The authors would like to acknowledge Jonathan Chou, MD for his assistance on preparation and editing of the final manuscript and Wenzhong Liu for the OCT data. We would also like to acknowledge support from the Macula Society Research Grant (AAF), support from an unrestricted grant to Northwestern University from Research to Prevent Blindness, Inc., New York, NY, USA, and support from NIH-EY019951.

מטופלים כל בעלי החיים בהתאם למדריך של הטיפול והשימוש בחי מעבדה 2,013 Edition, האגודה למחקר בחזון ורפואת עיניים (ארוו) דוח לשימוש בבעלי חיים ברפואת עיניים ומחקר חזון, וכפי שאושר על ידי בעלי החיים המוסדיים טיפול ושימוש הוועדה לאוניברסיטת נורת&#39;ווסטרן. הערה: ההליך הבא יכול להיעשות לגמרי עם מפעיל אחד; עם זאת, הוא הרבה נערך בצורה יעילה יותר עם שני מפעילים עם המשימות לפצל בהתאם. 1. הכינו תחנת לייזר וטרום-לייזר <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מקם את הלייזר ומנורת סדק שבו זה יכול להיות נגיש בקלות. הפעל לייזר ומוגדר מראש נקבע פרמטרים (למשל 75 גודל מיקרומטר נקודה, 100 כוח mW, 100 משך אלפיות שני). זהירות: ודא מפעיל לובש כל סימני ציוד לבעלי החיים ובטיחות לייזר מגן אישי ובטיחות לייזר רלוונטית מוצגים מחוץ לחדר ההליך. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לפני השימוש בכל חיות ניסוי, למצוא פרמטרים אידיאליים באמצעות כיול, עכבר הלא ניסיוני. פרמטרים לייזר יהיו תלויים בליזר משמש. פרמטרים אידיאליים מוגדרים על ידי הגדרת כוח הלייזר הנמוכה ביותר שאופן עקבי גורמת היווצרות &quot;בועה&quot; כשהתמקד כראוי. ראה וידאו לדוגמא של נגע עם היווצרות &quot;בועה&quot; נכונה. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן את התחנה מראש הלייזר כך שהרדמה, בעלי חיים חמים, מגבוני רקמות, וכל טיפות העיניים (Tropicamide, Tetracaine, ודמעות מלאכותיות) בקלות בהישג יד למפעיל. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ודא חיה שחמה הוא מראש מחומם לטמפרטורה לתקן (37 ° C) לפני הזרקת חומר הרדמה לעכבר ראשון כדי להימנע מהיפותרמיה המושרית הרדמה. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח שלב עכבר על חם כך שהוא יכול לשמור על חום ולהישאר חם פעם הליך לייזר מתחיל. </li></ol> 2. עכבר הרדמה והכנה טרום-לייזר <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לפני להזריקing הרדמה, לבדוק את העין macroscopically על מנת להבטיח שאין לה עיוותים או הפרעות שלהפחית בהירות קרנית (למשל קטרקט). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשקול עכבר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שיא משקל, מין, ומספר תעודת זהות של בעלי החיים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שימוש במשקל, לחשב את הכמות מתאימה של הרדמה לשימוש המבוסס על הנחיות שניתנו על ידי מוסד (100 מ&quot;ג / קילוגרם קטמין הידרוכלוריד למשל, 10 מ&quot;ג / קילוגרם xylazine או 250 מ&quot;ג / קילוגרם tribromoethanol; לעכבר 20 גרם להזריק 0.20 מיליליטר xylazine / קוקטייל קטמין או 0.25 מיליליטר של tribromoethanol). יש טבלה של מינונים מחושבים מראש למשקל במרווחים של 1 גרם במטרה לצמצם טעויות מתמטיות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עורף עכבר ולהזריק חומר הרדמה המבוססים על חישובי intraperitoneally בשלב 2.4. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח את העכבר על בעלי חיים חמים ולהמתין עד עכבר הוא מורדם לחלוטין על ידי בדיקת רפלקס הדוושה באמצעות קמצוץ הבוהן (כ 3-5 דקות). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להפשיל רקמה לנגב ולהגן על אזור האף של העכבר כדי למנוע aspiratיון של גליל-מנוזל. עכבר מתגלגל על ​​הצד שלה ומניח את ירידה (כ -30 μl) של hydrochloride tetracaine לכל עין להרדמה מקומית. חכה 2 דקות לפתרון ייכנס לתוקף. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חזור על שלב 2.7 עם ירידה של Tropicamide האקטואלי אחת להתרחבות אישונים. לחלופין, להשתמש hydrochloride phenylephrine (2.5%) להתרחבות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חכה 2 דקות לפתרונות לתוקף; לשמור על בעלי חיים על חם בזמן הזה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר הזמן מתאים שחלף, המקום במהירות העכבר על הבמה העכבר ולמקם את הבמה על שאר סנטר של מנורת סדק. