מחקר זה נתמך על ידי רפואת עיניים מכון המחקר של אוסטרליה (אוריה). אנו מודים לפרופ &#39;Algis Vingrys וד&quot;ר המפץ וי, אוניברסיטת מלבורן, בתחילה עוזר לנו לפתח את טכניקת הקלטת VEP.

הצהרת אתיקה: כל הנהלים הקשורים בעלי חיים נערכו בהתאם לקוד האוסטרלי עיסוק לטיפול והשימוש בבעלי חיים למטרות מדעיות וההנחיות של הצהרת ארוו לשימוש בבעלי חיים ברפואת עיניים ומחקר חזון, ואושרו על ידי ועדת האתיקה של בעלי חיים מאוניברסיטת Macquarie. 1. VEP אלקטרודה השרשה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להרדים את החיה עם זריקת intraperitoneal של קטמין (75 מ&quot;ג / קילוגרם) וmedetomidine (0.5 מ&quot;ג / קילוגרם). שים לב: בעקבות אינדוקציה של הרדמה, להתבונן רפלקסים נסיגה (מבחן קמצוץ, רפלקס מצמוץ וpalpebral, וכו &#39;) והיעדרם כאינדיקציה לניתוח מתחילה. הרף לפקח בעלי החיים במהלך הניתוח ולנהל תרופה נוספת הרדמה (10% ממינון קטמין הראשוני לעליון למעלה) אם רפלקסים נמצאים. חולדות בוגרות (&gt; 12 שבועות) משמשות בניסויים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לגלח את העור של אזור הניתוח.מניחים את החיה על כרית חימום (37 מעלות צלזיוס) כדי לשמור על טמפרטורת גוף במהלך הניתוח. להכין את העור באמצעות יישום מקומי של povidone- יוד. החל כורך כירורגית. החל משחת עיניים אקטואלי למנוע יובש בקרנית בהרדמה כללית. לשמור asepsis ידי שימוש במכשירים סטריליים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לעשות חתך בעור אורך על קו האמצע של עור הראש. נקה את רקמת חיבור כדי להשיג חשיפה טובה של הגולגולת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> זהירות, לקדוח חורים בר קטנים באמצעות מקדח יד מיקרו באופן ידני בשעה 7 מ&quot;מ מאחורי גבחת ו -3 מ&quot;מ לרוחב קו האמצע. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אלקטרודות שתל בורג דרך הגולגולת לקליפת המוח (אזור 17), חודר הקליפה עד לעומק של כ -0.5 מ&quot;מ. שתל אלקטרודה בורג התייחסות בקו האמצע מקורי מ&quot;מ 3 לגבחת. החל מלט שיניים ללשים בארגז ולתקן את הברגים (לא תמיד חובה). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לתפור את העור של הראש, לנהל משחה אנטיביוטית על העור ומאפשר לבעלי החיים לRecoVer מהרדמה על כרית חימום. הערה: לחלופין, ניתן להשאיר חשופות אלקטרודות, כך עור שלא צריך להיות מחדש בכל הקלטה. מייד עם ההפסקה של ניתוח, אבל לפני התאוששות הרדמה, לנהל תרופה שאינה סטרואידים אנטי דלקתית (NSAID) (אם לא מנוהל מראש אופרטיבי) או משככי כאבים אופיואידים. צג בעלי החיים כל הזמן עד להחלמה מלאה מההרדמה ואמבולטורי באופן מלא. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הרשה שבוע לבעלי החיים להתאושש מהניתוח לפני הקלטת VEP לפחות 1. </li></ol> 2. הזרקת עצב הראייה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להרדים את החיה, להכין את העור ולהחיל כורך כאמור לעיל (1.1 ו -1.2). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לעשות חתך 1 ל -1.5 סנטימטר בעור מעל המסלול של עין שנבחרה באקראי. פתח את הרקמה התת עורית להגיע חלל מסלולית באמצעות מספריים איריס בסדר. פתח את הלחמית וקדמית הכמוסה של שֶׁגֶם מתחת למיקרוסקופ ההפעלה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחזור extraocularשרירים ובלוטות דמעות intraobital לחשוף אורך מ&quot;מ כ 3 של עצב הראייה. פתח את שכבות דורה ועניין הארכניאיד סביב עצב הראייה longitudinally באמצעות להב עיניים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנס את פיפטה הזכוכית לעצב הראייה במרחק של 2 מ&quot;מ אחורי לגלובוס. Micropipette הזכוכית מחובר למזרק המילטון. