Wir danken Ye Zhang für die Hilfe mit den Musterspuren und Tin Ki Tsang für die Hilfe mit den Bildern. Diese Arbeit wurde von einem Ray Thomas Edwards Foundation Early Career Award und einem NIH Grant (R01DC015519) an C.-YS und NIH Zuschüsse (R01DC009597 und R01DK092640) an JWW unterstützt

1. Vorbereitung der Hardware für at4 Aufnahme <ol><li> Zur Herstellung von Elektroden mit Aluminosilikatglas-Kapillaren (OD 1,0 mm, ID 0.64 mm) ein Pipetten-Puller-Instrument verwenden. Stumpfen Sie die Spitze der Referenzelektrode leicht mit einem Paar feiner Pinzette, um das Einsetzen in den Clypeus der Fliege zu erleichtern ( dh eine abgerundete Platte an der Vorderseite des Fliegenkopfes, über den Mundstücken). HINWEIS: In dieser Studie wurden 7 Tage alte WT-Männer (Berlin) verwendet. Verwenden Sie die AHL-Salzlösung 14 als Elektrolyt für beide Elektroden. </li><li> 1 l AHL durch Mischen von 900 ml destilliertem Wasser mit 6,312 g NaCl, 0,373 g KCl, 0,337 g NaHCO 3 , 0,1120 g NaH 2 PO 4 , 1,892 g Trehalose ּ 2 H 2 O, 3,4423 g Saccharose, 1,192 g HEPES und 8,2 ml 1 M MgCl 2 . Mit destilliertem Wasser das Gesamtvolumen auf 1 L bringen. Den pH-Wert mit 1 N NaOH auf 7,4 bringen und die Lösung mit a. SterilisierenVakuum-angetriebenes Filtersystem. Zur Langzeitlagerung die AHL-Aliquote bei 4 ° C aufbewahren. HINWEIS: Konsequente Lieferungen von Palmitoleinsäure sind abhängig von der Gleichmäßigkeit der Patronen. Es ist entscheidend, dass jede Patrone reproduzierbar zusammengebaut wird. </li><li> Mit einer Rasierklinge 0,9 cm von der Spitze einer 200 μl Pipettenspitze entfernen, um den ersten Patronenabschnitt zu erzeugen, der 4,1 cm misst; Beziehen sich auf die in Abbildung 1A angegebenen Abmessungen. Benutzen Sie eine weitere 200 μl Pipettenspitze und entfernen Sie 1,7 cm und 1,5 cm von der Spitze und der Basis, um den zweiten Patronenabschnitt zu erzeugen, der 1,8 cm misst ( Abbildung 1A ). Verwenden Sie ein Lineal, um die Reproduzierbarkeit zu gewährleisten. </li><li> Verwenden Sie einen ⅛ &quot;Lochpuncher, um Scheiben aus Filterpapier zu schneiden. </li><li> Verwenden Sie eine Pinzette, um eine Filterpapierscheibe an der Spitze des zweiten Patronenabschnitts zu platzieren. Visuell bestätigen, dass es eine Öffnung in der Patronenspitze gibt, durch die Luft hindurchtreten kann. </li><li> Befestigen Sie die ersten und zweiten Patronenabschnitte wie in Abbildung 1A gezeigt . Winkeln Sie den zweiten Patronenabschnitt nach unten, um das quadratische Ziel auf die Präparation zu erleichtern ( Abbildung 1B ). </li><li> Verbinden Sie die Patrone mit dem Geruchsabgaberohr, das auf einem Mikromanipulator montiert ist. HINWEIS: Mit dieser Konstruktion kann die Patrone nach außen geschwenkt werden, um den Austausch zu erleichtern ( Abbildung 1C ). </li><li> Setzen Sie den konstanten befeuchteten Luftstrom auf 2 l / min in einem Massenregler und der Riechstofffluss auf 500 mL / min in einem anderen Massenkontroller. </li><li> Verwenden Sie die Software (siehe Tabelle der Materialien ), programmieren Sie die Prozedur, um einen 500 ms Geruch puff zu verabreichen. </li></ol> 2. Vorbereitung von Palmitoleinsäure-Geruchslösungen zur Lieferung HINWEIS: Or47b ORNs reagieren sowohl auf cis - als auch auf trans - Palmitoleinsäure. Da Palmitoleinsäure bei R instabil istT, die Lagerbestände werden bei -20 ° C gelagert und innerhalb eines Monats nach dem Öffnen verwendet. Ethanol ist das Lösungsmittel der Wahl für Palmitoleinsäure. <ol><li> Verwenden eines Vortex - Mischers gründlich 10 ul cis- zu mischen oder Palmitoleinsäure Aktien oder Verdünnungen mit 90 &amp; mgr; l 100% Ethanol für zehnfache Reihenverdünnungen in 1,7 ml Mikroröhrchen trans-. Bereiten Sie frische Palmitoleinsäure-Verdünnungen täglich vor Versuchen und Gebrauch innerhalb eines Tages vor. HINWEIS: Für Geruchsstoffe, die in Ethanol nicht löslich sind, wird eine Glasampulle zur Herstellung von Geruchsverdünnungen mit anderen organischen Lösemitteln empfohlen. </li><li> Unter Verwendung einer P10-Mikropipette werden in jeder entsprechenden Patrone 5 &amp; mgr; l cis- Palmitoleinsäure-Lösungen der gewünschten Verdünnungen auf das Filterpapier gegeben. HINWEIS: Die höchste Dosierung (10 -1 ) enthält 450 μg der Verbindung. Für trans- Palmitoleinsäurelösungen gelten stattdessen 4,5 μl, so dass die höchste Dosierung (10 -1 ) auch 450 μg t enthältEr zusammen. </li><li> Um das Lösungsmittel vollständig zu verdampfen, legen Sie die Palmitoleinsäurepatronen in einen Vakuumexsikkator für 1 h bei RT und 7,59 mmHg Druck. HINWEIS: Die Patronen können bis zu 4 h bei RT verwendet werden. </li></ol> 3. Vorbereitung von Drosophila für den reinen Zugang zu den at4 Sensilla für In-vivo- elektrophysiologische Aufnahmen ANMERKUNG: WT-Fliegen (Berlin) werden im Standard-Maismehl-Medium bei 25 ° C im 12:12 Hell-Dunkel-Zyklus aufgezogen. Nach der Eklosion werden die Fliegen durch Geschlecht in Gruppen von zehn getrennt, wobei sie bis 7 Jahre alt sind. Or47b ORNs in männlichen und weiblichen Fliegen reagieren auf Palmitoleinsäure. Zur Vereinfachung werden in der aktuellen Studie nur männliche Fliegen untersucht. <ol><li> Montieren Sie eine Fly-Prep-Folie: Auf einem Glasschieber legen Sie ein Glasdeckel (18 x 18 mm 2 ) auf eine kleine Menge von Modellier-Ton, bilden einen ~ 3 ° Winkel mit der Glasrutsche. Legen Sie doppelseitiges Klebeband auf die innere eDge des Deckglases und auf dem Bereich der Rutsche unmittelbar darunter. Ersetzen Sie mit frischem Klebeband für jeden Tag der Aufnahme ( Abbildung 2A ). </li><li> Benutze einen Fliegenaspirator 15 , um die Fliege des Interesses in den Schlauch zu sammeln und dann eine 200-μl Pipettenspitze über das Ende des Schlauches zu platzieren. Gleichzeitig blättern Sie die Röhre nach vorne, während Sie Luft in die Röhre blasen, um die Fliege zum Ende der Pipettenspitze zu drücken. Verwenden Sie eine Rasierklinge, um direkt unter dem Körper der Fliege und 2 Köpfe Längen über der Fliege zu schneiden. </li><li> Tamp den Boden der Pipettenspitze