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפעל מנורת סדק לבהירות האור הנמוכה ביותר ולבדוק את מידת התרחבות אישונים. אם התלמיד אינו מספק מורחב (כ 2.5-3 מ&quot;מ), לחזור לעכבר חיה חמה ולחכות. לחלופין, לנהל עוד טיפה של Tropicamide. ברגע שהעין היא מספיק מורחבת, המשך להליך לייזר. </li></ol> 3. לייזר נוהל הערה: ודא p האחרersons בחדר ללבוש משקפי מגן כאשר ממנורת סדק עין-חתיכה-מוגן לייזר <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> התאם את המיקום של עכבר על עכבר השלבים, כך שהוא ממוקם באופן אידיאלי להדמיה של עצב ראייה (ראה 3.1.2). <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כוון את העכבר למחזיק בה כך שזה טמון במאוזן, מאונך לשסף את מנורת קרן, עם הראש בצד אחד וזנב בקצה השני. מיקום אידיאלי עכבר יגרום להדמיה עצב ראייה הרבה יותר קלה ברגע שהכיסוי להחליק מיושם. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מעט להפוך את העכבר כך שהוא בזווית של ° ~ 170 עם הראש קרוב יותר למפעיל לייזר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ודא העכבר כי הוא קרוב ככל האפשר לשסף את המנורה, אך עדיין במצב שבו הוא יציב ובו ידו של המפעיל תהיה מספיק מקום למניפולציה עדינה. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר העכבר ממוקם באופן אידיאלי, למקם ירידה של פתרון דמעה מלאכותי אחד על coverslip זכוכית x 25 מ&quot;מ 25 מ&quot;מ. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים טיפה אחת של פתרון דמעה מלאכותי על מול של העכברעין osite - יבטיח עין זה התייבשות והיווצרות קטרקט עיכוב עזרה. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> החזק פינת coverslip בין אצבעות אגודל ומצביע; עמדה כך שהזכוכית נדחקה בין טיפים של שני האצבעות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעדינות לעטוף שלוש אצבעות שנותרו סביב גופו של בעל החיים לתמיכה וייצוב יד. מיקום יד כדי שcoverslip הזכוכית ניתן להציב בקלות בעין של העכבר. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הקפד שפרק כף היד הוא התייצב על משטח יציב כדי להפחית יד רעד. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ברגע שמצב יציב מתקבל, לחץ בזהירות coverslip זכוכית (עם ירידה של דמעה מלאכותית עדיין דבקה) על העין של העכבר. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ודא coverslip ממוקם כניצב ככל האפשר לקרן הלייזר על מנת למנוע פיזור קרן לייזר או השתקפות. Coverslip פועל כעדשת מגע כדי לשטח את הקרנית. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להסתכל דרך מנורת סדק ועם יד חופשית לעבור להתמקד UNTניתן דמיין רשתית il. הרשתית תהיה בצבע בהיר-צהוב / אדום בהתאם למיקום דמיין, כלי ברורים, אדומים יהיו גלויים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאט ובזהירות לתפעל את הראש עכבר ו / או coverslip עד לדמיין את עצב הראייה. עצב הראייה יהיה בצבע צהוב עם כלי מרובים קורנים ממנו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ברגע שהמפעיל אישר הדמיה של עצב ראייה, להפעיל לייזר מתמקד קרן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ברגע שקרן לייזר הופעלה, לתמרן לייזר מתמקד קרן למיקום רצוי (כ קוטר דיסק 1 מעצב הראייה). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> קרן לייזר להתמקד על הרשתית של העין קרקעית העין. מיקוד נכון מושגת על ידי בעל קרן לייזר החדה והברורה ביותר. אם מכוון את האלומה נראה סגלגל או מחוץ לפוקוס, פוקוס לעבור מנורת סדק או coverslip זכוכית מחדש את העמדה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ברגע שהקרן מכוונת היא על הרשתית ממוקדת, ליזום ממשל לייזר באמצעות הדק הרגל של הלייזר. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הקפד להימנע כלי רשתית כדי למנוע התוך עיני שהואmorrhage. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צפה להופעתו של בועה מייד לאחר מתן לייזר. קווי המתאר של יריית הלייזר צריך להיות ברורים ולא מעורפלים בכל דרך. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אם ירה הלייזר אינו גורם להיווצרות בועה, או אזור של השפעה נראה מעורפל (מראה מעונן עם גבול מעגלי מעורפל לעומת גבול ברור ומוגדר בצורה חדה של השפעה מוצלחת), או אם דימום נראה לאחר מתן לייזר, לא כוללים נגעים אלה לניתוח בעתיד. