Diese Arbeit wurde durch Zuschüsse aus dem National Institutes of Health (AR-49419, DD), Gesellschaft für Muskeldystrophie (DD) und NIH Ausbildungsförderung T90DK70105 (CH) unterstützt.

Ein. Die Auswertung der kontraktile und passive Eigenschaften der EDL Muscle Ex vivo Die kontraktilen und passiven Eigenschaften des EDL Muskel ex vivo mit dem Aurora Scientific in vitro Muskeltest gemessen. Siehe Tabelle 1 für Materialien und Geräte. 1,1 Vorbereitung der Ausrüstung <ol><li> Montage des gewebespezifischen Organbad durch Befestigen des oxytube dem Wassermantel Gewebebad. Befestigen Sie den montierten Bad auf den Muskel Bestückungsvorrichtung. Schließen Sie die Gasleitung zum oxytube. Befestigen Sie die Wasserzirkulation Leitungen an das Wasser-jacket Gewebe Bad und legen Sie das Nadelventil in die Badewanne Entwässerung. </li><li> Einschalten des zirkulierenden Wasserbad und die Temperatur auf 30 ° C 7. Erlauben 5 PSI (pounds per square inch) von 95% O 2 -5% CO 2, um durch die oxytube fließen. Füllen Sie die Badewanne mit Ringer-Puffer. Äquilibrieren der Puffer für mindestens10 min mit einem konstanten Gasstrom durch Einstellen der oxytube Ventil. </li><li> Schalten Sie die Instrumente (Stimulator, Dual-Mode-Hebel-System und Signal-Schnittstelle). Legen Sie die dynamische Steuerung der Muskulatur (DMC) Software nach Herstellerangaben. </li></ol> 1,2 EDL Muskel-Dissektion Alle Tierversuche müssen vom Institutional Animal Care und Use Committee genehmigt werden. <ol><li> Anästhesieren der Maus bei intraperitonealer Injektion von 2,5 ul / g Körpergewicht des Narkosemittels Cocktail (siehe Materialien Abschnitt). Während des gesamten chirurgischen Eingriffs wurde die Tiefe der Sedierung durch Durchführen einer Zehe Pinch überprüft. Ein Zuschlag von 10% des anfänglichen Betäubung Dosis verabreicht wird, wenn nötig, um das Tier in Narkose zu halten. Rasieren Hinterbein. Pflegen Sie die Körperkerntemperatur bei 37 ° C vor der Dissektion Prozedur, indem Sie die Maus auf einem Heizkissen. Die Körpertemperatur wird durch die ständige Messung der rektalen temperat überwachture Verwendung einer thermischen Sonde. </li><li> Bewegen Sie die Maus in Rückenlage auf der Dissektion Platine (Abbildung 1). Ziehen Sie das Bein Haut zu entlarven die Hinterbein Muskeln. Sichern des Beines auf der Sylgard Block unter Verwendung von zwei Pins damenschneiderin, eine in dem Fuß und das andere in der gracilis. Platzieren einer Wärmelampe über dem Körper, um die Maus Kernkörpertemperatur bei 37 ° C zu halten Ständig superfuse alle freiliegenden Muskeln mit Ringer-Puffer. Überschüssiges Puffer durch eine Saugleitung. </li><li> Setzen Sie den distalen TA Sehne und die extensor Ligamentum unter einem Stereomikroskop durch Sezieren die Haut in Richtung des Fußes. Entfernen Sie vorsichtig die Blende für den TA Muskel. Schneiden Sie die extensor Ligamentum das distale TA Sehnen befreien. </li><li> Entzieht dem distalen TA Sehne und es verwenden, um beim Abziehen der TA Muskel. Entfernen Sie vorsichtig die TA Muskel an seinem proximalen Befestigung. Legen Sie ein dünnes Stück Ringer-Puffer getränkte Baumwolle neben dem EDL Muskel Blutungen durch den Bruch der TA Muskel Gefäßsystem zu absorbieren. Verwenden Sie die Vakuum-Leitung, um überschüssige Puffer und Blut zu entfernen. </li><li> Binden Sie eine doppelte eckige Knoten durch eine Schlaufe knoten mit einem Brot Seidennaht am Muskel-Sehnen-Übergang (MTJ) des distalen EDL Muskel (Abbildung 2). Einen Einschnitt in dem distalen Teil des M. biceps femoris, um das proximale EDL Muskel freizulegen. Wiederholen den gleichen Satz von Knoten (Abbildung 2) an der MTJ des proximalen EDL Sehne. Befestigen Sie den Hebelarm Haken entweder an den proximalen oder der distalen Äste mit einem doppelten Kreuzknoten mit der gleichen Naht. Schneiden Sie die restliche Naht. </li><li> Schneiden Sie den proximalen EDL Sehne über dem proximalen Naht Knoten. Heben Sie die EDL Muskel mit dem Haken und schneiden Sie das Gefäßsystem unter dem Muskel. Schneiden Sie den distalen EDL Sehne schlechter als die distale Nahtmaterial Knoten, um die EDL Muskel von der hinteren Extremität zu entfernen. Bedecken Sie den exponierten Hinterbein mit einem Stück Ringer-Puffer getränkte Baumwolle. </li><li> Bringen Sie den Haken, um den Hebelarm. Richten Sie den Muskel vertikalzwischen zwei Elektroden. Sichern Sie den distalen Naht an dem feststehenden Ständer. Heben Sie das Gewebe Bad zu tauchen der Muskel in Ringer-Puffer. Einstellen der Ruhespannung bis 1,0 g unter Verwendung des dualen grob / fein Translationsbühne und erlauben der Muskel für mindestens 10 min sich ausgleichen lassen. </li></ol> 1,3 Messung der kontraktilen und passiven Eigenschaften des EDL Muskel Verwenden Sie Tabelle 2, um die Parameter in der DMC-Software für jede der folgenden Messungen. Analyse der Daten unter Verwendung der dynamischen Muskel Analyse (DMA)-Software. 