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הזרק lysolecithin 1% (0.4 - 1.0 מיקרוליטר, עם 0.02% הכחול של אוון שאין לי השפעות על myelination) לאט לתוך העצב על פני תקופה של 30 שניות בערך. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לתפור את החתך בעור. החל משחה אנטיביוטית למניעת זיהום. יכולות להיות מוגשות עיני בחור כמו בקרות פנימיות להקלטות אלקטרופיזיולוגיה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את בעלי החיים על כרית חימום להתאושש מהרדמה. </li></ol> 3. VEP הקלטה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להרדים את החיה ולהכין את העור כמו 1.1 ו -1.2. הערה: במינון נמוך יותר של חומרי הרדמה יכול לשמש לReco אלקטרוrding (40 מ&quot;ג / קילוגרם קטמין וmedetomidine 0.25 מ&quot;ג / קילוגרם). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את החולדה בחדר חשוך ולאפשר לו להסתגל לחשכה במשך 5 - 30 דקות. במקרים מסוימים חולדות יכולות להיות בהתאמה O הכהה מותאם / N לscotopic או אור מותאם להקלטות VEP photopic 8. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשמור על טמפרטורת הגוף על 37 ± 0.5 מעלות צלזיוס על ידי שמיכת מערכת homoeothermic עם בדיקה מדחום רקטלי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להרחיב את התלמידים עם טיפות עיני tropicamide 1.0%. פתח את העור מעל הגולגולת לגשת באלקטרודות בורג אתר-הונח מראש. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חבר את הבורג מעל נגדי קליפת הראייה של העין מגורה ובורג ההתייחסות למגבר. הכנס אלקטרודה מחט לתוך הזנב כקרקע. למדוד ולשמור על עכבת אלקטרודה להלן 5 ק&quot;ג-אוהם. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח ממריץ מיני Ganzfeld ישירות על העור סביב העפעפיים לספק בידוד עין מעולה 7. הארת ממריץ צריכה להיות מכוילת מראשעל ידי פוטומטר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לספק גירוי photic באמצעות הבזקי אור פי 100 בתדירות של 1 הרץ, עם הגדרות מסנן להקה עוברת נמוכות וגבוהות של 1 הרץ ו -100, בהתאמה. קצב דגימת האות הוא בשעה 5 kHz. הערה: יש שנדגמו אותות לפחות בכ 250-300 הרץ על מנת להבטיח שיותר ששתי דגימות שנאספו במהלך כל מחזור. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לתפור את העור בחזרה ולשמור על בעלי החיים על כרית חימום להתאושש מהרדמה. הקלטה ניתן להקליט שוב ​​ושוב על בעלי חיים בודדים לעקוב אחר שינויים פונקציונליים על פני תקופה של זמן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בנקודת הסיום, לנהל הזרקה מנת יתר של pentobarbitone נתרן (100 מ&quot;ג / קילוגרם, IP) להרדימו. לאשר המתת חסד על ידי דום לב, דום נשימה וירידה של טמפרטורת גוף. </li></ol> 4. רקמות הכנה והיסטולוגיה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את עצבי ראייה מבעלי חיים מומתים מתחת למיקרוסקופ ולתקן הרקמות ב1% O paraformaldehyde / N. </li> &lt;li&gt; לשטוף את הרקמה ביסודיות עם מי מלח. פנק את הרקמות במעבד רקמות אוטומטיות ולהטביע בפרפין. חלקים חתוכים (5 - 10 מיקרומטר) באמצעות microtome סיבובי. הערה: מחקר אימונוהיסטוכימיה, לתקן רקמות בparaformaldehyde 1%, לשטוף עם מי מלח ודגירה עם 30% O סוכרוז / N. רקמת שבץ ב אוקטובר הטבעה בינונית ולעשות cryosections באמצעות cryostat. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> סעיפי דגירה בפתרון 0.1% כחולים מהיר כגון Luxol O (באתנול 95%) / N ב 56 מעלות צלזיוס. להבדיל הסעיפים ב0.05% ליתיום קרבונט למשך 30 שניות ולאחר מכן אתנול 70% למשך 30 שניות נוספות. לבסוף, counterstain 0.1% בפתרון סגול cresyl למשך 30 שניות לפני ההרכבה החלקים. השתמש בכתמים הכחולים מהירים לזהות המיאלין בעצב הראייה 5. </li></ol>

