Die Autoren möchten bis Juni Middleton zur Versorgung E. danken faecalis Stämme und zur Führung mit Bakterienkultur. C. elegans wurden von der CGC, die durch NIH Office of Research Infrastructure Programme (P40 OD010440) finanziert wird, zur Verfügung gestellt.

1) Herstellung der Nematode Wachstumsmedien (NGM) <ol><li> Um 50 Platten machen, fügen Sie 1,5 g NaCl, 8,5 g Reinstwasser Agar und 1,25 g Pepton zu einem 1 Lflask. </li><li> In 487,5 ml dH 2 O zu überführen. Swirl sanft zu mischen und decken Eröffnung der Kolben mit einem Stück Alufolie. </li><li> Sterilisieren Sie die Lösung durch Autoklavieren bei Normalbedingungen (121 psi, 120 ° C, 20 min). </li><li> Lassen Sie die Lösung auf 45 ° C in einem Wasserbad abkühlen. </li><li> Zu der Lösung, fügen Sie die folgenden in der Reihenfolge: 500 ul Cholesterin aus einer 5 mg / ml Stammlösung (gelöst in Ethanol), 500 ul 1 M CaCl 2, 500 ul 1 M MgSO 4 und 12,5 ml KPO 4-Puffer (54,15 g KH 2 PO 4 und 17,8 g K 2 HPO 4 in 500 ml dH 2 O), wie in 18 beschrieben. </li><li> Mit einer sterilen Pipetten, 10 ml Agar-Lösung zu jedem 60 mm Polystyrol-Petrischale. Lassen Sie die Medien bei Raumtemperatur erstarren overnight. </li></ol> 2) Herstellung von B Broth E. coli Medien <ol><li> Um fünf 100 ml Kulturen machen, fügen Sie 5,0 g Bacto Tryptone, 2,5 g Hefeextrakt, 5,0 g NaCl in ein Becherglas. </li><li> In sterile, destilliertem Wasser auf ein Endvolumen von 500 ml. Die Lösung wird auf einer Heizplatte unter Rühren, bis die gelösten Stoffe aufgelöst haben. </li><li> Gießen Sie 100 ml Brühe B in fünf Glasflaschen (mindestens 200 ml Volumen). </li><li> Sterilisieren Sie die Lösungen durch Autoklavieren bei Normalbedingungen (121 psi, 120 ° C, 20 Minuten). </li><li> Erlauben B Brühe auf Raumtemperatur vor Gebrauch abkühlen. </li></ol> 3) C. Seeding elegans Wartung Plates <ol><li> Nachdem man NGM-Platten bei Raumtemperatur für mindestens eine Woche getrocknet, zu inokulieren einem 100 ml B Kulturbrühe mit einigen Kolonien von E. coli (OP50). </li><li> Wachsen E. coli-Kultur bei 37 ° C über Nacht. </li><li> Pipette ein bis zwei Tropfen (ca. 10081, L) des OP50 Kultur auf die Mitte jedes NGM Platte. Die Platten werden in der Regel deckelseitigen gestapelt. Beim Pipettieren (Impfung), durch Pipettieren der Kultur auf die Platte an der Unterseite des Stapels zu beginnen. Arbeiten Sie sich jeden Stapel. Versuche nicht, die Platten nach der Aussaat zu bewegen, weil es wichtig ist, dass die Kultur nicht zu nahe an den Kanten der Platte erhalten. </li><li> Lassen Sie die gesetzte Platten bei Raumtemperatur für mindestens eine Woche trocknen, bevor Sie. </li><li> Gesetzt Platten gespeichert sind (invertiert) in versiegelten Plastikbehältern bei Raumtemperatur. </li></ol> 4) Die Aufrechterhaltung C. elegans Stämme <ol><li> Um wohlgenährt C zu halten elegans hat, verwenden Sie einen Wurm holen, um drei oder L4s schwangeren Erwachsenen zu einer neuen, entkernt NGM Platte bewegen alle 3-4 Tage. </li><li> Shop Platten (invertiert) vorzugsweise in einem Brutschrank bei 15 - 22 ° C. Kulturen in den beschriebenen Assays wurden bei 20 ° C gelagert C. elegans Entwicklung ist temperaturabhängig. Wie Maintenance Temperatur zunimmt, nimmt Zeit zwischen Entwicklungsstadien. </li></ol> 5) Herstellung von CASO-Agar (TSA) E. faecalis Kultur Medien <ol><li> Um 50 Platten zu machen, messen 500 ml sterilem, destilliertem Wasser in einen Kolben und zum Kochen bringen, unter Rühren auf einer Heizplatte. </li><li> 20 g pulverisierte TSA-Agar zu Kolben und erlauben Lösung zu lösen. </li><li> Sterilisieren Sie die Lösungen durch Autoklavieren bei Normalbedingungen (121 psi, 120 ° C, 20 Minuten). </li><li> Lassen Sie die Lösung auf 45 ° C in einem Wasserbad abkühlen. </li><li> Mit