1.3.1 Messung der kontraktilen Eigenschaften des EDL Muskel <ol><li> Stimulieren die EDL Muskel dreimal bei 150 Hz mit 60 sec auseinander, um die Muskel-8 zu stabilisieren. </li><li> Stimulieren die EDL Muskel an verschiedenen Ruhestätte Spannungen, die optimale Länge (Lo) zu bestimmen. Die optimale Länge ist die Länge, bei der Muskeln entwickelt ein maximales twitch Spannung. Lassen Sie den MuskelEntspannung für 2 min. </li><li> Passen Sie die Ruhespannung auf Lo. Messen Muskelkraft an einzelnen twitch Stimulation. Bestimmen Sie die absolute Zuckungskraft (Pt), Zeit bis zum Peak Spannung (TPT) und die Hälfte Relaxationszeit (½ RT) des Pt. Lassen Sie die Muskeln für 2 min entspannen. </li><li> Passen Sie die Ruhespannung auf Lo. Messen tetanische Muskelkraft bei unterschiedlichen Anregungsfrequenzen (50, 80, 100, 120, 150 und 200 Hz) erzeugt. Bestimmen Sie die absolute maximale tetanische Muskelkraft (Po), wo Muskelkraft erreicht maximal. Messen Sie die TPT und ½ RT des Po 9. </li><li> Lassen Sie die Muskeln für 5 min zu entspannen. Passen Sie die Ruhespannung auf Lo. Übernehmen 10 Zyklen von exzentrischen Kontraktionen mit 2 min Pause zwischen den Zyklen. Berechne die relativen Kraftverlust des Po nach jedem Zyklus der exzentrischen Kontraktion. </li><li> Nehmen Sie die EDL Muskel aus dem Gerät und schneiden die Sehnen an der Nahtstelle. Bestimmen Sie den Muskel Nassgewicht und berechnen den Muskel Querschnittsfläche (CSA)6,10. </li></ol> 1.3.2 Messung der passiven Eigenschaften des EDL Muskel <ol><li> Sezieren die kontralateralen EDL Muskel und befestigen Sie es an der Vorrichtung, wie in Abschnitt 1.2, Schritte 2 bis 7. </li><li> Betrifft die EDL Muskel zu einer sechsstufigen Dehnen Protokoll, bei dem die Muskulatur zu 160% Lo mit einer Schrittweite von 10% Lo wird gespannt. Analysieren Sie die Spannungs-Dehnungs-Profil 6. </li><li> Bewerten Sie die viskose Eigenschaft des EDL Muskel durch Messung der Spannungsrelaxation Rate (SRR) auf den folgenden Zeitrahmen nach dem Dehnen und Halten der Muskeln bei 10% Min: von Gipfel zu 0.1s post-peak (pp), von 0,1 bis 0,2 s pp, von 0,2 bis 0,5 s pp von 0,5 bis 1s pp und von 1 bis 1,5 s S. </li><li> Am Ende der Studie euthanize die Maus durch zervikale Dislokation und / oder Dekapitation während die Maus noch in Narkose. Nehmen Sie die EDL Muskel aus dem Gerät und schneiden die Sehnen an der Nahtstelle. Bestimmen Sie den Muskel Nassgewicht und berechnen den Muskel Kreuz sectional Bereich (CSA) 6, 10. </li></ol> 2. Die Auswertung der kontraktilen Eigenschaften der TA Muscle In situ Die kontraktilen Eigenschaften der TA Muskeln werden mit dem Aurora Scientific in situ Muskel-Testsystem. Siehe Tabelle 1 für Materialien und Geräte. 2,1 Vorbereitung der Ausrüstung <ol><li> Heizen Sie den thermo-kontrollierten Tierreich bis 37 ° C mit dem zirkulierenden Wasserbad. </li><li> Schalten Sie die Instrumente (Stimulator, Dual-Mode-Hebel-System und Signal-Schnittstelle). Legen Sie die DMC Software nach Herstellerangaben. </li></ol> 2.2 Herstellung der TA Muskel für in situ Kraftmessung <ol><li> Anesthetize die Maus, rasieren die Hinterbein und setzen die TA Muskel wie in den Schritten 1 bis 3 beschrieben in Abschnitt 1,2. </li><li> Binden Sie eine doppelte eckige Knoten um die Patella Ligament using ein Brot Seidennaht. Binden Sie einen Doppelklick Kreuzknoten durch eine Schleife Knoten an der MTJ des distalen TA Muskel (Abbildung 2) gefolgt, binden ein weiteres doppeltes Kreuzknoten Verlassen eines ~ 10 mm Schleife von der distalen TA Sehne Knoten mit der gleichen Naht. Legen Sie die zweite doppelte eckige Knoten auf der Seite der Schleife. </li><li> Entfernen Sie die Stifte aus dem Hinterbein und positionieren das Tier anfällig. Setzen Sie den biceps femoris. Einen Einschnitt in der Mittellinie den Ischiasnerv zu offenbaren. Binden Sie einen Doppelklick Kreuzknoten um das proximale Ende der Ischiasnerv. Trimmen einer Seite der Nahtlinien und schneiden den Nerv überlegen den Knoten. Sanft, ziehen Sie den Ischiasnerv in Richtung Knie mit der Naht und deaktivieren Sie das umgebende Bindegewebe zu befreien ~ 5 mm seiner Länge. Dehnen Sie nicht den Nerv während dieser Prozedur und ständig superfuse den Nerv mit Ringer-Puffer. </li><li> Bereiten Sie den kontralateralen TA Muskel wie in den Schritten 1 bis 3 beschrieben. Deckung eines von der freiliegenden Hintergliedmaße mit einem Stück Ringer-Puffer getränkt Baumwolle. Ständig superfuse beide Hinterbeine mit vorgewärmter (37 ° C) Ringer-Puffer. Entfernen Sie das überschüssige Puffer durch eine Saugleitung. </li><li> Positionieren Sie das Tier in Bauchlage auf dem Tier-Plattform. Bringen Sie die Knie Klemmhalter für das Tier-Plattform und sichern beide Knie zum Metallstift mit doppelte eckige Knoten über die Patella Bandnaht Linien. Merken beide Füße auf den Sylgard Block mit Schneiderin Pins. Sichern Sie das Tier-Plattform auf die thermo-kontrollierten Phase. Positionieren des Wärmelampe, um das Tier Kernkörpertemperatur bei 37 ° C zu halten </li><li> Sichern Sie den Elektrodenhalter für das Tier-Plattform und legen den Ischiasnerv auf der Elektrode mit der Naht. Halten der Elektrode weg von den hinteren Extremität Muskeln. Schneiden Sie den distalen TA Sehne des ungedeckten Hinterbein an der MTJ Nahtstelle. Kleben Sie den distalen TA Sehnennaht Schleife mit dem Hebelarm Haken. Bedecken Sie den exponierten Hinterbein Muskel mit einem warmen Ringer-Puffer getränkte Baumwolle. </li></ol><ol><li> Verwenden Sie Tabelle 2, um die Parameter in der DMC-Software eingestellt. Folgen Sie dem gleichen Protokoll in Abschnitt 1.3.1 beschrieben, um die kontraktilen Eigenschaften der TA Muskel zu bestimmen. Analyse der Daten unter Verwendung des DMA-Software. </li><li> Nach kontraktilen Messung der Eigenschaften, nehmen Sie den distalen TA Sehnennaht Schleife von der Richtmaschine arm Haken. Entfernen Sie die TA Muskel. Bestimmen Sie den Muskel Nassgewicht und berechnen die CSA 10. </li><li> Messen die kontraktilen Eigenschaften der kontralateralen Muskeln TA nach Schritten 1 bis 3 beschrieben. Euthanize die Maus nach den Richtlinien des Instituts am Ende der Studie. </li></ol>

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Keine Interessenskonflikte erklärt.