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חזור על שלבים 3.10-3.12 לכל העמדות הרצויות CNV (בדרך כלל בגיל 3, 6, 9, ו -12 עמדות שעה סביב עצב ראייה). אם זירוזי לייזר מוחלים על כ אותו מרחק מעצב ראייה, ולמקד לא צריך להיות הכרחי. עם זאת, בשל העקמומיות החזקה של העין העכבר ווריאציות קטנות שעשויות להתקיים ברשתית, ממקד מחדש את הקרן עשויה להיות נחוץ בין ממשלי לייזר ברציפות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שיא במחברת המיקום ותוצאה של דוארממשל לייזר אח ירייה ותוצאה (מוצלח, מעורפל, דימום, וכו &#39;.) של כל ירייה מנוהלת לעין. הקפד למקם את הלייזר במצב המתנה כאשר אינו בשימוש. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חזור על 3.1-3.14 לעין אחרת של העכבר, במידת הצורך, תוך שימוש ביד הנגדית לייצוב וcoverslip חדש. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אחרי הכל יריות הלייזר הרצוי מנוהלות, לכבות את הלייזר ומנורת סדק. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בטל עכבר coverslip ומניחים על חם להתאוששות מן ההרדמה. Macroscopically לבדוק עין לכל פגיעה ומניח ירידה של פתרון דמעה מלאכותי כדי לשמור על עין התייבשות ואפשרות למנוע התפתחות קטרקט בעתיד. ברגע שהעכבר מתאושש מהרדמה, לחזור לכלוב. </li></ol><table fo:keep-together.within-page="1" style=";text-align:right;direction:rtl"><tbody><tr><td></td><td> Avertin </td><td> Avertin </td><td> Avertin </td><td> XYL / KET </td><td> XYL / KET </td></tr><tr><td> עכבר משקל (גרם) </td><td> מנה (מ&quot;ג / קילוגרם) </td><tד&gt; ריכוז פתרון (מ&quot;ג / מיליליטר) </td><td> מנה הרדמה (מיליליטר) </td><td> מנה (מ&quot;ג / קילוגרם) </td><td> מנה הרדמה (מיליליטר) </td></tr><tr><td> 15 </td><td> 250 </td><td> 20 </td><td> .1875 </td><td> 100 מ&quot;ג / קילוגרם קטמין; 10 מ&quot;ג / קילוגרם xylazine </td><td> 0.15 </td></tr><tr><td> 16 </td><td> 250 </td><td> 20 </td><td> 0.2 </td><td> 100 מ&quot;ג / קילוגרם קטמין; 10 מ&quot;ג / קילוגרם xylazine </td><td> 0.16 </td></tr><tr><td> 17 </td><td> 250 </td><td> 20 </td><td> .2125 </td><td> 100 מ&quot;ג / קילוגרם קטמין; 10 מ&quot;ג / קילוגרם xylazine </td><td> 0.17 </td></tr><tr><td> 18 </td><td> 250 </td><td> 20 </td><td> 0.225 </td><td> 100 מ&quot;ג / קילוגרם קטמין; 10 מ&quot;ג / קילוגרם xylazine </td><td> 0.18 </td></tr><tr><td> 19 </td><td> 250 </td><td> 20 </td><td> .2375 </td><td> 100 מ&quot;ג / קילוגרם קטמין; 10 מ&quot;ג / קילוגרם xylazine </td><td> 0.19 </td></tr><tr><td> 20 </td><td> 250 </td><td> 20 </td><td> 0.25</td><td> 100 מ&quot;ג / קילוגרם קטמין; 10 מ&quot;ג / קילוגרם xylazine </td><td> 0.2 </td></tr><tr><td> 21 </td><td> 250 </td><td> 20 </td><td> .2625 </td><td> 100 מ&quot;ג / קילוגרם קטמין; 10 מ&quot;ג / קילוגרם xylazine </td><td> 0.21 </td></tr><tr><td> 22 </td><td> 250 </td><td> 20 </td><td> 0.275 </td><td> 100 מ&quot;ג / קילוגרם קטמין; 10 מ&quot;ג / קילוגרם xylazine </td><td> 0.22 </td></tr><tr><td> 23 </td><td> 250 </td><td> 20 </td><td> .2875 </td><td> 100 מ&quot;ג / קילוגרם קטמין; 10 מ&quot;ג / קילוגרם xylazine </td><td> 0.23 </td></tr><tr><td> 24 </td><td> 250 </td><td> 20 </td><td> 0.3 </td><td> 100 מ&quot;ג / קילוגרם קטמין; 10 מ&quot;ג / קילוגרם xylazine </td><td> 0.24 </td></tr><tr><td> 25 </td><td> 250 </td><td> 20 </td><td> .3125 </td><td> 100 מ&quot;ג / קילוגרם קטמין; 10 מ&quot;ג / קילוגרם xylazine </td><td> 0.25 </td></tr><tr><td> 26 </td><td> 250 </td><td> 20 </td><td> 0.325 </td><td> 100 מ&quot;ג / קילוגרם קטמין; 10 מ&quot;ג / קילוגרם xylazine </td><td> 0.26 </td></tr><tr><td> 27 </td><td> 250 </td><tד&gt; 20 </td><td> .3375 </td><td> 100 מ&quot;ג / קילוגרם קטמין; 10 מ&quot;ג / קילוגרם xylazine </td><td> 0.27 </td></tr><tr><td> 28 </td><td> 250 </td><td> 20 </td><td> 0.35 </td><td> 100 מ&quot;ג / קילוגרם קטמין; 10 מ&quot;ג / קילוגרם xylazine </td><td> 0.28 </td></tr><tr><td> 29 </td><td> 250 </td><td> 20 </td><td> .3625 </td><td> 100 מ&quot;ג / קילוגרם קטמין; 10 מ&quot;ג / קילוגרם xylazine </td><td> 0.29 </td></tr><tr><td> 30 </td><td> 250 </td><td> 20 </td><td> 0.375 </td><td> 100 מ&quot;ג / קילוגרם קטמין; 10 מ&quot;ג / קילוגרם xylazine </td><td> 0.3 </td></tr></tbody></table> טבלת 1: תרשים XyIKet מינון.

