We thank Gilles Mithieux and Aude Barataud (INSERM U1213, Lyon, France) and Marie Liabeuf and Stephanie Lemarchand-Minde (Animal facility, l'Institut du Thorax, Nantes, France) for their help with the animal care protocol. This work was supported by grants from La r&#233;gion des Pays de la Loire, the Fondation d'Avenir, and the Casden Bank. We would like to thank Catherine Postic, Fadila Benhamed and Michelle Ca&#252;zac from l'institut Cochin for their hospitality and their help during the filming process.

Tier und Gehäuse: Erhalten 8 Wochen alte C57BL / 6 männlichen Mäusen. Bei 10 Wochen alt, geben die C57Bl / 6-Mäuse freien Zugang zu Wasser und eine fettreiche Diät (DIO-Diät: 35% kcal aus Fett, 25,8% Casein, 1,30% Mineral AIN, 1,30% Vitamine, 1,70% Dicalciumphosphat, 0,7 % Calciumcarbonat, 2,10% Citrat Kalium, 0,026% Cholinbitartrat, 8,9% Saccharose, 0,384% Cystin, 6,5% Cellulose, 31,7% Schweinefett, 3,3% Sojaöl und 16,29% Maltodextrin) für 8 (SG) oder 14 (RYGB) Wochen vor der bariatrischen Operationen. Zur Förderung der Gewichtszunahme, geben die Mäuse auf die RYGB Chirurgie gewidmet (Schein &amp; RYGB) Wasser, das 20% Fructose (w / v) zusätzlich zu den hohen Fett-Diät. Ethik-Statement: Alle Protokoll folgenden Schritte durchführen beschrieben den Richtlinien der Ethikkommission für Tierversuche von Pays de la Loire unter der Zulassungsnummer 01.953,01. 1. Allgemeines Die präoperative Vorbereitung <ol><li> Schnell die Mäuse für 6 Stunden vor der Operation. Gel diet Essen war 3 Tage vor der Operation gegeben und ausschließlich einen Tag vor der Operation. Induzieren Anästhesie in eine Kammer mit 5% Isofluran (0,4 L / min) und O 2 (Disauerstoff; 0,4 L / min). Führen Sie eine Zehe-Pinch-Test, um zu bestätigen, dass die Betäubung wirksam ist. Verabreichen Analgetika (0,1 mg / kg Buprenorphin), Antibiotika (10 mg / kg marbofloxacine) und pro-Kinetik (1 mg / kg Metoclopramid) über subkutane Injektionen. </li><li> Vergeben Sie einen spezifischen Arbeitsbereich für chirurgische Eingriffe (weit entfernt von Laborverkehr und Lüftungsventilatoren). Reinigen Sie den OP-Bereich mit gewidmet harte Oberflächendesinfektionsmittel. Legen Sie ein Heizkissen auf den Arbeitsraum Bereich Maus homeothermy während der Operation zu erhalten. Tragen Sie eine saubere, saugfähige underpad über das Heizkissen. </li><li> Rasieren Sie den Bauch vom Brustbein zu Becken einen elektrischen Rasierer verwenden. Wickeln Sie die Maus Bauch in sterilisierten Plastikfolie (1A und 2A) und platzieren Sie die Maus in Rückenlage auf der Heizung pAnzeige. </li><li> Bewerben Tierarzt Salbe auf die Augen Trockenheit während der Narkose zu verhindern. Platzieren Sie die Maus in die Nase Kegel und halten Anästhesie mit 2% Isofluran (0,4 l / min) und O 2 (0,4 l / min). </li><li> Vor der Operation beginnen, auf einem sterilen Untersuchungskittel, eine Einweg-scheuert Kappe, einer Gesichtsmaske und sterile Handschuhe. Öffnen Sie ein autoklaviert Paket eines sterilisierten chirurgischen Instrumenten-Set enthalten, die für alle Schritte der Operation erforderlich ist. Schneiden Sie ein Fenster, in dem sterilisierten Plastikfolie und desinfizieren die Haut mit zwei aufeinanderfolgenden Povidonjod Lösungen. </li></ol> 2. Schlauchmagen-Operation: Chirurgische Verfahren <ol><li> Median der Laparotomie (1B) <ol><li> Unter dem Binokular und mit einem Skalpell, einen Mittelschnitt vom Brustbein bis in die Mitte des Bauches führen die Bauchhöhle zu öffnen (Sie die Bauchmuskeln nicht beschädigen). Schützen Sie die Haut mit einer sterilen Kompresse mit 37 ° C Salzlösung getränkt. </li></ol></li><li> Magen - Exposition (1C) <ol><li> mobilisieren vorsichtig den Magen befeuchtet-Wattestäbchen verwenden. Befreien Sie den Magen aus seiner seitlichen schließen Bindegewebe Attachments mit angefeuchteten Wattestäbchen oder Mikro Schere. </li><li> Sanft externalisieren voll in den Magen