Name: comparison of scale in a photosynthetic reactor system for algal remediation of wastewater
Uploaded: 2017-03-06T14:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 40 s
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Die Autoren möchten die Sandtown Deponie in Felton, DE für den Austausch von Wissen und Sickerwasser zu danken.

1. System-Setup Hinweis: A &#39;gepaart System &quot;bezieht sich auf ein Aquarium und einer Lauf Teich, parallel laufen. <ol><li> Für ein System gepaart Verwenden Sie eine 100 L Aquarien Tanks (AT), mit einem Überkopfmischer für die Kleinbehälter und ein 1000 L Laufbahn Teich (RWP), mit einem Schaufelrad-Mischer für den Großbehälter. Vessels in diesem System verwendet werden in Abbildung 1 dargestellt. </li><li> Impfen aller Schiffe mit der gleichen Algenkultur. Verwenden , um eine hohe Dichte der Inokulation, was zu einer Enddichte von nicht weniger als 0,1 g / L einmal auf das volle Volumen im Tank oder Teich verdünnt 10. Es kann eine beträchtliche Menge an Zeit (Wochen bis Monate) dauern genug Algen für diesen Schritt zu wachsen. </li><li> Verwenden Sie unbehandeltem Deponiesickerwasser als Nährstoffquelle. Verwenden Sie Sickerwasser aus einer Mülldeponie genommen, die vor allem Hausmüll akzeptiert und hat geringe Mengen an Toxinen. Eine Zusammensetzungsanalyse für das Sickerwasser sollte aus der Deponie zur Verfügung stehen. Ter Menge von Sickerwasser in jedem Tank oder Becken verwendet wird, kann abhängig von der Stärke des Abwassers variieren, aber endgültige Ammoniakkonzentrationen sollten 5-75 mg NH 3 -N / L messen. </li><li> Starten Sie den 100 L Aquarien Tank mit einem 60 L Arbeitsvolumen und die Laufbahn Teich mit einem 600 l Arbeitsvolumen. Diese Studie begann mit etwa 1 l Sickerwasser in 59 l Wasser in den Aquarien Tank und 10 L Sickerwasser in 590 l Wasser in der Laufbahn Teich. Erhöhung der Konzentration des Sickerwassers über den Verlauf dieser Studie verwendet. </li></ol><img alt="Abbildung 1" src="/files/ftp_upload/55256/55256fig1.jpg" /> Abbildung 1. Beispiele für ein Aquarium und Laufbahn Teich. Ein Beispiel für ein Aquarium (A) und Laufbahn pond (B) gezeigt. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55256/55256fig1large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier</a> , um <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55256/55256fig1large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <ol><li> Betreiben Sie den Aquarien Tank und Laufbahn Teich als Semi-Batch-Reaktoren mit hydraulischen Retentionszeiten von drei Wochen. Jede Abtastperiode erstreckt sich über eine Woche. </li><li> Nehmen Sie eine 125 ml Probe aus jedem Gefäß. Dies ist der Anfang der Woche Probe. Testproben nach der Probenanalyse - Protokoll in den Abschnitten 3.1-3.3. </li><li> Am Ende der Woche, nehmen 125 ml Proben aus jedem Gefäß für die Analyse. Nach dem Ende-der-Woche Proben genommen wurden, das gesamte Volumen des Aquariumbehälter in die Laufbahn pond entleeren. <ol><li> Einmal