<ol>
	<li>Bressler, N. M., Bressler, S. B., Fine, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Age+related+macular+degeneration.">Age related macular degeneration.</a> Surv Ophthalmol. 32, 375-413 (1988).</li><li>Congdon, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Causes+and+Prevalence+of+Visual+Impairment+Among+Adults+in+the+United+States.">Causes and Prevalence of Visual Impairment Among Adults in the United States.</a> Arch Ophthalmol. 122, 477-485 (2004).</li><li>Jager, R. D., Mieler, W. F., Miller, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Age-Related+Macular+Degeneration.">Age-Related Macular Degeneration.</a> NEJM. 358, 2606-2617 (2008).</li><li>Poor, S. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reliability+of+the+Mouse+Model+of+Choroidal+Neovascularization+Induced+by+Laser+Photocoagulation.">Reliability of the Mouse Model of Choroidal Neovascularization Induced by Laser Photocoagulation.</a> IOVS. 55, 6525-6534 (2014).</li><li>Ryan, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+development+of+an+experimental+model+of+subretinal+neovascularization+in+disciform+macular+degeneration.">The development of an experimental model of subretinal neovascularization in disciform macular degeneration.</a> Trans Am Ophthalmol Soc. 77, 707-745 (1979).</li><li>Miller, H., Miller, B., Ishibashi, T., Ryan, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pathogenesis+of+laser+induced+choroidal+subretinal+neovascularization.">Pathogenesis of laser induced choroidal subretinal neovascularization.</a> IOVS. 31, 899-908 (1990).</li><li>Pennesi, M. E., Neuringer, M., Courtney, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+models+of+age+related+macular+degeneration.">Animal models of age related macular degeneration.</a> Molr Aspects Mede. 33, 487-509 (2012).</li><li>Grossniklaus, H. E., Kang, S. J., Berglin, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+Models+of+Choroidal+and+Retinal+Neovascularization.">Animal Models of Choroidal and Retinal Neovascularization.</a> Prog Retin Eye Res. 29, 500-519 (2010).</li><li>Zeiss, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=REVIEW+PAPER:+Animals+as+Models+of+Age+Related+Macular+Degeneration+An+Imperfect+Measure+of+the+Truth.">REVIEW PAPER: Animals as Models of Age Related Macular Degeneration An Imperfect Measure of the Truth.</a> Vet Pathol Online. 47, 396-413 (2010).</li><li>Tobe, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Targeted+Disruption+of+the+FGF2+Gene+Does+Not+Prevent+Choroidal+Neovascularization+in+a+Murine+Model.">Targeted Disruption of the FGF2 Gene Does Not Prevent Choroidal Neovascularization in a Murine Model.</a> Am J Pathol. 153, 1641-1646 (1998).</li><li>He, L., Marneros, A. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Macrophages+Are+Essential+for+the+Early+Wound+Healing+Response+and+the+Formation+of+a+Fibrovascular+Scar.">Macrophages Are Essential for the Early Wound Healing Response and the Formation of a Fibrovascular Scar.</a> Am J Pathol. 182, 2407-2417 (2013).</li><li>Hoerster, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+and+ex+vivo+characterization+of+laser+induced+choroidal+neovascularization+variability+in+mice.">In vivo and ex vivo characterization of laser induced choroidal neovascularization variability in mice.</a> Graefes Arch Clin Exp Ophthalmol. 250, 1579-1586 (2012).</li><li>Jawad, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Role+of+Macrophage+Class+A+Scavenger+Receptors+in+a+Laser+Induced+Murine+Choroidal+Neovascularization+Model.">The Role of Macrophage Class A Scavenger Receptors in a Laser Induced Murine Choroidal Neovascularization Model.</a> IOVS. 54, 5959-5970 (2013).</li><li>Lambert, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Laser+induced+choroidal+neovascularization+model+to+study+age+related+macular+degeneration+in+mice.">Laser induced choroidal neovascularization model to study age related macular degeneration in mice.</a> Nat Protocols. 8, 2197-2211 (2013).</li><li>Sakurai, E., Anand, A., Ambati, B. K., van Rooijen, N., Ambati, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Macrophage+Depletion+Inhibits+Experimental+Choroidal+Neovascularization.">Macrophage Depletion Inhibits Experimental Choroidal Neovascularization.</a> IOVS. 44, 3578-3585 (2003).</li><li>Espinosa Heidmann, D. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Macrophage+Depletion+Diminishes+Lesion+Size+and+Severity+in+Experimental+Choroidal+Neovascularization.">Macrophage Depletion Diminishes Lesion Size and Severity in Experimental Choroidal Neovascularization.</a> IOVS. 44, 3586-3592 (2003).</li><li>Giani, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+Vivo+Evaluation+of+Laser+Induced+Choroidal+Neovascularization+Using+Spectral+Domain+Optical+Coherence+Tomography.">In Vivo Evaluation of Laser Induced Choroidal Neovascularization Using Spectral Domain Optical Coherence Tomography.</a> IOVS. 52, 3880-3887 (2011).</li><li>Kwak, N., Okamoto, N., Wood, J. M., Campochiaro, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=VEGF+Is+Major+Stimulator+in+Model+of+Choroidal+Neovascularization.">VEGF Is Major Stimulator in Model of Choroidal Neovascularization.</a> IOVS. 41, 3158-3164 (2000).</li><li>Reich, S. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Small+interfering+RNA+(siRNA)+targeting+VEGF+effectively+inhibits+ocular+neovascularization+in+a+mouse+model.">Small interfering RNA (siRNA) targeting VEGF effectively inhibits ocular neovascularization in a mouse model.</a> Molr Vis. 9, 210-216 (2003).</li><li>Baffi, J., Byrnes, G., Chan, C. C., Csaky, K. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Choroidal+Neovascularization+in+the+Rat+Induced+by+Adenovirus+Mediated+Expression+of+Vascular+Endothelial+Growth+Factor.">Choroidal Neovascularization in the Rat Induced by Adenovirus Mediated Expression of Vascular Endothelial Growth Factor.</a> IOVS. 41, 3582-3589 (2000).</li><li>Claybon, A., Bishop, A. J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dissection+of+a+Mouse+Eye+for+a+Whole+Mount+of+the+Retinal+Pigment+Epithelium.">Dissection of a Mouse Eye for a Whole Mount of the Retinal Pigment Epithelium.</a> JoVE. , 2563 (2011).</li><li>Espinosa-Heidmann, D. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Age+as+an+Independent+Risk+Factor+for+Severity+of+Experimental+Choroidal+Neovascularization.">Age as an Independent Risk Factor for Severity of Experimental Choroidal Neovascularization.</a> IOVS. 43, 1567-1573 (2002).</li><li>Zhu, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improvement+and+Optimization+of+Standards+for+a+Preclinical+Animal+Test+Model+of+Laser+Induced+Choroidal+Neovascularization.">Improvement and Optimization of Standards for a Preclinical Animal Test Model of Laser Induced Choroidal Neovascularization.</a> PLoS ONE. 9, e94743 (2014).</li><li>Weinstock, M., Stewart, H. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Occurrence+in+rodents+of+reversible+drug+induced+opacities+of+the+lens.">Occurrence in rodents of reversible drug induced opacities of the lens.</a> British J Ophthalmol. 45, 408-414 (1961).</li><li>Ridder III, W. H., Nusinowitz, S., Heckenlively, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Causes+of+Cataract+Development+in+Anesthetized+Mice.">Causes of Cataract Development in Anesthetized Mice.</a> Exp Eye Res. 75, 365-370 (2002).</li></ol>

