Die Autoren danken W. Sun und K. Jansen für die kritischen Diskussionen und Unterstützung durch die Nano Biomechanics Lab erkennen an der National University of Singapore. NAK dankt für die Unterstützung durch ein Marie-Curie-Stipendium IIF.

1. Zellernte <ol><li> Erhalten MD-MBA-231-Zellen aus dem 37 ° C, 5% CO 2 -Inkubator. Nehmen Zellen aus Gewebekulturplatte mit 0,5% Trypsin-EDTA-Lösung. Verwenden Sie 1 ml Trypsin-EDTA-Lösung für die Zelle in einem T25-Kolben kultiviert. </li><li> Pellet-Zellen in einem 15 ml konischen Röhrchen durch Zentrifugation bei 200 × g für 4 min, saugt den Überstand, und die Zellen in 5 ml Kulturmedium. </li><li> Zählen der Zelldichte, ρ, unter Verwendung eines Hämocytometers. Hinweis: Um die Zellaussaat inneren Gel herzustellen, wird die Zellsuspension später verdünnt werden 10 x, um die endgültige Zellaussaatdichte zu erreichen. Daher ist 10 × konzentrierten Zellsuspension benötigt. </li><li> Berechnen Sie das Volumen des Mediums erforderlich, um eine 10 x Zellkonzentration zu erreichen: <img alt="Gleichung 1" fo:content-width="2in" src="/files/ftp_upload/52735/52735eq1.jpg" width="175" /> Hinweis: Eine endgültige Zellaussaatdichte, c Finale von etwa 215; 10 6 Zellen / ml für MD-MBA-231-Zellen empfohlen und ist in diesem Protokoll verwendet. Andere Einsaatdichten kann auch für andere Zelltypen untersucht werden. </li><li> Pellet-Zellen ein weiteres Mal in einem 15 ml konischen Röhrchen durch Zentrifugation bei 200 × g für 4 min, und Aspiration des Überstands. </li><li> Die Zellen in der erforderlichen Menge (V Medium in Schritt 1.3 berechnet) von serumfreien Zellkulturmedium gründlich Zellverklumpung minimieren. Anmerkung: Phenolrot Autofluoreszenz und können mit Fluoreszenz / Reflexionsabbildungs ​​stören. Verwendung von phenolrotfreiem Medium kann als die beste Bildqualität zu erzielen. </li></ol> 2. Herstellung von Kollagenlösungen <ol><li> Besorgen Sie sich die Lager Kollagenlösung, 10 × PBS-Puffer, Milli-Q H 2 O, 0,1 M NaOH, und mehrere Reaktionsgefäße. Halten Sie alle auf dem Eis zu einer vorzeitigen Kollagen Polymerisation zu verhindern und zu pflegen steril. </li><li> Äquilibrieren einer sterilen GlasBodenschale durch Vorwärmen in der 37 ° C-Inkubator. Hinweis: Alle Bände in diesem Protokoll sind für die Glasbodenschale mit 12 mm und optimiert. Wenn andere Art von Geschirr verwendet wird, stellen Sie die Lautstärke entsprechend. </li><li> Berechnen des erforderlichen Volumens benötigt, um 50 &amp; mgr; l von 2,4 mg / ml Collagenlösung für die innere Gel (Lösung I), bezogen auf das Kollagen Stoffkonzentration herzustellen. Hinweis: Andere Kollagenkonzentrationen für die innere Gel kann ebenfalls verwendet werden. </li><li> In einer sterilen Umgebung (typischerweise ein Biosicherheitshaube), langsam 5 ul 10 × PBS-Puffer auf die gewünschte Menge an Kollagen-Stammlösung (in Schritt 2.3 berechnet) unter leichtem Schwenken. Achten Sie darauf, die Luftblasenbildung zu vermeiden. </li><li> Den pH-Wert der Mischung auf 7,4 unter Verwendung von 0,1 M NaOH unter Verwendung von kalibrierten pH-Meters. Als grobe Richtlinie, verwenden Sie etwa 5 &amp; mgr; der pH-Wert in der Nähe von 7,4 zu bringen (die Menge hängt von der Stoffkonzentration und pH-abhängig). Hinweis: Beachten Sie, dass die Volumina in diesem beteiligtSchritt zu klein ist für den Einsatz von Standard-pH-Meter. Verwenden Sie eine der folgenden Tricks: <ol><li> Bereiten Kollagenlösungen für mehrere Proben. Den pH-Wert in Groß mit Standard-pH-Meter und verteilen Sie die Kollagen-Lösungen in den Proben. </li><li> Alternativ kann die pH-Wert einer Kollagenlösung einzustellen in größeren Volumen (i. E., Volumen, das die Verwendung von Standard-pH-Meter zu ermöglichen). Beachten Sie die NaOH-Menge benötigt wird, um den pH-Wert auf den End-pH zu bringen. Verkleinere die Volumina und verwenden Sie die entsprechende Menge an NaOH für das Experiment. Bestätigen Sie den pH-Wert mit Lackmuspapier. </li><li> Andernfalls einen Mikro-pH-Elektrode, um den pH-Wert kleiner Mengen genauer einstellen. </li></ol></li><li> Man bringt die Lösung auf ein