We thank Dr. Larry D. Frye for editorial help with this manuscript. This work was supported by Japan Society for the Promotion of Science Grants-in-Aid for Scientific Research 24300129 (to M.L.), 25890005 (to Y.O.) and 26640025 (to Y.T.), the National Agriculture and Food Research Organization (to Y.U.), the World Premier International Research Center Initiative (WPI) from the Ministry of Education, Culture, Sports, Science, and Technology (to Y.O., Y.T., Y.U. and M.L.) and the Nestl&#233; Nutrition Council, Japan (to M.L.).

הצהרת אתיקה: נהלים כרוכים בנושאים בעלי חיים אושרו על ידי ועדת הניסוי בבעלי חיים המוסדיים באוניברסיטת צוקובה. 1. הכנת אלקטרודות וכבלים לEEG / EMG הקלטות <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן האלקטרודה הקלטת EEG / EMG בהתאם לנוהל הבא. הערה: אלקטרודה היא חד פעמית וניתן להשתמש בו רק לבעלי חי 1. לתכנן בקפידה את תצורת החיווט לכל החברים. הנח סימנים על המחברים לכיוון הנכון. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הלחמה כל סיכה של כותרת 4 פינים לחוט נירוסטה 2 סנטימטר. בקיצור, מחזיק קצה אחד של החוט לסיכה, למקם מלחם חם על חוט משותף פינים, ולהמס כמה הלחמה כדי להבטיח שרק מספיק הלחמה פועלת בצורה חלקה לתוך המפרק. היזהר שלא להחיל חום רב מדי לפין; אחרת, הפלסטיק סביב הסיכות יתמוססו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הלחמה הקצה החופשי של כל אחד מחוטים 2 מצורפים לכותרת הסיכה לראששל בורג נירוסטה 1.0 מ&quot;מ קוטר. בקיצור, מחזיק את הקצה החופשי של החוט לחוט מתחת לראש הבורג, למקם מלחם חם על חוט המשותף-בורג, ולהמס כמה הלחמה כדי להבטיח שרק מספיק הלחמה פועלת בצורה חלקה לתוך המפרק. 2 חוטים עם ברגים לשמש אלקטרודות הקלטת EEG, ואילו 2 החוטים ללא ברגים לשמש אלקטרודות הקלטת EMG. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש במספריים כדי להסיר את 1 מ&quot;מ של הבידוד בסוף אלקטרודות EMG להגדיל את האיכות של אות EMG. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לגמרי לכסות את כל סיכות המולחמות עם דבק אפוקסי באמצעות בחירת מקל או שן עץ דק כדי להפחית את הרעש החשמלי במהלך הקלטות EEG / EMG. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן כבל לחיבור האלקטרודה עם הטבעת להחליק כמתואר להלן. ניתן לעשות שימוש חוזר בכבלים זה. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הלחמה כל פינים של מחבר FFC / FPC 4 פינים עם חוט של כבל שטוח 30 סנטימטר. בקיצור, להחזיק הסוף הפשיט של החוט לסיכה, למקם מלחם חםעל חוט משותף פינים, ולהמס כמה הלחמה כדי להבטיח שרק מספיק הלחמה פועלת בצורה חלקה לתוך המפרק. הערה: בחר את אורכו של הכבל השטוח שמתאים לגובה של כלוב בעלי החיים המשמש לניסויי הקלטות EEG / EMG. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הלחמה crimp שקעים לקצה החוטים בקצה השני של הכבל השטוח. בקיצור, להחזיק שקע להפריע למנוחה לקצה החופשי הופשט מהתיל, למקם מלחם חם על חוט המשותף-שקע, ולהמס כמה הלחמה כדי להבטיח שרק מספיק הלחמה פועלת בצורה חלקה לתוך המפרק. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנס כל crimp שקע לעמדה 4-crimp דיור. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לגמרי לכסות את crimp שקעים עם דבק אפוקסי באמצעות בחירת מקל או שן עץ דקה. </li></ol></li></ol> 2. השרשה של אלקטרודות בראש העכבר (משך הפעילות:. כ 20 דקות) <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לעקר את כל הכלים כירורגיים במעקר חרוז חם לפני הניתוח. הרדימי עכבר זכר (10 - 20 שבועות, 20 - 30 ז)עם זריקת intraperitoneal של pentobarbital (50 מ&quot;ג / קילוגרם). לאחר בדיקת שהעכבר בהרדמה עמוקה על ידי צביטת הבוהן, לגלח את השיער על הראש והצוואר עם קוצץ. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הזז את העכבר למסגרת stereotaxic, ולתקן את הראש בין סורגי אוזן 2. החל וזלין על העיניים כדי למנוע יובש. לנקות את העור-המגולח עם אלכוהול ולחתוך אותו לאורך קו האמצע עם אזמל כדי לחשוף את הגולגולת. קליפ העור כדי לשמור על אזור הניתוח פתוח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> באמצעות חותך קרביד (גודל תרגיל: 0.8 מ&quot;מ קוטר), תרגיל 2 חורים לתוך הגולגולת, אחד מעל האזור בקליפת המוח הקדמי (מ&quot;מ קדמי 1 לגבחת, 1.5 מ&quot;מ לרוחב קו האמצע) והשני על האזור הקודקודית ( קדמי 1 מ&quot;מ למבדה, 1.5 מ&quot;מ לרוחב קו האמצע) של האונה הימנית, לפי קואורדינטות stereotaxic של פקסינוס ופרנקלין. 