The authors declare they have no competing financial interests.

ישנם גורמים רבים שיכולים להשפיע על אספקת לייזר והתפתחות נגע CNV תוצאה לאחר לייזר אינדוקציה מוצלחת. גורמים אלה צריכים להיות מבוקרים ולטופלו על מנת לקבל את התוצאות הכי אמינות. הרלוונטי ביותר של גורמים אלה הם בחירת עכבר (גנוטיפ, גיל, ומין), בחירת חומר הרדמה, והגדרות לייזר. ...

ניוון מקולרי (AMD) הקשורות לגיל הוא אחד הגורמים המובילים לעיוורון באנשים מעל גיל 50 1-3. AMD יכול להיות מסווג לשתי צורות: מכולה (&quot;יבש&quot;) AMD וneovascular (&quot;רטוב&quot;) AMD. לשעבר מתאפיין בניוון גיאוגרפי של אפיתל הפיגמנט ברשתית (RPE), choriocapillaris, וקולטניים אור, ואילו האחרונים מאופיין בפלישה של כלי חריגים מדמה העין לתוך שכבות רשתית החיצוניות גורמים לדליפה, דימום, וסיסטיק, וסופו של דבר מוביל לעיוורון 1,2. של שתי צורות, AMD neovascular מהווה את רוב הפסד 1 חזון. למרבה המזל, יש טופס זה אפשרויות ניהול רבות יעילות תרופתיות, ואילו עמיתו מכולה שלה כרגע אין מוכח טיפולים רפואיים 3. יתר על כן, בגלל צורת neovascular כבר בקלות מחדש נכנעה במודל חיה, זה כבר יותר נרחב נגיש לבסיסימחקר MD לחקור את המנגנונים פתולוגיים הבסיסיים כדי לפתח טיפולים חדשניים 4. מודל החיה הראשון של neovascularization choroidal הניסיוני (CNV) פותח על ידי אל ריאן ואח. בפרימטים לא אנושיים 5. קרע זה מודל מושרה של הקרום של ברוך באמצעות photocoagulation לייזר, מה שגרם לתגובה דלקתית מקומית וכתוצאה מכך אנגיוגנזה דומה לזה שראה בAMD neovascular. ההתקדמות ההיסטופתולוגיים של האינדוקציה הודעה לייזר-אנגיוגנזה נמצאה לחקות neovascular AMD, אשר אישר את תקפות המודל 6. פרימטים לא אנושיים להציע את האנטומיה דומה ביותר לבני אדם, אך למרבה הצער, הם יקרים כדי לשמור, לא ניתן בקלות מניפולציות גנטית, ויש לי כמובן זמן איטי של התקדמות המחלה 7. Contrastingly, מודלים של מכרסמים הם הרבה יותר יעיל וחסכוני לשמירה, ניתן להשפיע גנטי בקלות יחסית, ויש לי הרבה יותר מהר couRSE של התקדמות מחלה (יכולים להיות שנערכו ניסויים בסולם של שבועות זמן מול חודשים). ניסויים אלה צריכים להתנהל רק במכרסמים פיגמנט כקשה מאוד לדמיין בבעלי החיים לבקן. מודל CNV מושרה לייזר עכבר, פותח לראשונה על ידי קבוצת Campochiaro בסוף שנתי ה -90 10, גדל להיות מודל החיה הדומיננטי ברוב המחקרים שנעשה לאחרונה 11-16. בשל פתוגנזה המורכבת ועדיין לא ברורה של CNV, מודל הלייזר יושם בכל ההיבטים של מחקר רטוב AMD החל חקר המנגנונים המולקולריים הנהיגה אנגיוגנזה להערכת שיטות טיפול חדשות לשימוש בבני אדם בעתיד. לדוגמא, סקוראי et al. ואספינוסה-Heidmann et al. השתמש במודל הלייזר כדי לחקור את ההשפעה של מקרופאגים על הפיתוח של CNV באמצעות עכברים מהונדסים וטיפולים תרופתיים דלדול 15, 16. גיאני et al. וHoerster et al. טומוגרפיה אופטית קוהרנטיות משומשת (אוקטובר) לתמונת CNV במאמץ לאפיין את ההתקדמות של CNV ולהשוות את הממצאים היסטופתולוגיות לממצאים ראו בהדמית אוקטובר 12,17 מושרה לייזר. לבסוף, מחקרים שכלל הזרקת זגוגית של תרופות אנטי-angiogenic שימשו כדרישות קדם לניסויים בבני אדם והיו חיוניים בפיתוח הדור הראשון של תרופות אנטי-VEGF המשמשות בניהול neovascular היום 10,18,19 AMD. מודלים חלופיים לCNV הניסיוני לנצל שיטות ניתוחיות לגרום CNV. הליך זה כרוך הזרקת חומרים פרו-angiogenic (למשל וקטורים ויראליים רקומביננטי ביתר VEGF, הזרקת subretinal של תאי הרשתית ו / או חרוזי פוליסטירן) לחקות את ביטוי VEGF המוגבר ראה בAMD neovascular, במטרה לגרום לאנגיוגנזה 8,20. עם זאת, שיטה זו מניבה שכיחות נמוכה יותר של אופן דרסטי neovascularization; מחקרים אלה הראו כי CNV בעכברי C57 / BL6 מתרחש ב- 31% מזריקות לעומת 70% שיעור ההצלחה ~ ראה בשיטת photocoagulation הלייזר באותו הזן של עכברים 8,14. מסיבות אלה, ובהתחשב ביתרונות של שימוש במכרסמים לעומת פרימטים לא אנושיים, מודל העכבר של CNV מושרה לייזר הפך מודל החיה הסטנדרטי של CNV לניסויי מחקר AMD neovascular ביותר 8. עין העכבר היא רקמה זעירה, עדינה לעבוד איתו. תמרון של העין כדי להמחיש את הרשתית הוא קשה ודורש הרבה תרגול עד השליטה מושגת. משימה זו היא מסובכת על ידי העובדה שהוא חייב להיות למד עם דומיננטי והיד הלא דומיננטית. יתר על כן, לאחר התנועות העדינות הנדרשות כדי להמחיש את הרשתית כבר למדו, התיאום בין שני הידיים ודוושת רגל הפעלת הלייזר הם חשובים. במאמר זה, אנו מבקשים לזקק את האתגרים של למידה כל המניפולציות הפיזיות מעורבות בproc CNV מושרה הלייזרedure למדריך שיעזור למפעילים להשיג הצלחה מהירה עם המודל הזה.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>532 nm (green) argon ophthalmic laser</td>
			<td>IRIDEX</td>
			<td>GLx</td>
			<td>any ophthalmic 532 nm (green) argon laser can be used</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>slit lamp</td>
			<td>Carl Zeiss</td>
			<td>30SL-M</td>
			<td>any slit lamp can be used as long as it is compatible with the laser</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>tribromoethanol</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>T48402-25G</td>
			<td>used to make anesthetic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>tert-amyl alcohol</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>152463-1L</td>
			<td>used to make anesthetic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>amber glass vials + septa</td>
			<td>Wheaton</td>
			<td>WH-223696</td>
			<td>tribromoethanol storage</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>tissue wipes</td>
			<td>VWR</td>
			<td>82003-820</td>
			<td>miscellaneous&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1% tropicamide</td>
			<td>Falcon Pharmaceuticals</td>
			<td>RXD2974251</td>
			<td>pupillary dilation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>0.5% tetracaine hydrochloride</td>
			<td>Alcon</td>
			<td>&#160;0065-0741-12</td>
			<td>topical anesthesia</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>artificial tears</td>
			<td>Alcon</td>
			<td>&#160;58768-788-25</td>
			<td>hydration</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>heat therapy pump (for animal warming)</td>
			<td>Kent Scientific</td>
			<td>HTP-1500</td>
			<td>used to maintain animal body temp</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>warming pad</td>
			<td>Kent Scientific</td>
			<td>TPZ-0510EA</td>
			<td>maintains animal body temperature</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>30 gauge insulin needles</td>
			<td>BD</td>
			<td>328418</td>
			<td>IP anesthesia injection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>scale</td>
			<td>American Weigh Scale</td>
			<td>AWS-1KG-BLK</td>
			<td>mouse weighing</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>cover slip (25 mm x 25 mm)</td>
			<td>VWR</td>
			<td>48366089</td>
			<td>flatten cornea to visualize mouse retina</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>xylazine</td>
			<td>obtained from institution</td>
			<td>obtained from institution</td>
			<td>anesthesia</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ketamine</td>
			<td>obtained from institution</td>
			<td>obtained from institution</td>
			<td>anesthesia</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Volocity</td>
			<td>PerkinElmer</td>
			<td></td>
			<td>used for volumetric re-construction</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ImageJ</td>
			<td>National Institutes of Health</td>
			<td></td>
			<td>used for image analysis</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a mouse model for laser-induced choroidal neovascularization