pro Woche, die Pumpe das gesamte Volumen des Aquariumbehälter in die Laufbahn Teich. </li></ol></li><li> Entfernen ein Drittel des Volumens (für einen mittleren hydraulischen Retentionszeit von 3 Wochen) von der Laufbahn Teich. Ersetzen Volumen mit Wasser und unbehandeltem Sickerwasser entfernt. </li><li> Übertragen etwa 60 L von der Laufbahn Teich wieder in den Aquariumbehälter. Dadurch wird sichergestellt, dass das Aquarium tank und die Laufbahn Teich beginnen mit den gleichen Nährstoff und biologischen jede Woche Bedingungen. </li><li> Nehmen Sie 125 ml-Proben von allen Schiffen für die Analyse der Ausgangsbedingungen für die nächste Woche. </li></ol> 3. Probenanalyse <ol><li> Testen Sie alle beginning-of-the-Woche und End-of-the-Woche Proben für die Ammoniak-N, Nitrat-N, Nitrit-N, und Biomassedichte. </li><li> Messen Sie Biomasse durch Standardgesamtmenge an Schwebstoffen (TSS) Protokoll, ASTM-D5907 unter Verwendung von 0,45 um Filter. <ol><li> Zuerst ein Filterpapier wiegen und dann 20 bis 40 mL Probe filtern, um eine Vakuumfiltration System. Trocknen der Biomasse / Filterpapier in einem Ofen bei 105 ° C für eine Stunde oder bis das Gewicht der Biomasse / Filterpapier nicht mehr ändert. </li><li> Wiegen Biomasse / Filterpapier, und ziehen Sie die Anfangsmasse des Filterpapiers. Teilen Sie diese Masse durch das Volumen gefiltert, um die Biomassedichte berechnen. Führen Sie in zweifacher Ausfertigung 11. </li></ol></li><li> Messen Ammoniak,Nitrat, Nitrit und spektrophotometrisch mit einem Spektrophotometer. <ol><li> Verwenden von 100 ul der Probe in der kommerziellen Methode Kit Ammoniakkonzentration zu bestimmen. Wenden Sie sich an dem Protokoll des Herstellers. </li><li> Verwenden Sie 1 mL Probe in der kommerziellen Methode Kit Nitratkonzentration zu bestimmen. Wenden Sie sich an dem Protokoll des Herstellers. </li><li> Verwenden Sie 10 ml Probe in der kommerziellen Methode Kit Nitritkonzentration zu bestimmen. Wenden Sie sich an dem Protokoll des Herstellers. </li></ol></li><li> Überwachen Sie Umgebungsbedingungen (Lufttemperatur, Sonneneinstrahlung, Windgeschwindigkeit) unter Verwendung eines kommerziellen Wetterstation sowie Tank / Teich Bedingungen (Wassertemperatur, pH, gelöster Sauerstoff) mit handelsüblichen Sonden und Datenlogger. Wenden Sie sich an dem Protokoll des Herstellers. </li></ol> 4. Statistische Analyse der Ergebnisse <ol><li> Bestimmen Sie, ob die gesammelten Daten statistisch normal ist. Bestimmen Sie die Normalität des Datensatzes ein QQ - Plot 12 unter Verwendung von </sup&gt;. </li><li> Bestimmen Sie Korrelationen zwischen den Parametern von Pearson r oder Spearman p für normale und nicht normale Daten bzw. 13. Korrelationsparameter sollten mindestens die folgenden Parameter umfassen: anfängliche Ammoniakkonzentration, anfängliche Gesamtstickstoffkonzentration, die anfängliche Biomassedichte, Ammoniak-Entfernungsrate, Gesamtstickstoffentfernungsrate, Biomasse Wachstumsrate, und alle Umweltbedingungen. </li></ol>