mit modellierendem Ton und drückt die Fliege nach oben, bis sowohl die Antennen als auch der Clypeus ausgesetzt sind ( Abbildung 2B ). Um zu vermeiden, die Fliege zu töten, füge nur genug Lehm hinzu, um die Antennen und die Arena zu entlarven, da dies verhindert, dass der Fliegenabdomen zerdrückt wird. Darüber hinaus fügen Sie Ton langsam und sanft, um jede plötzliche Verengung zu verhindern. Vergewissern Sie sich, dass die Fliege am Leben ist, indem Sie auf Antenne prüfenOder Rüsselbewegung. </li><li> Verwenden Sie Pinzette, um die Pipettenspitze zu manövrieren, die die Fliege beherbergt. Orientieren Sie den Kopf so, dass der Clypeus dem Recht des Beobachters gegenüber steht. Stellen Sie die Vorbereitung entlang des Deckglases mit feiner Pinzette ein, bis die laterale Seite der Antenne an der geklebten Deckglasoberfläche anliegt ( Abbildung 2B ). </li><li> Legen Sie eine Haltestange auf den Arista, um die Antenne auf dem doppelseitigen Klebeband zu befestigen, um eine Bewegung zu verhindern ( Abbildung 2B ). HINWEIS: Die Haltestange wird aus einer Borosilikatglaskapillare mit einem Pipettenabzieher gezogen und mit modelliertem Ton in Position gehalten ( Abbildung 2A ). </li><li> Legen Sie die Vorbereitung auf die Bühne der Anlage ( Abbildung 2C ). Mit dem Mikroskop bestätigen Sie, dass die Trichoide entlang der distal-lateralen Kante des dritten Segments der Antenne sichtbar sind. HINWEIS: Im Idealfall sollte die Sensilla vor dem Hintergrund klar silhouettiert werden, was sie vereinfacht<html> Identifizierung und erleichtert die Aufnahme ( Abbildung 3 ). Bei dieser Vorbereitung ist die Mehrheit der zugänglichen Trichoid-Sensilla vom Typ &quot;at4&quot;. </li><li> Halten Sie die Vorbereitung unter konstant befeuchtetem Luftstrom (2 l / min), die über ein separates Luftförderrohr aus einem Abstand von etwa 2 cm von der Vorbereitung ( Abbildung 4 ) geliefert wird, wie zuvor beschrieben, 2 , 15 . </li></ol> 4. Aufzeichnung von at4 Sensillum-Aktivität von Or47b-ORNs in den at4-Trichoiden in Reaktion auf Palmitoleinsäure <ol><li> Setzen Sie die Referenzelektrode in den Clypeus ein ( Abbildung 3A ). Um Gewebeschäden zu vermeiden, stellen Sie sicher, dass die Elektrode direkt unter der Oberfläche eingesetzt wird, wo sie die Hämolymphe unter der Nagelhaut mit einer schnellen und sanften Bewegung berühren kann. </li><li> Senken Sie die Aufzeichnungselektrode langsam ab, bis sie in die gleiche Draufsicht tritt wie das Ziel-Sensillum (= &quot;Xfig&quot;&gt; Abbildung 3B). Aufnehmen unter einem Objektiv von 50X. HINWEIS: Die zähe Trichoidkohle macht das Einsetzen der Aufzeichnungselektrode in die sensilläre Basis, deren breiterer Bereich ein größeres Ziel bietet, das die Wahrscheinlichkeit verringert, dass die Elektrode abgelenkt wird ( Abbildung 3B , Einfügung). </li><li> Bevor Sie Geruchsreize auf ein Sensillum anwenden, beachten Sie die folgenden Selektionskriterien. Jeder Trichoid, der diese Standards nicht erfüllt, sollte abgelehnt und stattdessen ein anderes Sensillum gewählt werden. <ol><li> Beachten Sie ein hohes Signal-Rausch-Verhältnis (siehe Abbildung 3C für ein Beispiel). </li><li> Beobachten Sie identifizierbare Spikes von at4A und at4C Neuronen ( Abbildung 3C ). HINWEIS: Die Note der at4B-Spitze ist sehr ähnlich zu at4A 10 und kann nicht leicht ohne Geruchsstimulation identifiziert werden. </li><li> Beachten Sie, dass die basale Zündrate der at4A Neuronen istUm oder unter 20 Hz. HINWEIS: Dieses Kriterium ist für at4A spezifisch, da die basale Brennrate für das Neuron höher ist als die der basiconischen ORNs 2 . Eine viel höhere Basalfeuerung zeigt an, dass die Neuronen während der Elektrodeneinfügung beschädigt worden sein könnten. </li></ol></li><li> Verbinden Sie die Patrone mit dem Riechentransportrohr. Beginnen Sie mit der Lösungsmittelkontrolle und dann den Geruchsstoffen von niedrigen zu hohen Konzentrationen. Benutzen Sie den Mikromanipulator, um die Patrone in Richtung Prep zu manövrieren, während Sie die Patrone quadratisch an den Kopf der Präp. Achten Sie darauf, dass die Patrone von wenigen Millimetern direkt direkt auf die Antenne ( Abbildung 4 ) gerichtet ist. HINWEIS: Ziel ist es, das Öffnen der Patrone direkt an der Antenne auszurichten und in der Nähe des Zielgewebes zu positionieren. </li><li> Vergewissern Sie sich, dass die Duftstoffpatrone von der Aufzeichnungselektrode rechts von 1 - 2 mm und von der Fliege vorn getrennt istP um ca. 1 mm nach unten schieben. HINWEIS: Bei der hier beschriebenen Einrichtung wird die Duftstoffpatrone eng von der Aufzeichnungselektrode, der Referenzelektrode und der Fliegenvorbereitungsschiene ( Abbildung 4 ) begrenzt. HINWEIS: Achten Sie auf den Abstand zwischen der Patrone und den Aufzeichnungs- / Referenzelektroden. Ein Abstand von ca. 4 mm wird empfohlen 1 . Der unbeabsichtigte Kontakt kann das Signal beenden und die Spitze der Aufzeichnungselektrode brechen, das aktuelle Neuron beschädigen und weitere Aufnahmen komplizieren. HINWEIS: Betrachten Sie den Abstand, der die Patrone trennt, und die Fly-Prep-Folie. Das Berühren des Deckglases kann auch die Aufzeichnungselektrode entfernen, um die Aufzeichnung zu stören. </li><li> Drücken Sie &quot;Record&quot; in der Datenerfassungssoftware, um die Aufnahme zu starten. HINWEIS: Für jede 10-s-Aufzeichnung wird ein einziger 500 ms-Geruchsimpuls direkt an die Antenne geliefert, wie in Schritt 1.9 beschrieben. </li><li> Nach riechender Anwendung,Ziehen Sie die Patrone vorsichtig zurück, bevor Sie sie mit einer Patrone der nächsthöheren Konzentration ersetzen. Weiter bis der gesamte Dosierungsbereich erreicht ist. HINWEIS: Es wird empfohlen, von jeder Fliege nur ein Or47b ORN zu erfassen, um eventuelle Auswirkungen der Anpassung zu vermeiden. </li><li> Spülen Sie die Aufzeichnungselektrode gründlich mit destilliertem Wasser ab, nachdem Sie die Aufzeichnung für den Tag abgeschlossen haben. </li><li> Analysieren und zeichnen Sie die Daten mit handelsüblicher Offline-Analyse-Software. </li></ol>