The mouse laser-induced choroidal neovascularization (CNV) model has been a crucial mainstay model for neovascular age-related macular degeneration (AMD) research. By administering targeted laser injury to the RPE and Bruch&#8217;s membrane, the procedure induces angiogenesis, modeling the hallmark pathology observed in neovascular AMD. 
First developed in non-human primates, the laser-induced CNV model has come to be implemented into many other species, the most recent of which being the mouse. Mouse experiments are advantageously more cost-effective, experiments can be executed on a much faster timeline, and they allow the use of various transgenic models. The miniature size of the mouse eye, however, poses a particular challenge when performing the procedure. Manipulation of the eye to visualize the retina requires practice of fine dexterity skills as well as simultaneous hand-eye-foot coordination to operate the laser. However, once mastered, the model can be applied to study many aspects of neovascular AMD such as molecular mechanisms, the effect of genetic manipulations, and drug treatment effects. 
The laser-induced CNV model, though useful, is not a perfect model of the disease. The wild-type mouse eye is otherwise healthy, and the chorio-retinal environment does not mimic the pathologic changes in human AMD. Furthermore, injury-induced angiogenesis does not reflect the same pathways as angiogenesis occurring in an age-related and chronic disease state as in AMD.
Despite its shortcomings, the laser-induced CNV model is one of the best methods currently available to study the debilitating pathology of neovascular AMD. Its implementation has led to a deeper understanding of the pathogenesis of AMD, as well as contributing to the development of many of the AMD therapies currently available.

כימות של נגעי CNV יכולה להתבצע באמצעות ניתוח של choroids רכוב השטוח באמצעות מכתים immunofluorescence לתייג כלי CNV. שתי שיטות הנפוצות ביותר המועסקות של הכנת רקמה הן תיוג FITC-dextran, נעשה באמצעות זלוף מייד לפני הקרבת בעלי חיים, או חיסוני מכתים שלאחר המוות עם סמן תא אנדותל. שתי שיטות אלה תו...

Watch this Scientific Journal Video about A Mouse Model for Laser-induced Choroidal Neovascularization at JoVE.com

A Mouse Model for Laser-induced Choroidal Neovascularization

Here, we present the mouse laser-induced choroidal neovascularization (CNV) protocol, an experimental model that re-creates the vascular hallmarks of neovascular age-related macular degeneration (AMD). Once mastered, it can reliably and effectively induce CNV as a model system to test various experimental measures.

מודל עכבר לneovascularization Choroidal מושרה לייזר

The mouse laser-induced choroidal neovascularization (CNV) model has been a crucial mainstay model for neovascular age-related macular degeneration (AMD) ...

a-mouse-model-for-laser-induced-choroidal-neovascularization

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Medicine

17.5K Views.  Northwestern University Feinberg School of Medicine. Here, we present the mouse laser-induced choroidal neovascularization (CNV) protocol, an experimental model that re-creates the vascular hallmarks of neovascular age-related macular degeneration (AMD). Once mastered, it can reliably and effectively induce CNV as a model system to test various experimental measures.

Video: A Mouse Model for Laser-induced Choroidal Neovascularization

A Laser-induced Mouse Model of Chronic Ocular Hypertension to Characterize Visual Defects

Glaucoma, frequently associated with elevated intraocular pressure (IOP), is one of the leading causes of blindness. We sought to establish a mouse model of ocular hypertension to mimic human high-tension glaucoma. Here laser illumination is applied to the corneal limbus to photocoagulate the aqueous outflow, inducing angle closure. The changes of IOP are monitored using a rebound tonometer before and after the laser treatment. An optomotor behavioral test is used to measure corresponding changes in visual capacity. The representative result from one mouse which developed sustained IOP elevation after laser illumination is shown. A decreased visual acuity and contrast sensitivity is observed in this ocular hypertensive mouse. Together, our study introduces a valuable model system to investigate neuronal degeneration and the underlying molecular mechanisms in glaucomatous mice.

Chronic ocular hypertension is induced using laser photocoagulation of the trabecular meshwork in mouse eyes. The intraocular pressure (IOP) is elevated for several months after laser treatment. The decrease of visual acuity and contrast sensitivity of experimental animals are monitored using the optomotor test.

מודל עכבר לייזר המושרה של לחץ תוך עיני מוגבר כרוני לאפיון פגמים חזותיים

Glaucoma, frequently associated with elevated intraocular pressure (IOP), is one of the leading causes of blindness. We sought to establish a mouse model ...

Detecting Abnormalities in Choroidal Vasculature in a Mouse Model of Age-related Macular Degeneration by Time-course Indocyanine Green Angiography

Indocyanine Green&#160;Angiography (or ICGA) is a technique performed by ophthalmologists to diagnose abnormalities of the choroidal and retinal vasculature of various eye diseases such as age-related macular degeneration (AMD). ICGA is especially useful to image the posterior choroidal vasculature of the eye due to its capability of penetrating through the pigmented layer with its infrared spectrum. ICGA time course can be divided into early, middle, and late phases. The three phases provide valuable information on the pathology of eye problems. Although time-course ICGA by intravenous (IV) injection is widely used in the clinic for the diagnosis and management of choroid problems, ICGA by intraperitoneal injection (IP) is commonly used in animal research. Here we demonstrated the technique to obtain high-resolution ICGA time-course images in mice by tail-vein injection and confocal scanning laser ophthalmoscopy. We used this technique to image the choroidal lesions in a mouse model of age-related macular degeneration. Although it is much easier to introduce ICG to the mouse vasculature by IP, our data indicate that it is difficult to obtain reproducible ICGA time course images by IP-ICGA. In contrast, ICGA via tail vein injection provides high quality ICGA time-course images comparable to human studies. In addition, we showed that ICGA performed on albino mice gives clearer pictures of choroidal vessels than that performed on pigmented mice. We suggest that time-course IV-ICGA should become a standard practice in AMD research based on animal models.

Indocyanine Green Angiography (or ICGA) performed by tail vein injection provides high quality ICGA time course images to characterize abnormalities in mouse choroid.

איתור ליקויים בChoroidal כלי דם במודל של עכברים של ניוון מקולרי הקשור בגיל בזמן הקורס Indocyanine הירוק אנגיוגרפיה

Indocyanine Green&#160;Angiography (or ICGA) is a technique performed by ophthalmologists to diagnose abnormalities of the choroidal and retinal ...

An Alkali-burn Injury Model of Corneal Neovascularization in the Mouse

Under normal conditions, the cornea is avascular, and this transparency is essential for maintaining good visual acuity. Neovascularization (NV) of the cornea, which can be caused by trauma, keratoplasty or infectious disease, breaks down the so called &lsquo;angiogenic privilege' of the cornea and forms the basis of multiple visual pathologies that may even lead to blindness. Although there are several treatment options available, the fundamental medical need presented by corneal neovascular pathologies remains unmet. In order to develop safe, effective, and targeted therapies, a reliable model of corneal NV and pharmacological intervention is required. Here, we describe an alkali-burn injury corneal neovascularization model in the mouse. This protocol provides a method for the application of a controlled alkali-burn injury to the cornea, administration of a pharmacological compound of interest, and visualization of the result. This method could prove instrumental for studying the mechanisms and opportunities for intervention in corneal NV and other neovascular disorders.