23 </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> באמצעות מברג של צורף, נירוסטה מקום ברגי הקלטת EEG בחורים ולעשות 2 - 2.5 סיבובים לכל screw למיצוב אפידורל על הקליפה. הערה: אל תכניסו ברגים עמוקים מדי כדי למנוע נזק לרקמת המוח. בדוק שהברגים קבועים בחוזקה על הגולגולת. זה חשוב שיהיה לי אותות EEG יציבים בתקופה של הקלטות מרובות (בדרך כלל, בחודש יותר מ 1) ארוכה. ברגי Wiggly לייצר חפצי EEG ועשויים לרדת לפני סוף לוח הזמנים הניסיוניים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תקן את ההרכבה אלקטרודה (סעיף השווה 1.1, סיכות פנו כלפי מעלה) עם דבק מיידי לגולגולת ולכסות עם מלט שיניים. לעשות חורים בילטרלי קטנים עם מלקחיים בטרפז השרירים (צוואר) והכנס את חוטי נירוסטה המשמשים כאלקטרודות EMG לתוך החורים. לתפור את העור עם חוט משי (0.1 מ&quot;מ קוטר), כדי למנוע חשיפה של השריר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את העכבר מהמסגרת stereotaxic. לנהל אמפיצילין (100 מ&quot;ג / קילוגרם) וmeloxicam (1 מ&quot;ג / קילוגרם) intraperitoneally לעכבר כדי למנוע זיהום חיידקים וכדי להפחית את הכאב לאחר ניתוח, בהתאמה. KeEP העכבר על משטח חום ולנטר אותו עד שהוא חזר להכרה מספיק כדי לשמור על כיבה sternal. בית העכבר בנפרד במהלך התאוששות, כדי למנוע ההסרה של אלקטרודות על ידי בעלי חיים אחרים, ולנהל meloxicam (1 מ&quot;ג / קילוגרם) intraperitoneally ביום הראשון לאחר הניתוח. </li></ol> 3. הקלטה ורכישת EEG / EMG נתונים <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר תקופה 1-שבוע התאוששות, בית כל עכבר בנפרד בכלוב ניסיוני ממוקם בתא הקלטה לרעש. לשמור על טמפרטורת סביבה של 23 ± 1 ° C ובאופן אוטומטי לשלוט מחזורים של חושך אור / 12 שעות 12 שעות (אורות בשעה 08:00, עוצמת הארה ~ 100 לוקס). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חבר את ההרכבה אלקטרודה EEG / EMG על ראש העכבר לכבל הקלטה. ודא שכבל ההקלטה מחובר לטבעת להחליק (אשר נועדה כדי שתנועות של העכבר אינן מוגבלות על ידי פיתול של הכבל) ומגבר אות EEG / EMG. EEG מסנן / אותות EMG (EEG, .5-64 הרץ; EMG, 16-64 הרץ), עבר דיגיטציה בקצב דגימה של 128 הרץ על ידי ממיר אנלוגי-לדיגיטלי (A / D) ולבסוף להקליט במחשב פועל תוכנת הקלטת EEG / EMG (כניסה 4 ה &#39;חומרי&#39; השולחן, מלמטה). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להרגיל את העכבר עבור 2 - 3 ימים בתא ההקלטה. אם הקלטת EEG / EMG כוללת ממשלי סמים intraperitoneal, בעדינות להתמודד עם העכבר בכל יום הרגלה בזמן מתן התרופה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בהמשך לכך, להתחיל תוכנת EEG / EMG הקלטה (&quot;חומרים&quot; הטבלה, 4 כניסת ה מלמטה). <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בחר בכרטיסייה &#39;נתוני קובץ מידע&#39; ולחץ על התיבה שליד שם הקובץ. הזן את שם קובץ ולחץ על &#39;שמור&#39;. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בחר בכרטיסייה &quot;מצב הקלטה &#39;ובחר את כל ערוצי ה- EEG / EMG שיירשמו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בחר את תדר הדגימה (128 הרץ) בכרטיסייה &#39;מצב הקלטה &quot;. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בדקו אם הערוצים שנבחרו מוצגים כראוי בהכרטיסיית הדואר &#39;ערוץ מידע &quot;. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בחר בכרטיסייה &#39;הגדרת טיימר&#39; ולחץ על &#39;צג&#39; להצגת EEG וEMG. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בדוק אם אותות EEG / EMG מוצגים כראוי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בחר בכרטיסייה &#39;הגדרת טיימר &quot;ולהגדיר את זמן שעון לתחילת וסיום של ההקלטה באזור&#39; טיימר ראשי &#39;. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחץ על &#39;צג&#39; בכרטיסיית &#39;הגדרת טיימר&#39; כדי להתחיל את ההקלטה. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שיא אותות EEG / EMG תחת בסיס (כלומר., שינה / בעקבות התנהגות של עכבר מתנהג בחופשיות) ותנאי טיפול שונים (לדוגמא., ממשל קפאין או טיפול דמה) במשך כמה ימים. להרדים את העכבר עם זריקת intraperitoneal של pentobarbital (200 מ&quot;ג / קילוגרם) לאחר היום הניסיוני האחרון. </li></ol> 4. ניקוד של התנהגות מדינה בהתבסס על EEG / EMG נתונים <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפעל את התוכנה לניתוח EEG / EMG (&quot;חומרים&quot; הטבלה, כניסת 4 th מלמטה). פתח את נתוני ה- EEG / EMG גלם (קובץ .kcd) מיוצרים תחת השלב 3. לחץ על הכרטיסייה &#39;השינה&#39; ובחר זמן אפוק. בחר 10 שניות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחץ על הלשונית &#39;השינה&#39; ובחר &#39;Multi-הקרנה &quot;להבקיע באופן אוטומטי את כל תקופות של 10 שניות לתוך 3 שלבים (כלומר., NREM ושנת REM, ועירנות) על בסיס אמפליטודות של EEG וEMG וניתוח ספקטרלי הכח של EEG. 3 </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחץ על &#39;מצב FFT לEEG&#39;. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הגדירו את הפרמטרים לניתוח ספקטרלי הכח [256 נקודות נתון (המקביל ל 2 שניות של EEG), חלון פונקצית Hanning, והממוצע של 5 ספקטרום לעידן]. &#39;אישור&#39; 3 לחץ. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחץ על &#39;התחל&#39; כדי להתחיל הקרנת ההקרנה האוטומטית. פתח את נתוני הבקיע (קובץ .raf). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בדוק את התוצאות של הבדיקות אוטומטיות ובמידת צורך, לתקן אותם באופן ידני על בסיס הקריטריונים סטנדרטיים (ראה נציגי תוצאות, איור 1 וטבלה 1 </sטרונג&gt;). 2, 3 בקצרה, לחץ והחזק את מקש עכבר שמאלי על עידן הבקיע בצורה לא נכונה וגרור את הסמן על פני השורה של עידנים הבקיע בצורה לא נכונה. שחרר את לחצן העכבר השמאלי ובחר את מדינת ההתנהגות הנכונה בחלון הקופץ. הערה: לפעמים, תקופות במעבר בין שתי מדינות על המשמר קשות להבקיע באופן חד משמעי למדינה אחת. במקרים כאלה, העידן צריך להיות קלע למדינה, לכאורה, ואותם הקריטריונים צריכים להיות מיושמים על תקופות דומות לאורך כל הניסוי כדי להבטיח שחזור נתונים. </li></ol>