<ol>
	<li>Balcer, L. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Clinical+practice.+Optic+neuritis.">Clinical practice. Optic neuritis.</a> N Engl J Med. 354 (12), 1273-1280 (2006).</li><li>Lassmann, H., Waxman, S. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Multiple sclerosis as a neuronal disease. , 153-164 (2005).</li><li>Fahle, M., Bach, M., Heckenlively, J., Arden, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Principles and practice of clinical electrophysiology of vision. , 207-234 (2006).</li><li>Halliday, A. M., McDonald, W. I., Mushin, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Delayed+visual+evoked+response+in+optic+neuritis.">Delayed visual evoked response in optic neuritis.</a> Lancet. 1, 982-985 (1972).</li><li>You, Y., Klistorner, A., Thie, J., Graham, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Latency+delay+of+visual+evoked+potential+is+a+real+measurement+of+demyelination+in+a+rat+model+of+optic+neuritis.">Latency delay of visual evoked potential is a real measurement of demyelination in a rat model of optic neuritis.</a> Invest Ophthalmol Vis Sci. 52 (9), 6911-6918 (2011).</li><li>You, Y., Klistorner, A., Thie, J., Gupta, V. K., Graham, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Axonal+loss+in+a+rat+model+of+optic+neuritis+is+closely+correlated+with+visual+evoked+potential+amplitudes+using+electroencephalogram+based+scaling.">Axonal loss in a rat model of optic neuritis is closely correlated with visual evoked potential amplitudes using electroencephalogram based scaling.</a> Invest Ophthalmol Vis Sci. 53, 3662 (2012).</li><li>You, Y., Klistorner, A., Thie, J., Graham, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improving+reproducibility+of+VEP+recording+in+rats:+electrodes,+stimulus+source+and+peak+analysis.">Improving reproducibility of VEP recording in rats: electrodes, stimulus source and peak analysis.</a> Doc Ophthalmol. 123 (2), 109-119 (2011).</li><li>Heiduschka, P., Schraermeyer, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+visual+function+in+pigmented+and+albino+rats+by+electroretinography+and+visual+evoked+potentials.">Comparison of visual function in pigmented and albino rats by electroretinography and visual evoked potentials.</a> Graefes Arch Clin Exp Ophthalmol. 246 (11), 1559-1573 (2008).</li><li>You, Y., Thie, J., Klistorner, A., Gupta, V. K., Graham, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Normalization+of+visual+evoked+potentials+using+underlying+electroencephalogram+levels+improves+amplitude+reproducibility+in+rats.">Normalization of visual evoked potentials using underlying electroencephalogram levels improves amplitude reproducibility in rats.</a> Invest Ophthalmol Vis Sci. 53 (3), 1473-1478 (2012).</li><li>Levkovitch-Verbin, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+models+of+optic+nerve+diseases.">Animal models of optic nerve diseases.</a> Eye (Lond). 18 (11), 1066-1074 (2004).</li><li>Henry, K. R., Rhoades, R. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Relation+of+albinism+and+drugs+to+the+visual+evoked+potential+of+the+mouse).">Relation of albinism and drugs to the visual evoked potential of the mouse).</a> J Comp Physiol Psychol. 92 (2), 271-279 (1978).</li><li>Murrell, J. C., Waters, D., Johnson, C. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparative+effects+of+halothane,+isoflurane,+sevoflurane+and+desflurane+on+the+electroencephalogram+of+the+rat.">Comparative effects of halothane, isoflurane, sevoflurane and desflurane on the electroencephalogram of the rat.</a> Lab Anim. 42 (2), 161-170 (2008).</li><li>Makela, K., Hartikainen, K., Rorarius, M., Jantti, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Suppression+of+F-VEP+during+isoflurane-induced+EEG+suppression.">Suppression of F-VEP during isoflurane-induced EEG suppression.</a> Electroencephalogr Clin Neurophysiol. 100 (3), 269-272 (1996).</li><li>Boyes, W. K., Padilla, S., Dyer, R. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Body+temperature-dependent+and+independent+actions+of+chlordimeform+on+visual+evoked+potentials+and+axonal+transport+in+optic+system+of+rat.">Body temperature-dependent and independent actions of chlordimeform on visual evoked potentials and axonal transport in optic system of rat.</a> Neuropharmacology. 24 (8), 743-749 (1985).</li><li>Hetzler, B. E., Boyes, W. K., Creason, J. P., Dyer, R. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Temperature-dependent+changes+in+visual+evoked+potentials+of+rats.">Temperature-dependent changes in visual evoked potentials of rats.</a> Electroencephalogr Clin Neurophysiol. 70 (2), 137-154 (1988).</li><li>Mitchell, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+effects+of+lysolecithin+on+non-myelinated+axons+in+vitro.">The effects of lysolecithin on non-myelinated axons in vitro.</a> Acta Neuropathol. 58 (4), 243-248 (1982).</li><li>Meyer, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Acute+neuronal+apoptosis+in+a+rat+model+of+multiple+sclerosis.">Acute neuronal apoptosis in a rat model of multiple sclerosis.</a> J Neurosci. 21 (16), 6214-6220 (2001).</li><li>Lachapelle, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Failure+of+remyelination+in+the+nonhuman+primate+optic+nerve.">Failure of remyelination in the nonhuman primate optic nerve.</a> Brain Pathol. 15 (3), 198-207 (2005).</li></ol>