und legen Sie eine hämostatische Kollagen hinter dem Magen zu komprimieren. Vernähen den Pylorus und Speiseröhre Gefäße entlang der Magen größere Krümmung mit 8,0 nicht resorbierbaren Fäden Zukunft zu vermeiden Blutungen (1D und E). Hinweis: Hemostat Verwendung können Gewebeschäden hervorrufen, stellen Sie sicher, dass sie nur zu verwenden, um auf Gewebe, das reseziert werden wollen. </li></ol></li><li> Resektion der Herzregion des Magens (Fundus) <ol><li> Führen Sie eine Gastrotomie auf der anatomischen Linie zwischen der Pylorusgegend (Korpus) und der Herzgegend des Magens (Fundus) (Abbildung 1F). </li><li> Entfernen Sie Speisereste mit 2 angefeuchteten Wattestäbchen zu jederSeite des Magens. Mit Mikro Schere, schneiden Sie den Magen entlang der Grenze zwischen dem Fundus und dem Korpus des Magens (1G). </li><li> Drücken Sie eine hämostatische Kollagen für 2 min bei starken Blutungen zu komprimieren. Schließen der Magenöffnung mit 8,0 nicht resorbierbaren Nahtmaterialien aus dem Magen-oesophagal Übergang zum Ende des Einschnittes (Figur 1H). </li></ol></li><li> Resektion des Pylorusgegend des Magens (Korpus) <ol><li> Füllen Sie das Magen - Resektion entlang der größeren Krümmung, um etwa 80% des Magens (1I) zu entfernen. Standardisieren die Breite des SG bis 3 mm. Drücken Sie eine hämostatische Kollagen für 2 min bei starken Blutungen zu komprimieren. </li><li> Schließen Sie die Öffnung des Pylorusgegend des Magens mit 8,0 nicht resorbierbares Nahtmaterial (Abbildung 1J). Sanft rollen 2 angefeuchteten Wattetupfer auf jeder Seite des Magens, um sicherzustellen, dass die Naht dicht ist. </li><li>Komplett mit 8,0 nicht resorbierbaren Fäden im Falle einer Leckage. Entfernen Sie die hämostatische Kollagen Kompressen und zurück in den Magen in die Bauchhöhle. Lassen Sie eine hämostatische Kollagen komprimieren gegen die Naht. </li></ol></li><li> Abdominal - Verschluss <ol><li> Schließen Sie die Muskelschicht der Bauchdecke mit 5,0 nicht resorbierbaren Fäden (Abbildung 1 K). Reduzieren Anästhesie durch die Isofluran-Konzentration auf 1% reduziert. Schließen Sie die Haut mit 5,0 nicht resorbierbaren Fäden (Abbildung 1 l). </li></ol></li></ol> 3. Roux-en-Y-Magenbypass: Chirurgische Verfahren <ol><li> Median Laparotomie <ol><li> Unter dem Binokular und mit einem Skalpell, einen Mittelschnitt vom Brustbein bis in die Mitte des Bauches führen die Bauchhöhle zu öffnen (Sie die Bauchmuskeln nicht beschädigen). Schützen Sie die Haut mit einer sterilen Kompresse getränkt mit 37 ° C Salzlösung (2B). </li></ol> &lt;/ Li&gt; <li> Biliopankreatische Schenkel und alimentäre Schenkel <ol><li> Externalize den Darm (Abbildung 2C). Maßnahme 8 cm vom Pylorus und führen zwei Ligaturen des Darms mit 5,0 nicht resorbierbaren Fäden (2D). </li><li> Schneiden Sie den Darm zwischen den beiden Ligaturen (Abbildung 2E). Platzieren Sie den proximalen Schenkel der beiden Enden in der linken oberen Quadranten des Bauches. Anmerkung: Diese wird als Verdauungsschenkel (2F) verwendet werden. </li><li> Platzieren Sie den distalen Extremitäten der beiden Enden des Verdauungs Schenkel 6 cm unterhalb des proximalen Extremitäten Verblendung (2F). Hinweis: Dies wird als der Gallen Glied verwendet werden. </li></ol></li><li> Jejuno-Jejunostomie <ol><li> Schneiden Sie sowohl den proximalen Extremitäten und den Darm Schleife Mikro Schere und führen zwei antimesenteriale Einschnitte von gleicher Länge (2G und 2H). </li><li> Führen Seite-zu-Seite-Anastomose mit zwei 8,0nicht resorbierbaren Fäden. Führen der dorsalen Seite Anastomose ersten (2I), gefolgt von der ventralen Seite Anastomose (2J). </li><li> Sanft rollen 2 angefeuchteten Wattetupfer auf jeder Seite der Anastomose, um sicherzustellen, dass die Naht dicht ist. Komplett mit 8,0 nicht resorbierbaren Fäden im Falle einer Leckage. </li></ol></li><li> Gastro-Jejunostomie <ol><li> mobilisieren vorsichtig den Magen