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Die Autoren haben nichts zu offenbaren.

Hier haben wir ein Verfahren beschrieben, mit dem die Reaktionen von Or47b ORNs auf Palmitoleinsäure robust induziert und aufgezeichnet werden können. Wir haben eine herkömmliche Langstrecken-Geruchsabgabemethode 2 , 7 , 10 modifiziert , um das Problem der unzureichenden Pheromon-Geruchsabgabe zu beheben. Wir haben das Problem der geringen Geruchsbelastung angesprochen, indem wir die Verbindung über Odorantpatron...

<html> Drosophila ORNs reagieren auf eine Vielzahl von Geruchsstoffen mit weitreichenden Kohlenstoffkettenlängen und einer Vielzahl von funktionellen Gruppen, einschließlich Estern, Alkoholen, Ketonen, Lactonen, Aldehyden, Terpenen, organischen Säuren, Aminen, Schwefelverbindungen, Heterocyclen und Aromaten 2 , 3 Geruchsstoffe, die in ihren physikalisch-chemischen Merkmalen variieren, können deutlich unterschiedliche Volatilitäten aufweisen, die durch den Dampfdruck der Verbindung gekennzeichnet sind. Bemerkenswerterweise unterscheiden sich biologisch relevante Geruchsstoffe für Drosophila melanogaster in ihrer Flüchtigkeit stark. Zum Beispiel reagieren Ir92a ORNs auf Ammoniak 4 , das sehr flüchtig ist, mit einem Dampfdruck von 6,432 mmHg bei 20 ° C. Im Gegensatz dazu reagieren Or67d ORNs auf ein männliches Pheromon, cis- Vccccylacetat ( c VA) 5 , 6 , dessen Dampfdruck 43 mmHg bei 20 ° C beträgt. Ove_content &quot;&gt; Das Studium der olfaktorischen Reaktion auf Geruchsstoffe mit geringer Flüchtigkeit ist bei herkömmlichen Geruchsabgabemethoden besonders anspruchsvoll, bei denen die Geruchsstoffe über einen Trägerluftstrom über einen relativ langen Abstand ( dh mehrere Zentimeter) zugeführt werden, so dass die berichteten Geruchsreaktionen vorliegen Zu einem gegebenen geringe Volatilitätsgeruch kann je nach Ausgestaltung des Geruchsabgabesystems stark variieren. Beispielsweise reicht die berichtete Reaktion von Or67d ORNs auf eine hohe Dosis von c VA von ~ 40 7 -&gt; 200 Spikes / s 6 Darüber hinaus ist die ineffektive Abgabe von c VA mit konventionellen Verabreichungsmethoden wahrscheinlich auf falsch-negative Ergebnisse zurückzuführen, was zu der Interpretation führt, dass c VA allein nicht ausreicht, um Or67d ORNs 8 zu aktivieren. Diese Interpretation wurde später von einer anderen Studie mit einem Nahbereichs-Geruchslieferungsverfahren 9. Es ist daher imperaUm ein robustes Geruchsabgabesystem für die effektive Darstellung von Geruchsstoffen mit geringer Volatilität zu entwickeln. Vor kurzem haben wir mehrere langkettige cutikuläre Fettsäuren als Liganden für Or47b ORNs identifiziert. Sie sind im Typ 4 Antennal Trichoid Sensillum (at4) untergebracht. Unter den langkettigen Fettsäure-Geruchsstoffen fanden wir, dass Palmitoleinsäure als aphrodisiakales Pheromon wirkt, das die männliche Balz durch die Aktivierung von Or47b ORNs 1 fördert. Jedoch wurde in einer anderen Studie, die ein herkömmliches Geruchsverabreichungsverfahren verwendete, Methyllaurat gezeigt, um Reaktionen von Or47b-ORNs hervorzurufen, während Palmitoleinsäure keine Antwort hervorrief, wenn sie aus dem gleichen Abstand 10 präsentiert wurde . Im Vergleich zu c VA sind langkettige Fettsäuren noch weniger flüchtig, mit Dampfdrücken von weniger als 0,001 mmHg bei 25 ° C 11 . Die inhärent geringe Flüchtigkeit von langkettigen Fettsäure-Geruchsstoffen, die eine effiziente Darstellung der Antenne ausschließtKonventionelle Geruchsabgabesysteme, wahrscheinlich die falsch-negativen Ergebnisse 10 . Diese Inkonsistenz hebt die Unzulänglichkeit konventioneller Geruchsabgabesysteme bei der Präsentation von Geringmachter-Geruchsstoffen hervor. Es wurde zuvor gezeigt, dass die effektive Abgabe von Fliegen-Cuticular-Gerüchen eine enge Nähe zwischen der Geruchsquelle und dem Zielgewebe 6 erfordert. Um also die Wirkungen von biologisch aktiven Pheromonen vollständig zu charakterisieren, während man den Abstand, von dem sie wahrscheinlich von Fruchtfliegen in der Natur 12 , 13 angetroffen werden, imitiert, haben wir vereinbart, dass der minimalen Abstand in unserem Verfahren eine hohe Priorität eingeräumt werden muss. Unsere Methode hat weitere Vorteile, einschließlich der Kompatibilität mit Standard-Elektrophysiologie Rigs und Techniken. Vorhandene Rig-Setups erfordern eine minimale Modifikation, um dieses Protokoll aufzunehmen, und die meisten SSR-Schritte erfordern nur geringfügige Anpassungen. DiesMacht unsere Technik für Forscher, die in SSR erfahren sind, leicht zugänglich. Darüber hinaus ermöglicht unsere Technik die Präsentation von geringen Volatilitätsgerüchen mit scharfem Einsetzen und Offset, Korrelation der Stimulusabgabe mit neuronaler Reaktion. Schließlich erleichtert das Hardware-Layout einen schnellen Austausch zwischen Duftkartuschen und beschleunigt die Datenerfassung über einen gewünschten Dosierungsbereich. Wir beginnen mit der Überprüfung der Vorbereitung von Referenz- und Aufzeichnungselektroden, Adult Hemolymph-Like (AHL) -Lösung, Odorant-Patronen und dem entsprechenden Olfaktometer. Wir diskutieren dann die Vorbereitung der Palmitoleinsäure-Geruchslösungen, gefolgt von der Vorbereitung der Fliege zur Aufzeichnung. Wir betrachten die Kriterien für die Auswahl eines Trichoid-Sensillums, um die Positionierung der Odoranzpatrone aufzuzeichnen und genauer zu untersuchen, bevor repräsentative Daten, die mit dieser Methode gewonnen wurden, präsentiert werden. Schließlich schließen wir durch die Erforschung nützlicher Anwendungen dieser techniqUe, einige begegnete Probleme und ihre Lösungen.