None of the authors have competing interests or conflicting interests.

The optic nerve is very susceptible to mechanical damage. Optic nerve crush injury over a duration of 1 s can lead to about 75% loss of RGC over a period of 2 weeks10. Therefore, extreme care is required while performing the surgical procedures. According to the authors&#8217; experience, it is much better to adapt a blunt dissection approach to expose and make way through the tissues around the optic nerve along the orientation of the nerve, rather than penetrating in a perpendicular orientation to the optic ...

Optic neuritis is one of the most common form of optic neuropathy, causing complete or partial loss of vision1. Histologically, it is featured by inflammatory demyelination, retinal ganglion cell axonal loss and varying degrees of remyelination in the optic nerve2. Optic neuritis is usually the manifest onset of multiple sclerosis. The visual evoked potential (VEP) is a non-invasive tool for investigating the function of the visual system. It reflects the post-retinal function from the retina to the primary visual cortex and is affected in many optic nerve disease conditions3. The VEP has been predominantly used in optic neuritis patients to assess the integrity of the visual pathway4. 
The latency of VEP, which reflects the velocity of signal conduction along the visual pathway, is considered to be an accurate measurement of the level of myelin associated changes in the optic nerve5; while the amplitude of VEP is believed to be closely correlated with axonal damage of the retinal ganglion cells (RGC)6. This hypothesis has been fairly well established using the rat model of lysolecithin-induced optic nerve demyelination5. 
Here, we explicate a comprehensive protocol of optic nerve microinjection technique in rodents, which can minimise the surgical manipulation-related damage to the nerve per se as well as to the adjacent tissues such as extraocular muscles and blood vessels. Also, the skull electrode implantation surgery has been described for VEP recording in animals7. The VEP recordings can be repeatedly carried out on animals over a period of time to assess demyelination/remyelination related changes as well as impact on axonal integrity in the optic nerve.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Ketamine 100 mg/ml (Ketamil)</td>
			<td>Troy Laboratories</td>
			<td>AC 116</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Medetomidine 1 mg/ml (Domitor)</td>
			<td>Pfizer</td>
			<td>sc-204073</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tropicamide 1.0% (Mydriacyl)</td>
			<td>Alcon</td>
			<td>sc-202371</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Homoeothermic blanket system</td>
			<td>Harvard Apparatus</td>
			<td>NC9203819</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Impedance meter&#160;</td>
			<td>Grass</td>
			<td>F-EZM5</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Screw electrodes&#160;</td>
			<td>Micro Fasteners</td>
			<td>M1.0&#215;3mm Csk Slot M/T 304 S/S</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Subdermal needle electrodes&#160;</td>
			<td>Grass</td>
			<td>F-E3M-72</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rapid Repair&#160;</td>
			<td>DeguDent GmbH</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Light-emitting diode&#160;</td>
			<td>Nichia</td>
