La ventilation mécanique est largement utilisée dans l’insuffisance respiratoire, remplaçant partiellement ou totalement la ventilation spontanée. Sa gestion nécessite des connaissances et une expertise préalables. Cependant, certaines études montrent que les professionnels ne se sentent pas en sécurité dans sa gestion.
Toute réclamation, manque de formation ou de connaissances préalables. Les modèles expérimentaux viennent faciliter les concepts de ventilation mécanique et de visualisation de la mécanique pulmonaire avec un retour visuel. Initialement obtenu le poids de l’animal pour ajuster les médicaments et la sédation nécessaires à la procédure.
Administrer de la kétamine cinq milligrammes par kilogramme et du point midazolam 25 milligrammes par kilogramme par voie intramusculaire. Ensuite, ponctionnez la veine marginale de l’oreille avec un cathéter veineux de 20 G et administrez du propofol par voie intraveineuse, cinq milligrammes par kilogramme pour l’induction de l’anesthésie. Administrer trois millilitres d’héparine par voie intraveineuse à huit blocs cardiopulmonaires d’extraction et de perfusion.
Après l’anesthésie, effectuez une intubation orotrachéale avec une canule de 6,5 millimètres. La canule trachéale doit être solidement fixée pour éviter tout déplacement pendant l’intervention. Après préparation, connectez le NMO par canule à la ventilation mécanique et maintenez l’anesthésie NMO avec un isofluor de 1,5 % dans 50 % de fraction d’oxygène inspirée.
Et le fentanyl, 10 microgrammes par kilogramme de bolus, plus 10 microgrammes par kilogramme par heure de perfusion continue. L’évaluation de la profondeur de sédation est réalisée sur la base de la surveillance des paramètres hémodynamiques et de l’utilisation d’un analyseur de gaz. Ajustez le ventilateur mécanique pour un modèle à volume contrôlé avec un volume courant de huit millilitres par kilogramme.
Le mode de ventilation et les autres paramètres sont sélectionnés sur l’écran du ventilateur mécanique. La fréquence respiratoire doit être ajustée pour maintenir le CO2 en fin de marée de 35 à 45 millimètres de mercure. Faites une incision sternale suffisamment grande pour accéder à la cavité thoracique, de deux centimètres au-dessus du manubrium à deux centimètres en dessous de l’apophyse xifoide du sternum, et positionnez les écarteurs de côtes, en élargissant le champ de vision pendant la procédure.
Faites une incision trachéale horizontalement à l’aide du scalpel. L’incision doit être suffisamment grande pour introduire une nouvelle canule trachéale, en retirant la sonde trachéale buccale. Gonflez le brassard de la canule trachéale nouvellement introduite.
Fixez la nouvelle canule trachéale directement à la trachée. La canule trachéale n’est pas suturée, juste attachée, pour éviter les fuites et les mouvements lors de la mise en place des poumons dans le caisson de ventilation. À l’aide du scalpel, disséquez les tissus pour retirer le bloc cardiopulmonaire du thorax.
À la fin, augmentez la concentration d’isofluorane à 5% et administrez 10 millilitres de chlorure de potassium. Après la dissection tissulaire, clampez la canule orotrachéale avec la pince de Cali appropriée à la fin de l’inspiration, en gardant le poumon gonflé. Débranchez le ventilateur mécanique.
Sectionnez l’artère aortique et positionnez l’aspirateur à l’intérieur de la cavité thoracique pour éliminer le sang extravasé et maintenir la visualisation de la cavité. Le ligament pulmonaire inférieur doit être relâché avec précaution pour éviter une lacération pulmonaire. Retirez le bloc cardiopulmonaire de la cage thoracique avec la canule orotrachéale serrée et placez-le sur un plateau.
Canulez l’artère pulmonaire à l’aide d’un cathéter à lumière unique de gros calibre et connectez-le au dispositif de perfusion pour administrer en continu 2000 millilitres de solution saline à 9 % jusqu’à ce qu’un liquide clair s’écoule de l’aorte. La solution saline doit être administrée à un taux normal. Éviter de presser la poche de perfusion.
Après avoir dégagé l’écoulement, suturez l’artère aortique et administrez une autre centaine de millilitres de solution saline. La solution saline reste à l’intérieur des poumons jusqu’à la fin de l’expérience. Après avoir préparé les poumons, positionnez-les verticalement à l’intérieur de la boîte en acrylique et connectez la canule trachéale au ventilateur mécanique.
Assurez-vous que la canule trachéale est fermement fixée dans la trachée. Réglez le ventilateur mécanique en mode de contrôle du volume avec les paramètres suivants. Volume Tau, six millilitres par kilogramme.
PEEP, cinq centimètres d’eau. Fraction inspirée de l’oxygène, 21%Fréquence respiratoire, 15. Un temps de pause inspiratoire, 10%Les réglages sont sélectionnés sur l’écran du ventilateur mécanique.