<table><tbody><tr><td>&lt;strong&gt;Prep Setup &amp;amp; Miscellaneous Materials&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pipette Puller Instrument&amp;nbsp;</td><td>Sutter Instruments&lt;br/&gt; Novato CA USA</td><td>P97</td><td>Pipette Puller</td></tr><tr><td>Borosilicate Glass Capillaries</td><td>World Precision Instruments&lt;br/&gt; Sarasota FL USA</td><td>1B100F-4</td><td>to make holding rods</td></tr><tr><td>Aluminosilicate Glass Capillaries&amp;nbsp;</td><td>Sutter Instruments&lt;br/&gt; Novato CA USA</td><td>AF100-64-10</td><td>to make electrodes</td></tr><tr><td>Superfrost Microscope Slides</td><td>Fisher Scientific&lt;br/&gt; Pittsburgh PA USA</td><td>12-550-143</td><td>for fly-prep station</td></tr><tr><td>Permanent Double Sided Tape</td><td>Scotch&lt;br/&gt; St. Paul MN USA</td><td>NA</td><td>for fly-prep station</td></tr><tr><td>Upright microscope</td><td>Olympus&lt;br/&gt; Shinjuku Tokyo Japan</td><td>BX51</td><td>for recording rig</td></tr><tr><td>Plastalina modeling clay</td><td>Van Aken&lt;br/&gt; North Charleston SC USA</td><td>B0019QZMQQ</td><td>for prep station and to stablize the holding rod</td></tr><tr><td>Rapid-Flow Sterile Disposable Filter Unit with SFCA Membrane, 0.45 mm</td><td>Nalgene&lt;br/&gt; Rochester NY USA</td><td>#156-4045</td><td>to sterilize AHL solution</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Name&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Company&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Catalog Number&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Comments&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Cartridge Materials&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td></tr><tr><td>200 &amp;micro;L pipette tip&amp;nbsp;</td><td>VWR&lt;br/&gt; Radnor PA USA</td><td>53508-810</td><td>to make odor cartridges and fly prep</td></tr><tr><td>Filter Paper</td><td>Whatman&lt;br/&gt; Maidstone Kent UK</td><td>740-E</td><td>to make odor cartridges&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Vacuum Desiccator&amp;nbsp;</td><td>Cole-Parmer&lt;br/&gt; Vernon Hills IL USA</td><td>VX-06514-30</td><td>to vaporize ethanol solvent</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Name&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Company&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Catalog Number&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Comments&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Odorant Materials&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td></tr><tr><td>cis-palmitoleic acid</td><td>Cayman Chemical&lt;br/&gt; Ann Arbor MI USA</td><td>#10009871 (CAS # 373-49-9)</td><td>Or47b odorant</td></tr><tr><td>trans-palmitoleic acid</td><td>Cayman Chemical&lt;br/&gt; Ann Arbor MI USA</td><td>#9001798 (CAS # 10030-73-6)</td><td>Or47b odorant</td></tr><tr><td>Ethanol</td><td>Spectrum Chemical MFG.&amp;nbsp;&lt;br/&gt; New Brunswick NJ USA</td><td>E1028-500MLGL</td><td>to dilute palmitoleic acid&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Name&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Company&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Catalog Number&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Comments&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Rig Setup Materials&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Odorant Cartridge Micromanipulator</td><td>Siskiyou&lt;br/&gt; Grants Pass OR USA</td><td>MX130R</td><td>to position the olfactometer</td></tr><tr><td>Flow Vision software&amp;nbsp;</td><td>Alicat&lt;br/&gt; Tuscon AZ USA</td><td>FLOWVISIONSC</td><td>software to control flow rate</td></tr><tr><td>Mass Controller</td><td>Alicat&lt;br/&gt; Tuscon AZ USA</td><td>MC-2SLPM-D</td><td>to control the flow rate for humidified air</td></tr><tr><td>Mass Controller</td><td>Alicat&lt;br/&gt; Tuscon AZ USA</td><td>MC-500SCCM-D</td><td>to control the flow rate for odor stimulation</td></tr><tr><td>Clampex</td><td>Molecular Devices&lt;br/&gt; Sunnyvale CA USA</td><td>Ver. 10.4</td><td>Data acquisition software</td></tr><tr><td>Air delivery tube</td><td>Ace Glass&lt;br/&gt; Vineland NJ USA</td><td>8802-936&amp;nbsp;</td><td>to deliver humidified air</td></tr><tr><td>50X objective lens&amp;nbsp;</td><td>Olympus&lt;br/&gt; Shinjuku Tokyo Japan</td><td>LMPLFL50X</td><td>recording rig</td></tr><tr><td>Clampfit 10</td><td>Molecular Devices&lt;br/&gt; Sunnyvale CA USA</td><td>Ver. 10.4</td><td>software for spike analysis&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Igor Pro 6</td><td>WaveMetrics&lt;br/&gt; Lake Oswego OR USA</td><td>Ver. 6.37</td><td>software for data analysis&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Audio Monitor</td><td>ALA Scientific Instruments&lt;br/&gt; Farmingdale NY USA</td><td>NPIEXB-AUDIS-08B</td><td>Aurally reports individual spikes</td></tr><tr><td>Extracellular Amplifier</td><td>ALA Scientific Instruments&lt;br/&gt; Farmingdale NY USA</td><td>NPIEXT-02F</td><td>to increase the amplitude of electrical signals</td></tr><tr><td>Valve Controller</td><td>Warner Instruments&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;</td><td>VC-8</td><td>to control the opening of the valve for odor stimulation</td></tr><tr><td>Recording Electrode Micromanipulator</td><td>Sutter Instruments&lt;br/&gt; Novato CA USA</td><td>MP-285</td><td>to position recording electrode</td></tr><tr><td>Headstage Amplifier</td><td>ALA Scientific Instruments&lt;br/&gt; Farmingdale NY USA</td><td>EQ-16.0008</td><td>to increase the amplitude of electrical signals</td></tr><tr><td>Oscilloscope</td><td>Tektronix&lt;br/&gt; Beaverton OR USA</td><td>TDS2000C</td><td>Visual report of individual spikes</td></tr></tbody></table>