befeuchteten Wattestäbchen. Befreien Sie den Magen aus seiner seitlichen schließen Bindegewebe Attachments mit angefeuchteten Wattestäbchen oder Mikro Schere. </li><li> Sanft externalisieren voll in den Magen, ein Re-resorbierbare hämostatische Kollagen hinter dem Magen komprimieren platzieren. Führen Sie eine Ligatur des Pylorus eine 5,0 nicht resorbierbares Nahtmaterial durch die omentum bestanden mit mit gekrümmten Mikropinzette (Abbildung 2K und 2L). </li><li> Schneiden sowohl die Bauchseite des Magens, 1,5 cm vom Pylorus und das distale Extremitätmit Mikro Schere, die Schaffung von zwei Einschnitte von gleicher Länge (Abbildung 2 M). </li><li> Führen Seite-zu-Seite-Anastomose mit zwei 8,0 nicht absorbierbaren Fäden. Beginnen Sie mit der Rückenseite Anastomose (Abbildung 2 N), und führen Sie dann die Bauchseite Anastomose (Abbildung 2 O). Sanft rollen 2 befeuchteten-Wattestäbchen auf jeder Seite der Anastomose, um sicherzustellen, dass die Naht dicht ist. Komplett mit 8,0 nicht resorbierbaren Fäden im Falle einer Leckage. </li></ol></li><li> Abdominal - Verschluss <ol><li> Schließen Sie die Muskelschicht der Bauchdecke mit 5,0 nicht resorbierbaren Fäden (Abbildung 2P). Reduzieren Sie die Anästhesie durch die Isofluran-Konzentration auf 1% reduziert. Schließen Sie die Haut mit 5,0 nicht resorbierbaren Fäden (Abbildung 2Q) .Administer 25 ml / kg warmer Kochsalzlösung als subkutane Injektion. </li></ol></li></ol> 4. Allgemeine Nachsorge <ol><li> Stoppen Sie Isofluranund weiterhin mit einem O 2 Fluss von 0,8 l / min bis die Maus voll wach ist. Lassen Sie die Maus unbeaufsichtigt, bis er Motorsteuerung wiedererlangt, durch das Tier Ausgangs angezeigt um den Käfig zu bewegen und zu stehen zu können und gehen, ohne zu fallen. </li><li> Platzieren Sie die Maus (nur eine Maus pro Käfig) in einem Inkubator unter 30 ° C Temperaturbedingung für 5 Tage. </li><li> Aufrechterhaltung Eisen (0,5 mg / kg / Tag; subkutane Injektion) und Vitamin (800 mg / 180 ml in Wasser) Ergänzungen in der RYGB Mäuse bis zum Ende des Protokolls. </li><li> Zurück freien Zugang zu Gel Diätnahrung (fetthaltiges Gel-Diät: 10% Schmalz, 10% flüssiger Zucker, 57% Wasser) für 5 Tage nach der Operation. Wiedereinführen eine solide Diät 3 Tage nach der Operation. </li><li> Subcutan Buprenorphin injizieren (0,1 mg / kg, zweimal täglich, von Tag 0 bis Tag 3 nach der Operation), Meloxicam (1 mg / kg von Tag 0 bis Tag 3 nach der Operation), Metoclopramid (1 mg / kg von Tag 0 bis 5. Tag nach der Operation) und marbofloxacine (10 mg / kg von Tag 0 bis Tag 3 afte<html> r Chirurgie). </li></ol> 5. postoperativen metabolischen Parameter Beurteilung <ol><li> Die Nahrungsaufnahme Messung <ol><li> Lassen Sie die Mäuse für 1 Woche nach der Operation zu erholen. Haus der Mäuse eine pro Käfig. Messen der Menge an Feststoff-Diät in den Käfig gesetzt. Gewicht die restlichen Lebensmittel 24 Stunden später. Wiederholen Sie diesen Schritt so lange wie nötig. </li></ol></li><li> Oralen Glukosetoleranztest <ol><li> Schnell die Mäuse 6 h vor der mündlichen Bolus. Ernten Sie einen Blutstropfen aus der Schwanzspitze und wenden es auf einem Glucosestreifen in einem glucometer eingeführt, um die Zeit 0 Blutzuckerwert bestimmen. </li><li> Verwalten einer oralen Bolus von 20% D-Glucose-Lösung (2 g / kg). Messung der Blutzuckerwerte bei 15, 30, 60 und 120 min nach der Schlundsonde. </li></ol></li><li> Hemoglobin Level - Analyse <ol><li> Mit Hilfe eines hämatologischen Systems, messen 20 &amp; mgr; l frisches Blut die Hämoglobinspiegel zu probieren. </li></ol></li></ol>&quot;&gt; 6. Euthanasie <ol><li> Anästhesieren die Mäuse durch intraperitoneale ein Xylazin / Ketamin-Lösung (10/80 mg / kg) injiziert wird. Führen Sie eine Genickbruch. Stellen Sie sicher, vollständige Euthanasie, indem sichergestellt wird, dass das Herz nicht schlägt, und der Augapfel Lidschlussreflexes verloren. </li></ol>