<ol>
	<li>Berger, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=&#220;ber+das+Elektrenkephalogramm+des+Menschen.">&#220;ber das Elektrenkephalogramm des Menschen.</a> Arch. Psych. 87 (1), 527-570 (1929).</li><li>Tobler, I., Deboer, T., Fischer, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sleep+and+sleep+regulation+in+normal+and+prion+protein-deficient+mice.">Sleep and sleep regulation in normal and prion protein-deficient mice.</a> J. Neurosci. 17 (5), 1869-1879 (1997).</li><li>Kohtoh, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Algorithm+for+sleep+scoring+in+experimental+animals+based+on+fast+Fourier+transform+power+spectrum+analysis+of+the+electroencephalogram.">Algorithm for sleep scoring in experimental animals based on fast Fourier transform power spectrum analysis of the electroencephalogram.</a> Sleep Biol. Rhythm. 6 (3), 163-171 (2008).</li><li>Rosenbaum, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Warum m&#252;ssen wir schlafen? : eine neue Theorie des Schlafes. , (1892).</li><li>Kubota, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Kuniomi+Ishimori+and+the+first+discovery+of+sleep-inducing+substances+in+the+brain.">Kuniomi Ishimori and the first discovery of sleep-inducing substances in the brain.</a> Neurosci. Res. 6 (6), 497-518 (1989).</li><li>Ishimori, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=True+cause+of+sleep:+a+hypnogenic+substance+as+evidenced+in+the+brain+of+sleep-deprived+animals.">True cause of sleep: a hypnogenic substance as evidenced in the brain of sleep-deprived animals.</a> Tokyo Igakkai Zasshi. 23, 429-457 (1909).</li><li>Legendre, R., Pieron, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Recherches+sur+le+besoin+de+sommeil+cons&#233;cutif+&#224;+une+veille+prolong&#233;e.">Recherches sur le besoin de sommeil cons&#233;cutif &#224; une veille prolong&#233;e.</a> Z. Allegem. Physiol. 14, 235-262 (1913).</li><li>Inou&#233;, S., Honda, K., Komoda, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sleep+as+neuronal+detoxification+and+restitution.">Sleep as neuronal detoxification and restitution.</a> Behav. Brain. Res. 69 (1-2), 91-96 (1995).</li><li>Urade, Y., Hayaishi, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Prostaglandin+D2+and+sleep/wake+regulation.">Prostaglandin D2 and sleep/wake regulation.</a> Sleep Med. Rev. 15 (6), 411-418 (2011).</li><li>Ueno, R., Ishikawa, Y., Nakayama, T., Hayaishi, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Prostaglandin+D2+induces+sleep+when+microinjected+into+the+preoptic+area+of+conscious+rats.">Prostaglandin D2 induces sleep when microinjected into the preoptic area of conscious rats.</a> Biochem. Biophys. Res. Commun. 109 (2), 576-582 (1982).</li><li>Krueger, J. M., Walter, J., Dinarello, C. A., Wolff, S. M., Chedid, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sleep-promoting+effects+of+endogenous+pyrogen+(interleukin-1).">Sleep-promoting effects of endogenous pyrogen (interleukin-1).</a> Am. J. Physiol. 246 (6 Pt 2), R994-R999 (1984).</li><li>Porkka-Heiskanen, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Adenosine:+a+mediator+of+the+sleep-inducing+effects+of+prolonged+wakefulness.">Adenosine: a mediator of the sleep-inducing effects of prolonged wakefulness.</a> Science. 276 (5316), 1265-1268 (1997).</li><li>Garcia-Garcia, F., Acosta-Pena, E., Venebra-Munoz, A., Murillo-Rodriguez, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sleep-inducing+factors.">Sleep-inducing factors.</a> CNS Neurol. Disord. Drug. Targets. 8 (4), 235-244 (2009).</li><li>Huitron-Resendiz, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Urotensin+II+modulates+rapid+eye+movement+sleep+through+activation+of+brainstem+cholinergic+neurons.">Urotensin II modulates rapid eye movement sleep through activation of brainstem cholinergic neurons.</a> J. Neurosci. 25 (23), 5465-5474 (2005).</li><li>Wilkins, R. H., Brody, I. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Encephalitis+lethargica.">Encephalitis lethargica.</a> Arch. Neurol. 18 (3), 324-328 (1968).</li><li>von Economo, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Die+encephalitis+lethargica.">Die encephalitis lethargica.</a> Wien. Klin. Wochenschr. 30, 581-585 (1917).</li><li>Moruzzi, G., Magoun, H. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Brain+stem+reticular+formation+and+activation+of+the+EEG.">Brain stem reticular formation and activation of the EEG.</a> Electroencephalogr. Clin. Neurophysiol. 1 (4), 455-473 (1949).</li><li>Saper, C. B., Fuller, P. M., Pedersen, N. P., Lu, J., Scammell, T. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sleep+state+switching.">Sleep state switching.</a> Neuron. 68 (6), 1023-1042 (2010).</li><li>Jones, B. E., Krnjevic , K., L, D. e. s. c. a. r. r. i. e. s., S, M. i. r. c. e. a. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Progress in Brain Research. 145, 157-169 (2004).</li><li>Saper, C. B., Scammell, T. E., Lu, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hypothalamic+regulation+of+sleep+and+circadian+rhythms.">Hypothalamic regulation of sleep and circadian rhythms.</a> Nature. 437 (7063), 1257-1263 (2005).</li><li>Fort, P., Bassetti, C. L., Luppi, P. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Alternating+vigilance+states:+new+insights+regarding+neuronal+networks+and+mechanisms.">Alternating vigilance states: new insights regarding neuronal networks and mechanisms.</a> Eur. J. Neurosci. 29 (9), 1741-1753 (2009).</li><li>Lu, J., Sherman, D., Devor, M., Saper, C. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+putative+flip-flop+switch+for+control+of+REM+sleep.">A putative flip-flop switch for control of REM sleep.</a> Nature. 441 (7093), 589-594 (2006).</li><li>Paxinos, G., Franklin, K. B. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The mouse brain in stereotaxic coordinates. , (2001).</li><li>Lazarus, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Arousal+effect+of+caffeine+depends+on+adenosine+A2A+receptors+in+the+shell+of+the+nucleus+accumbens.">Arousal effect of caffeine depends on adenosine A2A receptors in the shell of the nucleus accumbens.</a> J. Neurosci. 31 (27), 10067-10075 (2011).</li><li>Huang, Z. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Adenosine+A2A,+but+not+A1,+receptors+mediate+the+arousal+effect+of+caffeine.">Adenosine A2A, but not A1, receptors mediate the arousal effect of caffeine.</a> Nat. Neurosci. 8 (7), 858-859 (2005).</li><li>Qu, W. M., Huang, Z. L., Xu, X. H., Matsumoto, N., Urade, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dopaminergic+D1+and+D2+receptors+are+essential+for+the+arousal+effect+of+modafinil.">Dopaminergic D1 and D2 receptors are essential for the arousal effect of modafinil.</a> J. Neurosci. 28 (34), 8462-8469 (2008).</li><li>Huang, Z. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Arousal+effect+of+orexin+A+depends+on+activation+of+the+histaminergic+system.">Arousal effect of orexin A depends on activation of the histaminergic system.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 98 (17), 9965-9970 (2001).</li><li>Xu, Q., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+mouse+model+mimicking+human+first+night+effect+for+the+evaluation+of+hypnotics.">A mouse model mimicking human first night effect for the evaluation of hypnotics.</a> Pharmacol. Biochem. Behav. 116, 129-136 (2014).</li><li>Cho, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Marine+polyphenol+phlorotannins+promote+non-rapid+eye+movement+sleep+in+mice+via+the+benzodiazepine+site+of+the+GABAA+receptor.">Marine polyphenol phlorotannins promote non-rapid eye movement sleep in mice via the benzodiazepine site of the GABAA receptor.</a> Psychopharmacol. 231 (14), 2825-2837 (2014).</li><li>Liu, Y. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Piromelatine+exerts+antinociceptive+effect+via+melatonin,+opioid,+and+5HT1A+receptors+and+hypnotic+effect+via+melatonin+receptors+in+a+mouse+model+of+neuropathic+pain.">Piromelatine exerts antinociceptive effect via melatonin, opioid, and 5HT1A receptors and hypnotic effect via melatonin receptors in a mouse model of neuropathic pain.</a> Psychopharmacol. 231 (20), 3973-3985 (2014).</li><li>Qu, W. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lipocalin-type+prostaglandin+D+synthase+produces+prostaglandin+D2+involved+in+regulation+of+physiological+sleep.">Lipocalin-type prostaglandin D synthase produces prostaglandin D2 involved in regulation of physiological sleep.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 103 (47), 17949-17954 (2006).</li></ol>