Volumen von 45 &amp; mgr; l mit H 2 O. Führen Sie alle Schritte auf dem Eis zu einer vorzeitigen Kollagen Polymerisation zu verhindern. </li></ol> 3. Bildung von Concentric Gel Kultur <ol><li> Nehmen Sie die vorgewärmte Glasbodenschale (siehe Schritt 2.2) von thE-Inkubator. </li><li> In 5 ul des 10 × konzentrierten Zellsuspension (in Schritt 1.5 vorbereitet) zu Lösung I resuspendieren gründlich. Achten Sie darauf, die Luftblasenbildung zu vermeiden. Die Mischung hat jetzt ein Volumen von 50 ul und enthält die endgültige Kollagenkonzentration (2,4 mg / ml) und die Zelldichte (c endgültige = 2 × 10 6 Zellen / ml). </li><li> Mit 20 &amp; mgr; l der Zellen enthaltenden Lösung I langsam auf die Mitte der Vertiefung, so dass es eine kuppelförmige Tröpfchen (1A) bildet. Achten Sie darauf, um eine Blasenbildung bei diesem Schritt zu vermeiden. Wenn eine Blase bildet, vorsichtig, aber schnell versuchen, entweder brechen oder sie saugen es aus mit einer Pipettenspitze. Legen Sie vorsichtig die Schale zurück in den Inkubator der innere Gel-Polymerisation für 45 Minuten zu lassen. </li><li> Bereiten Lösung O (für die äußere, azellulärer Kollagengel) etwa 15 min vor dem Ende dieser Inkubationsstufe. Anmerkung: Die äußere Gelzustand kann hinsichtlich der Kollagenkonzentration und Polymerisation pH variiert wirderhalten Netzwerken mit unterschiedlichen Mikrostrukturen 10. In diesem Protokoll werden, sich auf eine von 1,5 bis 4,0 mg / ml Kollagen-Gel bei einem pH-Wert von 7,4 polymerisiert. <ol><li> Basierend auf der Kollagenstoffkonzentration, berechnet das erforderliche Volumen benötigt, um 200 ul Kollagenlösung O in einer Endkonzentration vorzubereiten. </li></ol></li><li> In 20 ul 10 x PBS Puffer langsam auf die erforderliche Menge an Kollagen-Stammlösung (in Schritt 3.4 berechnet) unter leichtem Schwenken. Man stellt den pH der Mischung auf den End-pH unter Verwendung von 0,1 M NaOH unter Verwendung von kalibrierten pH-Meters. Siehe Hinweis zu Schritt 2.5 in Bezug auf pH-Einstellung. </li><li> Man bringt die Lösung auf ein Endvolumen von 200 &amp; mgr; l mit H 2 O. Führen Sie alle Schritte auf dem Eis zu einer vorzeitigen Kollagen Polymerisation zu verhindern. </li><li> Nehmen Sie die Schale aus dem Brutschrank nach 45 min Polymerisation des inneren Gels (siehe Schritt 3.3). Vorsichtig hinzu 180 ul Lösung A auf der Oberseite des inneren Gels, so dass die Lösung vollständig den innerenGel und füllt den gut (Abbildung 1B). <ol><li> Führen Sie diesen Schritt vorsichtig ohne Rühren der Lösung, was zu einer ungleichmäßigen Faserorientierungen in der äußeren Gel führen kann. Achten Sie darauf, nicht zu berühren das innere Gel mit einer Pipettenspitze, und um die Bildung von Blasen oder Lufteinschlüsse zu vermeiden. Wenn eine Blase bildet, vorsichtig, aber schnell versuchen, entweder brechen oder sie saugen es aus mit einer Pipettenspitze. Legen Sie vorsichtig die Schale zurück in den Inkubator, um die äußere Gel polymerisieren lassen. </li></ol></li><li> Nehmen Sie die Schale aus dem Brutschrank nach 45 min Polymerisation. Das Gel sollte schon ziemlich an dieser Stelle verfestigt werden, obwohl es immer noch von der Bodenfläche zu lösen, wenn grob behandelt. <ol><li> Vorsichtig gießen 2 ml erwärmt Zellkulturmedium in die Schale (Abbildung 1C). Achten Sie darauf, dass das Gel vollständig in das Medium eingetaucht ist. Aktualisieren Sie das Medium alle 2 - 3 Tage während der gesamten Dauer der Kultur. </li></ol></li></ol> 4. Live-Cell-Imaging <ol><li> Führen Bildgebung mit einem inversen Konfokalmikroskop mit langfristigen Lebendzell-Imaging-Fähigkeit ausgestattet. Gehören eine eingebaute Inkubationskammer mit einer Temperatur (37 ° C) und CO 2 (5%) Kontrolle. Schalten Sie das Mikroskop und erwärmen die Bühne mindestens 1 Stunde vor dem Start des Experiments. Hinweis: Verwenden Sie Objektiv mit großem Arbeitsabstand, um die Beobachtung und Lokalisierung von Zellen in den 3D-Gele zu optimieren. </li><li> Inkubieren des Gels in Medium, das 5 &amp; mgr; l Zell-Fluoreszenzfarbstoff-Tracker für 30 min, um eine genaue Lokalisierung der Zellen in