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	<li>Janssen, M., Tramper, J., Mur, L. R., Wijffels, R. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Enclosed+outdoor+photobioreactors:+light+regime,+photosynthetic+efficiency,+scale-up,+and+future+prospects.">Enclosed outdoor photobioreactors: light regime, photosynthetic efficiency, scale-up, and future prospects.</a> Biotechnol. Bioeng. 81 (2), 193-210 (2003).</li><li>Takors, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Scale-up+of+microbial+processes:+impacts,+tools+and+open+questions.">Scale-up of microbial processes: impacts, tools and open questions.</a> J. 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Die Autoren haben nichts zu offenbaren.

System Geschwindigkeit: Im Verlauf eines 8-wöchigen Studie wurden die Produktivität der kleinen und großen Gefäßen in einem System verglichen. In dieser Studie Stickstoff und Ammoniak Abtragsraten und Biomasse Wachstumsraten wurden als Maß der Produktivität des Behandlungssystems verwendet. Das System wurde als ein semi-batch Reaktor betrieben wird, wobei jede Woche unter diskreten Bedingungen betrieben wurde. Repräsentative Ergebnisse machen den ersten 8 Wochen des Betriebs des Systems...

Übersetzung im Labormaßstab Daten zu größeren Maßstab Anwendungen ist ein wichtiger Schritt bei der Kommerzialisierung von Bioprozessen. Produktionseffizienzen in kleinen Reaktorsysteme, insbesondere jene auf der Verwendung von Mikroorganismen konzentriert wurden Wirkungsgrade gezeigt , konsequent über vorherzusagen , in kommerziellem Maßstab Systemen auftretende 1, 2, 3, 4. Herausforderungen gibt es auch photo Kultivierung von Algen und Cyanobakterien vom Labormaßstab auf größere Systeme zum Zweck der Herstellung hochwertiger Produkte wie Kosmetika in die Aufstockung und Pharmazeutika, zur Herstellung von Biokraftstoffen, und für die Behandlung von Abwasser. Die Nachfrage nach großflächigen Algenbiomasseproduktion wächst mit der aufstrebenden Industrie für Algen in Biokraftstoff, Pharma / Nutrazeutika und Viehfutter 5. Die Methodik beschrieben indieses Manuskript zielt darauf ab, den Einfluss der zunehmende Ausmaß eines photoReaktorSystems auf Biomassewachstum und Nährstoffentfernung zu bewerten. Das hier vorgestellte System nutzt Algen Deponiesickerwasser Abwasser zu sanieren, sondern kann für eine Vielzahl von Anwendungen angepasst werden. Produktionseffizienz von Großanlagen werden häufig mit kleineren Maßstab Experimente vorhergesagt; jedoch müssen mehrere Faktoren berücksichtigt werden, die Genauigkeit dieser Prognosen zu bestimmen, als Maßstab die Leistung von Bioprozessen beeinflussen gezeigt wurde. Zum Beispiel Junker (2004) vorgestellten Ergebnisse aus einem Vergleich der acht unterschiedlich großen Fermentationsreaktoren im Bereich von 30 l bis 19.000 l, was zeigte, dass tatsächliche Produktivität bei Pilot- oder kommerzielle Skalen war fast immer niedriger als die Werte mit kleinen vorhergesagt -Skala Studien 4. Ungleichungen in Gefäß Dimension, Mischleistung, Bewegungstyp, Nährstoffqualität und Gastransfer wurden die vorhergesagt werdenHauptursachen für die verminderte Produktivität 4. In ähnlicher Weise hat sich in der Algenwachstum Reaktoren gezeigt , dass Wachstum der Biomasse und Biomasse bezogene Produkte sind fast immer reduziert , wenn Skala 6 erhöht wird. Biologische, physikalische und chemische Faktoren , die mit der Größe des Reaktors geändert werden , wobei viele dieser Faktoren mikrobiellen Aktivität bei kleinen Skalen anders als bei größeren Maßstäben 2, 7 zu beeinflussen. Da die meisten Full-Scale-Systeme für Algen, wie Laufteiche, existieren im Freien, einen biologischen Faktor zu berücksichtigen ist, dass mikrobielle Spezies und Bakteriophagen können aus der Umgebung eingebracht werden, die die mikrobielle Spezies vorhanden verändern können und somit die mikrobielle Funktion des System. Die Aktivität der mikrobiellen Gemeinschaft wird auch von Umweltfaktoren, wie Licht und Temperatur empfindlich sein. Massentransfers von Gasen und flüssigen Bewegung sindBeispiele von physikalischen Faktoren, die in der Skala nach oben von mikrobiellen Prozessen beeinflusst werden. Das Erreichen ideale Durchmischung in kleinen Reaktoren ist einfach; jedoch bei größerem Maßstab, wird es eine Herausforderung idealMischBedingungen zu konstruieren. Bei größeren Skalen sind Reaktoren eher tote Zonen zu haben, nicht idealen Misch und reduzierter Effizienz bei der Massenübertragung 2. Da Algen photosynthetischen Organismen sind, müssen kommerzielle Wachstum für Änderungen in der Belichtung Konto auf Grund von Änderungen in der Wassertiefe und der Oberflächenbereich, wenn Volumen zunimmt. Hohe Biomassendichte und / oder niedrige Massenübertragungsraten verringert verursachen CO 2 -Konzentrationen und erhöhte O 2 -Konzentrationen, welche beide in der Hemmung der Biomassenwachstum führen kann 8. Chemische Faktoren in einer Algenwachstum Systems werden durch pH Dynamik der Wasserumgebung 2 angetrieben , die folglich durch Veränderungen in pH - Pufferverbindungen, wie gelösten CO beeinflußt wird <sub&gt; 2 und Carbonat - Spezies. Diese Faktoren werden compoundierte durch komplexe Wechselwirkungen zwischen den biologischen, physikalischen und chemischen Faktoren, die oft in unvorhersehbarer Weise 9. Diese Studie stellt ein gekoppeltes Reaktorsystem entwickelt, Wachstumsbedingungen in den Gefäßen von zwei unterschiedlichen Skalen zu regulieren und zu vergleichen. Das experimentelle Protokoll konzentriert sich auf die Sickerwasserbehandlung und das Algenwachstum zu quantifizieren; jedoch könnte sie andere Metriken wie Veränderungen in der mikrobiellen Gemeinschaft über die Zeit oder der CO 2 Sequestrierung Potential von Algen zu überwachen angepasst werden. Das Protokoll hier präsentiert wird entworfen, um die Wirkung der Skala auf das Algenwachstum und Stickstoffentfernung in ein Sickerwasserbehandlungssystem zu bewerten.