The authors Yujiro Tauguchi and Sayaka Kohtoh are employees of Kissei Comtech Co., Ltd that develops SleepSign software for acquisition and automatic scoring of EEG/EMG data used in this article.

פרוטוקול זה מתאר הגדרה להקלטות EEG / EMG המאפשרת ההערכה של שינה לערויות תחת רעש נמוך, תנאים חסכוניים, ותפוקה גבוהה. בשל גודלו הקטן של מכלול ראש האלקטרודה EEG / EMG, מערכת זו יכולה להיות משולבת עם שתלים אחרים לניסויים תוך-מוחי, כוללים optogenetics (השתלה של סיבים אופטיים) או, בשיתוף ע...

התקדמות טכנית לעתים קרובות זירזה קפיצות מדרגה בהבנה של תהליכים הנוירו-ביולוגיים. לדוגמא, גילויו של הנס ברגר בשינה 1929 כי פוטנציאל חשמלי נרשם מהקרקפת האדם לקח את הצורה של גלי סינוסי, התדירות שהייתה קשור ישירות לרמה של ערנות של הנושא, הוביל להתקדמות מהירה בהבנה של שינה ו רגולציה, היא חיות ובני אדם כאחד. 1 עד היום electroencephlogram (EEG), בשיתוף עם electromyogram (EMG), כלומר., פעילות חשמלית המיוצרת על ידי שרירי שלד, מייצגת את הנתונים &quot;עמוד השדרה&quot; של כמעט כל ניסויים קליניים ו הערכה שמבקשת לתאם התנהגות ופיזיולוגיה עם הפעילות של תאי עצב בקליפת המוח במתנהגים בעלי חיים, כולל בני אדם. ברוב מעבדות מחקר בסיסית שנת הקלטות EEG אלה מבוצעות באמצעות מערכת מבוססת כבל (איור 1) שבו רכש דאתא הוא נתון לא מחובר לניתוח דפוס וקשת [למשל., החלת פורייה מהיר להפוך אלגוריתם (FFT)] כדי לקבוע את מצב הערנות של הנושא מוקלט. 2, 3 שינה מורכבת מהתנועה המהירה את העין (REM) ו שינה עמוקה (NREM). שנת REM מאופיינת במתח נמוך מהיר EEG, תנועות עיניים אקראיות, וחוסר טונוס שרירים, מצב שבו השרירים משותקים ביעילות. שנת REM ידועה גם בשינה פרדוכסלית, כי הפעילות המוחית דומה לזו של ערות, ואילו הגוף הוא מנותק במידה רבה מהמוח ונראה בשינה עמוקה. לעומת זאת, הנוירונים מוטוריים הם מגורה במהלך שנת NREM אבל אין תנועות עיניים. שנת NREM אדם ניתן לחלק ל 4 שלבים, לפי שלב 4 נקרא שינה עמוקה או שינה איטי-גל ומזוהה על ידי גלים גדולים, איטיים מוח עם פעילות דלתא בין 0.5-4 הרץ בEEG. מצד השני, יחידת משנה בין השלבים של שנת NREM בבעלי חיים קטנים יותר, כמו חולדותND עכברים, לא הוקמו, בעיקר משום שאין להם תקופות ארוכות של שינה מאוחדות כפי שניתן לראות בבני אדם. במהלך השנים, ועל בסיס פרשנות EEG, מספר דגמים של רגולציה שינה ו, שני circuit- ומבוסס הלחות, הוצעו. העצבי והבסיס סלולארי של הצורך בשינה, או לחלופין, &quot;כונן שינה,&quot; נשאר לא פתורים, אבל כבר נתפסים כלחץ homeostatic שבונה בתקופת ההתעוררות ומתפזר על ידי שינה. תאוריה אחת היא שגורמי somnogenic אנדוגני לצבור במהלך ערות ושההצטברות ההדרגתית שלהם היא את הבסיס של לחץ homeostatic שינה. בעוד ההשערה הרשמית הראשונה ששינה הוא מוסדרת על ידי גורמי הלחות זוכה לעבודתו של רוזנבאום פורסמה בשינה 1892 4, זה היה 5 Ishimori, 6 ו -7 Pieron שבאופן עצמאי, ולפני למעלה מ -100 שנים, הוכיח את קיומו של כימיקלים קידום שינה. שני החוקרים הציעו, ואכן הוכיחו, כי חומרי hypnogenic או &#39;hypnotoxins&#39; נכחו בנוזל מוח השדרה (CSF) של כלבים-נשלל שינה. 8 במאת השנים האחרונות כמה חומרי hypnogenic משוערים נוספים המעורבים בתהליך homeostatic השינה זוהו (לסקירה, ראה נ&quot;צ. 9), כולל פרוסטגלנדין (PG) D 2, 10 ציטוקינים, 11 אדנוזין, אננדמיד 12, 13 ופפטיד urotensin השני. 14 עבודה ניסויית על ידי 15 אקונומו, 16, Moruzzi וMagoun 17, ואחרים בממצאים בתחילת המאה ו -20 אמצע ה מיוצרים בהשראת תאוריות המבוסס על מעגל של שינה לערויות ו, במידה מסוימת, בצל תיאורית הלחות ששררה אז ב לִישׁוֹן. עד כה, כמה &quot;מודלים מעגל&quot; הוצעו, כל הודיעו על ידי נתונים של משתנה איכות וכמות (לסקירה, ראו נ&quot;צ. 18). מודל אחד, למשל, מציע ששינה איטי גל נוצרה באמצעות עיכוב בתיווך אדנוזין של שחרור אצטילכולין מתאי עצב במוח הקדמי כולינרגית הבסיסי, בעיקר באזור consisiting של הגרעין של האיבר האופקי של הלהקה האלכסונית של ברוקה וinominata substantia. 19 נוסף מודל הפופולרי של רגולציה שינה / בעקבות מתאר מנגנון מתג כפכף על בסיס אינטראקציות הדדיות בין הנוירונים מעכבים וישכנע שינה באזור הקדם-האופטי התיכון ventrolateral ונוירונים וישכנע בעקבות בגזע המוח וההיפותלמוס. 18, 20, 21 יתר על כן, למיתוג ובמתוך שנת REM, אינטראקציה הדדית מעכבת דומה הוצעה לאזורים בגזע המוח, שהוא אפור הגחון periaqueductal, tegmentum פונטיני רוחב, וגרעין sublaterodorsal. 22 ביחד, מודלים אלה הוכיחו יקרים היוריסטיקה ומסגרות פרשניות חשובות העניקו ללימודים בחקר שינה; עם זאת, אתםהבנה מלאה יותר של t מנגנונים המולקולריים ומעגלים המסדירים את מחזור השינה ותדרוש ידע של מרכיביו מלאים יותר. המערכת להקלטת פוליגרפים המפורטות להלן צריכה לסייע במטרה זו.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="729">
	<tbody>
		<tr height="19">
			<td height="19" style="height:19px;width:216px;">4-pin header</td>
			<td style="width:143px;">Hirose</td>
			<td style="width:167px;">A3B-4PA-2DSA(71)</td>
			<td style="width:205px;"></td>
		</tr>
		<tr height="19">
			<td height="19" style="height:19px;width:216px;">Ampicillin</td>
			<td style="width:143px;">Meiji Seika</td>
			<td style="width:167px;">N/A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Analog-to-digital converter</td>
			<td style="width:143px;">Contec</td>