einer sterilen Pipetten, 10 ml Agar-Lösung zu jedem 60 mm Polystyrol-Petrischale. Lassen Sie die Medien, um über Nacht bei Raumtemperatur erstarren. </li></ol> 6) Herstellung von CASO-Bouillon (TSB) E. faecalis Kultur Medien <ol><li> Um 250 Zellkulturröhrchen machen, messen 500 ml sterilem, destilliertem Wasser in einen Kolben und warm auf einer Heizplatte unter Rühren. </li&gt; <li> In 15 g von TSB-Agar-Pulver in den Kolben und damit das Pulver aufzulösen. </li><li> Sterilisieren Sie die Lösungen durch Autoklavieren bei Normalbedingungen (121 psi, 120 ° C, 20 Minuten). </li><li> Anschließend Lösung auf Raumtemperatur abkühlen, dann Pipette 2 ml in sterile 5 ml-Röhrchen. </li></ol> 7) Herstellung von Brain Heart Infusion (BHI) Medium mit Streptomycin, für E. faecalis Kultur <ol><li> Messen Sie 500 ml sterilem, destilliertem Wasser in einen Kolben und zum Kochen bringen, unter Rühren auf einer Heizplatte. </li><li> In 26 g BHI-Medium in den Kolben und damit die Lösung aufzulösen. </li><li> Sterilisieren Sie die Lösungen durch Autoklavieren bei Normalbedingungen (121 psi, 120 ° C, 20 Minuten). </li><li> Anschließend Lösung auf 45 ° C in einem Wasserbad abgekühlt. </li><li> Mit einer sterilen Technik, fügen Sie 0,5 ml einer 10 mg / ml Streptomycin Stammlösung und Schwenken vermischen. </li><li> 10 ml der Lösung zu jedem 60 mm Polystyrol-Petrischale. </li><li&gt; Erlauben Medien über Nacht bei Raumtemperatur erstarren. Shop Platten (invertiert) bei 4 ° C bis ein paar Stunden vor dem Gebrauch. </li></ol> 8) Die Aufrechterhaltung E. faecalis Stämme <ol><li> Um E. pflegen faecalis Aktien, eine sterile Schleife Streifen einzelnen Kolonien auf separate CASO-Agar (TSA) Platten. </li><li> Wachsen Kulturen bei 37 ° C über Nacht. Shop Platten (invertiert) in einer versiegelten Tüte oder Kiste bei Raumtemperatur mehrere Wochen. </li></ol> 9) vorbereiten E. faecalis Platten für EIW Assay <ol><li> Impfen eine 2 ml TSB-Kultur mit einer Kolonie von E. faecalis beimpft und über Nacht bei 37 ° C </li><li> Je 20 ul E. faecalis Kultur auf die Mitte einer vorbereiteten BHI-Streptomycin Platte beimpft und über Nacht bei 37 ° C. </li></ol> 10) E. Vorbereitung coli Platten für EIW Assay (Control-Platten) <ol><li> Impfen eine 100 ml B-broth Kultur mit einer Kolonie von E. coli OP50 und Inkubation über Nacht bei 37 ° C </li><li> Je 20 ul des OP50 Kultur auf die Mitte eines ungesetzte NGM Platte und damit die gesetzten Platten über Nacht bei Raumtemperatur trocknen. </li></ol> 11) in Egg Worm Assay <ol><li> Wähle 15-20 inszeniert-L4 C. elegans (Abbildung 1) auf die Mitte eines Rasens der Bakterien auf einem vorbereiteten BHI-Strep-E. faecalis Platte. Achten Sie darauf, nicht zu viel von OP50 zur BHI Platte übertragen. Wähle die gleiche Anzahl von L4s auf ein Steuersignal NGM-OP50 Platte. </li><li> Die Platten für 40 Stunden bei 20 ° C. </li><li> Es werden 20% Bleichmittel-Lösung. Mischen Sie eine handelsübliche Bleiche (6,0% Natriumhypochlorit) mit dem entsprechenden Volumen destilliertem Wasser. </li><li> In 10 ul Tropfen Bleichmittel-Lösung zu zehn verschiedenen Standorten auf einem Kunststoff-Deckel (von einem Wurm oder bakterielle Platte). </li><li> Mit einem Wurm Pick, zu übertragen, eine Schnecke in jedem Tropfen Bleichmittel. Vorsichtig schwenken die Spitze des EisbergsAbholung in der Bleiche Tröpfchen, um sicherzustellen, der Wurm hat sich das Ende der Wahl (zu bestätigen, indem Sie die Tropfen unter einem Binokular) gewaschen. </li><li> Lassen Sie die Nagelhaut für ca. 10 min oder auflösen, bis die Würmer aufplatzen, Vertreibung der Eier (Abbildung 2). Achten Sie darauf, Eier von der Platte zu übertragen. </li><li> Mit einem Binokular, zählen Sie die Eier in jedem Tropfen Bleichmittel. </li></ol>