electrophysiological recording from drosophila trichoid sensilla in response to odorants of low volatility

Insekten verlassen sich auf ihren Geruchssinn, um eine breite Palette von Verhaltensweisen zu führen, die für ihr Überleben kritisch sind, wie z. B. Nahrungssuchende, Raubtiervermeidung, Eiablage und Paarung. Unzählige Chemikalien unterschiedlicher Volatilitäten wurden als natürliche Geruchsstoffe identifiziert, die Insekten-Olfaktor-Rezeptor-Neuronen (ORNs) aktivieren. Allerdings wurde das Studium der olfaktorischen Reaktionen auf niedervolatile Geruchsstoffe durch eine Unfähigkeit behindert, solche Reize mit herkömmlichen Geruchsabgabemethoden effektiv zu präsentieren. Hier beschreiben wir ein Verfahren, das die wirksame Darstellung von Geringheitsröhrchen mit geringer Volatilität für in vivo Single-Sensillum Recording (SSR) ermöglicht. Durch Minimierung 1 den Abstandes zwischen der Geruchsquelle und dem Zielgewebe, ermöglicht diese Methode zur Anwendung von biologisch ausgeprägten aber bisher unzugänglichen Riechstoffe, einschließlich Palmitoleinsäure, eine stimulierende Pheromon mit einer nachgewiesenen Wirkung auf ORNs in Balz und Paarungsverhalten beteiligt.Unsere Prozedur bietet somit eine neue Avenue, um eine Vielzahl von niedervolatilen Geruchsstoffen für das Studium der Insekten-Olfusion und Pheromon-Kommunikation zu untersuchen.

Unsere Technik wurde erfolgreich angewendet, um die relative Wirksamkeit der trans ( Abbildung 5A ) gegenüber cis ( Fig. 5B ) Isomeren der Palmitoleinsäure zu bestimmen. Unsere repräsentativen Daten zeigen, dass trans- Palmitoleinsäure ein effektiverer Ligand für Or47b-ORNs im Vergleich zur cis- Isoform ist ( Abbildung 5C ). Ein einzelnes Neuron wurde von jed...

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Electrophysiological Recording from Drosophila Trichoid Sensilla in Response to Odorants of Low Volatility

Das Gesamtziel dieses Protokolls ist es, zu zeigen, wie man Geruchsstoffe mit geringer Flüchtigkeit für die Single-Sensillum-Aufzeichnung von Drosophila- olfaktorischen Rezeptor-Neuronen, die auf langkettige cutikuläre Pheromone reagieren, präsentieren kann.

Elektrophysiologische Aufzeichnung von<em&gt; Drosophila</em&gt; Trichoid Sensilla in Reaktion auf Odoranten der niedrigen Volatilität

Insects rely on their sense of smell to guide a wide range of behaviors that are critical for their survival, such as food-seeking, predator avoidance, ...

electrophysiological-recording-from-drosophila-trichoid-sensilla

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Electrophysiological Recording from Drosophila Trichoid Sensilla in Response to Odorants of Low Volatility

8.8K Aufrufe.  University of California San Diego.  Das Gesamtziel dieses Protokolls ist es, zu zeigen, wie man Geruchsstoffe mit geringer Flüchtigkeit für die Single-Sensillum-Aufzeichnung von Drosophila- olfaktorischen Rezeptor-Neuronen, die auf langkettige cutikuläre Pheromone reagieren, präsentieren kann. 