In diesem Protokoll haben wir physiologischen Assays zur Messung der Kontraktionskraft und passiven Eigenschaften die EDL Muskel und die kontraktilen Eigenschaften des Muskels TA dargestellt. Ein wichtiges Anliegen in der Muskelphysiologie Studien ist die Sauerstoffversorgung des Zielmuskel. Für große Muskeln (z. B. die TA-Muskel), wird die in situ-Ansatz bevorzugt, da Sauerstoffdiffusion von Ringer-Puffer nicht erreichen kann die Mitte des Muskels in einem in vitro-Assay. In situ-Ansatz nicht stört normalen Blutzufuhr und Hypoxie-assoziierten künstlichen Effekte vermieden werden. Die EDL Muskel ist einer der am häufigsten verwendeten Muskeln in der Physiologie Studie. Ausreichende Sauerstoffversorgung des gesamten Muskel kann in einem in vitro-System werden wegen der geringen Größe des Muskels erreicht. Ferner stellt die in vitro-System einen geschlossenen Umgebung, um die Konzentrationen von Ionen (Ca 2 +, Na + und K +) manipulieren und chemischcals (ATP und Glucose), die notwendig für eine optimale Muskelkraft Generation. Dies bietet eine gute Gelegenheit, um die Wirkung dieser Variablen auf die Kraftentwicklung zu studieren. Genaue Messung der Kontraktionskraft und passiven Eigenschaften des Schenkels Muskel ist kritisch für Skelettmuskelfunktion studieren. Charakteristische Veränderungen dieser Eigenschaften werden oft als Kennzeichen der verschiedenen Muskelerkrankungen betrachtet. Veränderungen dieser Parameter sind auch wichtige Indikatoren, um zu bestimmen, ob eine experimentelle Therapie wirksam ist oder nicht.

<table border="1"><tbody><tr><td> Material </td><td> Hersteller </td><td></td><td> Technische Daten und Kommentare </td></tr><tr><td> Tissue-Organbad </td><td> Radnoti LLC, CA, USA </td><td></td><td> Water-jacket Gewebe Bad (Cat # 158351-LL), Sauerstoff Dispergierer Rohr (Cat # 160192), Luer-Ventil (Cat # 120722) </td></tr><tr><td> Zirkulierenden Wasserbad </td><td> Fisher Scientific, Waltham, MA, USA </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Gas-Mix </td><td> Airgas National, Charlotte, NC, USA </td><td></td><td> 95% O 2 und 5% CO 2 </td></tr><tr><td> In vitro Muskelfunktion Prüfvorrichtung </td><td> Aurora Scientific, Aurora, ON, Kanada </td><td></td><td> Das System besteht aus einem Stimulator (Modell # 701A), eine Dual-Modus-Hebel-System (Modell # 300C oder 305C), einer Signal-Schnittstelle (Modell # 604B) und einem Test apparatus (Model # 800A) vertikal montieren Gewebe Organbad </td></tr><tr><td> In vitro Muskelfunktion Assay-Software </td><td></td><td></td><td> Dynamische Muskelkontrolle (DMC) und dynamische Software-Muskel Steuerdaten Analyse (DMA)-Software </td></tr><tr><td> Maus Anästhesie Cocktail in 0,9% NaCl gemischt </td><td> Beziehen sich auf die institutionellen Richtlinien </td><td></td><td> Ketamin (25 mg / ml), Xylazin (2,5 mg / ml) und Acepromazin (0,5 mg / ml). Während des gesamten chirurgischen Eingriffs kann ein Zuschlag von 10% der ursprünglichen Dosis benötigt wird, um Tier in Narkose zu halten. </td></tr><tr><td> Sylgard </td><td> World Precision Instruments </td><td> Cat # SYLG184 </td><td></td></tr><tr><td> Ein maßgeschneidertes Plexiglas Dissektion Bord </td><td> In Haus entworfen </td><td></td><td> Siehe Abbildung 1 </td></tr><tr><td> Heizlampe </td><td> Tensor Lighting Company,Boston, MA, USA </td><td></td><td> 15 Watt-Lampe, um die Maus warmen beim Präparieren halten </td></tr><tr><td> Ringer-Puffer </td><td> Chemikalien werden von Fisher Scientific, Waltham, MA, USA gekauft </td><td></td><td> Zusammensetzung in mM: 1,2 NaH 2 PO 4 (Cat # S369), 1 MgSO 4 (Cat # M63), 4,83 KCl (Cat # P217), 137 NaCl (Cat # 217), 24 NaHCO 3 (Cat # S233), 2 CaCl 2 (Cat # C79) und 10 Glukose (Cat # D16). Lösen Chemikalien einzeln und mischen in der oben angegebenen Reihenfolge. Lagerung bei 4 ° C. </td></tr><tr><td> Stereo Binokular </td><td> Nikon, Melville, NY, USA </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Dissection Tools </td><td> Fine Science Tools, Foster City, CA, USA </td><td></td><td> Grob Pinzette, grob Schere, feinen Pinzette (gerade und 45 °-Winkel) </td></tr><tr><td> Braided Seidennaht # 4-0 </td><td> SofSilk USSC Suturen, Norwalk, CT, USA </td><td> Cat # SP116 </td><td></td></tr><tr><td> Eine maßgeschneiderte Edelstahl-Haken </td><td> Small Parts, Inc. </td><td></td><td> 2&#39;&#39; langen S / S 304V (0,18&#39;&#39; Durchmesser) für Kraftaufnehmer 305C oder 2,5&#39;&#39; long S / S 304V (0,012&#39;&#39; Durchmesser) für Wandler 300C (Cat # ASTM A313) </td></tr><tr><td> In situ Muskelfunktion Assaysystem </td><td> Aurora Scientific, Aurora, ON, Kanada </td><td></td><td> Das System (809B, in situ Maus Vorrichtung) aus einem Stimulator (Modell # 701B), eine Dual-Modus-Hebel-System (Modell # 305C), einer Signal-Schnittstelle (Modell # 604A) und einer Fußplatte temperaturgeregelt Vorrichtung (Modell # 809A ) </td></tr><tr><td> In vitro Muskelfunktion Assay-Software </td><td> Aurora Scientific, Aurora, ON, Kanada </td><td></td><td> Dynamische Muskelkontrolle (DMC) und dynamische Software-Muskel Steuerdaten Analyse (DMA)-Software </td></tr><tr><td> Ein maßgeschneidertes TA Assay Tier-Plattform </td><td> In Haus entworfen </td><td></td><td> Siehe Abbildung 2 </td></tr><tr><td> Eine maßgeschneiderte Edelstahl-Haken </td><td> Small Parts, Inc. </td><td> Cat # ASTM A313 </td><td> 0,5&#39;&#39; long S / S 304V (0,18&#39;&#39; Durchmesser) </td></tr><tr><td> Custom-made 25G Platinelektroden </td><td> Chalgren Enterprises, Gilroy, CA </td><td></td><td> Solder zwei 0,016&#39;&#39; dicken Platin-Drähte an zwei 24G elektrischen Leitungen </td></tr></tbody></table> Tabelle 1. Materialien und Geräte.