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Die Autoren erklären, dass sie keine finanziellen Interessen haben.

Die wichtigsten Schritte bei der erfolgreichen Durchführung dieses Tests sind: 1) mit wohlgenährt Bestände von C. elegans, 2) Kultivieren einzelne Arten von Bakterien auf der Assay-Platte, 3) genau identifiziert inszeniert L4 Würmer für die Exposition gegenüber E. faecalis, 4) halten Belichtungszeit auf E. faecalis konsistent über alle Studien und 5) Bleichen Zeit sollte nicht mehr als zehn Minuten, um Ei Zerfall zu verhindern. Für diesen Test ist es wichti...

Caenorhabditis elegans, ein mikroskopisch, frei lebende Fadenwurm ist ein Modellorganismus traditionell genutzt, um Entwicklungs-und Zell-Signal-Prozesse wegen seiner transparenten Anatomie, gut charakterisierten Entwicklung, vollständig sequenzierten Genom, kurz-Generation Zeit und genetische Homologie zu Menschen studieren . In jüngerer Zeit C. elegans hat sich zu einem Modellorganismus im Bereich der Umwelt-Toxikologie und angeborenen Immunität 10, 11. Diese Selbstversorger-Düngung Zwitter Würmer geschlechtsreif werden innerhalb von zwei bis drei Tagen nach dem Schlüpfen aus dem Ei. Während seines Lebenszyklus, C. elegans durchläuft vier Larvenstadien (L1-L4), vor Erreichen des Erwachsenenalters. Eine isolierte Zwitter erzeugen kann, im Durchschnitt 300 Nachkommen innerhalb von drei Tagen von Peak Fruchtbarkeit. In Geschlechtsreife C. elegans Hermaphroditen sind befruchtete Eizellen in der Gebärmutter für mehrere Stunden vor der Verlegung beibehalten. Dienormale Anzahl von Eiern in der Gebärmutter zu einem beliebigen Zeitpunkt gespeichert werden (während der Spitzenzeiten Fruchtbarkeit) zwischen zehn und fünfzehn 12. Die Zahl der Eier in der Gebärmutter ist eine Funktion sowohl die Rate der Ei-Produktion und die Rate der Eiablage. Befruchteten Eier werden von der Gebärmutter durch die Kontraktion der Muskeln sechzehn vulval um die Öffnung der Vulva 13 angeordnet vertrieben. Zwitter-spezifische Motoneuronen (HSN) und VC Motoneuronen Synapse auf Vulva Muskeln beeinflussen Muskelkontraktion und damit Eiablageverhalten 5,7,13,14. Vertreibung von Eiern aus der Gebärmutter tritt aufgrund koordinierte Aktivität von Nervenzellen und Muskeln. Lab Kulturen von C. elegans sind in der Regel auf eine Diät von pathogenen Escherichia coli OP50 angehoben. In der natürlichen Umwelt, C. elegans kommen in Kontakt mit einer Vielzahl von Nahrungsquellen, wie pathogene Bakterien, die potenziell schädlich. Wenn schädliche Stoffe in exponiertendie Umwelt, C. elegans behalten Eier, bis die Umwelt günstiger wird. Vermutlich Ei Vorratsdatenspeicherung ist eine Anstrengung, um ihre Nachkommen zu schützen. In diesem Ei in Wurm (EIW)-Assay, C. elegans mit den potentiell pathogenen Bakterien Enterococcus faecalis, die in der Umwelt ausgesetzt ist. Die Exposition gegenüber pathogenen Formen von E. faecalis kann anhaltende Darm-Infektion und sogar den Tod in C. elegans 15. Die Exposition gegenüber anderen Formen von pathogenen Bakterien wurde gezeigt, dass Ei Retention 16,17 beeinflussen, aber die Wirkung war nicht quantifiziert. Darüber hinaus belastet die Wirkung einer leicht pathogene E. faecalis hat Stämme, die nicht sofort tödlich, auf Eiablageverhalten nicht untersucht worden. EIW Assays beinhalten Zählen der Anzahl der Eier in die Gebärmutter der C gehalten elegans 4. Obwohl C. eleganstransparent sind, können Eier der sich in der Gebärmutter schwierig sein, in einer intakten Tier quantifizieren. Der Test umfasst EIW Bleichen schwangeren Erwachsenen C. elegans, die Bakterien für eine bestimmte Zeit ausgesetzt waren. Die Bleichmittel-Lösung löst sich die äußere Schuppenschicht verlassen die Eier hinter. Die Eier sind Brechungsindex der Auswirkungen der Bleiche durch die Gegenwart eines schützenden Eierschale. Nach dem Bleichen ist eine sehr leicht in der Lage, die Zahl der Eier aus dem Uterus der Würmer auf Bleichen freigegeben zählen. Der beschriebene Test ist eine einfache, preiswerte und schnelle Methode, um die Anzahl der Eier im Uterus auf einmal zu quantifizieren, und somit die Quantifizierung der Effekte von E. faecalis auf Ei Retention. Dieser Test kann verwendet werden, um die Wirkung von anderen Arten von Bakterien, Umweltgifte oder Drogen auf Ei Retention zu quantifizieren. Dieser Test hat auch das Potenzial, um als Bildschirm für die bakterielle Pathogenität verwendet werden.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="2472">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:371px;">Agar, ultrapure</td>
			<td style="width:191px;">Affymetrix</td>
			<td style="width:119px;">10906</td>
			<td style="width:1791px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:371px;">Bacto Peptone</td>
			<td style="width:191px;">Becton Dickinson</td>
			<td style="width:119px;">211677</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:371px;">Bacto Tryptone</td>
			<td style="width:191px;">Becton Dickinson</td>
			<td style="width:119px;">211705</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:371px;">Brain Heart Infusion dehydrated medium</td>
			<td style="width:191px;">Carolina Biological Supply</td>
			<td style="width:119px;">781781</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="18">
			<td height="18" style="height:19px;width:371px;">C. elegans, N2 strain</td>
			<td style="width:191px;">Caenorhabditis Genetics Center</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>http://www.cbs.umn.edu/cgc</td>
		</tr>
		<tr height="18">
			<td height="18" style="height:19px;width:371px;">Cholesterol</td>
			<td style="width:191px;">Alfa Aesar</td>
			<td style="width:119px;">A11470</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:371px;">Culture plates for C. elegans</td>
			<td style="width:191px;">Tritech Research Inc.</td>
			<td style="width:119px;">T3308</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:371px;">Culture plates for E. faecalis</td>
			<td style="width:191px;">Fisher Scientific-Fisherbrand</td>
			<td style="width:119px;">875713</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:371px;">E. coli (OP50)</td>
			<td style="width:191px;">Caenorhabditis Genetics Center</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>http://www.cbs.umn.edu/cgc</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:371px;">E. faecalis strains</td>
			<td style="width:191px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>provided by J. Middleton. All isolates were confirmed as enterococci</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:371px;"></td>
			<td style="width:191px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>by observing growth on enterococcosel agar (BBL) and in 6% NaCl broth;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:371px;"></td>
			<td style="width:191px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>
			all strains grew at 44.5 &#186;C and were catalase negative and hydrolyzed esculin. A simplified&#160;dichotomous key based on pigmentation and fermentation reactions for six sugars&#160;(arabinose, mannitol, methyl-&#945;-D-glucopyranoside (MGP), ribose, sorbose and sorbitol) allowed&#160;presumptive identification of all E. faecalis strains (Efs lacks pigmentation and is arabinose, MGP&#160;and sorbose negative and sorbitol, mannitol and ribose positive). All presumptive Efs strains&#160;were confirmed using the API 20 STREP system (Biomerieux).
			</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:371px;"></td>
			<td style="width:191px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:371px;"></td>
			<td style="width:191px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:371px;"></td>
			<td style="width:191px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:371px;"></td>
			<td style="width:191px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:371px;"></td>
			<td style="width:191px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:371px;">Microscope</td>
			<td style="width:191px;">Motic</td>
			<td style="width:119px;">SMZ 168B</td>
			<td>any microscope with transmitted illumination and 50X magnification should be sufficient</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:371px;">Streptomycin sulfate</td>
			<td style="width:191px;">Fisher BioReagents</td>
			<td style="width:119px;">BP910-50</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:371px;">Tryptic Soy Agar (Soybean-Casein Digest Agar Medium), Difco</td>
			<td style="width:191px;">Becton Dickinson</td>
			<td style="width:119px;">236950</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:371px;">Trypticase Soy Broth (Soybean-Casein Digest Medium), BBL</td>
			<td style="width:191px;">Becton Dickinson</td>
			<td style="width:119px;">211768</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:371px;">Yeast extract</td>
			<td style="width:191px;">Acros</td>
			<td style="width:119px;">61180-1000</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