			<td>NSPG300A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bioamplifier</td>
			<td>CWE, Inc.</td>
			<td>BMA-400</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CED system</td>
			<td>Cambridge Electronic Design, Ltd.</td>
			<td>Power1401</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hamilton syringe&#160;</td>
			<td>Hamilton</td>
			<td>87930</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lysolecithin</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>L4129</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Evan&#8217;s blue&#160;</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>E2129</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

visual evoked potential recording in a rat model of experimental optic nerve demyelination

The visual evoked potential (VEP) recording is widely used in clinical practice to assess the severity of optic neuritis in its acute phase, and to monitor the disease course in the follow-up period. Changes in the VEP parameters closely correlate with pathological damage in the optic nerve. This protocol provides a detailed description about the rodent model of optic nerve microinjection, in which a partial demyelination lesion is produced in the optic nerve. VEP recording techniques are also discussed. Using skull implanted electrodes, we are able to acquire reproducible intra-session and between-session VEP traces. VEPs can be recorded on individual animals over a period of time to assess the functional changes in the optic nerve longitudinally. The optic nerve demyelination model, in conjunction with the VEP recording protocol, provides a tool to investigate the disease processes associated with demyelination and remyelination, and can potentially be employed to evaluate the effects of new remyelinating drugs or neuroprotective therapies.

עקבות VEP התוך sessional שחזור מוצגות באיור 1 ועיכוב משמעותי בהשהית N1 ניתן לראות לאחר הזרקת עצב הראייה. נגעי עצב ראייה חלקיים של demyelination ניתן לצפות בקטעים היסטולוגית באמצעות מכתים הכחול מהיר Luxol 5. איור 2 מראה קטע נציג עם נגע demyelinated מוקדי קטן במרכז של ?...

Watch this Scientific Journal Video about Visual Evoked Potential Recording in a Rat Model of Experimental Optic Nerve Demyelination at JoVE.com

Visual Evoked Potential Recording in a Rat Model of Experimental Optic Nerve Demyelination

Focal demyelination is induced in the optic nerve using lysolecithin microinjection. Visual evoked potentials are recorded via skull electrodes implanted over the visual cortex to examine the signal conduction along the visual pathway in vivo. This protocol details the surgical procedures underlying electrode implantation and optic nerve microinjection.

הקלטת פוטנציאל עוררה חזותית במודל עכברוש של demyelination עצב אופטי הניסויי

The visual evoked potential (VEP) recording is widely used in clinical practice to assess the severity of optic neuritis in its acute phase, and to ...

visual-evoked-potential-recording-rat-model-experimental-optic-nerve

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Neuroscience

12.2K Views.  Macquarie University. Focal demyelination is induced in the optic nerve using lysolecithin microinjection. Visual evoked potentials are recorded via skull electrodes implanted over the visual cortex to examine the signal conduction along the visual pathway in vivo. This protocol details the surgical procedures underlying electrode implantation and optic nerve microinjection. 