evaluation of muscle function of the extensor digitorum longus muscle ex vivo and tibialis anterior muscle in situ in mice

Körperbewegungen werden hauptsächlich durch mechanische Funktion Skelettmuskel vorgesehen ist. Skelettmuskulatur besteht aus zahlreichen Bündel von Muskelfasern, die durch intramuskuläre Bindegewebe ummantelt zusammengesetzt sind. Jedes myofiber enthält viele Myofibrillen, die in Längsrichtung verlaufen entlang der Länge des myofiber. Myofibrillen sind die kontraktilen Apparates von Muskel-und sie wiederholten kontraktilen Einheiten Sarkomere bekannt komponiert. Ein Sarkomer Gerät enthält Aktin und Myosin-Filamente, die durch die Z-Discs und Titin-Protein beabstandet sind. Mechanische Funktion der Skelettmuskel von den kontraktilen und passiven Eigenschaften des Muskels definiert. Die kontraktilen Eigenschaften werden verwendet, um die Größe der Kraft während der Muskelkontraktion, die Zeit des Krafterzeugung und Zeit der Muskelentspannung erzeugt charakterisieren. Jeder Faktor, Muskelkontraktion (wie Wechselwirkung zwischen Aktin und Myosin-Filamente, Homöostase von Calcium, ATP / ADP-Verhältnis usw.) beeinflusst beeinflusst die kontraktilen properties. Die passiven Eigenschaften beziehen sich auf die elastischen und viskosen Eigenschaften (Steifigkeit und Viskosität) des Muskels in Abwesenheit von Kontraktion. Diese Eigenschaften werden durch die extrazellulären und intrazellulären den strukturellen Komponenten (wie Titin) und Bindegewebe (insbesondere Kollagen) 1-2 bestimmt. Die kontraktilen und passiven Eigenschaften sind zwei untrennbare Aspekte der Muskelfunktion. Beispielsweise wird Ellenbogenflexion durch Kontraktion von Muskeln im vorderen Abteil der Oberarm und passive Dehnung von Muskeln in der hinteren Kammer des Oberarms erreicht. Um wirklich zu verstehen Muskelfunktion, sollten beide kontraktilen und passiven Eigenschaften untersucht werden. Die Kontraktilität und / oder passiven mechanischen Eigenschaften des Muskels sind auch an Muskelerkrankungen kompromittiert. Ein gutes Beispiel ist die Duchenne-Muskeldystrophie (DMD), einer schweren Muskelschwund Krankheit durch Dystrophin-Mangel 3 verursacht. Dystrophin ist ein Zytoskelett protedaß stabilisiert die Muskelzellmembran (Sarkolemm) während der Muskelkontraktion 4. In Abwesenheit von Dystrophin, wird die Sarkolemm durch die Scherkraft während Kraftübertragung erzeugten beschädigt. Diese Membran reißt initiiert eine Kettenreaktion, die Muskelzelle Tod und Verlust der kontraktilen Maschinen führt. Als Folge davon wird Muskelkraft reduziert und toten Muskelfasern werden durch fibrotischen Geweben 5 ersetzt. Diese spätere Änderung erhöht Muskelsteifheit 6. Genaue Messung dieser Veränderungen bietet wichtige Orientierungshilfe bis zur Krankheitsprogression zu bewerten und therapeutische Wirksamkeit von neuartigen Gen / Zelle / pharmakologische Interventionen zu bestimmen. Hier präsentieren wir zwei Methoden, um sowohl kontraktilen und passiven mechanischen Eigenschaften des extensor digitorum longus (EDL) Muskel-und der kontraktilen Eigenschaften des tibialis anterior (TA) Muskeln zu bewerten.