measuring the effects of bacteria on c. elegans behavior using an egg retention assay

C. elegans Eiablage Verhalten wird durch Umweltreize wie Osmolarität 1 und Vibrationen 2 betroffen. In dem völligen Fehlen von Lebensmitteln C. elegans auch aufhören Eiablage und behalten befruchteten Eizellen in ihre Gebärmutter 3. Jedoch ist die Wirkung der verschiedenen Quellen für Lebensmittel, insbesondere pathogenen Bakterien und insbesondere Enterococcus faecalis, auf Eiablageverhalten nicht gut charakterisiert. Das Ei-in-Wurm (EIW) Assay ist ein nützliches Werkzeug, um die Auswirkungen der verschiedenen Arten von Bakterien zu quantifizieren, in diesem Fall E. faecalis auf Eiablageverhalten. EIW Assays beinhalten Zählen der Anzahl der Eier in die Gebärmutter der C gehalten elegans 4. Der Test umfasst EIW Bleichen inszeniert, schwangeren Erwachsenen C. elegans zur Entfernung der Nagelhaut und trennen Sie die beibehalten Eier aus dem Tier. Vor dem Bleichen, sind Würmer, Bakterien (oder jede Art von Umwelt-Cue ausgesetzt) Für eine feste Zeitspanne. Nach dem Bleichen ist eine sehr leicht in der Lage, die Anzahl der Eier in der Gebärmutter der Würmer gehalten zählen. In diesem Test wurde eine messbare Erhöhung der Ei-Retention nach E. faecalis Belichtung kann leicht gemessen werden. Die EIW Assay ein Assay, der Verhaltens verwendet werden, um potentiell pathogenen Bakterien oder dem Vorhandensein von Umweltgiften screenen kann. Darüber hinaus kann die EIW Assay ein Werkzeug zum Auffinden von Wirkstoffen, die Neurotransmitter beeinflussen Signalisierung seit Eiablageverhalten moduliert von Neurotransmittern wie Serotonin und Acetylcholin 5-9 sein.

Dieser Assay ermöglicht es, die Anzahl der Eier im C gehalten quantifizieren elegans nach Einwirkung von E. faecalis. L4 inszeniert Würmer (gekennzeichnet durch transparente offenen Raum über ihre Vulva, Abbildung 1), um E. ausgesetzt wurden faecalis bis ins Erwachsenenalter. Nach 40 Stunden der Exposition gegenüber E. faecalis wurde Bleichen durchgeführt. Da die Kutikula zerfiel in der Bleiche Tröpfchen, wurden die Eier noch deutlicher <strong...