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The authors declare no conflicts of interest.

Um die wachsende Epidemie der Fettleibigkeit zu überwinden, die ersten entstanden bariatrischen Chirurgie Verfahren in den 1960er Jahren in den Vereinigten Staaten. Seitdem entwickelte sich die Zahl der Verfahren weltweit jedes Jahr noch erhöhen, und heute stellen diese Techniken die beste Therapieoption für die Behandlung der morbiden Adipositas 6. Unter den Verfahren entwickelt, SG und RYGB sind die beiden beliebtesten in der klinischen Praxis 4 angewandten Methoden. ...

Die weltweite Pandemie von Fettleibigkeit und Diabetes ist verheerend in ihrer Schwere. Mehr als zwei Milliarden Erwachsene weltweit (30% der Bevölkerung) sind entweder übergewichtig (BMI&gt; 25 kg / m 2) oder fettleibig (BMI&gt; 30 kg / m 2) 1. Dies kann mit metabolischen Komplikationen kommen, wie Typ-2-Diabetes, Hypertonie und Dyslipidämie, zu einer erhöhten Morbidität und Mortalität führt. Fettleibigkeit erhöht die Gesamtmortalität und die Prävalenz von Krebs 2. Aufgrund des Fehlens einer wirksamen nicht - invasiven Behandlungen, stellt ein Chirurgie ist die einzige Option , die 3, die langfristige, nachhaltige Gewichtsverlust 4 führen kann. Eine Anzahl von verschiedenen chirurgischen Verfahren entwickelt worden, aber die Hülse Gastrektomie (SG) und Roux-en-Y-Magenbypass (RYGB) sind die beiden Verfahren am häufigsten in der klinischen Praxis verwendet. Während des SG Prozedur 80% des Ausgangsvolumens des Magensentfernt ist; Somit ist diese Technik eine der restriktiven Operationen, die Sättigung verbessert. Die RYGB ist einer der restriktiven-malabsorptive Techniken. Während RYGB eine kleine Magentasche (1-2% des gesamten Magenvolumen) wird erstellt und der Darm wird in eine Y-Form umgeordnet, die die Verdauung und die Absorption von Nährstoffen verzögert. Diese beiden Techniken führen zu einer signifikanten Körpergewichtsreduzierungen und allgemeine Verbesserungen bei häufig assoziierten Komorbiditäten (zB Bluthochdruck, Typ - 2 - Diabetes und Dyslipidämie) 3, mit einem höheren Wirkungsgrad in RYGB gesehen. Allerdings sind die molekularen Mechanismen hinter den pleiotropen positiven Wirkungen der bariatrischen Operationen oft nicht vollständig aufgeklärt. Aufgrund der zahlreichen gentechnisch veränderten Stämme zur Verfügung, ist ein Maus-Modell der bequemste Tiermodell diese molekularen Mechanismen zu erforschen. Allerdings sind bariatrischen Verfahren schwierig, direkt die Anpassung an kleine Tiermodellen und require hohe chirurgische Geschicklichkeit. Während SG kann leicht bei Nagetieren mit einem sehr guten Überlebensrate durchgeführt werden, ist RYGB bei Mäusen tödlich wegen schwerer Darm Hindernisse 5. Verschiedene modifizierte RYGB Techniken wurden vorgeschlagen , um dieses Problem zu begegnen, insbesondere die oesojejunostomy 5. Hier präsentieren wir eine weitere Alternative: die Gastrojejunostomie ohne Magen Exzision. Diese modifizierte RYGB reproduziert die meisten der vorteilhaften Wirkungen beim Menschen beobachtet (dh eine signifikante Körpergewichtsreduktion und eine Verbesserung der Glucose und Lipid - Homöostase). Dieses Manuskript zielt darauf ab, zusammenfassen und die technischen und experimentelle Details von SG und RYGB bei Mäusen zu diskutieren und diese Verfahren mit Hilfe von Videos zu erleichtern. Ein besonderes Highlight wird in Bezug auf die Optimierung der prä- und postoperativen Gesundheits Protokolle vorgenommen werden, die die Reduktion von Vitamin- und Eisenmangel ermöglichen.

<table><tbody><tr><td>&lt;strong&gt;Drugs&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>High Fat diet</td><td>DIO diet</td><td>Safe</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Forane</td><td>Baxter</td><td></td></tr><tr><td>Buprenorphin</td><td>Buprecare</td><td>Animalcare</td><td></td></tr><tr><td>Marbofloxacine</td><td>Marbocyl</td><td>Vetoquinol</td><td></td></tr><tr><td>Ammonium iron citrate, vitamins PP-B12</td><td>Fercobsang</td><td>Vetoquinol</td><td></td></tr><tr><td>Vitamins A-D3-E-K-B</td><td>Vita Rongeur</td><td>Virbac</td><td></td></tr><tr><td>NaCl 0.9%</td><td>NaCl 0,9%</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Povidone solution</td><td>Betadine Scrub</td><td>Betadine</td><td></td></tr><tr><td>Povidone solution</td><td>Betadine Solution</td><td>Betadine</td><td></td></tr><tr><td>Carboptol 980 NF</td><td>Ocrygel</td><td>TVM</td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Name&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;References&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Company&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Comments&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Sutures&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Prolene&amp;reg;</td><td>8.0, 6,5 mm</td><td>Ethicon</td><td></td></tr><tr><td>Prolene&amp;reg;</td><td>5.0, 13 mm</td><td>Ethicon</td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Name&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;References&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Company&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Comments&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Surgical equipments&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Scissors</td><td></td><td>FST</td><td></td></tr><tr><td>Needle holder</td><td>Olsen-Hegar</td><td>FST</td><td></td></tr><tr><td>Micro scissors</td><td>Vannas</td><td>FST</td><td></td></tr><tr><td>Micro forceps&amp;nbsp;</td><td>Graefe</td><td>FST</td><td></td></tr><tr><td>Micro forceps curved</td><td>Graefe</td><td>FST</td><td></td></tr><tr><td>Curved micro needle holder</td><td>Castroviejo</td><td>FST</td><td></td></tr><tr><td>Hemostatic collagen compress</td><td>Pangen</td><td>Urgo</td><td></td></tr><tr><td>Absorbent underpads</td><td></td><td>VWR</td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Name&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;References&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Company&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Comments&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Specific equipments&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Hematology system&amp;nbsp;</td><td>Hemavet 950FS</td><td>Hemavet</td><td></td></tr><tr><td>Glucose strips and glucometer</td><td>One touch Verio</td><td>Life scan</td><td></td></tr><tr><td>Stereo microscope</td><td>MZ6</td><td>Leica&amp;nbsp;</td><td></td></tr></tbody></table>