Die folgenden Ergebnisse sind eine Darstellung von unseren früheren Berichten 6,9. Die Daten sind als Mittelwert ± Standardabweichung der mittleren vorgestellt. Tabelle 3 zeigt die morphometrischen Eigenschaften der EDL Muskel im normalen BL10 und Dystrophin-defizienten (MDX) Mäusen bei 4 bis 6 Monate alt. Abbildung 4 zeigt repräsentative kontraktilen und passiven Eigenschaften der EDL Muskel von BL10 und mdx-Mäusen. Die kontraktilen Eigenschaften der EDL Muskeln werden durch die folgenden Begriffe einschließlich der spezifischen (absolute Kraft durch den CSA geteilt) Zuckungskraft (4A), spezifische maximale tetanische Kraft (4B), TPT und ½ RT der absolute maximale tetanische Kraft beschrieben (4C und D). Die TPT und ½ RT kann auch aus der absoluten Zuckungskraft berechnen. Die Spannungs-Dehnungs-Profil (Abb. 4E) und SRR (4F) einewieder verwendet, um die passive Eigenschaften der EDL Muskel beschreiben. Fehlen von Dystrophin hat einen signifikanten Einfluss auf die kontraktilen und passiven Eigenschaften des EDL Muskel 6,9. Spezifische zucken und tetanischen Kräfte sind deutlich in der mdx EDL Muskel reduziert. Die TPT ist deutlich schneller, während die ½ RT ist deutlich langsamer in der mdx EDL Muskel. Die Spannungs-Dehnungs-Profil legt nahe, dass die Steifigkeit signifikant in der mdx EDL Muskeln erhöht. Die mdx EDL Muskel ergibt auch eine deutlich höhere Beständigkeit Kraft (passiver Stress) vor Erreichen der Peak-Belastung, während die Nachspitzen-Spannungen wesentlich schneller sinken. Ferner betrug die SRR signifikant höher in der EDL mdx Muskels verglichen zu der des BL10 EDL Muskel. Statistische Analyse Statistische Signifikanz zwischen beiden Gruppen wird durch den Student-t-Test analysiert. Für sTATISTISCHE Bedeutung unter mehreren Gruppen, Einweg-oder Zwei-Wege-ANOVA Analyse Bonferroni post-hoc-Analyse gefolgt wird empfohlen mit der SAS-Software (SAS Institute Inc., Cary, NC). Differenz wird als signifikant angesehen, wenn p &lt;0,05. Tabelle 1. Materialien und Geräte. <table border="1"><tbody><tr><td class="jove_content_small"> Experiment </td><td class="jove_content_small"> Ruhespannung (Gramm) </td><td class="jove_content_small"> Pulsfrequenz (Hz) </td><td class="jove_content_small"> Impulsbreite (ms) </td><td class="jove_content_small"> Stimulation Dauer (ms) </td><td class="jove_content_small"> Stretch Länge </td><td class="jove_content_small"> Stretch Dauer (ms) </td><td class="jove_content_small"> Stretch bewerten </td><td class="jove_content_small"> Kommentare </td></tr><tr><td colspan="9"> Ein. Evaluation der kontraktilen und passiven Eigenschaften des EDL Muskel ex vivo </td></tr><tr><td colspan="9"> 1.3.1 Messung der kontraktilen Eigenschaften des EDL Muskel </td></tr><tr><td> Ein. Wärmen </td><td> 1,0 </td><td> 150 </td><td> 0,2 </td><td> 300 </td><td></td><td></td><td></td><td> Ruhen die Muskeln für 60 Sekunden zwischen jedem Impuls. Diese vorläufigen tetanische Kontraktionen Stabilisierung der Muskulatur für weitere Messungen. </td></tr><tr><td> 2. Optimal Muskellänge (Lo) </td><td> 0,5, 1,0, 1,5 und 2,0 </td><td> 1 </td><td> 0,2 </td><td> 300 </td><td></td><td></td><td></td><td> Lassen Sie die Muskeln für 30 Sekunden zwischen jedem Stimulus entspannen. Messen Sie den Muskel optimale Länge mit einem digitalen Messschieber. </td></tr><tr><td> 3. Einzel twitch Kraft (Pt) </td><td> Passen Ruhespannung auf Lo </td><td> 1 </td><td> 0,2 </td><td> 300 </td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> 4. Tetanic Muskelkraft </td><td> Passen Ruhespannung auf Lo </td><td> 50, 80, 100, 120, 150 und 200 </td><td> 0,2 </td><td> 300 </td><td></td><td></td><td></td><td> Lassen Sie die Muskeln für 1 Minute zwischen jedem Stimulus entspannen. Bestimmen Sie die Frequenz, die die maximale absolute tetanische Kraft (Po) zu generieren. </td></tr><tr><td> 5. Exzentrischen Kontraktion </td><td> Passen Ruhespannung auf Lo </td><td> Verwenden Sie die Frequenz, die die maximale tetanische Kraft (Po) erwirtschaftet </td><td> 0,2 </td><td> 700 </td><td> 10% Lo </td><td> letzten 200 ms der Stimulationsdauer </td><td> 0,5 Min / sec </td><td> Wiederholen Sie den exzentrischen Kontraktion für 10 Zyklen mit 2 min Pause zwischen den Zyklen. </td></tr><tr><td> 6. CSA der EDL Muskel </td&gt; <td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td> CSA = (Muskelmasse (g) / [1,06 g / cm 3 x (Lo x 0,44)]. 1,06 g / cm 3 ist die Muskel-Dichte und 0,44 ist die EDL Muskelfaser Länge-Verhältnis Lo. </td></tr><tr><td colspan="9"> 1.3.2 Messung der passiven Eigenschaften des EDL Muskel </td></tr><tr><td> Ein. Sechs-Schritt-Stretching-Protokoll </td><td> Passen Ruhespannung auf Lo </td><td></td><td></td><td></td><td> 10% Lo </td><td></td><td> 2 cm / sec </td><td> Wiederholen der Dehnung Protokoll mit einer Schrittweite von 10% bis 160% Lo Lo erreicht ist. Alow 1,5 sec zwischen Dehnungszyklen. </td></tr><tr><td> 2. SRR </td><td> Passen Ruhespannung auf Lo </td><td></td><td></td><td></td><td> 10% Lo </td><td></td><td> 2 cm / sec </td><td> SSR wird durch Teilen der Differenz in der Belastung mit der t berechnetime zwischen zwei Zeitpunkten in einem Zeitrahmen verstrichen ist. </td></tr><tr><td colspan="9"> 2,3 Messung der kontraktilen Eigenschaften der TA Muskel </td></tr><tr><td> Ein. Wärmen </td><td> 4,0 </td><td> 150 </td><td> 0,2 </td><td> 300 </td><td></td><td></td><td></td><td> Ruhen die Muskeln für 60 Sekunden zwischen jedem Impuls. </td></tr><tr><td> 2. Optimal Muskellänge (Lo) </td><td> 3,0, 4,0, 5,0, 6,0 und 7,0 </td><td> 1 </td><td> 0,2 </td><td> 300 </td><td></td><td></td><td></td><td> Lassen Sie die Muskeln für 30 Sekunden zwischen jedem Stimulus entspannen. Messen Sie den Muskel optimale Länge mit einem digitalen Messschieber. </td></tr><tr><td> 3. CSA der TA Muskel </td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td> CSA = (Muskelmasse (g) / [1,06 g / cm 3 x (Lo x 0,6)]. 0,6 TA ist die Muskelfaser Länge Lo ratio. </td></tr></tbody></table> Tabelle 2. Parameter für die Beurteilung der mechanischen Eigenschaften der EDL und TA Muskeln. <table border="1"><tbody><tr><td> Belasten </td><td> Alter (Monate) </td><td> Körpergewicht (g) </td><td> EDL Gewicht (mg) </td><td> EDL Lo (mm) </td><td> EDL CSA (mm 2) </td></tr><tr><td> BL10 </td><td> 6 </td><td> 32,03 ± 0,57 </td><td> 13,90 ± 0,77 </td><td> 14,09 ± 0,04 </td><td> 2,12 ± 0,12 </td></tr><tr><td> mdx </td><td> 6 </td><td> 35,44 ± 0,42 * </td><td> 16,73 ± 0,42 * </td><td> 13,93 ± 0,05 * </td><td> 2,57 ± 0,07 * </td></tr></tbody></table> Tabelle 3. Morphometrischen Eigenschaften der EDL Muskel. * Der Wert in MDx Mäusen signifikant verschieden von der BL10-Mäuse im Alter passende. <img src="/files/ftp_upload/50183/50183fig1.jpg" alt="Abbildung 1" fo:src="/files/ftp_upload/50183/50183fig1highres.jpg" fo:content-width="5.5in"/> Abbildung 1. Eine schematische Darstellung der maßgeschneiderten Maus Dissektion Bord. Die Dissektion Bord wird von einem ½ Zoll dick Plexiglas gefertigt und wurde auf der institutionellen Geschäft hergestellt. <a href="https://jove.unicartagenaproxy.elogim.com/files/ftp_upload/50183/50183fig1large.jpg" target="_blank">Klicken Sie hier für eine größere Abbildung zu sehen</a> . <img src="/files/ftp_upload/50183/50183fig2.jpg" alt="Abbildung 2" fo:src="/files/ftp_upload/50183/50183fig2highres.jpg" fo:content-width="4in"/> /&gt; Abbildung 2. Eine Serie von digitalen Bildern, das die Schritte der Kopplung eine doppelte Kreuzknoten durch eine Schleife Knoten am MTJ gefolgt. Asterisk, dieEDL Muskel, Arrow, das distale Sehne des EDL Muskel. <img src="/files/ftp_upload/50183/50183fig3.jpg" alt="Abbildung 3" fo:src="/files/ftp_upload/50183/50183fig3highres.jpg" fo:content-width="6in"/> /&gt; Abbildung 3. Eine schematische Darstellung der maßgeschneiderte Plattform für in situ TA Muskelfunktion Assay. Das Plexiglas Tier-Plattform und die Edelstahl Kniehalter wurden entwickelt, um auf dem 809B in situ Maus Apparat montieren. * Stab aus Edelstahl (Cat # MPR-2.0 , Siskiyou, Grants Pass, OR); #, Universal Elektrodenhalter (Cat # MXB, Siskiyou, Grants Pass, OR), §, Elektrode Befestigungsstange (Cat # MPR-3.0, Siskiyou, Grants Pass, OR); ** Sylgard Block. <a href="https://jove.unicartagenaproxy.elogim.com/files/ftp_upload/50183/50183fig3large.jpg" target="_blank">Klicken Sie hier für eine größere Abbildung zu sehen</a> . <p class="jove_content" fo:keep-together.within-page = &quot;always&quot;&gt; <img src="/files/ftp_upload/50183/50183fig4.jpg" alt="Abbildung 4" fo:src="/files/ftp_upload/50183/50183fig4highres.jpg" fo:content-width="4in"/> /&gt; Abbildung 4. Repräsentative Ergebnisse für die kontraktilen und passiven Eigenschaften des EDL Muskel. Die kontraktilen Eigenschaften der EDL Muskel werden durch die spezifische Zuckungskraft (A), dem spezifischen tetanische Kraft (B), die Zeit bis zur maximalen Spannung (C) und die Halb-Relaxationszeit (D) aufweist. Die passiven Eigenschaften des EDL Muskels durch das Spannungs-Dehnungs-Profil (E) und dem SSR beurteilt. * Sind mdx-Mäusen signifikant von BL10 Mäusen Alter abgestimmt.