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Messung der Auswirkungen von Bakterien auf das Verhalten von C. Elegans mithilfe eines Eiretentionstests | Biologie | Video

Measuring the Effects of Bacteria on C. Elegans Behavior Using an Egg Retention Assay

Ein Ei-in-Wurm (EIW)-Assay ist eine nützliche Methode, um Eiablageverhalten quantifizieren. Änderungen in Eiablage kann eine Verhaltensreaktion des Modells Organismus<em&gt; Caenorhabditis elegans</em&gt; Potenziell schädlichen Umwelteinflüssen Substanzen wie diejenigen, die durch pathogene Bakterien.

Messung der Auswirkungen von Bakterien auf<em&gt; C. Elegans</em&gt; Verhalten Mit einem Ei Retention Assay

C. elegans egg-laying behavior is  affected by environmental cues such as osmolarity1 and  vibration2. In the total absence of food C. elegans also cease ...

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Measuring the Effects of Bacteria on C. Elegans Behavior Using an Egg Retention Assay

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17.0K Aufrufe.  Fairleigh Dickinson University. Ein Ei-in-Wurm (EIW)-Assay ist eine nützliche Methode, um Eiablageverhalten quantifizieren. Änderungen in Eiablage kann eine Verhaltensreaktion des Modells Organismus Caenorhabditis elegans Potenziell schädlichen Umwelteinflüssen Substanzen wie diejenigen, die durch pathogene Bakterien.

Serie: Measuring the Effects of Bacteria on C. Elegans Behavior Using an Egg Retention Assay

Generation of Stable Transgenic C. elegans Using Microinjection

Transgenic Caenorhabditis elegans can be readily created via microinjection of a DNA plasmid solution into the gonad 1. The plasmid DNA rearranges to form extrachromosomal concatamers that are stably inherited, though not with the same efficiency as actual chromosomes 2. A gene of interest is co-injected with an obvious phenotypic marker, such as rol-6 or GFP, to allow selection of transgenic animals under a dissecting microscope. The exogenous gene may be expressed from its native promoter for cellular localization studies. Alternatively, the transgene can be driven by a different tissue-specific promoter to assess the role of the gene product in that particular cell or tissue. This technique efficiently drives gene expression in all tissues of C. elegans except for the germline or early embryo 3. Creation of transgenic animals is widely utilized for a range of experimental paradigms. This video demonstrates the microinjection procedure to generate transgenic worms. Furthermore, selection and maintenance of stable transgenic C. elegans lines is described.

This video demonstrates the technique of microinjection into the gonad of C. elegans to create transgenic animals.

Generierung von stabilen transgenen C. elegans mit Mikroinjektion

Transgenic Caenorhabditis elegans can be readily created via microinjection of a DNA plasmid solution into the gonad 1.  The plasmid DNA rearranges to ...

Forschung

Biologie

Measuring Caenorhabditis elegans Life Span on Solid Media

Aging is a degenerative process characterized by a progressive deterioration of cellular components and organelles resulting in mortality. The nematode Caenorhabditis elegans has emerged as a principal model used to study the biology of aging. Because virtually every biological subsystem undergoes functional decline with increasing age, life span is the primary endpoint of interest when considering total rate of aging. In nematodes, life span is typically defined as the number of days an animal remains responsive to external stimuli. Nematodes can be propagated either in liquid media or on solid media in plates, and techniques have been developed for measuring life span under both conditions. Here we present a generalized protocol for measuring life span of nematodes maintained on solid nematode growth media and fed a diet of UV-killed bacteria. These procedures can easily be adapted to assay life span under various common conditions, including a diet consisting of live bacteria, dietary restriction, and RNA interference.

Measuring Caenorhabditis elegans Life Span on Solid Media

In this article we present a general protocol for measuring life span of nematodes maintained on solid media with UV-killed bacterial food.

Messung Caenorhabditis elegans Life Span auf festen Medien

Aging is a degenerative process characterized by a progressive deterioration of cellular components and organelles resulting in mortality. The nematode ...

Measuring Caenorhabditis elegans Life Span in 96 Well Microtiter Plates

Lifespan is a biological process regulated by several genetic pathways. One strategy to investigate the biology of aging is to study animals that harbor mutations in components of age-regulatory pathways. If these mutations perturb the function of the age-regulatory pathway and therefore alter the lifespan of the entire organism, they provide important mechanistic insights1-3.
Another strategy to investigate the regulation of lifespan is to use small molecules to perturb age-regulatory pathways. To date, a number of molecules are known to extend lifespan in various model organisms and are used as tools to study the biology of aging4-16. The number of molecules identified thus far is small compared to the genetic "toolset" that is available to study the biology of aging.
Caenorhabditis elegans is one of the principle models used to study aging because of its excellent genetics and short lifespan of three weeks. More recently, C.elegans has emerged as a model organism for phenotype based drug screens5,7,16-20 because of its small size and its ability to grow in microtiter plates.
Here we present an assay to measure C.elegans lifespan in 96 well microtiter plates. The assay was developed and successfully used to screen large libraries for molecules that extend C.elegans lifespan7. The reliability of the assay was evaluated in multiple tests: first, by measuring the lifespan of wild type animals grown at different temperatures; second, by measuring the lifespan of mutants with altered lifespans; third, by measuring changes in lifespan in response to different concentrations of the antidepressant Mirtazepine. Mirtazepine has previously been shown to extend lifespan in C.elegans7. The results of these tests show that the assay is able to replicate previous findings from other assays and is quantitative. The microtiter format also makes this lifespan assay compatible with automated liquid handling systems and allows integration into automated platforms.