<table><tbody><tr><td>Aquarium Tank</td><td></td><td></td><td>Any 100+ L aquarium tank with optically clear glass can be used</td></tr><tr><td>RW 3.5</td><td>MicroBio Engineering</td><td></td><td>Raceway Pond</td></tr><tr><td>Eurostar 100 digital</td><td>IKA</td><td>4238101</td><td>Overhead mixers</td></tr><tr><td>Leachate</td><td>Sandtown Landfill</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sampling Bottles</td><td>Nalgene</td><td></td><td>Plastic or glass, lab grade, 125-200&amp;nbsp;mL</td></tr><tr><td>Transfer Pumps</td><td></td><td></td><td>Garden type pump with drinking water quality hoses will be suitable</td></tr><tr><td>AmVer Salicylate Test &#039;N Tube</td><td>Hach</td><td>2606945</td><td>High Range Ammonia Tests</td></tr><tr><td>NitraVer X Nitrogen - Nitrate Reagent Set&amp;nbsp;</td><td>Hach</td><td>2605345</td><td>High Range Nitrate Tests</td></tr><tr><td>NitriVer 2 Nitrite Reagent Powder Pillows</td><td>Hach</td><td>2107569</td><td>High Range Nitrite Tests</td></tr><tr><td>Hach DR2400 Spectrophotmeter</td><td>Hach</td><td></td><td>The DR2400 was discontinued, but any DR series Hach spectrophotometer can be used in this application.&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>EMD Microbiological Analysis Membrane Filters</td><td>Millipore</td><td>HAWG047S6</td><td>0.45 &amp;micro;m filters</td></tr></tbody></table>

comparison of scale in a photosynthetic reactor system for algal remediation of wastewater

Eine experimentelle Methodik vorgestellt, die Leistung von zwei unterschiedlich großen Reaktoren für die Abwasserbehandlung entwickelt, zu vergleichen. In dieser Studie, Ammoniakentfernung, Stickstoffentfernung und das Algenwachstum verglichen werden über eine Dauer von 8 Wochen paar Sätze von kleinen (100 L) und große (1.000 L) Reaktoren zur Algen Sanierung von Deponien Abwasser entwickelt. Inhalt der kleinen und großen Reaktoren vermischt wurden, bevor die zu Beginn eines jeden Wochentestintervall äquivalent Anfangsbedingungen für die beiden Skalen zu halten. System Merkmale, einschließlich der Oberfläche zu Volumen Verhältnis, Retentionszeit, Biomassendichte und Abwasserzulaufkonzentrationen können eingestellt werden, um bessere Bedingungen entzerren an beiden Skalen auftreten. Während der kurzen 8-Wochen repräsentativen Zeitraum, ausgehend von Ammoniak und Gesamtstickstoffkonzentration lag im Bereich von 3,1 bis 14 mg NH 3 -N / L und 8,1 bis 20,1 mg N / L, respectively. Die Leistung des Behandlungssystems wurde bewertet, basierend aufseine Fähigkeit, Ammoniak und Gesamtstickstoff zu entfernen und Algenbiomasse zu erzeugen. Mittelwert ± Standardabweichung von Ammoniak - Entfernung, Gesamtstickstoffentfernung und Biomasse Wachstumsraten waren 0,95 ± 0,3 mg NH 3 -N / l / Tag, 0,89 ± 0,3 mg N / l / Tag und 0,02 ± 0,03 g Biomasse / l / Tag, beziehungsweise. Alle Gefäße zeigten eine positive Beziehung zwischen der anfänglichen Ammoniakkonzentration und Ammoniak - Entfernungsrate (R 2 = 0,76). Vergleich von Prozesseffizienz und Produktionswerte gemessen in Reaktoren unterschiedlicher Skala kann nützlich sein bei der Bestimmung, ob im Labormaßstab experimentellen Daten für die Vorhersage von kommerziellen Maßstab Produktionswerte angemessen ist.

Das Ziel dieser Studie ist es, die Biomasse Wachstum und Nährstoffentfernung Fähigkeiten von Algenkulturen in kleinen und großen Reaktoren gewachsen zu vergleichen. Diese Studie verwendet zwei gekoppelten Systeme, bezeichnet als System 1 und System 2, um ihre Ergebnisse zu duplizieren. Diese repräsentativen Ergebnisse stammen aus einer 8-wöchigen Zeitraum Februar bis April 2016. Die erste Laufbahn Teich wurde mit Algen beimpft ursprünglich stammen aus einem Outdoor - Teich in Phila...

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Comparison of Scale in a Photosynthetic Reactor System for Algal Remediation of Wastewater

Eine experimentelle Methodik vorgestellt, die Leistung von kleinen (100 L) und große (1.000 L) -Skala Reaktoren zur Algen Sanierung von Deponieabwasser entwickelt zu vergleichen. System Merkmale, einschließlich der Oberfläche zu Volumen Verhältnis, Retentionszeit, Biomassendichte und Abwasserzulaufkonzentrationen können je nach Anwendung angepasst werden.