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Evaluation of Muscle Function of the Extensor Digitorum Longus Muscle Ex vivo and Tibialis Anterior Muscle In situ in Mice

Änderungen in den Extremitäten Muskeln kontraktilen und passiven mechanischen Eigenschaften sind wichtige Biomarker für Muskelerkrankungen. Dieses Manuskript beschreibt physiologischen Tests, um diese Eigenschaften in der murinen extensor digitorum longus und tibialis anterior messen.

Bewertung von Muscle Funktion des Extensor digitorum longus<em&gt; Ex vivo</em&gt; Und Tibialis anterior<em&gt; In situ</em&gt; In Mäuse

Body  movements are mainly provided by mechanical function of skeletal muscle. Skeletal  muscle is composed of numerous bundles of myofibers that are ...

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Research

JoVE Journal

Biology

Evaluation of Muscle Function of the Extensor Digitorum Longus Muscle Ex vivo and Tibialis Anterior Muscle In situ in Mice

42.1K Aufrufe.  University of Missouri. Änderungen in den Extremitäten Muskeln kontraktilen und passiven mechanischen Eigenschaften sind wichtige Biomarker für Muskelerkrankungen. Dieses Manuskript beschreibt physiologischen Tests, um diese Eigenschaften in der murinen extensor digitorum longus und tibialis anterior messen.

Serie: Evaluation of Muscle Function of the Extensor Digitorum Longus Muscle Ex vivo and Tibialis Anterior Muscle In situ in Mice

Myo-mechanical Analysis of Isolated Skeletal Muscle

To assess the in vivo effects of therapeutic interventions for the treatment of muscle disease 1,2,3, quantitative methods are needed that measure force generation and fatigability in treated muscle. We describe a detailed approach to evaluating myo-mechanical properties in freshly explanted hindlimb muscle from the mouse. We describe the atraumatic harvest of mouse extensor digitorum longus muscle, mounting the muscle in a muscle strip myograph (Model 820MS; Danish Myo Technology), and the measurement of maximal twitch and tetanic tension, contraction time, and half-relaxation time, using a square pulse stimulator (Model S48; Grass Technologies). Using these measurements, we demonstrate the calculation of specific twitch and tetanic tension normalized to muscle cross-sectional area, the twitch-to-tetanic tension ratio, the force-frequency relationship curve and the low frequency fatigue curve 4. This analysis provides a method for quantitative comparison between therapeutic interventions in mouse models of muscle disease 1,2,3,5, as well as comparison of the effects of genetic modification on muscle function 6,7,8,9.

To assess the in vivo effects of therapeutic interventions for muscle disease, methods are needed to quantitate force generation and fatigability in treated muscle. We detail an approach to evaluating myo-mechanical properties in explanted mouse hindlimb muscle. This analysis provides a robust approach to quantitating the effects of genetic modification on muscle function, as well as comparison of therapies in mouse models of muscle disease.

Myo-mechanischen Analyse von isolierten Skelettmuskel

To assess the in vivo effects of therapeutic interventions for the treatment of muscle disease 1,2,3, quantitative methods are needed that measure force ...

Forschung

Medizin

Applications of In Vivo Functional Testing of the Rat Tibialis Anterior for Evaluating Tissue Engineered Skeletal Muscle Repair

Despite the regenerative capacity of skeletal muscle, permanent functional and/or cosmetic deficits (e.g., volumetric muscle loss (VML) resulting from traumatic injury, disease and various congenital, genetic and acquired conditions are quite common. Tissue engineering and regenerative medicine technologies have enormous potential to provide a therapeutic solution. However, utilization of biologically relevant animal models in combination with longitudinal assessments of pertinent functional measures are critical to the development of improved regenerative therapeutics for treatment of VML-like injuries. In that regard, a commercial muscle lever system can be used to measure length, tension, force and velocity parameters in skeletal muscle. We used this system, in conjunction with a high power, bi-phase stimulator, to measure in vivo force production in response to activation of the anterior crural compartment of the rat hindlimb. We have previously used this equipment to assess the functional impact of VML injury on the tibialis anterior (TA) muscle, as well as the extent of functional recovery following treatment of the injured TA muscle with our tissue engineered muscle repair (TEMR) technology. For such studies, the left foot of an anaesthetized rat is securely anchored to a footplate linked to a servomotor, and the common peroneal nerve is stimulated by two percutaneous needle electrodes to elicit muscle contraction and dorsiflexion of the foot. The peroneal nerve stimulation-induced muscle contraction is measured over a range of stimulation frequencies (1-200 Hz), to ensure an eventual plateau in force production that allows for an accurate determination of peak tetanic force. In addition to evaluation of the extent of VML injury as well as the degree of functional recovery following treatment, this methodology can be easily applied to study diverse aspects of muscle physiology and pathophysiology. Such an approach should assist with the more rational development of improved therapeutics for muscle repair and regeneration.

Applications of In Vivo Functional Testing of the Rat Tibialis Anterior for Evaluating Tissue Engineered Skeletal Muscle Repair

We describe an in vivo protocol to measure dorsiflexion of the foot following stimulation of the peroneal nerve and contraction of the anterior crural compartment of the rat hindlimb. Such measurements are an indispensable translational tool for evaluating skeletal muscle pathology and tissue engineering approaches to muscle repair and regeneration.

Anwendungen<em&gt; In Vivo</em&gt; Funktionstest der Ratte Vorderer Schienbeingewebe Skeletal Muscle Repair Engineered für die Bewertung

Despite the regenerative capacity of skeletal muscle, permanent functional and/or cosmetic deficits (e.g., volumetric muscle loss (VML) resulting from ...