Measuring Caenorhabditis elegans Life Span in 96 Well Microtiter Plates

In this protocol we present a method to measure Caenorhabditis elegans lifespan in 96 well microtiter plates.

Messung Caenorhabditis elegans Life Span in 96 Well Mikrotiterplatten

Lifespan is a biological process regulated by several genetic pathways. One strategy to investigate the biology of aging is to study animals that harbor ...

Imaging C. elegans Embryos using an Epifluorescent Microscope and Open Source Software

Cellular processes, such as chromosome assembly, segregation and cytokinesis,are inherently dynamic. Time-lapse imaging of living cells, using fluorescent-labeled reporter proteins or differential interference contrast (DIC) microscopy, allows for the examination of the temporal progression of these dynamic events which is otherwise inferred from analysis of fixed samples1,2. Moreover, the study of the developmental regulations of cellular processes necessitates conducting time-lapse experiments on an intact organism during development. The Caenorhabiditis elegans embryo is light-transparent and has a rapid, invariant developmental program with a known cell lineage3, thus providing an ideal experiment model for studying questions in cell biology4,5and development6-9. C. elegans is amendable to genetic manipulation by forward genetics (based on random mutagenesis10,11) and reverse genetics to target specific genes (based on RNAi-mediated interference and targeted mutagenesis12-15). In addition, transgenic animals can be readily created to express fluorescently tagged proteins or reporters16,17. These traits combine to make it easy to identify the genetic pathways regulating fundamental cellular and developmental processes in vivo18-21. In this protocol we present methods for live imaging of C. elegans embryos using DIC optics or GFP fluorescence on a compound epifluorescent microscope. We demonstrate the ease with which readily available microscopes, typically used for fixed sample imaging, can also be applied for time-lapse analysis using open-source software to automate the imaging process.

Imaging C. elegans Embryos using an Epifluorescent Microscope and Open Source Software

The C. elegans embryo is a powerful system for studying cell biology and development. We present a protocol for live imaging of C. elegans embryos utilizing DIC optics or fluorescence using readily available epifluorescent microscopes and open-source software.

Imaging C. elegans Embryos mit einem Epifluoreszenz-Mikroskop und Open Source Software

Cellular processes, such as chromosome assembly, segregation and cytokinesis,are inherently dynamic. Time-lapse imaging of living cells, using ...

Visualization of Mitochondrial Respiratory Function using Cytochrome C Oxidase / Succinate Dehydrogenase (COX/SDH) Double-labeling Histochemistry

Mitochondrial DNA (mtDNA) defects are an important cause of disease and may underlie aging and aging-related alterations 1,2. The mitochondrial theory of aging suggests a role for mtDNA mutations, which can alter bioenergetics homeostasis and cellular function, in the aging process 3. A wealth of evidence has been compiled in support of this theory 1,4, an example being the mtDNA mutator mouse 5; however, the precise role of mtDNA damage in aging is not entirely understood 6,7.
Observing the activity of respiratory enzymes is a straightforward approach for investigating mitochondrial dysfunction. Complex IV, or cytochrome c oxidase (COX), is essential for mitochondrial function. The catalytic subunits of COX are encoded by mtDNA and are essential for assembly of the complex (Figure 1). Thus, proper synthesis and function are largely based on mtDNA integrity 2. Although other respiratory complexes could be investigated, Complexes IV and II are the most amenable to histochemical examination 8,9. Complex II, or succinate dehydrogenase (SDH), is entirely encoded by nuclear DNA (Figure 1), and its activity is typically not affected by impaired mtDNA, although an increase might indicate mitochondrial biogenesis 10-12. The impaired mtDNA observed in mitochondrial diseases, aging, and age-related diseases often leads to the presence of cells with low or absent COX activity 2,12-14. Although COX and SDH activities can be investigated individually, the sequential double-labeling method 15,16 has proved to be advantageous in locating cells with mitochondrial dysfunction 12,17-21.
Many of the optimal constitutions of the assay have been determined, such as substrate concentration, electron acceptors/donors, intermediate electron carriers, influence of pH, and reaction time 9,22,23. 3,3'-diaminobenzidine (DAB) is an effective and reliable electron donor 22. In cells with functioning COX, the brown indamine polymer product will localize in mitochondrial cristae and saturate cells 22. Those cells with dysfunctional COX will therefore not be saturated by the DAB product, allowing for the visualization of SDH activity by reduction of nitroblue tetrazolium (NBT), an electron acceptor, to a blue formazan end product 9,24. Cytochrome c and sodium succinate substrates are added to normalize endogenous levels between control and diseased/mutant tissues 9. Catalase is added as a precaution to avoid possible contaminating reactions from peroxidase activity 9,22. Phenazine methosulfate (PMS), an intermediate electron carrier, is used in conjunction with sodium azide, a respiratory chain inhibitor, to increase the formation of the final reaction products 9,25. Despite this information, some critical details affecting the result of this seemly straightforward assay, in addition to specificity controls and advances in the technique, have not yet been presented.

