to data acquisition and analysis, with details that facilitate the implementation of protocols in research groups with little or no experience with BLI, either for Chagas disease or for other infectious disease mouse models.

מחבר זרקור: ניטור בזמן אמת של נטל הטפילים ותגובת הפונדקאי

The protocol provided here describes the detailed steps to perform drug efficacy studies in a bioluminescent model of Trypanosoma cruzi infection, with a focus on data acquisition, analysis, and interpretation. Troubleshooting and quality control procedures to minimize technical issues are also provided.

הסרת המסתורין ב-Vivo Bioluminescence Imaging של מודל עכבר למחלת Chagas למחקרי יעילות תרופות

To control and decrease the public health impact of human protozoan diseases such as Chagas disease, leishmaniasis, and human African trypanosomiasis, ...

הדמיה פליטת אור כדי לזהות זיהום בשלב מאוחר של מחלת השינה

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video

בתחום ההדמיה vivo של טפילים טראנסגנטי שושנת יריחו שורה חיים

מקיף & עלות מעבדה ניטור יעיל של HIV / איידס: מודל לחיקוי אפריקה

הדמית פליטת אור של פעילות מונואמין NADPH במודלים של בעלי חיים שונים

הדמיה בקטריאלי bioluminescent

איתור vivo מערכות הדמיה (IVIS) של וירוס אנצפליטים נוירו פולשנית

הפרדה

שימוש בחלבוני ניאון כדי לפקח Dynamics Glycosome בTrypanosome האפריקאי

הדמיה ביולומינסנציה כפולה של התקדמות הגידול ואנגיוגנזה

הסרת המסתורין ב-Vivo Bioluminescence Imaging של מודל עכבר למחלת Chagas למחקרי יעילות תרופות

הסרת המסתורין ב-Vivo Bioluminescence Imaging של מודל עכבר למחלת Chagas למחקרי יעילות תרופות