der 3D-System zu ermöglichen. Anschließend entfernen ungebundenen Farbstoff durch dreimaliges Waschen mit 1 x PBS. Anschließend fügen Zellkulturmedium zu der Schale. </li><li> Nehmen Sie die Schale aus dem Inkubator nehmen und auf dem Mikroskoptisch (1D). Hinweis: Live-Cell-Imaging kann grundsätzlich direkt nach der Polymerisation der äußeren Gel starten. Jedoch zu diesem Zeitpunkt die Zellen in die inneren Gel noch nicht verbreitet. Um die Migration der ersten Zellen, die eingedrungen sind die äußere Gel kann Abbildung lebender Zellen 24 Stunden zu starten (je nach Zelltyp) nach dem Beginn der Kultur zu untersuchen. Als grobe Richtlinie, in der Umgebung von 12 bis 14 Tagen der Kultur werden für die meisten der Zellen in der inneren Gels erforderlich, um den äußeren Gels geben. </li><li> Wählen Sie die Volumes of View (VoV die) in Regionen, in der äußeren Gel um den inneren Gel. Nach 24 Stunden Inkubation wird die Zellpopulation ausgebreitet haben, überquerte die Schnittstelle zwischen den inneren und äußeren Gele, und fing an, die äußere Gel einzudringen. <ol><li> Für die VoV ist, sind die Gel-Regionen in unmittelbarer Nähe der Gel-Grenzfläche, Zwischenbereiche und Regionen nahe am Rand der äußeren Gel 7. Regionen nicht näher als 50 &amp; mgr; m von den Boden- und Seitenflächen, als auch von der Oberseite des Gels, um mögliche Randeffekte zu vermeiden. Jedes VoV Regel misst 647 x 647 x 100 um 3 (in x, Y und z-Richtung, jeweils), mit 5 &amp; mgr; m Abstand in der z -stack. </li></ol></li><li> Stellen Sie sicher, Bildgebungsmodi, Kanäle / Filter, Belichtungszeit und Bildauflösungen sind richtig ausgewählt. Für markierungsfreie Bildgebung des Kollagennetzwerk verwenden konfokalen Reflexionsmikroskopie gleichzeitig während der Zeitraffer-Live-Cell-Imaging. </li><li> Nehmen Sie Beispielbilder, zeichnen Sie die Intensität Histogramme, und passen Sie die Gewinne und Offsets, um eine ausreichende Signal beobachten und Sättigung zu vermeiden, indem sichergestellt wird, dass das Histogramm liegt zwischen Null und der maximalen Intensität. Diese Einstellungen nicht mehr während der gesamten Dauer des Experiments nicht verändern. </li><li> Nehmen Sie Zeitraffer-Aufnahmen der ausgewählten VoV die mit einem Zeitintervall Δ t, von 10 min 8 Stunden (oder länger, falls erforderlich). </li></ol> 5. Zellverfolgung und Datenanalyse <ol><li> Führen Sie quantitative Bildnachbearbeitung von der z -stack Bildern mit? Fall<html> te Bildverarbeitungs-Software. <ol><li> Segment die Zeitraffer-Aufnahmen, um automatisch die 3D-Zellpositionen (x, y, z, t). </li><li> Für jeden Rahmen manuell überprüfen Sie die Lokalisierungsgenauigkeit und entfernen False Positives durch Zelltrümmer und Zell Vorsprünge, die für Zellen geirrt haben kann. Entfernen proliferativen Zellen von der Analyse und Split Überlappung oder verbundenen Zellen in verschiedene Objekte. </li></ol></li><li> Generieren 3D Zeitrafferzellspuren aus den Zellkoordinaten (x, y, z, t) in dem vorhergehenden Schritt durch Verknüpfung der Position jeder Zelle in der Zeitsequenz erhalten. </li><li> Beseitigen zufälligen und Systemrauschen durch Entfernen Spuren kürzer als eine Schwellengleislänge (typischerweise 20 min). </li><li> Korrigieren Sie für die Probendrift durch Subtraktion der Gesamtnettoverschiebungen von den Gleisen, wenn nötig. </li><li> Berechnen Zell Verschiebung,iles / ftp_upload / 52.735 / 52735eq2.jpg &quot;width =&quot; 80 &quot;/&gt;, und die Zellwanderung Abstand, <img alt="Gleichung 3" fo:content-width="1in" src="/files/ftp_upload/52735/52735eq3.jpg" width="100" /> ,, Wobei aus den beobachteten Zell Trajektorien ein Vektor, der die 3D-Position von einer Zelle an Zeit und ist die Gesamtzahl von Zeitpunkten. <ol><li> Berechnen Zellengeschwindigkeit S = d / (n • Δ t), wo Δ t ist das Zeitintervall zwischen den Rahmen. Berechnen der Zellmigration Direktionalität (oder Persistenz) mit P = &amp; Dgr; d / d. Durch diese einfache Maßnahme der Persistenz bedeutet, dass für P = 0 ist die Nettoverschiebung Null ist und für P = 1 die Bahn eine gerade Richtungslinie. </li></ol></li></ol>