			<td style="width:167px;">AD16-16U(PCIEV)</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Caffeine</td>
			<td style="width:143px;">Sigma</td>
			<td style="width:167px;">C0750</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Carbide cutter</td>
			<td style="width:143px;">Minitor</td>
			<td style="width:167px;">B1055</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="19">
			<td height="19" style="height:19px;width:216px;">Crimp housing</td>
			<td style="width:143px;">Hirose</td>
			<td style="width:167px;">DF11-4DS-2C</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Crimp socket</td>
			<td style="width:143px;">Hirose</td>
			<td style="width:167px;">DF11-30SC</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Dental cement (Toughron Rebase)</td>
			<td style="width:143px;">Miki Chemical Product</td>
			<td style="width:167px;">N/A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Epoxy adhesive</td>
			<td style="width:143px;">Konishi</td>
			<td style="width:167px;">#16351</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td height="24" style="height:24px;width:216px;">FFC/FPC connector</td>
			<td style="width:143px;">Honda Tsushin Kogyo</td>
			<td style="width:167px;">FFC-10BMEP1(B)</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Flat cable</td>
			<td style="width:143px;">Hitachi Cable</td>
			<td style="width:167px;">20528-ST LF</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:216px;">Instant glue (Aron Alpha A)</td>
			<td style="width:143px;">Toagosei</td>
			<td style="width:167px;">N/A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Meloxicam</td>
			<td style="width:143px;">Boehringer Ingelheim</td>
			<td style="width:167px;">N/A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Pentobarbital</td>
			<td style="width:143px;">Kyoritsu Seiyaku</td>
			<td style="width:167px;">N/A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Signal amplifier</td>
			<td style="width:143px;">Biotex</td>
			<td style="width:167px;">N/A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Sleep recording chamber</td>
			<td style="width:143px;">APL</td>
			<td style="width:167px;">N/A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">SleepSign software</td>
			<td style="width:143px;">Kissei Comtec</td>
			<td style="width:167px;">N/A</td>
			<td>for EEG/EMG recording/analysis</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Slip ring</td>
			<td style="width:143px;">Biotex</td>
			<td style="width:167px;">N/A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Stainless steel screw</td>
			<td style="width:143px;">Yamazaki</td>
			<td style="width:167px;">N/A</td>
			<td>&#966;1.0&#215;2.0</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Stainless steel wire</td>
			<td style="width:143px;">Cooner Wire</td>
			<td style="width:167px;">AS633</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

polygraphic recording procedure for measuring sleep in mice

Recording of the epidural electroencephalogram (EEG) and electromyogram (EMG) in small animals, like mice and rats, has been pivotal to study the homeodynamics and circuitry of sleep-wake regulation. In many laboratories, a cable-based sleep recording system is used to monitor the EEG and EMG in freely behaving mice in combination with computer software for automatic scoring of the vigilance states on the basis of power spectrum analysis of EEG data. A description of this system is detailed herein. Steel screws are implanted over the frontal cortical area and the parietal area of 1 hemisphere for monitoring EEG signals. In addition, EMG activity is monitored by the bilateral placement of wires in both neck muscles. Non-rapid eye movement (Non-REM; NREM) sleep is characterized by large, slow brain waves with delta activity below 4 Hz in the EEG, whereas a shift from low-frequency delta activity to a rapid low-voltage EEG in the theta range between 6 and 10 Hz can be observed at the transition from NREM to REM sleep. By contrast, wakefulness is identified by low- to moderate-voltage brain waves in the EEG trace and significant EMG activity.

איור 1 מדגים דוגמאות של EEG העכבר במדינות ערנות השונות. כפי שניתן לראות בטבלה 1, תקופות מסווגות כשנת NREM אם EEG תערוכות גלים גדולים, איטיים מוח עם קצב דלתא מתחת ל -4 הרץ ויש EMG רק אות חלשה או לא. תקופות מסווגות כשנת REM אם EEG תערוכות גלי מוח במ...

Watch this Scientific Journal Video about Polygraphic Recording Procedure for Measuring Sleep in Mice at JoVE.com

Polygraphic Recording Procedure for Measuring Sleep in Mice

The recording of electroencephalogram (EEG) and electromyogram (EMG) in freely behaving mice is a critical step to correlate behavior and physiology with sleep and wakefulness. The experimental protocol described herein provides a cable-based system for acquiring EEG and EMG recordings in mice.