Vergleich von Scale in einer Photosynthetic Reaktorsystem für Algal Sanierung von Abwasser

An experimental methodology is presented to compare the performance of two different sized reactors designed for wastewater treatment. In this study, ...

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Universidad de Cartagena UDEC

Research

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Environment

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Serie: Comparison of Scale in a Photosynthetic Reactor System for Algal Remediation of Wastewater

Optimize Flue Gas Settings to Promote Microalgae Growth in Photobioreactors via Computer Simulations

Flue gas from power plants can promote algal cultivation and reduce greenhouse gas emissions1. Microalgae not only capture solar energy more efficiently than plants3, but also synthesize advanced biofuels2-4. Generally, atmospheric CO2 is not a sufficient source for supporting maximal algal growth5. On the other hand, the high concentrations of CO2 in industrial exhaust gases have adverse effects on algal physiology. Consequently, both cultivation conditions (such as nutrients and light) and the control of the flue gas flow into the photo-bioreactors are important to develop an efficient &ldquo;flue gas to algae&rdquo; system. Researchers have proposed different photobioreactor configurations4,6 and cultivation strategies7,8 with flue gas. Here, we present a protocol that demonstrates how to use models to predict the microalgal growth in response to flue gas settings. We perform both experimental illustration and model simulations to determine the favorable conditions for algal growth with flue gas. We develop a Monod-based model coupled with mass transfer and light intensity equations to simulate the microalgal growth in a homogenous photo-bioreactor. The model simulation compares algal growth and flue gas consumptions under different flue-gas settings. The model illustrates: 1) how algal growth is influenced by different volumetric mass transfer coefficients of CO2; 2) how we can find optimal CO2 concentration for algal growth via the dynamic optimization approach (DOA); 3) how we can design a rectangular on-off flue gas pulse to promote algal biomass growth and to reduce the usage of flue gas. On the experimental side, we present a protocol for growing Chlorella under the flue gas (generated by natural gas combustion). The experimental results qualitatively validate the model predictions that the high frequency flue gas pulses can significantly improve algal cultivation.

Flue gas from power plants is a cheap CO2 source for algal growth. We have built prototype &#34;flue gas to algal cultivation&#34; systems and described how to scale up the algal cultivation process. We have demonstrated the use of a mass-transfer bio-reaction model to simulate and to design the optimal operation of flue gas for the growth of Chlorella sp. in algal photo-bioreactors.

Optimieren Rauchgas Einstellungen, um Mikroalgen in Photobioreaktoren Wachstum über Computer-Simulationen fördern

Flue gas from power plants can promote algal cultivation and reduce greenhouse gas emissions1. Microalgae not only capture solar energy more efficiently ...

Forschung

Umwelt

A Small Volume Bioassay to Assess Bacterial/Phytoplankton Co-culture Using WATER-Pulse-Amplitude-Modulated (WATER-PAM) Fluorometry

Conventional methods for experimental manipulation of microalgae have employed large volumes of culture (20 ml to 5 L), so that the culture can be subsampled throughout the experiment1&#8211;7. Subsampling of large volumes can be problematic for several reasons: 1) it causes variation in the total volume and the surface area:volume ratio of the culture during the experiment; 2) pseudo-replication (i.e., replicate samples from the same treatment flask8) is often employed rather than true replicates (i.e., sampling from replicate treatments); 3) the duration of the experiment is limited by the total volume; and 4) axenic cultures or the usual bacterial microbiota are difficult to maintain during long-term experiments as contamination commonly occurs during subsampling.
The use of microtiter plates enables 1 ml culture volumes to be used for each replicate, with up to 48 separate treatments within a 12.65 x 8.5 x 2.2 cm plate, thereby decreasing the experimental volume and allowing for extensive replication without subsampling any treatment. Additionally, this technique can be modified to fit a variety of experimental formats including: bacterial-algal co-cultures, algal physiology tests, and toxin screening9&#8211;11. Individual wells with an alga, bacterium and/or co-cultures can be sampled for numerous laboratory procedures including, but not limited to: WATER-Pulse-Amplitude-Modulated (WATER-PAM) fluorometry, microscopy, bacterial colony forming unit (cfu) counts and flow cytometry. The combination of the microtiter plate format and WATER-PAM fluorometry allows for multiple rapid measurements of photochemical yield and other photochemical parameters with low variability between samples, high reproducibility and avoids the many pitfalls of subsampling a carboy or conical flask over the course of an experiment.