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	<li>Horwitz, R., Webb, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cell+migration.">Cell migration.</a> Curr Biol. 13 (19), R756-R759 (2003).</li><li>Liang, C. C., Park, A. Y., Guan, J. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vitro+scratch+assay:+a+convenient+and+inexpensive+method+for+analysis+of+cell+migration+in+vitro.">In vitro scratch assay: a convenient and inexpensive method for analysis of cell migration in vitro.</a> Nat. Protoc. 2 (2), 329-333 (2007).</li><li>Provenzano, P. P., Eliceiri, K. W., Inman, D. R., Keely, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Engineering+three-dimensional+collagen+matrices+to+provide+contact+guidance+during+3D+cell+migration.">Engineering three-dimensional collagen matrices to provide contact guidance during 3D cell migration.</a> Curr. Prot. Cell Biol. 10, 10-17 (2010).</li><li>Friedl, P., Sahai, E., Weiss, S., Yamada, K. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=New+dimensions+in+cell+migration.">New dimensions in cell migration.</a> Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 13 (11), 743-747 (2012).</li><li>Grinnell, F., Petroll, W. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cell+motility+and+mechanics+in+three-dimensional+collagen+matrices.">Cell motility and mechanics in three-dimensional collagen matrices.</a> Annu. Rev. Cell. Dev. Biol. 26, 335-361 (2010).</li><li>Wirtz, D., Konstantopoulos, K., Searson, P. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+physics+of+cancer:+the+role+of+physical+interactions+and+mechanical+forces+in+metastasis.">The physics of cancer: the role of physical interactions and mechanical forces in metastasis.</a> Nat. Rev. Cancer. 11 (7), 512-522 (2011).</li><li>Sun, W., Kurniawan, N. A., Kumar, A. P., Rajagopalan, R., Lim, C. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+migrating+cell-induced+matrix+reorganization+on+3D+cancer+cell+migration.">Effects of migrating cell-induced matrix reorganization on 3D cancer cell migration.</a> Cell. Mol. Bioeng. 7 (2), 205-217 (2014).</li><li>Achilli, M., Mantovani, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tailoring+mechanical+properties+of+collagen-based+scaffolds+for+vascular+tissue+engineering:+the+effects+of+pH,+temperature+and+ionic+strength+on+gelation.">Tailoring mechanical properties of collagen-based scaffolds for vascular tissue engineering: the effects of pH, temperature and ionic strength on gelation.</a> Polymers. 2 (4), 664-680 (2010).</li><li>Kurniawan, N. A., Wong, L. H., Rajagopalan, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Early+stiffening+and+softening+of+collagen:+interplay+of+deformation+mechanisms+in+biopolymer+networks.">Early stiffening and softening of collagen: interplay of deformation mechanisms in biopolymer networks.</a> Biomacromolecules. 13 (3), 691-698 (2012).</li><li>Sun, W., Lim, C. T., Kurniawan, N. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanistic+adaptability+of+cancer+cells+strongly+affects+anti-migratory+drug+efficacy.">Mechanistic adaptability of cancer cells strongly affects anti-migratory drug efficacy.</a> J. R. Soc. Interface. 11 (99), 20140638 (2014).</li><li>Guzman, A., Ziperstein, M. J., Kaufman, L. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+effect+of+fibrillar+matrix+architecture+on+tumor+cell+invasion+of+physically+challenging+environments.">The effect of fibrillar matrix architecture on tumor cell invasion of physically challenging environments.</a> Biomaterials. 35 (25), 6954-6963 (2014).</li><li>Wolf, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Physical+limits+of+cell+migration:+control+by+ECM+space+and+nuclear+deformation+and+tuning+by+proteolysis+and+traction+force.">Physical limits of cell migration: control by ECM space and nuclear deformation and tuning by proteolysis and traction force.</a> J. Cell Biol. 201 (7), 1069-1084 (2013).</li><li>Friedl, P., Gilmour, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Collective+cell+migration+in+morphogenesis,+regeneration+and+cancer.">Collective cell migration in morphogenesis, regeneration and cancer.</a> Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 10 (7), 445-457 (2009).</li><li>Vedula, S. R. K., Ravasio, A., Lim, C. T., Ladoux, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Collective+cell+migration:+a+mechanistic+perspective.">Collective cell migration: a mechanistic perspective.</a> Physiology. 28 (6), 370-379 (2013).</li><li>Petrie, R. J., Doyle, A. D., Yamada, K. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Random+versus+directionally+persistent+cell+migration.">Random versus directionally persistent cell migration.</a> Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 10 (8), 538-549 (2009).</li><li>Miron-Mendoza, M., Seemann, J., Grinnell, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+differential+regulation+of+cell+motile+activity+through+matrix+stiffness+and+porosity+in+three+dimensional+collagen+matrices.">The differential regulation of cell motile activity through matrix stiffness and porosity in three dimensional collagen matrices.</a> Biomaterials. 31 (25), 6425-6435 (2010).</li><li>Mouw, J. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tissue+mechanics+modulate+microRNA-dependent+PTEN+expression+to+regulate+malignant+progression.">Tissue mechanics modulate microRNA-dependent PTEN expression to regulate malignant progression.</a> Nat. Med. 20 (4), 360-367 (2014).</li><li>Wolf, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Collagen-based+cell+migration+models+in+vitro+and+in+vivo.">Collagen-based cell migration models in vitro and in vivo.</a> Semin. Cell Dev. Biol. 20 (8), 931-941 (2009).</li><li>Wong, L. H., Kurniawan, N. A., Too, H. -. P., Rajagopalan, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spatially+resolved+microrheology+of+heterogeneous+biopolymer+hydrogels+using+covalently+bound+microspheres.">Spatially resolved microrheology of heterogeneous biopolymer hydrogels using covalently bound microspheres.</a> Biomech. Model. Mechanobiol. 13 (4), 839-849 (2014).</li><li>Gupton, S. L., Waterman-Storer, C. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spatiotemporal+feedback+between+actomyosin+and+focal-adhesion+systems+optimizes+rapid+cell+migration.">Spatiotemporal feedback between actomyosin and focal-adhesion systems optimizes rapid cell migration.</a> Cell. 125 (7), 1361-1374 (2006).</li><li>Provenzano, P. P., Inman, D. R., Eliceiri, K. W., Trier, S. M., Keely, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Contact+guidance+mediated+three-dimensional+cell+migration+is+regulated+by+Rho/ROCK-dependent+matrix+reorganization.">Contact guidance mediated three-dimensional cell migration is regulated by Rho/ROCK-dependent matrix reorganization.</a> Biophys. J. 95 (11), 5374-5384 (2008).</li><li>Wolf, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Multi-step+pericellular+proteolysis+controls+the+transition+from+individual+to+collective+cancer+cell+invasion.">Multi-step pericellular proteolysis controls the transition from individual to collective cancer cell invasion.</a> Nat. Cell Biol. 9 (8), 893-904 (2007).</li><li>Jansen, K. A., Bacabac, R. G., Piechocka, I. K., Koenderink, G. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cells+actively+stiffen+fibrin+networks+by+generating+contractile+stress.">Cells actively stiffen fibrin networks by generating contractile stress.</a> Biophys. J. 105 (10), 2240-2251 (2013).</li></ol>