Pour commencer le recrutement, augmentez la PEEP de cinq à six centimètres d’eau, puis augmentez-la par incréments progressifs de deux centimètres d’eau, jusqu’à atteindre 14 centimètres d’eau. La PEEP est augmentée à l’aide du bouton à l’écran du ventilateur mécanique. Chaque valeur PEEP est maintenue pendant 10 minutes tout en enregistrant la mécanique pulmonaire.
Après avoir atteint 14 centimètres d’eau, réduisez le PEEP étape par étape par décréments de deux centimètres d’eau jusqu’à atteindre six centimètres d’eau, puis réduisez-le à cinq centimètres d’eau. Au cours de cette diminution, la valeur de la PEEP est maintenue pendant cinq minutes, tout en enregistrant la mécanique pulmonaire. À la fin de l’étape de recrutement, serrez doucement la canule trachéale avec la pince pendant l’inspiration, en gardant les poumons gonflés.
Ouvrez la boîte en acrylique. Retirez les poumons de la boîte en acrylique et placez-les soigneusement dans un récipient en verre. Après avoir placé les poumons dans le récipient en verre, assurez-vous que la pince est bien fermée et versez 500 millilitres de solution saline à 9%.
Conservez les poumons au réfrigérateur dans un récipient en verre emballé dans du plastique à une température de deux à huit degrés Celsius pendant 24 heures. Répétez le processus de ventilation mécanique et la manœuvre de recrutement ovulaire pendant cinq jours consécutifs. Après chaque fois que le processus est terminé, placez les poumons dans le récipient en verre et conservez-le au réfrigérateur.
Nous analysons les poumons pendant cinq jours consécutifs, en répétant l’ensemble du processus tel que décrit dans l’organigramme. Nous avons pu montrer comment les variables pulmonaires se comportaient avant et après le recrutement, et établir la durabilité du modèle pulmonaire ex vivo au cours de la période d’étude. Nous avons observé des différences significatives entre toutes les variables avant et après les manœuvres de recrutement.
La pression de pointe, la pression de plateau et la pression d’entraînement ont diminué après la manœuvre, tandis que la souplesse dynamique a augmenté, démontrant l’ouverture des alvéoles affaissées et un gain dans la région pulmonaire. La résistance des voies respiratoires a également augmenté après le recrutement. Nous montrons que le modèle est efficace pour démontrer les changements visuels de la mécanique pulmonaire par la manœuvre de recrutement alvéolaire, et son efficacité pour l’étude et l’enseignement de la mécanique pulmonaire.
De plus, nous montrons que le modèle peut être utilisé pendant au moins cinq jours consécutifs. Dans l’étude pilote, nous avons commencé avec un PEEP de cinq centimètres d’eau, et l’avons augmenté par incréments de cinq centimètres d’eau jusqu’à 25 centimètres. Cependant, les pressions de pointe et de plateau atteignent des valeurs supérieures à 40 et 30 centimètres d’eau respectivement, avec formation de fistule.
Ainsi, nous avons choisi d’effectuer une augmentation progressive par incréments de deux centimètres afin de fournir une meilleure analyse du comportement des pressions dans le temps, et de comprendre les limites PEEP dans votre modèle de diagraphie ex-vivo. Il n’y a pas de différence entre l’inflation soutenue ou l’inflation incrémentale par rapport à la mortalité, mais en plus d’être la plus utilisée, l’inflation incrémentale peut faciliter l’analyse par étapes de la mécanique pulmonaire. Il y a eu des études utilisant des modèles XV sur C avec une pression positive et négative avec différentes initiatives, telles que le développement d’un modèle similaire pour les études précliniques, la vérification de la distribution des aérosols et la mise en place de simulations pédiatriques.
Malgré les objectifs différents, de telles études ouvrent des possibilités pour nos nouvelles recherches, des applications d’aide à notre modèle d’apprentissage. Bien que des études aient démontré que l’utilisation de la ventilation à pression positive dans le modèle de volume XV peut conduire à un recrutement brutal, avec une déformation locale plus importante que la ventilation à pression négative. Il est nécessaire de créer des modèles de pression positive car nos patients sont généralement soumis à une pression positive pendant la ventilation mécanique, car la limite de nous avons d’abord, la connaissance de toute anatomie animale afin que les jambes puissent être correctement retirées.
Deuxièmement, le modèle n’a pas été évalué au-delà de cinq jours. Troisièmement, ce modèle, il s’adapte bien à l’enseignement de la ventilation. Et enfin, pour transposer ses résultats à tous les êtres humains, il est important de considérer les limites du modèle animal.
Le modèle pulmonaire X vivo est viable et reproductible, il peut être soumis à des manœuvres de recrutement avec visualisation des variables mécaniques pulmonaires. Le modèle offre une nouvelle vision du poumon sous ventilation mécanique, facilitant l’enseignement de ces concepts par rétroaction visuelle.