Video: Visual Evoked Potential Recording in a Rat Model of Experimental Optic Nerve Demyelination

Single-unit In vivo Recordings from the Optic Chiasm of Rat

Information about the visual world is transmitted to the brain in sequences of action potentials in retinal ganglion cell axons that make up the optic nerve. In vivo recordings of ganglion cell spike trains in several animal models have revealed much of what is known about how the early visual system processes and encodes visual information. However, such recordings have been rare in one of the most common animal models, the rat, possibly owing to difficulty in detecting spikes fired by small diameter axons. The many retinal disease models involving rats motivate a need for characterizing the functional properties of ganglion cells without disturbing the eye, as with intraocular or in vitro recordings. Here, we demonstrate a method for recording ganglion cell spike trains from the optic chiasm of the anesthetized rat. We first show how to fabricate tungsten-in-glass electrodes that can pick up electrical activity from single ganglion cell axons in rat. The electrodes outperform all commercial ones that we have tried. We then illustrate our custom-designed stereotaxic system for in vivo visual neurophysiology experiments and our procedures for animal preparation and reliable and stable electrode placement in the optic chiasm.

Single-unit In vivo Recordings from the Optic Chiasm of Rat

Retinal ganglion cells transmit visual information from the eye to the brain with sequences of action potentials. Here, we demonstrate how to record the action potentials of single ganglion cells in vivo from anesthetized rats.

יחידה יחידה ב-vivo הקלטות של התצלובת הראייה של עכברוש

Information about the visual world is transmitted to the brain in sequences of action potentials in retinal ganglion cell axons that make up the optic ...

Implantation and Recording of Wireless Electroretinogram and Visual Evoked Potential in Conscious Rats

The full-field electroretinogram (ERG) and visual evoked potential (VEP) are useful tools to assess retinal and visual pathway integrity in both laboratory and clinical settings. Currently, preclinical ERG and VEP measurements are performed with anesthesia to ensure stable electrode placements. However, the very presence of anesthesia has been shown to contaminate normal physiological responses. To overcome these anesthesia confounds, we develop a novel platform to assay ERG and VEP in conscious rats. Electrodes are surgically implanted sub-conjunctivally on the eye to assay the ERG and epidurally over the visual cortex to measure the VEP. A range of amplitude and sensitivity/timing parameters are assayed for both the ERG and VEP at increasing luminous energies. The ERG and VEP signals are shown to be stable and repeatable for at least 4 weeks post surgical implantation. This ability to record ERG and VEP signals without anesthesia confounds in the preclinical setting should provide superior translation to clinical data.

We show surgical implantation and Recording procedures to measure visual electrophysiological signals from the eye (electroretinogram) and brain (visual evoked potential) in conscious rats, which is more analogous to the human condition where recordings are conducted without anesthesia confounds.

השרשה ורישום האלחוטי electroretinogram ופוטנציאל חזותי מעורר אצל חולדות Conscious

The full-field electroretinogram (ERG) and visual evoked potential (VEP) are useful tools to assess retinal and visual pathway integrity in both ...

Behavior

Using the Electroretinogram to Assess Function in the Rodent Retina and the Protective Effects of Remote Limb Ischemic Preconditioning

The ERG is the sum of all retinal activity. The ERG is usually recorded from the cornea, which acts as an antenna that collects and sums signals from the retina. The ERG is a sensitive measure of changes in retinal function that are pan-retinal, but is less effective for detecting damage confined to a small area of retina. In the present work we describe how to record the &#8216;flash&#8217; ERG, which is the potential generated when the retina is exposed to a brief light flash. We describe methods of anaesthesia, mydriasis and corneal management during recording; how to keep the retina dark adapted; electrode materials and placement; the range and calibration of stimulus energy; recording parameters and the extraction of data. We also describe a method of inducing ischemia in one limb, and how to use the ERG to assess the effects of this remote-from-the-retina ischemia on retinal function after light damage. A two-flash protocol is described which allows isolation of the cone-driven component of the dark-adapted ERG, and thereby the separation of the rod and cone components. Because it can be recorded with techniques that are minimally invasive, the ERG has been widely used in studies of the physiology, pharmacology and toxicology of the retina. We describe one example of this usefulness, in which the ERG is used to assess the function of the light-damaged retina, with and without a neuroprotective intervention; preconditioning by remote ischemia.