Visualization of Mitochondrial Respiratory Function using Cytochrome C Oxidase / Succinate Dehydrogenase COX/SDH Double-labeling Histochemistry

The cytochrome c oxidase/sodium dehydrogenase (COX/SDH) double-labeling method allows for direct visualization of mitochondrial respiratory enzyme deficiencies in fresh-frozen tissue sections. This is a straightforward histochemical technique and is useful in investigating mitochondrial diseases, aging, and aging-related disorders.

Visualisierung der mitochondrialen Atmungskette Funktion mit Cytochrom C Oxidase / Succinat-Dehydrogenase (COX / SDH) Double-Kennzeichnung Histochemie

Mitochondrial DNA (mtDNA) defects are an important cause of disease and may underlie aging and aging-related alterations 1,2. The mitochondrial theory of ...

Creating Defined Gaseous Environments to Study the Effects of Hypoxia on C. elegans

Oxygen is essential for all metazoans to survive, with one known exception1. Decreased O2 availability (hypoxia) can arise during states of disease, normal development or changes in environmental conditions2-5. Understanding the cellular signaling pathways that are involved in the response to hypoxia could provide new insight into treatment strategies for diverse human pathologies, from stroke to cancer. This goal has been impeded, at least in part, by technical difficulties associated with controlled hypoxic exposure in genetically amenable model organisms.
The nematode Caenorhabditis elegans is ideally suited as a model organism for the study of hypoxic response, as it is easy to culture and genetically manipulate. Moreover, it is possible to study cellular responses to specific hypoxic O2 concentrations without confounding effects since C. elegans obtain O2 (and other gasses) by diffusion, as opposed to a facilitated respiratory system6. Factors known to be involved in the response to hypoxia are conserved in C. elegans. The actual response to hypoxia depends on the specific concentration of O2 that is available. In C. elegans, exposure to moderate hypoxia elicits a transcriptional response mediated largely by hif-1, the highly-conserved hypoxia-inducible transcription factor6-9. C .elegans embryos require hif-1 to survive in 5,000-20,000 ppm O27,10. Hypoxia is a general term for "less than normal O2". Normoxia (normal O2) can also be difficult to define. We generally consider room air, which is 210,000 ppm O2 to be normoxia. However, it has been shown that C. elegans has a behavioral preference for O2 concentrations from 5-12% (50,000-120,000 ppm O2)11. In larvae and adults, hif-1 acts to prevent hypoxia-induced diapause in 5,000 ppm O212. However, hif-1 does not play a role in the response to lower concentrations of O2 (anoxia, operational definition &lt;10 ppm O2)13. In anoxia, C. elegans enters into a reversible state of suspended animation in which all microscopically observable activity ceases10. The fact that different physiological responses occur in different conditions highlights the importance of having experimental control over the hypoxic concentration of O2.
Here, we present a method for the construction and implementation of environmental chambers that produce reliable and reproducible hypoxic conditions with defined concentrations of O2. The continual flow method ensures rapid equilibration of the chamber and increases the stability of the system. Additionally, the transparency and accessibility of the chambers allow for direct visualization of animals being exposed to hypoxia. We further demonstrate an effective method of harvesting C. elegans samples rapidly after exposure to hypoxia, which is necessary to observe many of the rapidly-reversed changes that occur in hypoxia10,14. This method provides a basic foundation that can be easily modified for individual laboratory needs, including different model systems and a variety of gasses.

Creating Defined Gaseous Environments to Study the Effects of Hypoxia on C. elegans

This paper details how to use continuous-flow hypoxia chambers to generate atmospheres with defined concentrations of O2 to understand biological responses to decreased O2. This system is easy to setup and maintain, and flexible enough to suit a wide range of O2 concentrations and model systems

Erstellen Definierte gasförmigen Umgebungen, um die Auswirkungen von Hypoxie auf Studieren<em&gt; C elegans</em

Oxygen is essential for all metazoans to survive, with one known exception1. Decreased O2 availability (hypoxia) can arise during states of disease, ...

An Explant Assay for Assessing Cellular Behavior of the Cranial Mesenchyme

The central nervous system is derived from the neural plate that undergoes a series of complex morphogenetic movements resulting in formation of the neural tube in a process known as neurulation. During neurulation, morphogenesis of the mesenchyme that underlies the neural plate is believed to drive neural fold elevation. The cranial mesenchyme is comprised of the paraxial mesoderm and neural crest cells. The cells of the cranial mesenchyme form a pourous meshwork composed of stellate shaped cells and intermingling extracellular matrix (ECM) strands that support the neural folds. During neurulation, the cranial mesenchyme undergoes stereotypical rearrangements resulting in its expansion and these movements are believed to provide a driving force for neural fold elevation. However, the pathways and cellular behaviors that drive cranial mesenchyme morphogenesis remain poorly studied. Interactions between the ECM and the cells of the cranial mesenchyme underly these cell behaviors. Here we describe a simple ex vivo explant assay devised to characterize the behaviors of these cells. This assay is amendable to pharmacological manipulations to dissect the signaling pathways involved and live imaging analyses to further characterize the behavior of these cells. We present a representative experiment demonstrating the utility of this assay in characterizing the migratory properties of the cranial mesenchyme on a variety of ECM components.

The cranial mesenchyme undergoes dramatic morphogenic movements that likely provides a driving force for elevation of the neural folds1,2. Here we describe a simple ex vivo explant assay to characterize the cellular behaviors of the cranial mesenchyme during neurulation. This assay has numerous applications including being amenable to pharmacological manipulations and live imaging analyses.