Die Autoren haben nichts zu offenbaren.

In this protocol we describe an in vitro assay to study the 3D migrational behavior of cells in matrix environments that topologically resemble ECMs encountered in vivo. There are three main strengths of this assay as compared to other currently available methods. First, this assay allows one to simultaneously examine the cell migration mechanisms at both population level and individual cell level. This opens up possibilities of studying collective cell migration13, which has to date been lar...

Migration von Zellen spielt eine wichtige Rolle bei verschiedenen physiologischen Reaktionen, wie der Embryonalentwicklung, Hämostase und Immunantwort als auch in pathologischen Prozessen, wie Gefäßerkrankungen, Entzündungen und Krebs 1. Sezieren der biochemischen und biophysikalischen Faktoren Zellmigration ist es daher von grundlegender Bedeutung nicht nur für die Grundprinzipien der zellulären Funktionen zu verstehen, sondern auch für verschiedene biomedizinische Anwendungen, wie zB im Tissue Engineering, Anti-Metastasen und entzündungshemmenden Medikamentenentwicklung voranzutreiben. Da in vivo Beobachtung ist technisch anspruchsvoll, hat viele Bemühungen auf die in vitro Rekapitulation Zellmigration konzentriert. In-vitro-Verfahren zur Zellmigration zu untersuchen sind weitgehend für Assays auf zweidimensionale (2D) Oberflächen der Grund auf neu konzipiert worden, vor allem oder Wundheilungs Test 2. Solche Tests bieten einfachen Versuchsaufbau, einfache Live-Cell Imaging und liefern nützliche Einblicke in verschiedene biochemische Mechanismen der Zellmigration zugrunde liegen. Allerdings sind diese Tests nicht für die extrazelluläre Matrix (ECM) Architektur und Umbau, die kritischen Aspekte im Verständnis in vivo Migration berücksichtigen. Kürzlich wurde zunehmend klar, dass ein 3D-Kulturmodell häufig Kollagen-Matrices auf der Basis 3, eine Plattform, die besser ähnelt der in vivo Situation. Tatsächlich Zellen zeigen Migrations Dynamik, die sich von denen auf 2D Oberflächen sind, insbesondere aufgrund der unterschiedlichen Dimensionalität der Umgebung 4. Darüber hinaus sind die biophysikalischen und mechanischen Eigenschaften der Matrix beeinflussen empfindlich Zellmigration 5, auch im Rahmen der Tumorzellinvasion 6. Hier präsentieren wir eine Methode zur 3D-Zellmigrationsverhalten in ECM mit biophysikalischen Eigenschaften, die mit Herstellungsbedingungen leicht variiert werden kann studieren. Die Zellen sindin einem &quot;inneren Gel&quot; ausgesät und dürfen sich zu entkommen und dringen in die anfänglich zellfreie &quot;äußeren Gel&quot;. Das Verfahren stützt sich auf die Fähigkeit der Zelle, das Vorhandensein von zu erkennen, und die Neigung in der äußeren Gel, das in engem Zusammenhang mit Zell mechanosensing 7 verbunden ist, in zellfreien Bereiche migrieren. In dieser Studie beschäftigen wir Kollagen Netzwerke wie die ECM von hoch invasiven Brustkrebszellen, MD-MBA-231 eingedrungen. Die mechanischen Eigenschaften und die Mikrostruktur sowohl der inneren und äußeren Gele können abgestimmt werden, 8 und 9 dadurch um physiologisch relevante Bedingungen zu erreichen. Rekonstruktion und Analyse der Zellspuren erlauben detaillierte quantitative Untersuchung der raumzeitlichen Wanderungsverhalten sowohl auf Bevölkerungsebene und Einzelzellebene. Wichtig ist, dass der Aufbau des konzentrischen Gelsystem ahmt die in vivo Gewebetopologie durch wandernde Zellen, insbesondere Krebszellen eindringen und bietet somit wichtige Einblicke in konfrontiertan die physikalischen Mechanismen der Zellmigration und Metastasierung.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Cell culture incubator</td>
			<td>Fisher Scientific Pte Ltd</td>
			<td>Model: 371, S/No 318854-6055</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Confocal microscope</td>
			<td>Nikon A1R</td>
			<td></td>
			<td>Inverted confocal laser scanning microscope equipped with incubator chamber</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dulbecco&#39;s Modified Eagle&#39;s Medium (DMEM)</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>11965-092</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fetal Bovine Serum (FBS)</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>10082-147</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fluorescent CellTracker dye CMTMR</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>C2927</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass-bottom dish</td>
			<td>IWAKI Cell Biology</td>
			<td>3931-035</td>
			<td>35 mm diameter dish with 12 mm diameter glass-bottom well</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hemocytometer</td>
			<td>iN CYTO</td>
			<td>DHC-N01 (Neubauer Improved)</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microprocessor pH meter</td>
			<td>Hanna Instruments</td>
			<td>pH 211</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nutragen Collagen</td>
			<td>Advanced BioMatrix</td>
			<td>#5010-D</td>
			<td>Acid-solubilized bovine collagen type I (stock pH ~ 2)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Objective lens</td>
			<td>Nikon</td>
			<td></td>
			<td>CFI Super Plan Fluor ELWD ADM 20XC, W.D. 8.2-6.9mm, NA 0.45.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Penicillin-Streptomycin</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>15140-122</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>pH meter</td>
			<td>Sartorius</td>
			<td>S/No 29153352</td>
			<td>Basic pH Meter PB-11</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trypsin-EDTA</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>15400-054</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

concentric gel system to study the biophysical role of matrix microenvironment on 3d cell migration

Die Fähigkeit von Zellen zur Migration entscheidend ist in einer Vielzahl von Zellfunktionen während des gesamten Lebens aus embryonalen Entwicklung und bei der Wundheilung zur Tumor- und Krebsmetastasierung. Trotz intensiver Forschung, die grundlegenden biochemischen und biophysikalischen Prinzipien der Zellwanderung immer noch nicht vollständig verstanden, insbesondere in ihre physiologisch relevanten dreidimensionalen (3D) Mikroumgebungen. Hier beschreiben wir ein in vitro Test zur quantitativen Untersuchung der 3D-Zellmigration Verhalten ermöglichen. Das Verfahren nutzt mechanosensing Fähigkeit der Zelle, und die Neigung, in vorher unbesetzten extrazellulären Matrix (ECM) zu migrieren. Wir nutzen die Invasion von hochinvasiven Brustkrebs-Zellen, MDA-MB-231, in Kollagengele als Modellsystem. Die Verbreitung der Zellpopulation und die Migrationsdynamik einzelner Zellen über Wochen Kultur kann mit Abbildung lebender Zellen überwacht und analysiert, um raumzeitlich aufgelösten Daten zu extrahieren. Darueber HinausDas Verfahren ist für verschiedene extrazelluläre Matrizen leicht an und bietet so eine einfache, aber leistungsstarke Möglichkeit, die Rolle der biophysikalischen Faktoren in der Mikroumgebung auf die Zellmigration zu untersuchen.

Die konzentrische Geltest hier vorgestellt wurde unter Verwendung hochinvasiven Brustkrebszellen MDA-MB-231 mit 2,4 mg / ml inneren Kollagen-Gel und einer Zellansiedlungsdichte = 2 x 10 6 Zellen / ml, als Beispiel. Wie in Abbildung 2 dargestellt, in der Regel nach wenigen Tagen Kultur verletzt die Zellen die Innen-Außen-Gel-Grenzfläche und damit begonnen, die äußeren Gel einzudringen. Die Zellpopulation verbreiten überwiegend radial nach außen. Die Polymeris...