A Small Volume Bioassay to Assess Bacterial/Phytoplankton Co-culture Using WATER-Pulse-Amplitude-Modulated WATER-PAM Fluorometry

The goal of this procedure is to demonstrate the reproducibility and adaptability of using a microtiter plate format for microalgal screening. This rapid screen combines WATER-Pulse-Amplitude-Modulated (WATER-PAM) fluorometry to measure photosynthetic yield as an indicator of Photosystem II (PSII) health with small volume bacterial-algal co-cultures.

A Small Volume Bioassay um bakterielle / Phytoplankton Co-Kultur Bewerten Sie mit Wasser-Pulse-amplitudenmodulierten (WATER-PAM) Fluorometrie

Conventional methods for experimental manipulation of microalgae have employed large volumes of culture (20 ml to 5 L), so that the culture can be ...

Quantification of Heavy Metals and Other Inorganic Contaminants on the Productivity of Microalgae

Increasing demand for renewable fuels has researchers investigating the feasibility of alternative feedstocks, such as microalgae. Inherent advantages include high potential yield, use of non-arable land and integration with waste streams. The nutrient requirements of a large-scale microalgae production system will require the coupling of cultivation systems with industrial waste resources, such as carbon dioxide from flue gas and nutrients from wastewater. Inorganic contaminants present in these wastes can potentially lead to bioaccumulation in microalgal biomass negatively impact productivity and limiting end use. This study focuses on the experimental evaluation of the impact and the fate of 14 inorganic contaminants (As, Cd, Co, Cr, Cu, Hg, Mn, Ni, Pb, Sb, Se, Sn, V and Zn) on Nannochloropsis salina growth. Microalgae were cultivated in photobioreactors illuminated at 984 &#181;mol m-2 sec-1 and maintained at pH 7 in a growth media polluted with inorganic contaminants at levels expected based on the composition found in commercial coal flue gas systems. Contaminants present in the biomass and the medium at the end of a 7 day growth period were analytically quantified through cold vapor atomic absorption spectrometry for Hg and through inductively coupled plasma mass spectrometry for As, Cd, Co, Cr, Cu, Mn, Ni, Pb, Sb, Se, Sn, V and Zn. Results show N. salina is a sensitive strain to the multi-metal environment with a statistical decrease in biomass yieldwith the introduction of these contaminants. The techniques presented here are adequate for quantifying algal growth and determining the fate of inorganic contaminants.

Integration of microalgal cultivation with industrial flue gas will ultimately introduce heavy metals and other inorganic compounds into the growth media. This study presents a procedure used to determine the end fate and impact of heavy metals and inorganic contaminants on the growth of Nannochloropsis salina grown in photobioreactors.

Quantifizierung von Schwermetallen und anderen anorganischen Kontaminanten auf die Produktivität von Mikroalgen

Increasing demand for renewable fuels has researchers investigating the feasibility of alternative feedstocks, such as microalgae. Inherent advantages ...

Cultivation of Green Microalgae in Bubble Column Photobioreactors and an Assay for Neutral Lipids

There is significant interest in the study of microalgae for engineering applications such as the production of biofuels, high value products, and for the treatment of wastes. As most new research efforts begin at laboratory scale, there is a need for cost-effective methods for culturing microalgae in a reproducible manner. Here, we communicate an effective approach to culture microalgae in laboratory-scale photobioreactors, and to measure the growth and neutral lipid content of that algae. Instructions are also included on how to set up the photobioreactor system. Although the example organisms are species of Chlorella and Auxenochlorella, this system can be adapted to cultivate a wide range of microalgae, including co-cultures of algae with non-algae species. Stock cultures are first grown in bottles to produce inoculum for the photobioreactor system. Algae inoculum is concentrated and transferred to photobioreactors for cultivation in batch mode. Samples are collected daily for the optical density readings. At the end of the batch culture, cells are harvested by centrifuge, washed, and freeze dried to obtain a final dry weight concentration. The final dry weight concentration is used to create a correlation between the optical density and the dry weight concentration. A modified Folch method is subsequently used to extract total lipids from the freeze-dried biomass and the extract is assayed for its neutral lipid content using a microplate assay. This assay has been published previously but protocol steps were included here to highlight critical steps in the procedure where errors frequently occur. The bioreactor system described here fills a niche between simple flask cultivation and fully-controlled commercial bioreactors. Even with only 3-4 biological replicates per treatment, our approach to culturing algae leads to tight standard deviations in the growth and lipid assays.

Here, we present a protocol to construct lab-scale bubble column photobioreactors and use them to culture microalgae. It also provides a method for the determination of the culture growth rate and neutral lipid content.

Anbau von grünen Mikroalgen in Bubble Spalte Photobioreaktoren und ein Test für neutrale Lipide

There is significant interest in the study of microalgae for engineering applications such as the production of biofuels, high value products, and for the ...