Serie: Electrophysiological Recording from Drosophila Trichoid Sensilla in Response to Odorants of Low Volatility

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed in sensory hairs called sensilla, which cover the surface of olfactory organs. The surface of each sensillum is covered with tiny pores, through which odorants pass and dissolve in a fluid called sensillum lymph, which bathes the sensory dendrites of the OSNs housed in a given sensillum. The OSN dendrites express odorant receptor (OR) proteins, which in insects function as odor-gated ion channels4, 5. The interaction of odorants with ORs either increases or decreases the basal firing rate of the OSN. This neuronal activity in the form of action potentials embodies the first representation of the quality, intensity, and temporal characteristics of the odorant6, 7.
Given the easy access to these sensory hairs, it is possible to perform extracellular recordings from single OSNs by introducing a recording electrode into the sensillum lymph, while the reference electrode is placed in the lymph of the eye or body of the insect. In Drosophila, sensilla house between one and four OSNs, but each OSN typically displays a characteristic spike amplitude. Spike sorting techniques make it possible to assign spiking responses to individual OSNs. This single sensillum recording (SSR) technique monitors the difference in potential between the sensillum lymph and the reference electrode as electrical spikes that are generated by the receptor activity on OSNs1, 2, 8. Changes in the number of spikes in response to the odorant represent the cellular basis of odor coding in insects. Here, we describe the preparation method currently used in our lab to perform SSR on Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae, and show representative traces induced by the odorants in a sensillum-specific manner.

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

Electrophysiological responses of olfactory sensory neurons to odorants can be measured in insects using single sensillum recordings. In this video article we will demonstrate how to perform single sensillum recordings in the antennae of the vinegar fly (Drosophila melanogaster) and the maxillary palps of the malaria mosquito (Anopheles gambiae).

Einzel Sensillum Recordings in der Insekten Drosophila melanogaster Und Anopheles gambiae</em

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed ...

Forschung

Neurowissenschaften

High-resolution Measurement of Odor-Driven Behavior in Drosophila Larvae

Olfactory responses in Drosophila larvae have been traditionally studied in Petri dishes comprising a single peripheral odor source. In this behavioral paradigm, the experimenter usually assumes that the rapid diffusion of odorant molecules from the source leads to the creation of a stable gradient in the dish. To establish a quantitative correlation between sensory inputs and behavioral responses, it is necessary to achieve a more thorough characterization of the odorant stimulus conditions. In this video article, we describe a new method allowing the construction of odorant gradients with stable and controllable geometries. We briefly illustrate how these gradients can be used to screen for olfactory defects (full and partial anosmia) and to study more subtle features of chemotaxis behavior.

In this video article, we describe a new method allowing the construction of odorant gradients with stable and controllable geometries. We briefly illustrate how these gradients can be used to screen for olfactory defects (full and partial anosmia) and to study more subtle features of chemotaxis behavior.

Hochauflösende Messung von Odor-Driven Behavior in Drosophila-Larven

Olfactory responses in Drosophila larvae have been traditionally studied in Petri dishes comprising a single peripheral odor source. In this behavioral ...

Biologie

Calcium Imaging of Odor-evoked Responses in the Drosophila Antennal Lobe

The antennal lobe is the primary olfactory center in the insect brain and represents the anatomical and functional equivalent of the vertebrate olfactory bulb1-5. Olfactory information in the external world is transmitted to the antennal lobe by olfactory sensory neurons (OSNs), which segregate to distinct regions of neuropil called glomeruli according to the specific olfactory receptor they express. Here, OSN axons synapse with both local interneurons (LNs), whose processes can innervate many different glomeruli, and projection neurons (PNs), which convey olfactory information to higher olfactory brain regions.
Optical imaging of the activity of OSNs, LNs and PNs in the antennal lobe - traditionally using synthetic calcium indicators (e.g. calcium green, FURA-2) or voltage-sensitive dyes (e.g. RH414) - has long been an important technique to understand how olfactory stimuli are represented as spatial and temporal patterns of glomerular activity in many species of insects6-10. Development of genetically-encoded neural activity reporters, such as the fluorescent calcium indicators G-CaMP11,12 and Cameleon13, the bioluminescent calcium indicator GFP-aequorin14,15, or a reporter of synaptic transmission, synapto-pHluorin16 has made the olfactory system of the fruitfly, Drosophila melanogaster, particularly accessible to neurophysiological imaging, complementing its comprehensively-described molecular, electrophysiological and neuroanatomical properties2,4,17. These reporters can be selectively expressed via binary transcriptional control systems (e.g. GAL4/UAS18, LexA/LexAop19,20, Q system21) in defined populations of neurons within the olfactory circuitry to dissect with high spatial and temporal resolution how odor-evoked neural activity is represented, modulated and transformed22-24.
Here we describe the preparation and analysis methods to measure odor-evoked responses in the Drosophila antennal lobe using G-CaMP25-27. The animal preparation is minimally invasive and can be adapted to imaging using wide-field fluorescence, confocal and two-photon microscopes.

Calcium Imaging of Odor-evoked Responses in the Drosophila Antennal Lobe

We describe an established technique to measure and analyze odor-evoked calcium responses in the antennal lobe of living Drosophila melanogaster.

Calcium Imaging von geruchs-evozierte Potentiale in der Drosophila Antennallobus

The antennal lobe is the primary olfactory center in the insect brain and represents the anatomical and functional equivalent of the vertebrate olfactory ...

Electrophysiological Recording From Drosophila Labellar Taste Sensilla

The peripheral taste response of insects can be powerfully investigated with electrophysiological techniques. The method described here allows the researcher to measure gustatory responses directly and quantitatively, reflecting the sensory input that the insect nervous system receives from taste stimuli in its environment. This protocol outlines all key steps in performing this technique. The critical steps in assembling an electrophysiology rig, such as selection of necessary equipment and a suitable environment for recording, are delineated. We also describe how to prepare for recording by making appropriate reference and recording electrodes, and tastant solutions. We describe in detail the method used for preparing the insect by insertion of a glass reference electrode into the fly in order to immobilize the proboscis. We show traces of the electrical impulses fired by taste neurons in response to a sugar and a bitter compound. Aspects of the protocol are technically challenging and we include an extensive description of some common technical challenges that may be encountered, such as lack of signal or excessive noise in the system, and potential solutions. The technique has limitations, such as the inability to deliver temporally complex stimuli, observe background firing immediately prior to stimulus delivery, or use water-insoluble taste compounds conveniently. Despite these limitations, this technique (including minor variations referenced in the protocol) is a standard, broadly accepted procedure for recording Drosophila neuronal responses to taste compounds.