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Concentric Gel System to Study the Biophysical Role of Matrix Microenvironment on 3D Cell Migration

Die mechanischen Eigenschaften und die Mikrostruktur der extrazellulären Matrix stark beeinflussen 3D Migration von Zellen. In vitro-Verfahren, um die Raumzeit-Zellmigrationsverhalten in biophysikalisch variable Umgebungen sowohl Bevölkerung und einzelnen Zellebenen zu studieren, wird beschrieben.

Concentric Gel-System, um die biophysikalische Rolle der Matrix Mikromilieu auf 3D-Zellmigration Studieren

The ability of cells to migrate is crucial in a wide variety of cell functions throughout life&#160;from embryonic development and wound healing&#160;to ...

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Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Bioengineering

8.5K Aufrufe.  FOM Institute AMOLF.  Die mechanischen Eigenschaften und die Mikrostruktur der extrazellulären Matrix stark beeinflussen 3D Migration von Zellen. In vitro-Verfahren, um die Raumzeit-Zellmigrationsverhalten in biophysikalisch variable Umgebungen sowohl Bevölkerung und einzelnen Zellebenen zu studieren, wird beschrieben. 

Serie: Concentric Gel System to Study the Biophysical Role of Matrix Microenvironment on 3D Cell Migration

Live-cell Imaging of Migrating Cells Expressing Fluorescently-tagged Proteins in a Three-dimensional Matrix

Traditionally, cell migration has been studied on two-dimensional, stiff plastic surfaces. However, during important biological processes such as wound healing, tissue regeneration, and cancer metastasis, cells must navigate through complex, three-dimensional extracellular tissue. To better understand the mechanisms behind these biological processes, it is important to examine the roles of the proteins responsible for driving cell migration. Here, we outline a protocol to study the mechanisms of cell migration using the epithelial cell line (MDCK), and a three-dimensional, fibrous, self-polymerizing matrix as a model system. This optically clear extracellular matrix is easily amenable to live-cell imaging studies and better mimics the physiological, soft tissue environment. This report demonstrates a technique for directly visualizing protein localization and dynamics, and deformation of the surrounding three-dimensional matrix. 
Examination of protein localization and dynamics during cellular processes provides key insight into protein functions. Genetically encoded fluorescent tags provide a unique method for observing protein localization and dynamics. Using this technique, we can analyze the subcellular accumulation of key, force-generating cytoskeletal components in real-time as the cell maneuvers through the matrix. In addition, using multiple fluorescent tags with different wavelengths, we can examine the localization of multiple proteins simultaneously, thus allowing us to test, for example, whether different proteins have similar or divergent roles. Furthermore, the dynamics of fluorescently tagged proteins can be quantified using Fluorescent Recovery After Photobleaching (FRAP) analysis. This measurement assays the protein mobility and how stably bound the proteins are to the cytoskeletal network.
By combining live-cell imaging with the treatment of protein function inhibitors, we can examine in real-time the changes in the distribution of proteins and morphology of migrating cells. Furthermore, we also combine live-cell imaging with the use of fluorescent tracer particles embedded within the matrix to visualize the matrix deformation during cell migration. Thus, we can visualize how a migrating cell distributes force-generating proteins, and where the traction forces are exerted to the surrounding matrix. Through these techniques, we can gain valuable insight into the roles of specific proteins and their contributions to the mechanisms of cell migration.

Cellular processes such as cell migration have traditionally been studied on two-dimensional, stiff plastic surfaces. This report describes a technique for directly visualizing protein localization and analyzing protein dynamics in cells migrating in a more physiologically relevant, three-dimensional matrix.

Live-Cell-Imaging von wandernden Zellen mit dem Ausdruck Fluoreszenz-markierten Proteinen in einer dreidimensionalen Matrix

Traditionally, cell migration has been studied on two-dimensional, stiff plastic surfaces. However, during important biological processes such as wound ...

Forschung

Biotechnik

Study of Cell Migration in Microfabricated Channels

The method described here allows the study of cell migration under confinement in one dimension. It is based on the use of microfabricated channels, which impose a polarized phenotype to cells by physical constraints. Once inside channels, cells have only two possibilities: move forward or backward. This simplified migration in which directionality is restricted facilitates the automatic tracking of cells and the extraction of quantitative parameters to describe cell movement. These parameters include cell velocity, changes in direction, and pauses during motion. Microchannels are also compatible with the use of fluorescent markers and are therefore suitable to study localization of intracellular organelles and structures during cell migration at high resolution. Finally, the surface of the channels can be functionalized with different substrates, allowing the control of the adhesive properties of the channels or the study of haptotaxis. In summary, the system here described is intended to analyze the migration of large cell numbers in conditions in which both the geometry and the biochemical nature of the environment are controlled, facilitating the normalization and reproducibility of independent experiments.

A quantitative method to study spontaneous migration of cells in a one-dimensional confined microenvironment is described. This method takes advantage of microfabricated channels and can be used to study migration of large number of cells under different conditions in single experiments.

Studium der Zellmigration in Microfabricated Kanäle

The method described here allows the study of cell migration under confinement in one dimension. It is based on the use of microfabricated channels, which ...

Analysis of Cell Migration within a Three-dimensional Collagen Matrix

The ability to migrate is a hallmark of various cell types and plays a crucial role in several physiological processes, including&#160;embryonic development, wound healing, and immune responses. However, cell migration is also a key mechanism in cancer enabling these cancer cells to detach from the primary tumor to start metastatic spreading. Within the past years various cell migration assays have been developed to analyze the migratory behavior of different cell types. Because the locomotory behavior of cells markedly differs between a two-dimensional (2D) and three-dimensional (3D) environment it can be assumed that the analysis of the migration of cells that are embedded within a 3D environment would yield in more significant cell migration data. The advantage of the described 3D collagen matrix migration assay is that cells are embedded within a physiological 3D network of collagen fibers representing the major component of the extracellular matrix. Due to time-lapse video microscopy real cell migration is measured allowing the determination of several migration parameters as well as their alterations in response to pro-migratory factors or inhibitors. Various cell types could be analyzed using this technique, including lymphocytes/leukocytes, stem cells, and tumor cells. Likewise, also cell clusters or spheroids could be embedded within the collagen matrix concomitant with analysis of the emigration of single cells from the cell cluster/ spheroid into the collagen lattice. We conclude that the 3D collagen matrix migration assay is a versatile method to analyze the migration of cells within a physiological-like 3D environment.