techniques of sleeve gastrectomy and modified roux-en-y gastric bypass in mice

Fettleibigkeit ist ein großes Problem der öffentlichen Gesundheit, mit einer Prävalenz von 4 bis 28% für Männer und 6,2 bis 36,5% für Frauen in Europa (ab 2003 bis 2008). Morbide Adipositas ist mit metabolischen Komplikationen häufig verbunden sind, wie Typ-2-Diabetes, Hypertonie und Dyslipidämie, die Lebenserwartung und die Qualität zu senken. In Ermangelung einer wirksamen nicht - invasiven Behandlungen, bariatrische Chirurgie für Patienten mit morbider Adipositas (Body - Mass - Index (BMI)&gt; 40 kg / m 2) eine wertvolle therapeutische Option ist, was zu einer langfristigen, nachhaltigen Gewichtsverlust und Verbesserungen der metabolischen Komplikationen . Allerdings sind die zugrunde liegenden zellulären und molekularen Mechanismen, die positiven Auswirkungen der Adipositaschirurgie erhalt noch nicht vollständig verstanden. Aufgrund der zahlreichen gentechnisch veränderten Stämme zur Verfügung, ist die Maus-Modell der bequemste Tiermodell, die molekularen Mechanismen hinter den pleiotropen positiven Auswirkungen der bariatrischen Operationen zu erkunden. Hier detailliert wir die optimierte Healthcbei Mäusen sind Methoden und chirurgische Protokolle für die beiden am häufigsten verwendeten bariatrischen Operationen: die Hülse Gastrektomie und dem modifizierten Roux-en-Y-Magenbypass. Die Aufklärung der molekularen Mechanismen, die therapeutischen Effekte der bariatrischen Operationen zugrunde liegenden bietet das Versprechen von Zielen neuer Therapeutika zu identifizieren.

Allgemeine Bedingungen Die mittlere Operationszeit für die SG Verfahren betrug 49,3 ± 1,5 min. Wir entfernten 62,8 ± 5,0 mg des Magens, die etwa 80% Prozent des Magens darstellt. Keine Mäuse starben während der Operation oder während der folgenden sieben Tage. Eine Maus (7,1%) starb am 11. Tag nach der Operation wegen eines Magen-Obstruktion durch ein Bezoar verursacht. <p class="jove_cont...

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Techniques of Sleeve Gastrectomy and Modified Roux-en-Y Gastric Bypass in Mice

Bariatric surgery is the most efficient way to reduce body weight and the deadly metabolic complications (diabetes, obesity, and dyslipidemia) frequently associated with morbid obesity. Mouse models of bariatric surgery represent a unique asset for deciphering molecular mechanisms behind the beneficial effects of these surgeries on diabetes, hypertension, and dyslipidemia.

Techniken der Schlauchmagen-Operation und Modified Roux-en-Y-Magenbypass bei Mäusen

Obesity is a major public health issue, with a prevalence of 4 to 28% for men and 6.2 to 36.5% for women in Europe (from 2003 to 2008). Morbid obesity is ...

techniques-sleeve-gastrectomy-modified-roux-en-y-gastric-bypass

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Medicine

11.9K Aufrufe.  INSERM, CNRS, UNIV Nantes. Bariatric surgery is the most efficient way to reduce body weight and the deadly metabolic complications (diabetes, obesity, and dyslipidemia) frequently associated with morbid obesity. Mouse models of bariatric surgery represent a unique asset for deciphering molecular mechanisms behind the beneficial effects of these surgeries on diabetes, hypertension, and dyslipidemia.

Serie: Techniques of Sleeve Gastrectomy and Modified Roux-en-Y Gastric Bypass in Mice

Modified Technique for Coronary Artery Ligation in Mice

Myocardial infarction (MI) is one of the most important causes of mortality in humans1-3. In order to improve morbidity and mortality in patients with MI we need better knowledge about pathophysiology of myocardial ischemia. This knowledge may be valuable to define new therapeutic targets for innovative cardiovascular therapies4. Experimental MI model in mice is an increasingly popular small-animal model in preclinical research in which MI is induced by means of permanent or temporary ligation of left coronary artery (LCA)5. In this video, we describe the step-by-step method of how to induce experimental MI in mice.
The animal is first anesthetized with 2% isoflurane. The unconscious mouse is then intubated and connected to a ventilator for artificial ventilation. The left chest is shaved and 1.5 cm incision along mid-axillary line is made in the skin. The left pectoralis major muscle is bluntly dissociated until the ribs are exposed. The muscle layers are pulled aside and fixed with an eyelid-retractor. After these preparations, left thoracotomy is performed between the third and fourth ribs in order to visualize the anterior surface of the heart and left lung. The proximal segment of LCA artery is then ligated with a 7-0 ethilon suture which typically induces an infarct size ~40% of left ventricle. At the end, the chest is closed and the animals receive postoperative analgesia (Temgesic, 0.3 mg/50 ml, ip). The animals are kept in a warm cage until spontaneous recovery.

The surgical procedure used to induce experimental myocardial infarction in mice begins with left thoracotomy between the third and the fourth ribs in order to visualize the anterior surface of the heart and left lung. The left coronary artery is ligated, the chest is closed and the mouse is allowed to recover spontaneously.

Geändert Technik für Coronary Artery Ligation in Mäuse

Myocardial infarction (MI) is one of the most important causes of mortality in humans1-3. In order to improve morbidity and mortality in patients with MI ...