The electroretinogram (ERG) is an electrical potential generated by the retina in response to light. This paper describes how to use the ERG to assess retinal function, in dark-adapted rats, and how it can be can be used to assess a neuroprotective intervention, in the present case remote ischemic preconditioning.

שימוש בelectroretinogram כדי להעריך את התפקוד ברשתית מכרסמים וההשפעות המגנות של האיבר המרוחק איסכמי אכשור קד

The ERG is the sum of all retinal activity. The ERG is usually recorded from the cornea, which acts as an antenna that collects and sums signals from the ...

Simultaneous Recording of Electroretinography and Visual Evoked Potentials in Anesthetized Rats

The electroretinogram (ERG) and visual evoked potential (VEP) are commonly used to assess the integrity of the visual pathway. The ERG measures the electrical responses of the retina to light stimulation, while the VEP measures the corresponding functional integrity of the visual pathways from the retina to the primary visual cortex following the same light event. The ERG waveform can be broken down into components that reflect responses from different retinal neuronal and glial cell classes. The early components of the VEP waveform represent the integrity of the optic nerve and higher cortical centers. These recordings can be conducted in isolation or together, depending on the application. The methodology described in this paper allows simultaneous assessment of retinal and cortical visual evoked electrophysiology from both eyes and both hemispheres. This is a useful way to more comprehensively assess retinal function and the upstream effects that changes in retinal function can have on visual evoked cortical function.

This protocol describes simultaneous measurement of electroretinogram and visual evoked potentials in anesthetized rats.

הקלטה בו זמנית של Electroretinography ופוטנציאלים חזותיים מעוררים אצל חולדות הרדימו

The electroretinogram (ERG) and visual evoked potential (VEP) are commonly used to assess the integrity of the visual pathway. The ERG measures the ...

In Vivo Methods to Assess Retinal Ganglion Cell and Optic Nerve Function and Structure in Large Animals

The optic nerve collects axons signals from the retinal ganglion cells and transmits visual signal to the brain. Large animal models of optic nerve injury are essential for translating novel therapeutic strategies from rodent models to clinical application due to their closer similarities to humans in size and anatomy. Here we describe some in vivo methods to evaluate the function and structure of the retinal ganglion cells (RGCs) and optic nerve (ON) in large animals, including visual evoked potential (VEP), pattern electroretinogram (PERG) and optical coherence tomography (OCT). Both goat and non-human primate were employed in this study. By presenting these in vivo methods step by step, we hope to increase experimental reproducibility among different labs and facilitate the usage of large animal models of optic neuropathies.

In Vivo Methods to Assess Retinal Ganglion Cell and Optic Nerve Function and Structure in Large Animals

Here we demostrate several in vivo tests (flash visual evoked potential, pattern electroretinogram and optic coherence tomography) in goat and rhesus macaque to understand the structure and function of the optic nerve and its neurons.

ב-Vivo שיטות להערכת תפקוד ומבנה תאי גנגליון רשתית ועצבי הראייה בבעלי חיים גדולים

The optic nerve collects axons signals from the retinal ganglion cells and transmits visual signal to the brain. Large animal models of optic nerve injury ...

Inducing Local Demyelination in the Optic Nerve Using Lysolecithin

Source: You, Y. et al., <a href="https://appjove.unicartagenaproxy.elogim.com/v/52934">Visual Evoked Potential Recording in a Rat Model of Experimental Optic Nerve Demyelination.</a> J. Vis. Exp. (2015)
This video demonstrates the procedure of surgically accessing the optic nerve in an anesthetized animal and precisely delivering lysolecithin to induce focal demyelination, creating neuropathological conditions for further study.