Biotechnik

An In Vitro Adult Mouse Muscle-nerve Preparation for Studying the Firing Properties of Muscle Afferents

Muscle sensory neurons innervating muscle spindles and Golgi tendon organs encode length and force changes essential to proprioception. Additional afferent fibers monitor other characteristics of the muscle environment, including metabolite buildup, temperature, and nociceptive stimuli. Overall, abnormal activation of sensory neurons can lead to movement disorders or chronic pain syndromes. We describe the isolation of the extensor digitorum longus (EDL) muscle and nerve for in vitro study of stretch-evoked afferent responses in the adult mouse. Sensory activity is recorded from the nerve with a suction electrode and individual afferents can be analyzed using spike sorting software. In vitro preparations allow for well controlled studies on sensory afferents without the potential confounds of anesthesia or altered muscle perfusion. Here we describe a protocol to identify and test the response of muscle spindle afferents to stretch. Importantly, this preparation also supports the study of other subtypes of muscle afferents, response properties following drug application and the incorporation of powerful genetic approaches and disease models in mice.

An In Vitro Adult Mouse Muscle-nerve Preparation for Studying the Firing Properties of Muscle Afferents

Muscle sensory neurons are involved in proprioceptor signaling and also report on metabolic state and injury related events. We describe an adult mouse in vitro muscle-nerve preparation for studies on stretch-activated muscle afferents.

Ein<em&gt; In-vitro-</em&gt; Adult Maus Muskel-Nerven Vorbereitung für das Studium der Brenneigenschaften des Muskel-Afferenzen

Muscle sensory neurons innervating muscle spindles and Golgi tendon organs encode length and force changes essential to proprioception. Additional ...

Neurowissenschaften

Semi-automated Analysis of Mouse Skeletal Muscle Morphology and Fiber-type Composition

For years, distinctions between skeletal muscle fiber types were best visualized by myosin-ATPase staining. More recently, immunohistochemical staining of myosin heavy chain (MyHC) isoforms has emerged as a finer discriminator of fiber-type. Type I, type IIA, type IIX and type IIB fibers can now be identified with precision based on their MyHC profile; however, manual analysis of these data can be slow and down-right tedious. In this regard, rapid, accurate assessment of fiber-type composition and morphology is a very desirable tool. Here, we present a protocol for state-of-the-art immunohistochemical staining of MyHCs in frozen sections obtained from mouse hindlimb muscle in concert with a novel semi-automated algorithm that accelerates analysis of fiber-type and fiber morphology. As expected, the soleus muscle displayed staining for type I and type IIA fibers, but not for type IIX or type IIB fibers. On the other hand, the tibialis anterior muscle was composed predominantly of type IIX and type IIB fibers, a small fraction of type IIA fibers and little or no type I fibers. Several image transformations were used to generate probability maps for the purpose of measuring different aspects of fiber morphology (i.e., cross-sectional area (CSA), maximal and minimal Feret diameter). The values obtained for these parameters were then compared with manually-obtained values. No significant differences were observed between either mode of analysis with regards to CSA, maximal or minimal Feret diameter (all p &#62; 0.05), indicating the accuracy of our method. Thus, our immunostaining analysis protocol may be applied to the investigation of effects on muscle composition in many models of aging and myopathy.

Immunohistochemical staining of myosin heavy chain isoforms has emerged as the state-of-the-art discriminator of skeletal muscle fiber-type (i.e., type I, type IIA, type IIX, type IIB). Here, we present a staining protocol along with a novel semi-automated algorithm that facilitates rapid assessment of fiber-type and fiber morphology.

Semi-automatische Analyse von Maus Skelettmuskulatur Morphologie und Fasertyp Zusammensetzung

For years, distinctions between skeletal muscle fiber types were best visualized by myosin-ATPase staining. More recently, immunohistochemical staining of ...

Ex Vivo Assessment of Contractility, Fatigability and Alternans in Isolated Skeletal Muscles

Described here is a method to measure contractility of isolated skeletal muscles. Parameters such as muscle force, muscle power, contractile kinetics, fatigability, and recovery after fatigue can be obtained to assess specific aspects of the excitation-contraction coupling (ECC) process such as excitability, contractile machinery and Ca2+ handling ability. This method removes the nerve and blood supply and focuses on the isolated skeletal muscle itself. We routinely use this method to identify genetic components that alter the contractile property of skeletal muscle though modulating Ca2+ signaling pathways. Here, we describe a newly identified skeletal muscle phenotype, i.e., mechanic alternans, as an example of the various and rich information that can be obtained using the in vitro muscle contractility assay. Combination of this assay with single cell assays, genetic approaches and biochemistry assays can provide important insights into the mechanisms of ECC in skeletal muscle.

Ex Vivo Assessment of Contractility, Fatigability and Alternans in Isolated Skeletal Muscles

We describe a method to directly measure muscle force, muscle power, contractile kinetics and fatigability of isolated skeletal muscles in an in vitro system using field stimulation. Valuable information on Ca2+ handling properties and contractile machinery of the muscle can be obtained using different stimulating protocols.

Ex Vivo Beurteilung der Kontraktilität, Müdigkeit und Alternans in isolierten Skelettmuskulatur

 
Described here is a method to measure contractility of isolated skeletal muscles. Parameters such as muscle force, muscle power, contractile kinetics, ...

Biologie

Isometric and Eccentric Force Generation Assessment of Skeletal Muscles Isolated from Murine Models of Muscular Dystrophies

Critical to the evaluation of potential therapeutics for muscular disease are sensitive and reproducible physiological assessments of muscle function. Because many pre-clinical trials rely on mouse models for these diseases, isolated muscle function has become one of the standards for Go/NoGo decisions in moving drug candidates forward into patients. We will demonstrate the preparation of the extensor digitorum longus (EDL) and diaphragm muscles for functional testing, which are the predominant muscles utilized for these studies. The EDL muscle geometry is ideal for isolated muscle preparations, with two easily accessible tendons, and a small size that can be supported by superfusion in a bath. The diaphragm exhibits profound progressive pathology in dystrophic animals, and can serve as a platform for evaluating many potential therapies countering fibrosis, and promoting myofiber stability. Protocols for routine testing, including isometric and eccentric contractions, will be shown. Isometric force provides assessment of strength, and eccentric contractions help to evaluate sarcolemma stability, which is disrupted in many types of muscular dystrophies. Comparisons of the expected results between muscles from wildtype and dystrophic muscles will also be provided. These measures can complement morphological and biochemical measurements of tissue homeostasis, as well as whole animal assessments of muscle function.

Muscle function measurements contribute to the evaluation of potential therapeutics for muscle pathology, as well as to the determination of mechanisms underlying physiology of this tissue. We will demonstrate the preparation of the extensor digitorum longus and diaphragm muscles for functional testing. Protocols for isometric and eccentric contractions will be shown, as well as differences in results between dystrophic muscles, representing a pathological state, and wildtype muscles.