Microalgae Cultivation and Biomass Quantification in a Bench-Scale Photobioreactor with Corrosive Flue Gases

Photobioreactors are illuminated cultivation systems for experiments on phototrophic microorganisms. These systems provide a sterile environment for microalgal cultivation with temperature, pH, and gas composition and flow rate control. At bench-scale, photobioreactors are advantageous to researchers studying microalgal properties, productivity, and growth optimization. At industrial scales, photobioreactors can maintain product purity and improve production efficiency. The video describes the preparation and use of a bench-scale photobioreactor for microalgal cultivation, including the safe use of corrosive gas inputs, and details relevant biomass measurements and biomass productivity calculations. Specifically, the video illustrates microalgal culture storage and preparation for inoculation, photobioreactor assembly and sterilization, biomass concentration measurements, and a logistic model for microalgal biomass productivity with rate calculations including maximum and overall biomass productivities. Additionally, since there is growing interest in experiments to cultivate microalgae using simulated or real waste gas emissions, the video will cover the photobioreactor equipment adaptations necessary to work with corrosive gases and discuss safe sampling in such scenarios.

Bench-scale, axenic cultivation facilitates microalgal characterization and productivity optimization before subsequent process scale-up. Photobioreactors provide the necessary control for reliable and reproducible microalgal experiments and can be adapted to safely cultivate microalgae with the corrosive gases (CO2, SO2, NO2) from municipal or industrial combustion emissions.

Mikroalgen-Anbau und Biomasse-Quantifizierung in einem Bench-Scale Photobioreaktor mit ätzenden Rauchgasen

Photobioreactors are illuminated cultivation systems for experiments on phototrophic microorganisms. These systems provide a sterile environment for ...

Coupling Carbon Capture from a Power Plant with Semi-automated Open Raceway Ponds for Microalgae Cultivation

In the United States, 35% of the total carbon dioxide (CO2) emissions come from the electrical power industry, of which 30% represent natural gas electricity generation. Microalgae can biofix CO2 10 to 15 times faster than plants and convert algal biomass to products of interest, such as biofuels. Thus, this study presents a protocol that demonstrates the potential synergies of microalgae cultivation with a natural gas power plant situated in the southwestern United States in a hot semi-arid climate. State-of-the-art technologies are used to enhance carbon capture and utilization via the green algal species Chlorella sorokiniana, which can be further processed into biofuel. We describe a protocol involving a semi-automated open raceway pond and discuss the results of its performance when it was tested at the Tucson Electric Power plant, in Tucson, Arizona. Flue gas was used as the main carbon source to control pH, and Chlorella sorokiniana was cultivated. An optimized medium was used to grow the algae. The amount of CO2 added to the system as a function of time was closely monitored. Additionally, other physicochemical factors affecting algal growth rate, biomass productivity, and carbon fixation were monitored, including optical density, dissolved oxygen (DO), electroconductivity (EC), and air and pond temperatures. The results indicate that a microalgae yield of up to 0.385 g/L ash-free dry weight is attainable, with a lipid content of 24%. Leveraging synergistic opportunities between CO2 emitters and algal farmers can provide the resources required to increase carbon capture while supporting the sustainable production of algal biofuels and bioproducts.

A protocol is described to utilize the carbon dioxide in natural gas power plant flue gas to cultivate microalgae in open raceway ponds. Flue gas injection is controlled with a pH sensor, and microalgae growth is monitored with real time measurements of optical density.

Kopplung der Kohlenstoffabscheidung aus einem Kraftwerk mit halbautomatischen offenen Laufsteichen für die Mikroalgenzucht

In the United States, 35% of the total carbon dioxide (CO2) emissions come from the electrical power industry, of which 30% represent natural gas ...

Mikroalgenzucht zur Biomethangewinnung aus Schweineabfällen Biogas

Biogas Purification through the use of a Microalgae-Bacterial System in Semi-Industrial High Rate Algal Ponds

In recent years, a number of technologies have emerged to purify biogas into biomethane. This purification entails a reduction in the concentration of polluting gases such as carbon dioxide and hydrogen sulfide to increase the content of methane. In this study, we used a microalgal cultivation technology to treat and purify biogas produced from organic waste from the swine industry to obtain ready-to-use biomethane. For cultivation and purification, two 22.2 m3 open-pond photobioreactors coupled with an absorption-desorption column system were set up in San Juan de los Lagos, Mexico. Several recirculation liquid/biogas ratios (L/G) were tested to obtain the highest removal efficiencies; other parameters, such as pH, dissolved oxygen (DO), temperature, and biomass growth, were measured. The most efficient L/Gs were 1.6 and 2.5, resulting in a treated biogas effluent with a composition of 6.8%vol and 6.6%vol in CO2, respectively, and removal efficiencies for H2S up to 98.9%, as well as maintaining O2 contamination values of less than 2%vol. We found that pH greatly determines CO2 removal, more so than L/G, during cultivation because of its participation in the photosynthetic process of microalgae and its ability to vary pH when solubilized due to its acidic nature. DO, and temperature oscillated as expected from the light-dark natural cycles of photosynthesis and the time of day, respectively. Biomass growth varied with CO2 and nutrient feeding as well as reactor harvesting; however, the trend remained primed for growth.