Forschung

Medizin

Roux-en-Y Gastric Bypass Operation in Rats

Currently, the most effective therapy for the treatment of morbid obesity to induce significant and maintained body weight loss with a proven mortality benefit is bariatric surgery1,2. Consequently, there has been a steady rise in the number of bariatric operations done worldwide in recent years with the Roux-en-Y gastric bypass (gastric bypass) being the most commonly performed operation3. Against this background, it is important to understand the physiological mechanisms by which gastric bypass induces and maintains body weight loss. These mechanisms are yet not fully understood, but may include reduced hunger and increased satiation4,5, increased energy expenditure6,7, altered preference for food high in fat and sugar8,9, altered salt and water handling of the kidney10 as well as alterations in gut microbiota11. Such changes seen after gastric bypass may at least partly stem from how the surgery alters the hormonal milieu because gastric bypass increases the postprandial release of peptide-YY (PYY) and glucagon-like-peptide-1 (GLP-1), hormones that are released by the gut in the presence of nutrients and that reduce eating12.
During the last two decades numerous studies using rats have been carried out to further investigate physiological changes after gastric bypass. The gastric bypass rat model has proven to be a valuable experimental tool not least as it closely mimics the time profile and magnitude of human weight loss, but also allows researchers to control and manipulate critical anatomic and physiologic factors including the use of appropriate controls. Consequently, there is a wide array of rat gastric bypass models available in the literature reviewed elsewhere in more detail 13-15. The description of the exact surgical technique of these models varies widely and differs e.g. in terms of pouch size, limb lengths, and the preservation of the vagal nerve. If reported, mortality rates seem to range from 0 to 35%15. Furthermore, surgery has been carried out almost exclusively in male rats of different strains and ages. Pre- and postoperative diets also varied significantly.
Technical and experimental variations in published gastric bypass rat models complicate the comparison and identification of potential physiological mechanisms involved in gastric bypass. There is no clear evidence that any of these models is superior, but there is an emerging need for standardization of the procedure to achieve consistent and comparable data. This article therefore aims to summarize and discuss technical and experimental details of our previously validated and published gastric bypass rat model.

Numerous studies using gastric bypass rat models have been recently conducted to uncover the underlying physiological mechanisms of Roux-en-Y gastric bypass operations. This article aims to demonstrate and discuss the technical and experimental details of our published gastric bypass rat model to understand advantages and limitations of this experimental tool.

Roux-en-Y-Magenbypass Operation in Ratten

Currently, the most effective therapy for the treatment of morbid obesity to induce significant and maintained body weight loss with a proven mortality ...

Assessment of Gastric Emptying in Non-obese Diabetic Mice Using a [13C]-octanoic Acid Breath Test

Gastric emptying studies in mice have been limited by the inability to follow gastric emptying changes in the same animal since the most commonly used techniques require killing of the animals and postmortem recovery of the meal1,2. This approach prevents longitudinal studies to determine changes in gastric emptying with age and progression of disease. The commonly used [13C]-octanoic acid breath test for humans3 has been modified for use in mice4-6 and rats7 and we previously showed that this test is reliable and responsive to changes in gastric emptying in response to drugs and during diabetic disease progression8. In this video presentation the principle and practical implementation of this modified test is explained. As in the previous study, NOD LtJ mice are used, a model of type 1 diabetes9. A proportion of these mice develop the symptoms of gastroparesis, a complication of diabetes characterized by delayed gastric emptying without mechanical obstruction of the stomach10.
This paper demonstrates how to train the mice for testing, how to prepare the test meal and obtain 4 hr gastric emptying data and how to analyze the obtained data. The carbon isotope analyzer used in the present study is suitable for the automatic sampling of the air samples from up to 12 mice at the same time. This technique allows the longitudinal follow-up of gastric emptying from larger groups of mice with diabetes or other long-standing diseases.

Assessment of Gastric Emptying in Non-obese Diabetic Mice Using a [13C]-octanoic Acid Breath Test

Determination of gastric emptying with a non-invasive [13C]-octanoic acid breath test for tracking gastroparesis in female NOD LtJ mice.

Beurteilung der Magenentleerung in Non-adipösen diabetischen Mäusen mit a [<sup&gt; 13</sup&gt; C]-Octansäure Atemtest

Gastric emptying studies in mice have been limited by the inability to follow gastric emptying changes in the same animal since the most commonly used ...

Using the Sleeve Technique in a Mouse Model of Aortic Transplantation - An Instructional Video

Orthotopic aortic transplantation using the sleeve technique reduces injury to the aorta with failure rate of only 10-20%. The time to anastomose the aorta in mice using the sleeve method was short and easy averaging 20 min, permitting studies of iso/allo grafts. The following article describes the aortic transplantation procedure used in our laboratory. The mice were anesthetized with a mixture of 1.5% volume isoflurane and 100% oxygen through a face mask. At this point, the segment of the aorta between the renal arteries and its bifurcation was separated from the vena cava, freely prepared and clampedat the proximal and distal segments with a single silk suture. Prior to the removal of the aorta, a saline solution containing heparin was injected into the inferior vena cava. Then the aorta was cut between the clamps and a saline heparin solution was used to flush the lumen. The sleeve technique with monofilament sutures was used in order to transplant the abdominal aorta in the orthotopic position.

We present an orthotopic aortic transplantation model using the sleeve technique in mice. It is a very rapid anastomosis method, which can be employed in studies of vascular disease.

Mit Hilfe der Sleeve-Technik in einem Mausmodell der Aorta Transplantation - ein Lehr-Video

Orthotopic aortic transplantation using the sleeve technique reduces injury to the aorta with failure rate of only 10-20%. The time to anastomose the ...