נוהל הקלטת פוליגרפים למדידת שינה בעכברים

Recording of the epidural electroencephalogram (EEG) and electromyogram (EMG) in small animals, like mice and rats, has been pivotal to study the ...

polygraphic-recording-procedure-for-measuring-sleep-in-mice

Universidad de Cartagena UDEC

Research

Education

JoVE Core

JoVE Journal

Anatomy and Physiology

Neuroscience

Unit 1

Functions of the Central and Peripheral Nervous System

SCIENTISTS IN ACTION

23.3K Views.  University of Tsukuba. The recording of electroencephalogram (EEG) and electromyogram (EMG) in freely behaving mice is a critical step to correlate behavior and physiology with sleep and wakefulness. The experimental protocol described herein provides a cable-based system for acquiring EEG and EMG recordings in mice.

Video: Polygraphic Recording Procedure for Measuring Sleep in Mice

Measuring Motor Coordination in Mice

Mice are increasingly being used in behavioral neuroscience, largely replacing rats as the behaviorist's animal of choice. Before aspects of behavior such as emotionality or cognition can be assessed, however, it is vital to determine whether the motor capabilities of e.g. a mutant or lesioned mouse allow such an assessment. Performance on a maze task requiring strength and coordination, such as the Morris water maze, might well be impaired in a mouse by motor, rather than cognitive, impairments, so it is essential to selectively dissect the latter from the former. For example, sensorimotor impairments caused by NMDA antagonists have been shown to impair water maze performance2. 
Motor coordination has traditionally been assessed in mice and rats by the rotarod test, in which the animal is placed on a horizontal rod that rotates about its long axis; the animal must walk forwards to remain upright and not fall off. Both set speed and accelerating versions of the rotarod are available.
The other three tests described in this article (horizontal bar, static rods and parallel bars) all measure coordination on static apparatus. The horizontal bar also requires strength for adequate performance, particularly of the forelimbs as the mouse initially grips the bar just with the front paws. 
Adult rats do not perform well on tests such as the static rods and parallel bars (personal observations); they appear less well coordinated than mice. I have only tested male rats, however, and male mice seem generally less well coordinated than females. Mice appear to have a higher strength:weight ratio than rats; the Latin name, Mus musculus, seems entirely appropriate. The rotarod, the variations of the foot fault test12 or the Catwalk (Noldus)15 apparatus are generally used to assess motor coordination in rats.

Protocols are presented for two established motor coordination tasks, the accelerating rotarod and horizontal bar, also two tests developed in Oxford recently, the static rods and parallel bars. These tests can detect motor impairments potentially of interest in their own right, as well as being possible variables in tests of other areas of behavior.

מדידת קואורדינציה מוטורית בעכברים

Mice are increasingly being used in behavioral neuroscience, largely replacing rats as the behaviorist's animal of choice. Before aspects of behavior such ...

Retrograde Fluorescent Labeling Allows for Targeted Extracellular Single-unit Recording from Identified Neurons In vivo

The overall goal of this method is to record single-unit responses from an identified population of neurons. In vivo electrophysiological recordings from individual neurons are critical for understanding how neural circuits function under natural conditions. Traditionally, these recordings have been performed 'blind', meaning the identity of the recorded cell is unknown at the start of the recording. Cellular identity can be subsequently determined via intracellular1, juxtacellular2 or loose-patch3 iontophoresis of dye, but these recordings cannot be pre-targeted to specific neurons in regions with functionally heterogeneous cell types. Fluorescent proteins can be expressed in a cell-type specific manner permitting visually-guided single-cell electrophysiology4-6. However, there are many model systems for which these genetic tools are not available. Even in genetically accessible model systems, the desired promoter may be unknown or genetically homogenous neurons may have varying projection patterns. Similarly, viral vectors have been used to label specific subgroups of projection neurons7, but use of this method is limited by toxicity and lack of trans-synaptic specificity. Thus, additional techniques that offer specific pre-visualization to record from identified single neurons in vivo are needed. Pre-visualization of the target neuron is particularly useful for challenging recording conditions, for which classical single-cell recordings are often prohibitively difficult8-11. The novel technique described in this paper uses retrograde transport of a fluorescent dye applied using tungsten needles to rapidly and selectively label a specific subset of cells within a particular brain region based on their unique axonal projections, thereby providing a visual cue to obtain targeted electrophysiological recordings from identified neurons in an intact circuit within a vertebrate CNS.
The most significant novel advancement of our method is the use of fluorescent labeling to target specific cell types in a non-genetically accessible model system. Weakly electric fish are an excellent model system for studying neural circuits in awake, behaving animals12. We utilized this technique to study sensory processing by "small cells" in the anterior exterolateral nucleus (ELa) of weakly electric mormyrid fish. "Small cells" are hypothesized to be time comparator neurons important for detecting submillisecond differences in the arrival times of presynaptic spikes13. However, anatomical features such as dense myelin, engulfing synapses, and small cell bodies have made it extremely difficult to record from these cells using traditional methods11, 14. Here we demonstrate that our novel method selectively labels these cells in 28% of preparations, allowing for reliable, robust recordings and characterization of responses to electrosensory stimulation.

Retrograde Fluorescent Labeling Allows for Targeted Extracellular Single-unit Recording from Identified Neurons In vivo

Retrograde transport of fluorescent dye labels a sub-population of neurons based on anatomical projection. Labeled axons can be visually targeted in vivo, permitting extracellular recording from identified axons. This technique facilitates recording when neurons cannot be labeled through genetic manipulation or are difficult to isolate using 'blind' in vivo approaches.

תיוג של פלורסנט מדרדר מאפשר להקלטה ממוקדת חד תאית מיחידת נוירונים שזוהו<em&gt; בvivo</em

The overall goal of this method is to record single-unit responses from an identified population of neurons. In vivo electrophysiological recordings from ...

Recording and Analysis of Circadian Rhythms in Running-wheel Activity in Rodents

When rodents have free access to a running wheel in their home cage, voluntary use of this wheel will depend on the time of day1-5. Nocturnal rodents, including rats, hamsters, and mice, are active during the night and relatively inactive during the day. Many other behavioral and physiological measures also exhibit daily rhythms, but in rodents, running-wheel activity serves as a particularly reliable and convenient measure of the output of the master circadian clock, the suprachiasmatic nucleus (SCN) of the hypothalamus. In general, through a process called entrainment, the daily pattern of running-wheel activity will naturally align with the environmental light-dark cycle (LD cycle; e.g. 12 hr-light:12 hr-dark). However circadian rhythms are endogenously generated patterns in behavior that exhibit a ~24 hr period, and persist in constant darkness. Thus, in the absence of an LD cycle, the recording and analysis of running-wheel activity can be used to determine the subjective time-of-day. Because these rhythms are directed by the circadian clock the subjective time-of-day is referred to as the circadian time (CT). In contrast, when an LD cycle is present, the time-of-day that is determined by the environmental LD cycle is called the zeitgeber time (ZT).
Although circadian rhythms in running-wheel activity are typically linked to the SCN clock6-8, circadian oscillators in many other regions of the brain and body9-14 could also be involved in the regulation of daily activity rhythms. For instance, daily rhythms in food-anticipatory activity do not require the SCN15,16 and instead, are correlated with changes in the activity of extra-SCN oscillators17-20. Thus, running-wheel activity recordings can provide important behavioral information not only about the output of the master SCN clock, but also on the activity of extra-SCN oscillators. Below we describe the equipment and methods used to record, analyze and display circadian locomotor activity rhythms in laboratory rodents.