Neovascularization (NV) of the cornea can complicate multiple visual pathologies. Utilizing a controlled, alkali-burn injury model, a quantifiable level of corneal NV can be produced for mechanistic study of corneal NV and evaluation of potential therapies for neovascular disorders.

פגיעה דגם אלקלי לשרוף של הקרנית neovascularization בעכבר

Under normal conditions, the cornea is avascular, and this transparency is essential for maintaining good visual acuity. Neovascularization (NV) of the ...

Renal Ischaemia Reperfusion Injury: A Mouse Model of Injury and Regeneration

Renal ischaemia reperfusion injury (IRI) is a common cause of acute kidney injury (AKI) in patients and occlusion of renal blood flow is unavoidable during renal transplantation. Experimental models that accurately and reproducibly recapitulate renal IRI are crucial in dissecting the pathophysiology of AKI and the development of novel therapeutic agents. Presented here is a mouse model of renal IRI that results in reproducible AKI. This is achieved by a midline laparotomy approach for the surgery with one incision allowing both a right nephrectomy that provides control tissue and clamping of the left renal pedicle to induce ischaemia of the left kidney. By careful monitoring of the clamp position and body temperature during the period of ischaemia this model achieves reproducible functional and structural injury. Mice sacrificed 24 hr&#160;following surgery demonstrate loss of renal function with elevation of the serum or plasma creatinine level as well as structural kidney damage with acute tubular necrosis evident. Renal function improves and the acute tissue injury resolves during the course of 7 days following renal IRI such that this model may be used to study renal regeneration. This model of renal IRI has been utilized to study the molecular and cellular pathophysiology of AKI as well as analysis of the subsequent renal regeneration.

The mouse model of renal ischaemia reperfusion injury described here comprises of a right nephrectomy that provides control tissue and clamping of the left renal pedicle to induce ischaemia that results in acute kidney injury. This model uses a midline laparotomy approach with all steps performed via one incision.

כליות איסכמיה reperfusion פגיעה: במודל עכבר של הפגיעה והתחדשות

Renal ischaemia reperfusion injury (IRI) is a common cause of acute kidney injury (AKI) in patients and occlusion of renal blood flow is unavoidable ...

A Mouse Fetal Skin Model of Scarless Wound Repair

Early in utero, but not in postnatal life, cutaneous wounds undergo regeneration and heal without formation of a scar. Scarless fetal wound healing occurs across species but is age dependent. The transition from a scarless to scarring phenotype occurs in the third trimester of pregnancy in humans and around embryonic day 18 (E18) in mice. However, this varies with the size of the wound with larger defects generating a scar at an earlier gestational age. The emergence of lineage tracing and other genetic tools in the mouse has opened promising new avenues for investigation of fetal scarless wound healing. However, given the inherently high rates of morbidity and premature uterine contraction associated with fetal surgery, investigations of fetal scarless wound healing in vivo require a precise and reproducible surgical model. Here we detail a reliable model of fetal scarless wound healing in the dorsum of E16.5 (scarless) and E18.5 (scarring) mouse embryos.

During mammalian development, early gestational skin wounds heal without a scar. Here we detail a reliable and reproducible model of fetal scarless wound healing in the cutaneous dorsum of E16.5 (scarless) and E18.5 (scarring) mouse embryos.

דגם עור עכבר עוברי של תיקון פצע צלקות

Early in utero, but not in postnatal life, cutaneous wounds undergo regeneration and heal without formation of a scar. Scarless fetal wound healing occurs ...

A Neonatal Mouse Spinal Cord Compression Injury Model

Spinal cord injury (SCI) typically causes devastating neurological deficits, particularly through damage to fibers descending from the brain to the spinal cord. A major current area of research is focused on the mechanisms of adaptive plasticity that underlie spontaneous or induced functional recovery following SCI. Spontaneous functional recovery is reported to be greater early in life, raising interesting questions about how adaptive plasticity changes as the spinal cord develops. To facilitate investigation of this dynamic, we have developed a SCI model in the neonatal mouse. The model has relevance for pediatric SCI, which is too little studied. Because neural plasticity in the adult involves some of the same mechanisms as neural plasticity in early life1, this model may potentially have some relevance also for adult SCI. Here we describe the entire procedure for generating a reproducible spinal cord compression (SCC) injury in the neonatal mouse as early as postnatal (P) day 1. SCC is achieved by performing a laminectomy at a given spinal level (here described at thoracic levels 9-11) and then using a modified Yasargil aneurysm mini-clip to rapidly compress and decompress the spinal cord. As previously described, the injured neonatal mice can be tested for behavioral deficits or sacrificed for ex vivo physiological analysis of synaptic connectivity using electrophysiological and high-throughput optical recording techniques1. Earlier and ongoing studies using behavioral and physiological assessment have demonstrated a dramatic, acute impairment of hindlimb motility followed by a complete functional recovery within 2 weeks, and the first evidence of changes in functional circuitry at the level of identified descending synaptic connections1.

This article describes a method for generating a reproducible spinal cord compression injury (SCI) in the neonatal mouse. The model provides an advantageous platform for studying mechanisms of adaptive plasticity that underlie spontaneous functional recovery.

חוט השדרה עכבר בילוד דגם פגיעה דחיסה

Spinal cord injury (SCI) typically causes devastating neurological deficits, particularly through damage to fibers descending from the brain to the spinal ...

Mouse Model for Pancreas Transplantation Using a Modified Cuff Technique

Mouse models have several advantages in transplantation research, including easy handling, a variety of genetically well-defined strains, and the availability of the widest range of molecular probes and reagents to perform in vivo as well as in vitro studies. Based on our experience with various murine transplantation models, we developed a heterotopic pancreas transplantation model in mice with the intent to analyze mechanisms underlying severe ischemia reperfusion injury-associated early graft damage. In contrast to previously described techniques using suture techniques, herein we describe a new procedure using a non-suture cuff technique. 
In recent years, we have performed more than 300 pancreas transplantations in mice with an overall success rate of &gt;90%, a success rate never described before in mouse pancreas transplantation. The backbone of this non-suture cuff technique for graft revascularization consists of two major steps: (I) pulling the recipient vessel over a polyethylene/polyamide cuff and fixing it with a circumferential ligature, and (II) placing the donor vessel over the everted recipient vessel and fixing it with a second circumferential ligature. The resultant continuity of the endothelial layer results in less thrombogenic lesions with high patency rates and, finally, high success rates.
In this model, arterial anastomosis is achieved by pulling the abdominal aorta of the donor graft over the everted common carotid artery of the recipient animal. Venous drainage of the graft is achieved by pulling the portal vein of the graft over the everted external jugular vein of the recipient. This manuscript provides details and crucial steps of the organ recovery and organ implantation procedures, which will allow researchers with microsurgical skills to perform the transplantation successfully in their laboratories.