Sleeve Gastrectomy in Mice using Surgical Clips

The number of people who are overweight and obese is continually increasing both in the adult and adolescent populations. This coincides with the increased universal phenomenon of type 2 diabetes (T2D) and other metabolic problems. Bariatric surgery, such as SG, is currently one of the most effective and commonly used long-term treatment for obesity and T2D, but the association between them is not completely explored yet. The mechanisms underlying the outcomes seen after bariatric surgery in humans can be investigated based on preclinical animal studies. The SG reduces body weight, glucose levels and many metabolic parameters, and is easy to perform with a low incidence of complications. The goal of this work is to provide a simple method and an uncomplicated preclinical model of bariatric surgery in animals for researchers.

The prevalence of diabetes and obesity is continuously increasing worldwide. The mechanisms between diabetes, obesity and their associated mortality and co-morbidities need to be further investigated. Here, we present a protocol for sleeve gastrectomy (SG) in animals as an uncomplicated preclinical model of bariatric surgery.

Ärmel-Gastrektomie bei Mäusen mit chirurgischen Clips

The number of people who are overweight and obese is continually increasing both in the adult and adolescent populations. This coincides with the ...

A Protocol for Roux-en-Y Gastric Bypass in Rats using Linear Staplers

Roux-en-Y gastric bypass (RYGB) is commonly performed for the treatment of severe obesity and type 2 diabetes. However, the mechanism of weight loss and metabolic changes are not well understood. Multiple factors are thought to play a role, including reduced caloric intake, decreased nutrient absorption, increased satiety, the release of satiety-promoting hormones, shifts in bile acid metabolism, and alterations in the gut microbiota.
The rat RYGB model presents an ideal framework to study these mechanisms. Prior work on mouse models have had high mortality rates, ranging from 17 to 52%, limiting their adoption. Rat models demonstrate more physiologic reserve to surgical stimulus and are technically easier to adopt as they allow for the use of surgical staplers. One challenge with surgical staplers, however, is that they often leave a large gastric pouch which is not representative of RYGB in humans. 
In this protocol, we present a RYGB protocol in rats that result in a small gastric pouch using surgical staplers. Utilizing two stapler fires which remove the forestomach of the rat, we obtain a smaller gastric pouch similar to that following a typical human RYGB. Surgical stapling also results in better hemostasis than sharp division. Additionally, the forestomach of the rat does not contain any glands and its removal should not alter the physiology of RYGB.
Weight loss and metabolic changes in the RYGB cohort were significant compared to the sham cohort, with significantly lower glucose tolerance at 14 weeks. Furthermore, this protocol has an excellent survival of 88.9% after RYGB. The skills described in this protocol can be acquired without previous microsurgical experience. Once mastered, this procedure will provide a reproducible tool for studying the mechanisms and effects of RYGB.

Roux-en-Y gastric bypass (RYGB) is performed to treat obesity and diabetes. However, the mechanisms underlying RYGB's efficacy are not fully understood, and studies are limited by technical difficulty leading to high mortality in animal models. This article provides instructions on how to perform RYGB in rats with high success rates.

Ein Protokoll für Roux-en-Y Magenbypass bei Ratten mit linearen Heftern

Roux-en-Y gastric bypass (RYGB) is commonly performed for the treatment of severe obesity and type 2 diabetes. However, the mechanism of weight loss and ...

Single-Anastomosis Duodeno-Ileal Bypass with Sleeve Gastrectomy Model in Mice

Obesity is a major health issue worldwide. As a response, bariatric surgeries have emerged to treat obesity and its related comorbidities (e.g., diabetes mellitus, dyslipidemia, non-alcoholic steatohepatitis, cardiovascular events, and cancers) through restrictive and malabsorptive mechanisms. Understanding the mechanisms by which these procedures allow such improvements often require their transposition into animals, especially in mice, because of the ease of generating genetically modified animals. Recently, the single-anastomosis duodeno-ileal bypass with sleeve gastrectomy (SADI-S) has emerged as a procedure that uses both restrictive and malabsorptive effects, which is being used as an alternative to gastric bypass in case of major obesity. Thus far, this procedure has been associated with strong metabolic improvements, which has led to a marked increase in its use in daily clinical practice. However, the mechanisms underlying these metabolic effects have been poorly studied as a result of a lack of animal models. In this article, we present a reliable and reproducible model of SADI-S in mice, with a special focus on perioperative management. The description and use of this new rodent model will be helpful for the scientific community to better understand the molecular, metabolic, and structural changes induced by the SADI-S and to better define the surgical indications for clinical practice.

Single-anastomosis duodeno-ileal bypass (SADI-S) is an emerging bariatric procedure with important metabolic effects. In this article, we present a reliable and reproducible model of SADI-S in mice.

Duodeno-ilealer Bypass mit Sleeve-Gastrektomie-Modell bei Mäusen

Obesity is a major health issue worldwide. As a response, bariatric surgeries have emerged to treat obesity and its related comorbidities (e.g., diabetes ...