Circadian rhythms in voluntary wheel-running activity in mammals are tightly coupled to the molecular oscillations of a master clock in the brain. As such, these daily rhythms in behavior can be used to study the influence of genetic, pharmacological, and environmental factors on the functioning of this circadian clock.

הקלטה וניתוח של מקצבי יממה בריצת גלגל פעילות במכרסמים

When rodents have free access to a running wheel in their home cage, voluntary use of this wheel will depend on the time of day1-5. Nocturnal rodents, ...

Measuring Spinal Presynaptic Inhibition in Mice By Dorsal Root Potential Recording In Vivo

Presynaptic inhibition is one of the most powerful inhibitory mechanisms in the spinal cord. The underlying physiological mechanism is a depolarization of primary afferent fibers mediated by GABAergic axo-axonal synapses (primary afferent depolarization). The strength of primary afferent depolarization can be measured by recording of volume-conducted potentials at the dorsal root (dorsal root potentials, DRP). Pathological changes of presynaptic inhibition are crucial in the abnormal central processing of certain pain conditions and in some disorders of motor hyperexcitability. Here, we describe a method of recording DRP in vivo in mice. The preparation of spinal cord dorsal roots in the anesthetized animal and the recording procedure using suction electrodes are explained. This method allows measuring GABAergic DRP and thereby estimating spinal presynaptic inhibition in the living mouse. In combination with transgenic mouse models, DRP recording may serve as a powerful tool to investigate disease-associated spinal pathophysiology. In vivo recording has several advantages compared to ex vivo isolated spinal cord preparations, e.g. the possibility of simultaneous recording or manipulation of supraspinal networks and induction of DRP by stimulation of peripheral nerves.

Measuring Spinal Presynaptic Inhibition in Mice By Dorsal Root Potential Recording In Vivo

GABAergic presynaptic inhibition is a powerful inhibitory mechanism in the spinal cord important for motor and sensory signal integration in spinal cord networks. Underlying primary afferent depolarization can be measured by recording of dorsal root potentials (DRP). Here we demonstrate a method of in vivo recording of DRP in mice.

מדידת השדרה Presynaptic עיכוב בעכברים על ידי הקלטה פוטנציאלית הגבי רוט<em&gt; בVivo</em

Presynaptic inhibition is one of the most powerful inhibitory mechanisms in the spinal cord. The underlying physiological mechanism is a depolarization of ...

A Simple and Inexpensive Method for Determining Cold Sensitivity and Adaptation in Mice

Cold hypersensitivity is a serious clinical problem, affecting a broad subset of patients and causing significant decreases in quality of life. The cold plantar assay allows the objective and inexpensive assessment of cold sensitivity in mice, and can quantify both analgesia and hypersensitivity. Mice are acclimated on a glass plate, and a compressed dry ice pellet is held against the glass surface underneath the hindpaw. The latency to withdrawal from the cooling glass is used as a measure of cold sensitivity.
Cold sensation is also important for survival in regions with seasonal temperature shifts, and in order to maintain sensitivity animals must be able to adjust their thermal response thresholds to match the ambient temperature. The Cold Plantar Assay (CPA) also allows the study of adaptation to changes in ambient temperature by testing the cold sensitivity of mice at temperatures ranging from 30 &#176;C to 5 &#176;C. Mice are acclimated as described above, but the glass plate is cooled to the desired starting temperature using aluminum boxes (or aluminum foil packets) filled with hot water, wet ice, or dry ice. The temperature of the plate is measured at the center using a filament T-type thermocouple probe. Once the plate has reached the desired starting temperature, the animals are tested as described above.
This assay allows testing of mice at temperatures ranging from innocuous to noxious. The CPA yields unambiguous and consistent behavioral responses in uninjured mice and can be used to quantify both hypersensitivity and analgesia. This protocol describes how to use the CPA to measure cold hypersensitivity, analgesia, and adaptation in mice.

The Cold Plantar Assay (CPA) measures cold responsiveness between 30 &#176;C and 5 &#176;C, and can also measure cold adaptation. This protocol describes how to use the CPA to measure cold hypersensitivity, analgesia, and adaptation in mice.

שיטה פשוטה וזולה לקביעה קרה רגישות והסתגלות בעכברים

Cold hypersensitivity is a serious clinical problem, affecting a broad subset of patients and causing significant decreases in quality of life.  The cold ...

Extracellular Recording of Neuronal Activity Combined with Microiontophoretic Application of Neuroactive Substances in Awake Mice

Differences in the activity of neurotransmitters and neuromodulators, and consequently different neural responses, can be found between anesthetized and awake animals. Therefore, methods allowing the manipulation of synaptic systems in awake animals are required in order to determine the contribution of synaptic inputs to neuronal processing unaffected by anesthetics. Here, we present methodology for the construction of electrodes to simultaneously record extracellular neural activity and release multiple neuroactive substances at the vicinity of the recording sites in awake mice. By combining these procedures, we performed microiontophoretic injections of gabazine to selectively block GABAA receptors in neurons of the inferior colliculus of head-restrained mice. Gabazine successfully modified neural response properties such as the frequency response area and stimulus-specific adaptation. Thus, we demonstrate that our methods are suitable for recording single-unit activity and for dissecting the role of specific neurotransmitter receptors in auditory processing.
The main limitation of the described procedure is the relatively short recording time (~3 hr), which is determined by the level of habituation of the animal to the recording sessions. On the other hand, multiple recording sessions can be performed in the same animal. The advantage of this technique over other experimental procedures used to manipulate the level of neurotransmission or neuromodulation (such as systemic injections or the use of optogenetic models), is that the drug effect is confined to the local synaptic inputs to the target neuron. In addition, the custom-manufacture of electrodes allows adjustment of specific parameters according to the neural structure and type of neuron of interest (such as the tip resistance for improving the signal-to-noise ratio of the recordings).

We present methods for the construction of electrodes to simultaneously record extracellular neural activity and release multiple neuroactive substances at the vicinity of the recording sites in awake mice. This technique allows the detailed analysis of putative local synaptic inputs to the neuron of interest.