Electrophysiological Recording From Drosophila Labellar Taste Sensilla

This protocol describes extracellular recording of the action potential responses fired by labellar taste neurons in Drosophila.

Elektrophysiologische Aufnehmen von<em&gt; Drosophila</em&gt; Labellar Geschmack Sensillen

The peripheral taste response of insects can be powerfully investigated with electrophysiological techniques. The method described here allows the ...

Measuring Physiological Responses of Drosophila Sensory Neurons to Lipid Pheromones Using Live Calcium Imaging

Unlike mammals, insects such as Drosophila have multiple taste organs. The chemosensory neurons on the legs, proboscis, wings and ovipositor of Drosophila express gustatory receptors1,2, ion channels3-6, and ionotropic receptors7 that are involved in the detection of volatile and non-volatile sensory cues. These neurons directly contact tastants such as food, noxious substances and pheromones and therefore influence many complex behaviors such as feeding, egg-laying and mating. Electrode recordings and calcium imaging have been widely used in insects to quantify the neuronal responses evoked by these tastants. However, electrophysiology requires specialized equipment and obtaining measurements from a single taste sensillum can be technically challenging depending on the cell-type, size, and position. In addition, single neuron resolution in Drosophila can be difficult to achieve since taste sensilla house more than one type of chemosensory neuron. The live calcium imaging method described here allows responses of single gustatory neurons in live flies to be measured. This method is especially suitable for imaging neuronal responses to lipid pheromones and other ligand types that have low solubility in water-based solvents.

Measuring Physiological Responses of Drosophila Sensory Neurons to Lipid Pheromones Using Live Calcium Imaging

The forelegs and proboscis of Drosophila contain a rich repertoire of gustatory sensory neurons. Here, we present a method using calcium imaging to measure physiological responses from sensory neurons in the foreleg and proboscis of live flies upon exogenous application of a gustatory pheromone.

Mess physiologischen Reaktionen von<em&gt; Drosophila</emNeurone&gt; Sensory zu Lipid Pheromone Verwendung von Live-Calcium Imaging

Unlike mammals, insects such as Drosophila have multiple taste organs. The chemosensory neurons on the legs, proboscis, wings and ovipositor of Drosophila ...

Immunologie und Infektion

High-resolution Quantification of Odor-guided Behavior in Drosophila melanogaster Using the Flywalk Paradigm

In their natural environment, insects such as the vinegar fly Drosophila melanogaster are bombarded with a huge amount of chemically distinct odorants. To complicate matters even further, the odors detected by the insect nervous system usually are not single compounds but mixtures whose composition and concentration ratios vary. This leads to an almost infinite amount of different olfactory stimuli which have to be evaluated by the nervous system.
To understand which aspects of an odor stimulus determine its evaluation by the fly, it is therefore desirable to efficiently examine odor-guided behavior towards many odorants and odor mixtures. To directly correlate behavior to neuronal activity, behavior should be quantified in a comparable time frame and under identical stimulus conditions as in neurophysiological experiments. However, many currently used olfactory bioassays in Drosophila neuroethology are rather specialized either towards efficiency or towards resolution.
Flywalk, an automated odor delivery and tracking system, bridges the gap between efficiency and resolution. It allows the determination of exactly when an odor packet stimulated a freely walking fly, and to determine the animal&#180;s dynamic behavioral reaction.

High-resolution Quantification of Odor-guided Behavior in Drosophila melanogaster Using the Flywalk Paradigm

The automated tracking system Flywalk is used for high-resolution quantification of odor-guided behavior in Drosophila melanogaster.

Hochaufgelöste Quantifizierung der Geruchsgelenkten Verhalten in<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt; Verwenden der<em&gt; Flywalk</em&gt; Paradigm

In their natural environment, insects such as the vinegar fly Drosophila melanogaster are bombarded with a huge amount of chemically distinct odorants. To ...

Electrophysiological Method for Recording Intracellular Voltage Responses of Drosophila Photoreceptors and Interneurons to Light Stimuli In Vivo

Voltage responses of insect photoreceptors and visual interneurons can be accurately recorded with conventional sharp microelectrodes. The method described here enables the investigator to measure long-lasting (from minutes to hours) high-quality intracellular responses from single Drosophila R1-R6 photoreceptors and Large Monopolar Cells (LMCs) to light stimuli. Because the recording system has low noise, it can be used to study variability among individual cells in the fly eye, and how their outputs reflect the physical properties of the visual environment. We outline all key steps in performing this technique. The basic steps in constructing an appropriate electrophysiology set-up for recording, such as design and selection of the experimental equipment are described. We also explain how to prepare for recording by making appropriate (sharp) recording and (blunt) reference electrodes. Details are given on how to fix an intact fly in a bespoke fly-holder, prepare a small window in its eye and insert a recording electrode through this hole with minimal damage. We explain how to localize the center of a cell's receptive field, dark- or light-adapt the studied cell, and to record its voltage responses to dynamic light stimuli. Finally, we describe the criteria for stable normal recordings, show characteristic high-quality voltage responses of individual cells to different light stimuli, and briefly define how to quantify their signaling performance. Many aspects of the method are technically challenging and require practice and patience to master. But once learned and optimized for the investigator's experimental objectives, it grants outstanding in vivo neurophysiological data.

Electrophysiological Method for Recording Intracellular Voltage Responses of Drosophila Photoreceptors and Interneurons to Light Stimuli In Vivo

Sharp microelectrodes enable accurate electrophysiological characterization of photoreceptor and visual interneuron output in living Drosophila. Here we show how to use this method to record high-quality voltage responses of individual cells to controlled light stimulation. This method is ideal for studying neural information processing in insect compound eyes.