Isometrische und exzentrische Krafterzeugung Beurteilung der Skelettmuskulatur Isoliert von Mausmodellen von Muskeldystrophien

Critical to the evaluation of potential  therapeutics for muscular disease are sensitive and reproducible physiological  assessments of muscle function. ...

Non-invasive Assessment of Dorsiflexor Muscle Function in Mice

Assessment of skeletal muscle contractile function is an important measurement for both clinical and research purposes. Numerous conditions can negatively affect skeletal muscle. This can result in a loss of muscle mass (atrophy) and/or loss of muscle quality (reduced force per unit of muscle mass), both of which are prevalent in chronic disease, muscle-specific disease, immobilization, and aging (sarcopenia). Skeletal muscle function in animals can be evaluated by a range of different tests. All tests have limitations related to the physiological testing environment, and the selection of a specific test often depends on the nature of the experiments. Here, we describe an in vivo, non-invasive technique involving a helpful and easy assessment of force frequency-curve (FFC) in mice that can be performed on the same animal over time. This permits monitoring of disease progression and/or efficacy&#160;of a potential therapeutic treatment.

Measurement of rodent skeletal muscle contractile function is a useful tool that can be used to track disease progression as well as efficacy of therapeutic intervention. We describe here the non-invasive, in vivo assessment of the dorsiflexor muscles that can be repeated over time in the same mouse.

Nicht-invasive Beurteilung des releveurs Muskelfunktion bei Mäusen

Assessment of skeletal muscle contractile function is an important measurement for both clinical and research purposes. Numerous conditions can negatively ...

Dosage-Adjusted Resistance Training in Mice with a Reduced Risk of Muscle Damage

Progressive resistance training (PRT), which involves performing muscle contractions against progressively greater external loads, can increase muscle mass and strength in healthy individuals and in patient populations. There is a need for precision rehabilitation tools to test the safety and effectiveness of PRT to maintain and/or restore muscle mass and strength in preclinical studies on small and large animal models. The PRT methodology and device described in this article can be used to perform dosage-adjusted resistance training (DART). The DART device can be used as a standalone dynamometer to objectively assess the concentric contractile torque generated by the ankle dorsiflexors in mice or can be added to a pre-existing isokinetic dynamometry system. The DART device can be fabricated with a standard 3D printer based on the instructions and open-source 3D print files provided in this work. The article also describes the workflow for a study to compare contraction-induced muscle damage caused by a single bout of DART to muscle damage caused by a comparable bout of isometric contractions (ISOM) in a mouse model of limb-girdle muscular dystrophy type 2B/R2 (BLAJ mice). The data from eight BLAJ mice (four animals for each condition) suggest that less than 10% of the tibialis anterior (TA) muscle was damaged from a single bout of DART or ISOM, with DART being less damaging than ISOM.

The present protocol describes a unique technique called dosage-adjusted resistance training (DART), which can be incorporated into precision rehabilitation studies performed in small animals, such as mice.

Dosiertes Widerstandstraining bei Mäusen mit reduziertem Risiko für Muskelschäden

Progressive resistance training (PRT), which involves performing muscle contractions against progressively greater external loads, can increase muscle ...

Measurement of Insulin- and Contraction-Stimulated Glucose Uptake in Isolated and Incubated Mature Skeletal Muscle from Mice

Skeletal muscle is an insulin-responsive tissue and typically takes up most of the glucose that enters the blood after a meal. Moreover, it has been reported that skeletal muscle may increase the extraction of glucose from the blood by up to 50-fold during exercise compared to resting conditions. The increase in muscle glucose uptake during exercise and insulin stimulation is dependent on the translocation of glucose transporter 4 (GLUT4) from intracellular compartments to the muscle cell surface membrane, as well as phosphorylation of glucose to glucose-6-phosphate by hexokinase II. Isolation and incubation of mouse muscles such as m. soleus and m. extensor digitorum longus (EDL) is an appropriate ex vivo model to study the effects of insulin and electrically-induced contraction (a model for exercise) on glucose uptake in mature skeletal muscle. Thus, the ex vivo model permits evaluation of muscle insulin sensitivity and makes it possible to match muscle force production during contraction ensuring uniform recruitment of muscle fibers during measurements of muscle glucose uptake. Moreover, the described model is suitable for pharmacological compound testing that may have an impact on muscle insulin sensitivity or may be of help when trying to delineate the regulatory complexity of skeletal muscle glucose uptake.
Here we describe and provide a detailed protocol on how to measure insulin- and contraction-stimulated glucose uptake in isolated and incubated soleus and EDL muscle preparations from mice using radiolabeled [3H]2-deoxy-D-glucose and [14C]mannitol as an extracellular marker. This allows accurate assessment of glucose uptake in mature skeletal muscle in the absence of confounding factors that may interfere in the intact animal model. In addition, we provide information on metabolic viability of incubated mouse skeletal muscle suggesting that the method&#160;applied possesses some caveats under certain conditions when studying muscle energy metabolism.

Intact regulation of muscle glucose uptake is important for maintaining whole body glucose homeostasis. This protocol presents assessment of insulin- and contraction-stimulated glucose uptake in isolated and incubated mature skeletal muscle when delineating the impact of various physiological interventions on whole body glucose metabolism.

Messung der insulin- und kontraktionsstimulierten Glukoseaufnahme in isolierten und inkubierten reifen Skelettmuskeln von Mäusen

Skeletal muscle is an insulin-responsive tissue and typically takes up most of the glucose that enters the blood after a meal. Moreover, it has been ...

In vivo Measurement of Knee Extensor Muscle Function in Mice

Skeletal muscle plasticity in response to countless conditions and stimuli mediates concurrent functional adaptation, both negative and positive. In the clinic and the research laboratory, maximal muscular strength is widely measured longitudinally in humans, with knee extensor musculature the most reported functional outcome. Pathology of the knee extensor muscle complex is well documented in aging, orthopedic injury, disease, and disuse; knee extensor strength is closely related to functional capacity and injury risk, underscoring the importance of reliable measurement of knee extensor strength. Repeatable, in vivo assessment of knee extensor strength in pre-clinical rodent studies offers valuable functional endpoints for studies exploring osteoarthritis or knee injury. We report an in vivo and non-invasive protocol to repeatedly measure isometric peak tetanic torque of the knee extensors in mice across time. We demonstrate consistency using this novel method to measure knee extensor strength with repeated assessment in multiple mice producing similar results.

Quantification of knee extensor maximal strength is imperative to understand functional adaptations to aging, disease, injury, and rehabilitation. We present a novel method to repeatedly measure in vivo knee extension isometric peak tetanic torque.

In vivo Messung der Kniestreckmuskelfunktion bei Mäusen

Skeletal muscle plasticity in response to countless conditions and stimuli mediates concurrent functional adaptation, both negative and positive. In the ...

Bewertung von Muscle Funktion des Extensor digitorum longus

Zusammenfassung

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