הקלטה תאית של העצבית פעילות משולבת עם Microiontophoretic יישום של חומרי Neuroactive עכברי Awake

Differences in the activity of neurotransmitters and neuromodulators, and consequently different neural responses, can be found between anesthetized and ...

Preparations and Protocols for Whole Cell Patch Clamp Recording of Xenopus laevis Tectal Neurons

The Xenopus tadpole retinotectal circuit, comprised of the retinal ganglion cells (RGCs) in the eye which form synapses directly onto neurons in the optic tectum, is a popular model to study how neural circuits self-assemble. The ability to carry out whole cell patch clamp recordings from tectal neurons and to record RGC-evoked responses, either in vivo or using a whole brain preparation, has generated a large body of high-resolution data about the mechanisms underlying normal, and abnormal, circuit formation and function. Here we describe how to perform the in vivo preparation, the original whole brain preparation, and a more recently developed horizontal brain slice preparation for obtaining whole cell patch clamp recordings from tectal neurons. Each preparation has unique experimental advantages. The in vivo preparation enables the recording of the direct response of tectal neurons to visual stimuli projected onto the eye. The whole brain preparation allows for the RGC axons to be activated in a highly controlled manner, and the horizontal brain slice preparation allows recording from across all layers of the tectum.

Preparations and Protocols for Whole Cell Patch Clamp Recording of Xenopus laevis Tectal Neurons

In this paper, we discuss three brain preparations used for whole cell patch clamp recording to study the retinotectal circuit of Xenopus laevis tadpoles. Each preparation, with its own specific advantages, contributes to the experimental tractability of the Xenopus tadpole as a model to study neural circuit function.

ההכנות ופרוטוקולים עבור כל תא, תיקון קלאמפ הקלטה של נוירונים Tectal צפרדע רפואית זריזה

The Xenopus tadpole retinotectal circuit, comprised of the retinal ganglion cells (RGCs) in the eye which form synapses directly onto neurons in the optic ...

Recording Spatially Restricted Oscillations in the Hippocampus of Behaving Mice

The local field potential (LFP) emerges from ion movements across neural membranes. Since the voltage recorded by LFP electrodes reflects the summed electrical field of a large volume of brain tissue, extracting information about local activity is challenging. Studying neuronal microcircuits, however, requires a reliable distinction between truly local events and volume-conducted signals originating in distant brain areas. Current source density (CSD) analysis offers a solution for this problem by providing information about current sinks and sources in the vicinity of the electrodes. In brain areas with laminar cytoarchitecture such as the hippocampus, one-dimensional CSD can be obtained by estimating the second spatial derivative of the LFP. Here, we describe a method to record multilaminar LFPs using linear silicon probes implanted into the dorsal hippocampus. CSD traces are computed along individual shanks of the probe. This protocol thus describes a procedure to resolve spatially restricted neuronal network oscillations in the hippocampus of freely moving mice.

This protocol describes the recording of local field potentials with multi-shank linear silicon probes. Conversion of the signals using current source density analysis allows the reconstruction of local electrical activity in the mouse hippocampus. With this technique, spatially restricted brain oscillations can be studied in freely moving mice.

הקלטה במרחב מוגבל תנודות בהיפוקמפוס מתנהגים באופן עכברים

The local field potential (LFP) emerges from ion movements across neural membranes. Since the voltage recorded by LFP electrodes reflects the summed ...

Optogenetic Manipulation of Neural Circuits During Monitoring Sleep/wakefulness States in Mice

In recent years, optogenetics has been widely used in many fields of neuroscientific research. In many cases, an opsin, such as channel rhodopsin 2 (ChR2), is expressed by a virus vector in a particular type of neuronal cells in various Cre-driver mice. Activation of these opsins is triggered by application of light pulses which are delivered by laser or LED through optic cables, and the effect of activation is observed with very high time resolution. Experimenters are able to acutely stimulate neurons while monitoring behavior or another physiological outcome in mice. Optogenetics can enable useful strategies to evaluate function of neuronal circuits in the regulation of sleep/wakefulness states in mice. Here we describe a technique for examining the effect of optogenetic manipulation of neurons with a specific chemical identity during electroencephalogram (EEG) and electromyogram (EMG) monitoring to evaluate the sleep stage of mice. As an example, we describe manipulation of GABAergic neurons in the bed nucleus of the stria terminalis (BNST). Acute optogenetic excitation of these neurons triggers a rapid transition to wakefulness when applied during NREM sleep. Optogenetic manipulation along with EEG/EMG recording can be applied to decipher the neuronal circuits that regulate sleep/wakefulness states.

Here, we describe methods of optogenetic manipulation of particular types of neurons during monitoring of sleep/wakefulness states in mice, presenting our recent work on the bed nucleus of the stria terminalis as an example.

מניפולציה אלקטרואופטיקה של מעגלים עצביים בזמן ניטור שינה/ערות מדינות עכברים

In recent years, optogenetics has been widely used in many fields of neuroscientific research. In many cases, an opsin, such as channel rhodopsin 2 ...

Evaluation of Hemisphere Lateralization with Bilateral Local Field Potential Recording in Secondary Motor Cortex of Mice

This article demonstrates complete, detailed procedures for both in vivo bilateral recording and analysis of local field potential (LFP) in the cortical areas of mice, which are useful for evaluating possible laterality deficits, as well as for assessing brain connectivity and coupling of neural network activities in rodents. The pathological mechanisms underlying Alzheimer&#39;s disease (AD), a common neurodegenerative disease, remain largely unknown. Altered brain laterality has been demonstrated in aging people, but whether or not abnormal lateralization is one of the early signs of AD has not been determined. To investigate this, we recorded bilateral LFPs in 3-5-month-old AD model mice, APP/PS1, together with littermate wild type (WT) controls. The LFPs of the left and right secondary motor cortex (M2), specifically in the gamma band, were more synchronized in APP/PS1 mice than in WT controls, suggesting a declined hemispheric asymmetry of bilateral M2 in this AD mouse model. Notably, the recording and data analysis processes are flexible and easy to carry out, and can also be applied to other brain pathways when conducting experiments that focus on neuronal circuits.

We present in vivo electrophysiological recording of the local field potential (LFP) in bilateral secondary motor cortex (M2) of mice, which can be applied to evaluate hemisphere lateralization. The study revealed altered levels of synchronization between the left and right M2 in APP/PS1 mice compared to WT controls.

הערכה של החצי הכדור השני עם הקלטה הפוטנציאלי השדה המקומי בקליפת המנוע המשני של עכברים

This article demonstrates complete, detailed procedures for both in vivo bilateral recording and analysis of local field potential (LFP) in the cortical ...

נוהל הקלטת פוליגרפים למדידת שינה בעכברים

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video