Elektrophysiologische Verfahren zur Aufzeichnung von intrazellulärer Spannung Antworten von<em&gt; Drosophila</em&gt; Fotorezeptoren und Inter auf Lichtreize<em&gt; In Vivo</em

Voltage responses of insect photoreceptors and visual interneurons can be accurately recorded with conventional sharp microelectrodes. The method ...

Olfactory Behaviors Assayed by Computer Tracking Of Drosophila in a Four-quadrant Olfactometer

A key challenge in neurobiology is to understand how neural circuits function to guide appropriate animal behaviors. Drosophila melanogaster is an excellent model system for such investigations due to its complex behaviors, powerful genetic techniques, and compact nervous system. Laboratory behavioral assays have long been used with Drosophila to simulate properties of the natural environment and study the neural mechanisms underlying the corresponding behaviors (e.g. phototaxis, chemotaxis, sensory learning and memory)1-3. With the recent availability of large collections of transgenic Drosophila lines that label specific neural subsets, behavioral assays have taken on a prominent role to link neurons with behaviors4-11. Versatile and reproducible paradigms, together with the underlying computational routines for data analysis, are indispensable for rapid tests of candidate fly lines with various genotypes. Particularly useful are setups that are flexible in the number of animals tested, duration of experiments and nature of presented stimuli. The assay of choice should also generate reproducible data that is easy to acquire and analyze. Here, we present a detailed description of a system and protocol for assaying behavioral responses of Drosophila flies in a large four-field arena. The setup is used here to assay responses of flies to a single olfactory stimulus; however, the same setup may be modified to test multiple olfactory, visual or optogenetic stimuli, or a combination of these. The olfactometer setup records the activity of fly populations responding to odors, and computational analytical methods are applied to quantify fly behaviors. The collected data are analyzed to get a quick read-out of an experimental run, which is essential for efficient data collection and the optimization of experimental conditions.

Olfactory Behaviors Assayed by Computer Tracking Of Drosophila in a Four-quadrant Olfactometer

We describe here a behavioral setup and data analysis method for assaying olfactory responses of up to 100 vinegar flies (Drosophila melanogaster). This system may be used with single or multiple olfactory stimuli, and adaptable for optogenetic activation or silencing of neuronal subsets.

Olfaktorischen Behaviors Assayed von Computer-Tracking<em&gt; Drosophila</em&gt; In einem Vier-Quadranten-Olfaktometer

A key challenge in neurobiology is to understand how neural circuits function to guide appropriate animal behaviors. Drosophila melanogaster is an ...

Single Sensillum Recordings for Locust Palp Sensilla Basiconica

The palps of locust mouthparts are considered to be conventional gustatory organs that play an important role in a locust&#39;s food selection, especially for the detection of non-volatile chemical cues through sensilla chaetica (previously named terminal sensilla or crested sensilla). There is now increasing evidence that these palps also have an olfactory function. An odorant receptor (LmigOR2) and an odorant-binding protein (LmigOBP1) have been localized in the neurons and accessory cells, respectively, in the sensilla basiconica of the palps. Single sensillum recording (SSR) is used for recording the responses of odorant receptor neurons, which is an effective method for screening active ligands on specific odorant receptors. SSR is used in functional studies of odorant receptors in palp sensilla. The structure of the sensilla basiconica located on the dome of the palps differs somewhat from the structure of those on the antennae. Therefore, when performing an SSR elicited by odorants, some specific advice may be helpful for obtaining optimum results. In this paper, a detailed and highly effective protocol for an SSR from insect palp sensilla basiconica is introduced.

This paper describes a detailed and highly effective protocol for single sensillum recordings from the sensilla basiconica on the palps of insect mouthparts.

Einzelne Sensillum Aufnahmen für Locust spürbare Sensillen Basiconica

The palps of locust mouthparts are considered to be conventional gustatory organs that play an important role in a locust&#39;s food selection, especially ...

Eine neuartige Methode zur verbesserten Analyse der Geschmacksneuronenaktivität von Insekten

Base Recording: A Technique for Analyzing Responses of Taste Neurons in Drosophila

Insects taste the external world through taste hairs, or sensilla, that have pores at their tips. When a sensillum comes into contact with a potential food source, compounds from the food source enter through the pore and activate neurons within. For over 50 years, these responses have been recorded using a technique called tip recording. However, this method has major limitations, including the inability to measure neural activity before or after stimulus contact and the requirement for tastants to be soluble in aqueous solutions. We describe here a technique that we call base recording, which overcomes these limitations. Base recording allows the measurement of taste neuron activity before, during, and after the stimulus. Thus, it allows extensive analysis of OFF responses that occur after a taste stimulus. It can be used to study hydrophobic compounds such as long-chain pheromones that have very low solubility in water. In summary, base recording offers the advantages of single-sensillum electrophysiology as a means of measuring neuronal activity - high spatial and temporal resolution, without the need for genetic tools - and overcomes key limitations of the traditional tip recording technique.

Autor im Rampenlicht: Fortschritte in der Chemorezeption – von Insekten-Geruchsrezeptoren zu nicht-kodierenden RNAs

A rarely used method of electrophysiological recording, base recording, allows analysis of features of taste coding that cannot be examined by conventional recording methods. Base recording also allows the analysis of taste responses to hydrophobic stimuli that cannot be studied using traditional electrophysiological methods.

Base Recording: Eine Technik zur Analyse der Reaktionen von Geschmacksneuronen in Drosophila

Insects taste the external world through taste hairs, or sensilla, that have pores at their tips. When a sensillum comes into contact with a potential ...

Elektrophysiologische Aufzeichnung von

Zusammenfassung

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Einzel Sensillum Recordings in der Insekten Drosophila melanogaster Und Anopheles gambiae

Hochauflösende Messung von Odor-Driven Behavior in Drosophila-Larven

Calcium Imaging von geruchs-evozierte Potentiale in der Drosophila Antennallobus

Elektrophysiologische Aufnehmen von

Mess physiologischen Reaktionen von

Hochaufgelöste Quantifizierung der Geruchsgelenkten Verhalten in

Elektrophysiologische Verfahren zur Aufzeichnung von intrazellulärer Spannung Antworten von

Olfaktorischen Behaviors Assayed von Computer-Tracking

Einzelne Sensillum Aufnahmen für Locust spürbare Sensillen Basiconica

Base Recording: Eine Technik zur Analyse der Reaktionen von Geschmacksneuronen in Drosophila