Este método representa una porción de un protocolo de cría de conservación ex situ más grande utilizado para la producción en masa de laboratorio de mariposas de riesgo. Ilustra cómo se pueden adaptar los métodos básicos de cría para la investigación científica para ayudar a abordar el comportamiento clave, la historia de la vida o las brechas de datos ecológicos. Los métodos específicos presentados para evaluar el tiempo de desarrollo larvario y el número de estadios larvarios tienen una amplia aplicabilidad a otros programas de investigación o cría de conservación de mariposas.
Esta técnica es un enfoque eficaz para documentar las métricas de la historia de la vida de una mariposa en peligro de extinción, como el número de estrellas larvales, la duración de las etapas del desarrollo y el tamaño de todas las etapas de la vida. Hemos simplificado nuestro protocolo para que la productividad y la eficiencia se incrementen en el laboratorio, lo que es especialmente importante cuando se recopilan datos en un corto período de tiempo. Este método requiere destreza y atención al detalle para evitar el daño del organismo, ya que las larvas de mariposa son muy pequeñas especialmente como neonatos.
Demostrar el procedimiento estará Jacob Hornfeldt, un estudiante de nuestro laboratorio. Para comenzar, usa un pequeño pincel de acuarela de pelo de camello para mover y aislar cuidadosamente una sola larva y colocarla bajo un microscopio diseccionado en un plato de petri. Sumerja un solo pelo de la pluma de insecto en pintura luminosa no tóxica de color contrastante con el de la larva, y coloque cuidadosamente una pequeña gota de pintura en la parte posterior de la larva.
Después de 30 segundos, la pintura se seca. Con la ayuda de un pequeño pincel de acuarela de pelo de camello, coloque cada larva individual en su propia taza de plástico transparente de dos onzas que contenga aproximadamente de una a tres hojas pequeñas de material anfitrión terminal fresco, y escriba un identificador único en la taza y la tapa. Fije firmemente la tapa.
Revise cuidadosamente cada larva diariamente. Con fórceps, retire las hojas y colóquelas sobre una superficie blanca. Inspeccione la taza y la tapa transparente.
Examine las hojas bajo un microscopio diseccionado para detectar la presencia de exuvias larvales y cápsulas de cabeza. Cuando se observe una exuvia larval, retírela de la copa y colóquela en un vial lleno de 0,2 microlitros de glicerina. Etiquete la parte superior de la tapa y el lado con el número de larva, la fecha de la muda y la cápsula de la cabeza.
Coloque la exuvia larval y la cápsula de la cabeza asociada en una tapa de la porción de plástico transparente, y ponga un par de gotas de etanol en ella. Observe la exuvia larvaria bajo un microscopio diseccionable. Si la cápsula de la cabeza larval ya está separada de la exuvia, coloque una gota de glicerina en la punta de los fórceps entymológicos puntiagudos y toque suavemente la cápsula de la cabeza a la glicerina.
Coloque la cápsula de la cabeza en el tubo de microcentrífuga asociado. Si la cápsula de la cabeza todavía está unida a la exuvia larvaria, utilice fórceps puntiagudos y un pasador de insecto para separar la cápsula de la cabeza de la exuvia larvaria. Una vez separado utilizar la técnica de glicerina para recoger la cápsula de la cabeza.
Después de cada muda, vuelva a pintar las larvas y registre las fechas de la muda. Cada día, utilice pinzas digitales para medir la longitud total del cuerpo desde la cabeza hasta el último segmento abdominal de cada larva. Tome tres medidas y registre el promedio de las tres junto con la fecha y la hora.
Compruebe la taza de plástico correspondiente para asegurarse de que no hay moho en ella. Retire todos los restos de frass y antiguos del anfitrión y agregue material de huésped fresco según sea necesario. Devuelva la larva a la taza.
Mantener las copas bajo temperatura de laboratorio entre 27 y 32 grados Celsius para una óptima actividad larvaria y desarrollo. Mantener la condición hasta que todas las larvas lleguen a su estrella final y comiencen la etapa prepupal. Cuando las larvas dejen de alimentarse, giren un color marrón verdoso opaco uniforme, pierdan sus galones y, a menudo, se despeden del huésped, coloque un pequeño pedazo de papel corrugado en la copa.
Una vez que cada larva se ha quedado completamente medir su longitud total y registrar la fecha de la pupación. Esta es la muda final de cada individuo. Revisa las pupas todos los días.
Cuando hayan crecido en mariposas, use fórceps para sostener la mariposa adulta y sople suavemente en las alas para revelar el color de la superficie de las alas superiores. Los machos parecen tener azul en todas las alas y las hembras han reducido el azul y una olla de ojos anaranjado en el ala posterior. Registre la fecha de eclosión y el sexo de cada mariposa adulta resultante.
Para medir la longitud del acorde del ala de cada mariposa sostenga suavemente la mariposa con fórceps y utilice pinzas digitales. En caso de que la mariposa esté demasiado activa para ser medida colóquela en un refrigerador durante 30 segundos o menos e inténtelo de nuevo. Este protocolo ha permitido la investigación dirigida y la recopilación extensiva de datos sobre numerosas lagunas de datos clave importantes para mejorar las mejores prácticas de cría y cría de laboratorio.
Aquí están las cuatro cápsulas de la cabeza recogidas para un individuo. La mayoría de las larvas tenían cuatro mudas con cada etapa de vida inmadura menos de cinco días. Las hembras normalmente se desarrollaron más rápido en todas las etapas inmaduras en comparación con los machos.
Aunque esto no fue un efecto significativo con un valor p en 0.625. Este paso es muy meticuloso, especialmente cuando las larvas son neonatos recién eclosionados. Es importante recordar usar un microscopio durante este paso para asegurarse de que la pintura se aplica en el lugar apropiado en la parte posterior de la oruga.
Estos métodos se pueden ampliar para ayudar a evaluar las tasas de supervivencia en la etapa de desarrollo, el rendimiento diferencial en múltiples huéspedes larvales, así como ayudar a los investigadores a interpretar mejor los datos del campo. Este método sencillo ilustra cómo con un poco de planificación las prácticas básicas de cría de organismos se pueden adaptar fácilmente para la investigación científica. Los resultados se pueden utilizar para ayudar a informar, y potencialmente adaptar, métodos ex situ para mejorar el éxito.