גרימת דמיאלינציה מקומית בעצב הראייה באמצעות ליזולציטין

All procedures involving animal models have been reviewed by the local institutional animal care committee and the JoVE veterinary review board. ...

JoVE Encyclopedia of Experiments

Neuropathology

Epilepsy and Seizure Disorders

Preparing a Rat Model to Assess Visual Pathway Integrity Using an Electrophysiology Setup

Source: Nguyen, C. T. et al., <a href="https://appjove.unicartagenaproxy.elogim.com/v/54158">Simultaneous Recording of Electroretinography and Visual Evoked Potentials in Anesthetized Rats.</a>&#160;J. Vis. Exp. (2016)
This video demonstrates the preparation of a rat model to study retinal health and visual pathway integrity. Visual evoked potential and electroretinography reference and active electrodes are connected to the rat, followed by aligning the platform with the rat in front of the Ganzfeld bowl for even retinal illumination and closing the Faraday cage to avoid external interference.

הכנת מודל חולדה להערכת תקינות מסלול הראייה באמצעות מערך אלקטרופיזיולוגי

All procedures involving animal models have been reviewed by the local institutional animal care committee and the JoVE veterinary review board.
1. ...

Neurophysiology

Electrophysiology Techniques

Electron Microscopic Analysis of Myelin Damage in a Rat Model of Optic Nerve Injury

Take fixed optic nerve sections from a control rat and a rat with optic nerve injury.
The control section exhibits axons with tightly packed myelin sheaths containing concentric plasma membrane layers. The injured section exhibits decompacted myelin with large gaps.
Incubate with an osmium-ferrocyanide complex that binds to lipids and enhances the myelin sheath&#39;s contrast.
Treat with thiocarbohydrazide to create additional binding sites for osmium.
Reapply osmium to further enhance lipid contrast.
Stain with heavy metals, which bind to macromolecules and enhance structural contrast.
Dehydrate using increasing alcohol concentrations and rinse with acetone for resin embedding.
Embed the tissue in resin, and coat the resin with gold to improve image quality.
Use serial block-face scanning electron microscopy to simultaneously slice and image. Focus the electron beam on the surface and detect the backscattered electrons to generate images.
Myelin sheaths appear dark, while spaces within damaged sheaths appear lighter, allowing differentiation between normal and damaged myelin.

אנליזה מיקרוסקופית אלקטרונית של נזק למיאלין במודל חולדה של פגיעה בעצב הראייה

Neuromuscular Disorders

Generating the Widespread Cerebral Cortical Demyelination in a Rat Model

Source: &#220;&#231;al, M. et al., <a href="https://appjove.unicartagenaproxy.elogim.com/v/57879">Rat Model of Widespread Cerebral Cortical Demyelination Induced by an Intracerebral Injection of Pro-Inflammatory Cytokines.</a> J. Vis. Exp. (2021)
The video demonstrates a method for generating a rat model with widespread cerebral cortical demyelination. This involves disrupting the blood-brain barrier by injecting pro-inflammatory cytokines into mice primed with recombinant myelin sheath protein. This process facilitates the infiltration of immune cells, resulting in widespread cerebral cortical demyelination.

יצירת דמיאלינציה קליפת המוח הנפוצה במודל חולדה

Immunology

Immunotherapy

Model Development and Disease Study

Recording of Visual Evoked Potentials via the Skull Electrodes in a Rat Model

Source: You, Y., et al. <a href="https://appjove.unicartagenaproxy.elogim.com/v/52934">Visual Evoked Potential Recording in a Rat Model of Experimental Optic Nerve Demyelination.</a> J. Vis. Exp. (2015).
This video demonstrates the process of measuring visual evoked potentials or VEPs in a dark-adapted, anesthetized rat with pre-implanted skull electrodes, which record the electrical signals from the brain&#39;s visual cortex in response to light stimuli.

הקלטה של פוטנציאלים מעוררים חזותיים באמצעות אלקטרודות גולגולת במודל חולדה

All procedures involving animal models have been reviewed by the local institutional animal care committee and the JoVE veterinary review board.
1. VEP ...