Notre champ de recherche révèle les communications neuronales intestin-cerveau, en particulier son rôle dans la préférence alimentaire. Les expériences impliquant le nerf vague ont souvent été traitées comme un seul faisceau, mais des recherches récentes ont révélé qu’il sélectionne les propriétés et la spécificité des organes. Je pense donc qu’enquêter sur ses statistiques, vous savez, attirera l’attention à l’avenir.
Cette méthode de fixation du cathéter à l’intestin est adaptée à faible coût, moins invasive et plus facile que la méthode proposée précédemment. Traditionnellement, la fixation du cathéter à l’intestin se faisait par suture. Ici, nous avons atténué les dommages chirurgicaux causés aux souris en remplaçant les sutures par de la colle cyanoacrylate.
Dans notre laboratoire, nous explorons le mécanisme de l’effet du stress physique et psychologique sur la communication neuronale intestin-cerveau chez la souris. Pour commencer, utilisez des ciseaux pour couper le tube de silicone à une longueur précise de sept centimètres. À l’aide de colle cyanoacrylate, fixez de minuscules billes de plastique, à environ trois millimètres de l’extrémité du tube de silicium.
Excisez l’apex d’une aiguille de calibre 23 et coupez 1,5 centimètre de la pointe de l’aiguille. Insérez la section coupée de l’aiguille du côté opposé de la perle dans le tube en silicone. À l’aide d’une pince, excisez un centimètre de la pointe de l’aiguille.
Fixez l’aiguille d’injection modifiée de calibre 23 à une seringue de 2,5 millilitres. Engainez un tube de silicone de 15 centimètres sur l’aiguille d’injection de calibre 23. Coupez l’aiguille d’injection à 1,5 centimètre de la pointe et fixez-la au tube en silicone.
Pour commencer, placez la souris anesthésiée en décubitus dorsal sur la table chirurgicale, en alignant sa bouche à proximité de l’appareil d’inhalation. À l’aide de ruban adhésif, fixez la cavité buccale, les pattes avant et les pattes arrière de la souris à la table d’opération. Appliquez une crème dépilatoire pour enlever les poils de la partie supérieure gauche de l’abdomen.
Faites une incision cutanée de 1,5 centimètre sur le côté droit de l’abdomen et cinq millimètres sous le processus xiphoïde. Créez ensuite une incision de 1,5 centimètre dans la paroi abdominale au même endroit que l’incision cutanée initiale. Déplacez doucement le lobe hépatique gauche latéralement à l’aide d’une pince à bout émoussé pour exposer l’estomac.
Maintenant, soulevez l’estomac et retirez-le doucement à travers l’incision. À l’aide de ciseaux, créez une petite perforation dans l’antre pylorique. Introduisez l’extrémité du cathéter avec une bille dans la perforation.
Après avoir confirmé la bonne fixation du cathéter à l’estomac, repositionnez soigneusement l’estomac dans sa position d’origine. Suturez la paroi abdominale, permettant au cathéter de sortir vers l’extérieur. Fermez ensuite l’incision cutanée d’une manière analogue à la fermeture abdominale.
Nettoyez la région opérée avec une solution de gluconate de chlorhexidine et placez la souris dans une cage aseptisée. Pour commencer, fixez la souris anesthésiée sur une plate-forme stéréotaxique à l’aide de barres d’oreille auxiliaires pour atténuer les effets de la pulsation et de la respiration. À l’aide d’un rasoir électrique ou d’une crème dépilatoire, retirez soigneusement les poils du cuir chevelu.
Désinfectez la surface du cuir chevelu avec une solution de gluconate de chlorhexidine à 0,1 à 0,5 %. Appliquez un gel anesthésique local sur le cuir chevelu et attendez cinq à 10 minutes. Ensuite, à l’aide de ciseaux, faites une coupe droite de l’arrière de la tête vers le front.
Utilisez des pinces pour retirer tout excès de peau exposant le crâne. Retirez le tissu conjonctif du périoste à l’aide d’un coton-tige. Appliquez immédiatement le ciment acrylique sur le crâne et attendez cinq minutes que le ciment sèche.
Passez la souris sous un stéréomicroscope à fluorescence. Pour l’imagerie, utilisez un ensemble de filtres de fluorescence bleue à large bande en combinaison avec une source lumineuse au mercure. Ensuite, retirez l’aiguille du cathéter de l’extrémité du cathéter.
Purgez tout contenu résiduel à l’intérieur du cathéter côté souris en utilisant environ 0,03 millilitre de solution saline. Retirez ensuite le cathéter de la souris. Aspirez la dose appropriée de solution de glucose à 10 % dans la seringue et fixez-la au cathéter.
Dans le logiciel d’imagerie, vérifiez la reconnaissance de l’appareil photo et réglez la fréquence d’images sur 10 hertz. Réglez la résolution sur 512 x 512 pixels et la profondeur sur 16 bits. Cliquez sur le bouton du processus d’enregistrement et acquérez des données spontanées pendant 50 secondes.
Enfin, avec une perfusion progressive de la solution de glucose, enregistrez les données de l’état physiologique de la souris. L’activité neuronale spontanée a révélé des oscillations calciques aléatoires dans tout le cortex. Les changements temporels d’intensité de fluorescence ont montré des oscillations calciques suivant un modèle de suppression en rafale.
L’injection de glucose a montré des changements significatifs dans la dynamique du calcium cortical dans les quatre à huit secondes suivant la fin de l’administration de glucose, avec une activation immédiate dans le cortex moteur secondaire. Cependant, aucun changement n’a été observé après l’administration de l’eau. Par rapport à l’administration d’eau, des changements substantiels dans les rapports d’intensité de fluorescence ont été observés dans la région du cortex moteur secondaire après l’injection de glucose.
Les niveaux d’activation dans différentes régions corticales après l’injection n’ont montré de différences significatives que dans la région secondaire du cortex moteur.