Eine Explantation Assay zur Beurteilung Cellular Verhalten des Cranial Mesenchym

The central nervous system is derived from the neural plate that undergoes a series of complex morphogenetic movements resulting in formation of the ...

C. elegans Chemotaxis Assay

Many organisms use chemotaxis to seek out food sources, avoid noxious substances, and find mates. Caenorhabditis elegans has impressive chemotaxis behavior.
 The premise behind testing the response of the worms to an odorant is to place them in an area and observe the movement evoked in response to an odorant. Even with the many available assays, optimizing worm starting location relative to both the control and test areas, while minimizing the interaction of worms with each other, while maintaining a significant sample size remains a work in progress 1-10. The method described here aims to address these issues by modifying the assay developed by Bargmann et al.1. A Petri dish is divided into four quadrants, two opposite quadrants marked "Test" and two are designated "Control". Anesthetic is placed in all test and control sites. The worms are placed in the center of the plate with a circle marked around the origin to ensure that non-motile worms will be ignored. Utilizing a four-quadrant system rather than one 2 or two 1 eliminates bias in the movement of the worms, as they are equidistant from test and control samples, regardless of which side of the origin they began. This circumvents the problem of worms being forced to travel through a cluster of other worms to respond to an odorant, which can delay worms or force them to take a more circuitous route, yielding an incorrect interpretation of their intended path. This method also shows practical advantages by having a larger sample size and allowing the researcher to run the assay unattended and score the worms once the allotted time has expired.

C. elegans Chemotaxis Assay

A method of quantitatively evaluating the chemotactic response of Caenorhabditis elegans is described. A chemotactic index (CI) was employed as a way to precisely evaluate the response of worms to certain targets, and serve as a platform of comparison between strains and compounds of interest.

C. elegans Chemotaxis-Assay

Many organisms use chemotaxis to seek out food sources, avoid noxious substances, and find mates.  Caenorhabditis elegans has impressive chemotaxis ...

Antibody Staining in C. Elegans Using &quot;Freeze-Cracking&quot;

To stain C. elegans with antibodies, the relatively impermeable cuticle must be bypassed by chemical or mechanical methods. "Freeze-cracking" is one method used to physically pull the cuticle from nematodes by compressing nematodes between two adherent slides, freezing them, and pulling the slides apart. Freeze-cracking provides a simple and rapid way to gain access to the tissues without chemical treatment and can be used with a variety of fixatives. However, it leads to the loss of many of the specimens and the required compression mechanically distorts the sample. Practice is required to maximize recovery of samples with good morphology. Freeze-cracking can be optimized for specific fixation conditions, recovery of samples, or low non-specific staining, but not for all parameters at once. For antibodies that require very hard fixation conditions and tolerate the chemical treatments needed to chemically permeabilize the cuticle, treatment of intact nematodes in solution may be preferred. If the antibody requires a lighter fix or if the optimum fixation conditions are unknown, freeze-cracking provides a very useful way to rapidly assay the antibody and can yield specific subcellular and cellular localization information for the antigen of interest.

Antibody Staining in C. Elegans Using "Freeze-Cracking"

"Freeze-cracking," a method for exposing the inner tissues of the nematode C. elegans to antibodies for protein localization, is demonstrated.

Antikörperfärbung in<em&gt; C. Elegans</em&gt; Mit der &quot;Freeze--Cracking&quot;

To stain C.  elegans with antibodies, the relatively impermeable cuticle must be  bypassed by chemical or mechanical methods.  "Freeze-cracking" is one ...

Large-scale Gene Knockdown in C. elegans Using dsRNA Feeding Libraries to Generate Robust Loss-of-function Phenotypes

RNA interference by feeding worms bacteria expressing dsRNAs has been a useful tool to assess gene function in C. elegans. While this strategy works well when a small number of genes are targeted for knockdown, large scale feeding screens show variable knockdown efficiencies, which limits their utility. We have deconstructed previously published RNAi knockdown protocols and found that the primary source of the reduced knockdown can be attributed to the loss of dsRNA-encoding plasmids from the bacteria fed to the animals. Based on these observations, we have developed a dsRNA feeding protocol that greatly reduces or eliminates plasmid loss to achieve efficient, high throughput knockdown. We demonstrate that this protocol will produce robust, reproducible knock down of C. elegans genes in multiple tissue types, including neurons, and will permit efficient knockdown in large scale screens. This protocol uses a commercially available dsRNA feeding library and describes all steps needed to duplicate the library and perform dsRNA screens. The protocol does not require the use of any sophisticated equipment, and can therefore be performed by any C. elegans lab.

Large-scale Gene Knockdown in C. elegans Using dsRNA Feeding Libraries to Generate Robust Loss-of-function Phenotypes

While dsRNA feeding in C. elegans is a powerful tool to assess gene function, current protocols for large scale feeding screens result in variable knockdown efficiencies. We describe an improved protocol for performing large scale RNAi feeding screens that results in highly efficacious and reproducible knockdown of gene expression.

Groß Gene Knockdown in<em&gt; C. elegans</em&gt; Verwenden dsRNA Fütterung Bibliotheken zu Robust Loss-of-function Phänotypen generieren

RNA interference by feeding worms bacteria expressing dsRNAs has been a useful tool to assess gene function in C. elegans. While this strategy works well ...

Messung der Auswirkungen von Bakterien auf

Zusammenfassung

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