A Murine Model of Vertical Sleeve Gastrectomy

Bariatric surgery, such as vertical sleeve gastrectomy (VSG), is a surgery of the gastrointestinal tract that is performed for the purpose of weight loss. Bariatric surgery is currently the most effective long-term treatment for obesity. In addition to weight loss, bariatric surgery produces additional health benefits such as remission of type 2 diabetes, remission of hypertension, and decreased risk of developing certain types of cancer. The mechanisms beyond weight loss for these benefits remain incompletely defined. Therefore, animal models of bariatric surgery are being developed and validated to identify the mechanisms leading to these benefits, with the goal of improving understanding of gastrointestinal physiology and identifying new therapeutic targets. VSG has become the most commonly performed bariatric procedure in the clinic in the United States because it is highly effective at producing weight loss and metabolic improvement, and is simpler to perform than other bariatric procedures. Therefore, we have developed and validated a murine model of VSG. This murine VSG model recapitulates many of the effects of VSG seen in humans, including improved glucose and blood pressure regulation. The method is based on isolation of the stomach, ligation of gastric vessels, and removal of 70% of the stomach by transecting along the greater curvature of the stomach. We have successfully applied this surgical protocol to various genetically modified mouse lines to define the mechanistic contributors to the benefits of VSG. Furthermore, this murine VSG model has been combined with other surgical techniques, to achieve deeper mechanistic insight. Therefore, this is a simple and versatile model for studying gastrointestinal physiology and the health benefits of bariatric surgery.

The following describes the performance of vertical sleeve gastrectomy in mice. This is a type of weight-loss surgery that involves removal of approximately 70% of the stomach.

Ein Mausmodell der vertikalen Sleeve-Gastrektomie

Bariatric surgery, such as vertical sleeve gastrectomy (VSG), is a surgery of the gastrointestinal tract that is performed for the purpose of weight loss. ...

Biologie

Roux-en-Y Gastric Bypass Procedure: A Bariatric Surgical Procedure for Gastric Resectioning in Murine Model

Source: Ayer, A., et al., <a href="https://jove.unicartagenaproxy.elogim.com/v/54905">Techniques of Sleeve Gastrectomy and Modified Roux-en-Y Gastric Bypass in Mice.</a> J. Vis. Exp. (2017).
This video describes a bariatric surgery-Roux-en-Y procedure. This involves the cutting of the jejunum- the middle portion of the intestine- to generate two intestinal limbs. The biliary limb is attached to the existing intestinal loop and the alimentary limb is attached to the stomach, creating a gastric bypass. The gastric bypass created here helps to decrease the nutrient uptake and efficiently reduces body weight.

Roux-en-Y Magenbypass-Verfahren: Ein bariatrisches chirurgisches Verfahren zur Magenresektion im Mausmodell

Source: Ayer, A., et al., Techniques of Sleeve Gastrectomy and Modified Roux-en-Y Gastric Bypass in Mice. J. Vis. Exp. (2017).
This video describes a ...

JoVE Encyclopedia of Experiments

Rodent Models

Adult

Murine Vertical Sleeve Gastrectomy: A Surgical Procedure to Downsize Stomach in Experimental Mouse Models

Before beginning the procedure, apply veterinary ointment to the eyes of an anesthetized mouse and place the mouse on a heating pad. Remove the hair from the umbilicus to the axilla, gently holding the skin taut to avoid skin lesions, and use cotton tip applicators to sequentially disinfect the exposed skin with povidone-iodine and ethanol.
Wearing sterile gloves and using sterile technique, place sterile surgical drapes on either side of the animal. Cut a small hole in the foil to allow access to the mouse&#39;s abdomen and use a piece of autoclaved aluminum foil as a surgical drape. Make a skin incision from the mid-abdomen to the xiphoid cartilage.
Under a dissecting microscope, use iris scissors to cut through the body wall along the linea alba and use new cotton tip applicators to gently elevate the stomach out of the abdomen. Bluntly dissect the greater omentum from the greater curvature of the stomach.
Then, use 7.0 monofilament absorbable sutures to place two ligatures around the short gastric artery that runs between the fundus of the stomach and the spleen. When both ligatures have been placed, use spring scissors to cut between the two sutures and fully exteriorize the stomach from the abdominal cavity.
Place gauze under the stomach and hydrate the organ with saline. For a vertical sleeve gastrectomy procedure, use a 7.0 monofilament absorbable suture with a taper needle to ligate the prominent branches of the gastric artery and vein, just below the intended line of transection. Place a simple continuous line of 6.0 monofilament absorbable suture through both gastric walls, just below the intended line of transection, to prevent spillage of the gastric contents.
Place thin-tipped hemostats above the suture line and use spring scissors to cut between the suture line and the hemostats. Remove the transected gastric tissue from the sterile surgical field and use fresh cotton tip applicators to clean the blood and digesta from the stomach.
Use a 6.0 monofilament absorbable suture with a taper needle to reinforce the apposition of the gastric walls in a simple discontinuous pattern. Using a 20G gavage needle attached to a 20-milliliter syringe, perform gastric lavage with fresh saline and securely close the stomach with a minimum of 20 knots.
Then, gently press the stomach with a cotton applicator to test for leaks. If no leaks are detected, lavage the stomach with at least 60 more milliliters of fresh saline to remove any infectious particulates.
After the procedure, use a cotton tip applicator to return the stomach under the liver within the abdominal cavity and place an applicator along the dorsal aspect of the abdominal cavity to absorb any excess fluid.
Use a blunt 18G needle to inject lactated Ringer&#39;s solution with or without antibiotics directly into the abdominal cavity, and use 6.0 monofilament absorbable sutures to close the abdominal muscle layer in a simple discontinuous pattern and the skin layer in a simple continuous pattern. Then, place tissue adhesive on the skin and fold the skin over the suture line to protect the suture from disruption by the animal.

Techniken der Schlauchmagen-Operation und Modified Roux-en-Y-Magenbypass bei Mäusen

Zusammenfassung

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