Cell migration is a biological phenomenon that is involved in a plethora of physiological, such as wound healing and immune responses, and pathophysiological processes, like cancer. The 3D-collagen matrix migration assay is a versatile tool to analyze the migratory properties of different cell types within in a 3D physiological-like environment.

Analyse der Zellmigration in eine dreidimensionale Kollagenmatrix

The ability to migrate is a hallmark of various cell types and plays a crucial role in several physiological processes, including&#160;embryonic ...

Revealing the Cytoskeletal Organization of Invasive Cancer Cells in 3D

Cell migration has traditionally been studied in 2D substrates. However, it has become increasingly evident that there is a need to study cell migration in more appropriate 3D environments, which better resemble the dimensionality of the physiological processes in question. Migratory cells can substantially differ in their morphology and mode of migration depending on whether they are moving on 2D or 3D substrates. Due to technical difficulties and incompatibilities with most standard protocols, structural and functional analysis of cells embedded within 3D matrices still remains uncommon. This article describes methods for preparation and imaging of 3D cancer cell cultures, either as single cells or spheroids. As an appropriate ECM substrate for cancer cell migration, we use nonpepsinized rat tail collagen I polymerized at room-temperature and fluorescently labeled to facilitate visualization using standard confocal microscopes. This work also includes a protocol for 3D immunofluorescent labeling of endogenous cell cytoskeleton. Using these protocols we hope to contribute to a better description of the molecular composition, localization, and functions of cellular structures in 3D.

This article presents a method to fluorescently label collagen that can be further used for both fix and live imaging of 3D cell cultures. We also provide an optimized protocol to visualize endogenous cytoskeletal proteins of cells cultured in 3D environments.

Enthüllung des Cytoskeletal Organization of Invasive Cancer Cells in 3D

Cell migration has traditionally been studied in 2D substrates. However, it has become increasingly evident that there is a need to study cell migration ...

Medizin

Planar Gradient Diffusion System to Investigate Chemotaxis in a 3D Collagen Matrix

The importance of cell migration can be seen through the development of human life. When cells migrate, they generate forces and transfer these forces to their surrounding area, leading to cell movement and migration. In order to understand the mechanisms that can alter and/or affect cell migration, one can study these forces. In theory, understanding the fundamental mechanisms and forces underlying cell migration holds the promise of effective approaches for treating diseases and promoting cellular transplantation. Unfortunately, modern chemotaxis chambers that have been developed are usually restricted to two dimensions (2D) and have complex diffusion gradients that make the experiment difficult to interpret. To this end, we have developed, and describe in this paper, a direct-viewing chamber for chemotaxis studies, which allows one to overcome modern chemotaxis chamber obstacles able to measure cell forces and specific concentration within the chamber in a 3D environment to study cell 3D migration. More compelling, this approach allows one to successfully model diffusion through 3D collagen matrices and calculate the coefficient of diffusion of a chemoattractant through multiple different concentrations of collagen, while keeping the system simple and user friendly for traction force microscopy (TFM) and digital volume correlation (DVC) analysis.

Cell migration is an important part of human development and life. In order to understand the mechanisms that can alter cell migration, we present a planar gradient diffusion system to investigate chemotaxis in a 3D collagen matrix, which allows one to overcome modern diffusion chamber limitations of existing assays.

Planar Gradient Diffusionssystem, um Chemotaxis in einem 3D-Kollagen-Matrix Untersuchen

The importance of cell migration can be seen through the development of human life. When cells migrate, they generate forces and transfer these forces to ...

Sandwich-like Microenvironments to Harness Cell/Material Interactions

Cell culture has been traditionally carried out on bi-dimensional (2D) substrates where cells adhere using ventral receptors to the biomaterial surface. However in vivo, most of the cells are completely surrounded by the extracellular matrix (ECM), resulting in a three-dimensional (3D) distribution of receptors. This may trigger differences in the outside-in signaling pathways and thus in cell behavior.
This article shows that stimulating the dorsal receptors of cells already adhered to a 2D substrate by overlaying a film of a new material (a sandwich-like culture) triggers important changes with respect to standard 2D cultures. Furthermore, the simultaneous excitation of ventral and dorsal receptors shifts cell behavior closer to that found in 3D environments. Additionally, due to the nature of the system, a sandwich-like culture is a versatile tool that allows the study of different parameters in cell/material interactions, e.g., topography, stiffness and different protein coatings at both the ventral and dorsal sides. Finally, since sandwich-like cultures are based on 2D substrates, several analysis procedures already developed for standard 2D cultures can be used normally, overcoming more complex procedures needed for 3D systems.

The following protocol describes the procedure to assemble sandwich-like cultures to be used as an intermediate stage between bi-dimensional (2D) and three-dimensional (3D) cellular environments. The engineered systems can have applications in microscopy, biomechanics, biochemistry and cell biology assays.

Sandwichartigen Mikroumgebungen zu nutzen Handy / Material-Interaktionen

Cell culture has been traditionally carried out on bi-dimensional (2D) substrates where cells adhere using ventral receptors to the biomaterial surface. ...