Autor im Rampenlicht: Skalierung der Mikroalgenbiotechnologie für eine verbesserte Biomethanproduktion 

Air pollution impacts the quality of life of all organisms. Here, we describe the use of microalgae biotechnology for the treatment of biogas (simultaneous removal of carbon dioxide and hydrogen sulfide) and the production of biomethane through semi-industrial open high-rate algal ponds and subsequent analysis of treatment efficiency, pH, dissolved oxygen, and microalgae growth.

Biogasreinigung durch den Einsatz eines Mikroalgen-Bakterien-Systems in semi-industriellen Hochstrom-Algenteichen

In recent years, a number of technologies have emerged to purify biogas into biomethane. This purification entails a reduction in the concentration of ...

A Novel Bioreactor for High Density Cultivation of Diverse Microbial Communities

A novel reactor design, coined a high density bioreactor (HDBR), is presented for the cultivation and study of high density microbial communities. Past studies have evaluated the performance of the reactor for the removal of COD1 and nitrogen species2-4 by heterotrophic and chemoautotrophic bacteria, respectively. The HDBR design eliminates the requirement for external flocculation/sedimentation processes while still yielding effluent containing low suspended solids. In this study, the HDBR is applied as a photobioreactor (PBR) in order to characterize the nitrogen removal characteristics of an algae-based photosynthetic microbial community. As previously reported for this HDBR design, a stable biomass zone was established with a clear delineation between the biologically active portion of the reactor and the recycling reactor fluid, which resulted in a low suspended solid effluent. The algal community in the HDBR was observed to remove 18.4% of total nitrogen species in the influent. Varying NH4+ and NO3- concentrations in the feed did not have an effect on NH4+ removal (n=44, p=0.993 and n=44, p=0.610 respectively) while NH4+ feed concentration was found to be negatively related with NO3- removal (n=44, p=0.000) and NO3- feed concentration was found to be positively correlated with NO3- removal (n=44, p=0.000). Consistent removal of NH4+, combined with the accumulation of oxidized nitrogen species at high NH4+ fluxes indicates the presence of ammonia- and nitrite-oxidizing bacteria within the microbial community.

A novel reactor design, coined a high density bioreactor (HDBR), is presented for the cultivation and study of high density microbial communities. Here, the HDBR is successfully applied in a photobioreactor (PBR) configuration for the study of nitrogen metabolism by a mixed high density algal community.

A Novel Bioreaktor für High Density Anbau von Diverse mikrobiellen Gemeinschaften

A novel reactor design, coined a high density bioreactor (HDBR), is presented for the cultivation and study of high density microbial communities. Past ...

Vergleich von Scale in einer Photosynthetic Reaktorsystem für Algal Sanierung von Abwasser

Zusammenfassung

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Kapitel in diesem Video

Optimieren Rauchgas Einstellungen, um Mikroalgen in Photobioreaktoren Wachstum über Computer-Simulationen fördern

A Small Volume Bioassay um bakterielle / Phytoplankton Co-Kultur Bewerten Sie mit Wasser-Pulse-amplitudenmodulierten (WATER-PAM) Fluorometrie

Quantifizierung von Schwermetallen und anderen anorganischen Kontaminanten auf die Produktivität von Mikroalgen

Anbau von grünen Mikroalgen in Bubble Spalte Photobioreaktoren und ein Test für neutrale Lipide

Mikroalgen-Anbau und Biomasse-Quantifizierung in einem Bench-Scale Photobioreaktor mit ätzenden Rauchgasen

Kopplung der Kohlenstoffabscheidung aus einem Kraftwerk mit halbautomatischen offenen Laufsteichen für die Mikroalgenzucht

Biogasreinigung durch den Einsatz eines Mikroalgen-Bakterien-Systems in semi-industriellen Hochstrom-Algenteichen

Biogasreinigung durch den Einsatz eines Mikroalgen-Bakterien-Systems in semi-industriellen Hochstrom-Algenteichen

Biogasreinigung durch den Einsatz eines Mikroalgen-Bakterien-Systems in semi-industriellen Hochstrom-Algenteichen

A Novel Bioreaktor für High Density Anbau von Diverse mikrobiellen Gemeinschaften