Among abdominal solid organ transplantation, pancreatic grafts are prone to develop severe ischemia reperfusion injury-associated graft damage, leading eventually to early graft loss. This protocol describes a model of murine pancreas transplantation using a non-suture cuff technique, ideally suited for analyzing these early, deleterious damages.

העכבר מודל עבור השתלת לבלב בטכניקה השינוי הצמיד

Mouse models have several advantages in transplantation research, including easy handling, a variety of genetically well-defined strains, and the ...

Evaluating the Procedure for Performing Awake Cystometry in a Mouse Model

Awake filling cystometry has been used for a long time to evaluate bladder function in freely moving mice, however, the specific methods used, vary among laboratories. The goal of this study was to describe the microsurgical procedure used to implant an intravesical tube and the experimental technique for recording urinary bladder pressure in an awake, freely moving mouse. In addition, experimental data is presented to show how surgery, as well as tubing type and size, affect lower urinary tract function and recording sensitivity. The effect of tube diameter on pressure recording was assessed in both polyethylene and polyurethane tubing with different internal diameters. Subsequently, the best performing tube from both materials was surgically implanted into the dome of the urinary bladder of male C57BL/6 mice. Twelve-hour, overnight micturition frequency was recorded in healthy, intact animals and animals 2, 3, 5, and 7 days post-surgery. At harvest, bladders were assessed for signs of swelling using gross observation and were subsequently processed for pathological analysis. The greatest extent of bladder swelling was observed on day 2 and 3, which correlated with behavioral voiding data showing significantly impaired bladder function. By day 5, bladder histology and voiding frequency had normalized. Based on the literature and evidence provided by our studies, we propose the following steps for in vivo recording of intravesical pressure and voided volume in an awake mouse: 1) Perform the surgery using an operating microscope and microsurgical tools, 2) Use polyethylene-10 tubing to minimize movement artifacts, and 3) Perform cystometry on post-operative day 5, when bladder swelling resolves.

This study describes the surgical procedures and experimental techniques for performing awake cystometry in a freely moving mouse. In addition, it provides experimental evidence to support its optimization and standardization.

הערכת הנוהל לביצוע Cystometry ער במודל עכבר

Awake filling cystometry has been used for a long time to evaluate bladder function in freely moving mice, however, the specific methods used, vary among ...

Puncture-Induced Iris Neovascularization as a Mouse Model of Rubeosis Iridis

We describe a model of puncture-induced iris neovascularization as a general model for noninvasive evaluation of angiogenesis. The model is also relevant for targeting neovascular glaucoma, a sight-threatening complication of diabetic retinopathy. This method is based on the induction of iris vascular response by a series of self-sealing uveal punctures on BALB/c mice and takes advantage of the postpartum maturation of mouse ocular vasculature. Mouse pups undergo uveal punctures from postnatal day 12.5, when the pups naturally open their eyes, until postnatal day 24.5. Due to the transparency of the cornea, iris vasculature can be analyzed easily through time by noninvasive in vivo methods. Furthermore, the semitransparent iris of BALB/c mice can be flatmounted for detailed immunohistologic analysis with minimal non-specific background staining. In this model, angiogenesis is mainly driven by the inflammatory and plasminogen activating systems. The puncture-induced model is the first to induce iris neovascularization in small rodents, and has the advantage of allowing direct noninvasive in vivo analysis of the angiogenic process. Moreover, the model can be combined with angiogenic modulating substances, which highlights its potential in the study of angiogenesis with an in vivo perspective.

Iris neovascularization, a common complication of ischemic retinal disease, may lead to sight-threatening neovascular glaucoma. Here, we describe a murine protocol for inducing experimental iris neovascularization that may be used for noninvasive evaluation of angiogenesis-modulating substances.

ניקוב-Induced כורוידאלית איריס כמודל העכבר של Rubeosis Iridis

We describe a model of puncture-induced iris neovascularization as a general model for noninvasive evaluation of angiogenesis. The model is also relevant ...

Isometric Contractility Measurement of the Mouse Mesenteric Artery Using Wire Myography

The wire myograph technique is used to assess the contractility of vascular smooth muscles in response to depolarization, GPCR agonists/inhibitors and drugs. It is widely used in many studies on the physiological functions of vascular smooth muscle, the pathogenesis of vascular diseases such as hypertension, and the development of smooth muscle relaxant drugs. The mouse is a widely used model animal with a large pool of disease models and genetically modified strains. We introduced this method to measure the isometric contraction of mouse mesenteric artery in detail. A 1.4-mm segment of mouse mesenteric resistance artery was isolated and mounted on a myograph chamber by passing two steel wires through its lumen. After equilibration and normalization steps, the vessel segment was potentiated by a high-K+ solution twice prior to the contraction assay. As an example of the application of this method in drug development, we measured the relaxant effect of a novel natural substance, neoliensinine, isolated from a Chinese herb, embryos of the lotus seed (Nelumbo nucifera Gaertn.) on mouse mesenteric arteries. The vessel segments mounted on the myograph chamber were stimulated with a high-K+ solution. When the force tension reached a stable sustained phase, cumulative doses of neoliensinine were added to the chamber. We found that neoliensinine had a dose-dependent relaxant effect on smooth muscle contraction, thus suggesting that it bears potential activity against hypertension. In addition, as the vessel segment can survive at least 4 hours after mounting and maintain contractility induced by the high-K+ solution for many times, we suggest that the wire myograph system may be used for the time-consuming process of drug screening.

The wire myograph technique is used to investigate vascular smooth muscle functions and screen new drugs. We report a detailed protocol for measuring the isometric contractility of the mouse mesenteric artery and for screening new relaxants of vascular smooth muscle.

Contractility איזומטרי מדידה של עורק מצע המעי העליון העכבר באמצעות חוט Myography

The wire myograph technique is used to assess the contractility of vascular smooth muscles in response to depolarization, GPCR agonists/inhibitors and ...