Preparation of 3D Collagen Gels and Microchannels for the Study of 3D Interactions In Vivo

Historically, most cellular processes have been studied in only 2 dimensions. While these studies have been informative about general cell signaling mechanisms, they neglect important cellular cues received from the structural and mechanical properties of the local microenvironment and extracellular matrix (ECM). To understand how cells interact within a physiological ECM, it is important to study them in the context of 3 dimensional assays. Cell migration, cell differentiation, and cell proliferation are only a few processes that have been shown to be impacted by local changes in the mechanical properties of a 3-dimensional ECM. Collagen I, a core fibrillar component of the ECM, is more than a simple structural element of a tissue. Under normal conditions, mechanical cues from the collagen network direct morphogenesis and maintain cellular structures. In diseased microenvironments, such as the tumor microenvironment, the collagen network is often dramatically remodeled, demonstrating altered composition, enhanced deposition and altered fiber organization. In breast cancer, the degree of fiber alignment is important, as an increase in aligned fibers perpendicular to the tumor boundary has been correlated to poorer patient prognosis1. Aligned collagen matrices result in increased dissemination of tumor cells via persistent migration2,3. The following is a simple protocol for embedding cells within a 3-dimensional, fibrillar collagen hydrogel. This protocol is readily adaptable to many platforms, and can reproducibly generate both aligned and random collagen matrices for investigation of cell migration, cell division, and other cellular processes in a tunable, 3-dimensional, physiological microenvironment.

Preparation of 3D Collagen Gels and Microchannels for the Study of 3D Interactions In Vivo

Collagen is a core component of the ECM, and provides essential cues for several cellular processes ranging from migration to differentiation and proliferation. Provided here is a protocol for embedding cells within 3D collagen hydrogels, and a more advanced technique for generating randomized or aligned collagen matrices using PDMS microchannels.

Herstellung von 3D-Kollagen-Gel und Mikrokanäle für das Studium der 3D-Interaktionen<em&gt; In Vivo</em

Historically, most cellular processes have been studied in only 2 dimensions.  While these studies have been informative about general cell signaling ...

Characterizing Cell Migration Within Three-dimensional In Vitro Wound Environments

Currently, most in vitro models of wound healing, such as well-established scratch assays, involve studying cell migration and wound closure on two-dimensional surfaces. However, the physiological environment in which in vivo wound healing takes place is three-dimensional rather than two-dimensional. It is becoming increasingly clear that cell behavior differs greatly in two-dimensional vs. three-dimensional environments; therefore, there is a need for more physiologically relevant in vitro models for studying cell migration behaviors in wound closure. The method described herein allows for the study of cell migration in a three-dimensional model that better reflects physiological conditions than previously established two-dimensional scratch assays. The purpose of this model is to evaluate cell outgrowth via the examination of cell migration away from a spheroid body embedded within a fibrin matrix in the presence of pro- or anti-migratory factors. Using this method, cell outgrowth from the spheroid body in a three-dimensional matrix can be observed and is easily quantifiable over time via brightfield microscopy and analysis of spheroid body area. The effect of pro-migratory and/or inhibitory factors on cell migration can also be evaluated in this system. This method provides researchers with a simple method of analyzing cell migration in three-dimensional wound associated matrices in vitro, thus increasing the relevance of in vitro cell studies prior to the use of in vivo animal models.

Characterizing Cell Migration Within Three-dimensional In Vitro Wound Environments

The goal of this protocol is to evaluate the effect of pro- and anti-migratory factors on cell migration within a three-dimensional fibrin matrix.

Zellwanderung in dreidimensionales In Vitro Charakterisierung Wunde Umgebungen

Currently, most in vitro models of wound healing, such as well-established scratch assays, involve studying cell migration and wound closure on ...

3D Analysis of Multi-cellular Responses to Chemoattractant Gradients

Various limitations of 2D cell culture systems have sparked interest in 3D cell culture and analysis platforms, which would better mimic the spatial and chemical complexity of living tissues and mimic in vivo tissue functions. Recent advances in microfabrication technologies have facilitated the development of 3D in vitro environments in which cells can be integrated into a well-defined extracellular matrix (ECM) and a defined set of soluble or matrix associated biomolecules. However, technological barriers have limited their widespread use in research laboratories. Here, we describe a method to construct simple devices for 3D culture and experimentation with cells and multicellular organoids in 3D microenvironments with a defined chemoattractant gradient. We illustrate the use of this platform for analysis of the response of epithelial cells and organoids to gradients of growth factors, such as epidermal growth factor (EGF). EGF gradients were stable in the devices for several days leading to directed branch formation in breast organoids. This analysis allowed us to conclude that collective gradient sensing by groups of cells is more sensitive vs. single cells. We also describe the fabrication method, which does not require photolithography facilities nor advanced soft lithography techniques. This method will be helpful to study 3D cellular behaviors in the context of the analysis of development and pathological states, including cancer.

We describe a method to construct devices for 3D culture and experimentation with cells and multicellular organoids. This device allows analysis of cellular responses to soluble signals in 3D microenvironments with defined chemoattractant gradients. Organoids are better than single cells at detection of weak noisy inputs.

3D-Analyse von multizellulären Reaktionen auf tschoattraktive Verläufe

Various limitations of 2D cell culture systems have sparked interest in 3D cell culture and analysis platforms, which would better mimic the spatial and ...

Quantifying Three-Dimensional Cell Migration Within and Into Granular Hydrogel Biomaterials

Granular hydrogel scaffolds hold significant potential in regenerative medicine, functioning either as carriers for cell delivery or as interfaces for tissue integration. This article introduces two novel approaches for quantifying cell migration within and into granular hydrogels, highlighting the distinct applications of these scaffolds. First, a cell monolayer interface assay that simulates tissue growth into granular hydrogels for integration purposes is presented. Second, a spheroid-based assay is described, designed to track cell movement within the hydrogel matrix, specifically suited for applications involving cell delivery. Both methods enable precise and controlled measurements of cell migration, providing a comprehensive toolkit for researchers utilizing granular hydrogel scaffolds. The motivation for these methods stems from the need for tailored control over cell migration within the scaffold to align with specific applications. By optimizing and standardizing these quantification techniques, researchers can iteratively refine granular hydrogel properties, ensuring their effectiveness in diverse regenerative medicine contexts. This robust set of quantitative tools offers new opportunities to enhance granular hydrogel scaffolds, advancing their use in both cell delivery and tissue integration applications.

A protocol for the quantitative evaluation of 3D cell migration within and into the interface of granular hydrogels is presented here.

Quantifizierung der dreidimensionalen Zellmigration innerhalb und in granuläre Hydrogel-Biomaterialien

Granular hydrogel scaffolds hold significant potential in regenerative medicine, functioning either as carriers for cell delivery or as interfaces for ...