Name: laboratory rearing of stable flies and other muscoid diptera
Uploaded: 2018-08-03T12:30:00.000+00:00
Duration: 7 min
Description: Watch this Scientific Journal Video about Laboratory Rearing of Stable Flies and Other Muscoid Diptera at JoVE.com

نود أن نشكر أنتوني وينهولد والعديد من الطلاب الذين عملوا معنا على مر السنين للدعم التقني، فضلا عن اقتراحات لتحسين أعمالنا الحشرات تربية الإجراءات.

1-البيض جمع (الشكل 1)
<ol><li>إعداد كأس التحريض، ووضع نهاية واحدة من القماش في الكأس ~ 500 مل مليئة بالمياه الدافئة (~ 40 درجة مئوية). تتداخل مع الجانبين من الكأس وإصلاحها مع شريط المطاطي. أمثال نهاية فضفاض من القماش مرة أخرى عبر الجزء العلوي من الكأس.</li>
	<li>وسوف أوفيبوسيت مكان الذباب كأس التحريض في قفص من الذباب يوم 8 – 10 القديمة للإناث جرابيد ~ 2 حاء مستقرة على القماش.</li>
	<li>إزالة كأس التحريض من القفص وشطف البيض الخروج من القماش اجينج في مقلاة صغيرة مع الضغط زجاجة الغسيل.</li>
</ol>2-إعداد عموم تربية اليرقات
<ol><li>
تعد المتوسطة (الكميات لعموم تربية 1)
	<ol>
<li>الجمع بين نخالة القمح (500 غرام)، ونجارة الخشب (200 غرام)، ومسحوق السمك (115 ز) في عموم الطبق البلاستيك ل 10 ومزيج جيد.</li>
		<li>إضافة بيكربونات الأمونيوم (50 غ) إلى الماء (~ 25 درجة مئوية، ومل 1600) وتخلط حتى يذوب.</li>
		<li>إضافة حل الماء إلى المكونات الجافة ومزيج للتأكد من لا مواد أونويتيد. من المستوى المتوسط في عموم ولكن لا ضغط.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
إضافة البيض يطير مستقرة
	<ol>
<li>تجعل ثلم ضحلة في المتوسط طول العموم.</li>
		<li>إيداع 1 مل بيض يطير مستقرة (~ 8,000 البيض) في ثلم مع البيض ماصة (الشكل 2). ملاحظة: مش ماصة البيض أدلى به قطع ماصة تخرج من بلاستيك في النقطة المطلوبة، إدراج 100 الشاشة وماصة الالتصاق معا مرة أخرى.</li>
		<li>تغطية البيض بطبقة رقيقة من المتوسطة لمنع جفاف.</li>
		<li>تغطي عموم مع قضية وسادة، أغلق مع الشريط المطاطي والتسمية. وضع الأحواض في غرفة اليرقات (23 ± 2 درجة مئوية، ورطوبة نسبية 30 – 50% و 12:12 [L:D] كبيرة h). ملاحظة: يتم تطوير اليرقات 10 – 14 يوما من وقت أوفيبوسيشن.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3-تجهيز الخوادر، اليرقات الانتقال إلى حافة المتوسط 7 – 9 أيام بعد أوفيبوسيشن وبوبارياتي بيوم 13 أو 14
<ol><li>بابريا حلج القطن، تقع أساسا حول حواف المقلاة تحت القشرة تشكل على سطح المتوسط، بها ووضعها في وعاء نظيف.</li>
	<li>ملء عموم، مع بابريا، ½ إلى ¾ مليئة بالمياه. كسر كتل من بابريا والمتوسطة. مكونات البروتين ونخالة القمح المتوسطة غرقت بينما بوباريا > عوامة 1 يوم من العمر19.</li>
	<li>إزالة المواد العائمة وبابريا وبعض مكونات متوسطة مع مصفاة والمياه والصرف الصحي من خلال سلسلة من ثقب سيتا (#5، #7، #12، #20) لإزالة المتوسطة المتبقية. غربال #12 يجمع بابريا ويبقى #20 النفايات الصلبة من دخول استنزاف. أغسل بابريا بين ثقب سيتا مع بخاخ بالوعة.</li>
	<li>أشطف بوباريا، في غربال #12، في عموم نظيفة. ملء عموم ½ الكامل للمياه. صب بابريا العائمة في مصفاة والسماح لاستنزاف المياه الزائدة.</li>
	<li>نقل استنزفت بابريا لتجفيف الشاشة مع المروحة وترك حتى الجاف (الشكل 3).</li>
</ol>4-الخوادر الجرف، طريقة بديلة لجمع بوباريا الجرف الخوادر18
ملاحظة: الجرف ومصنوع من قطعة من قطع البلاستيك من نهاية مقلاة الطبق 10 لتر (10.2 سم × 10.2 سم × سم 31.9 طويلة).
<ol><li>تعد المتوسطة كما هو موضح في 2.1. تفتق المتوسطة في عموم ~2.5 سم عمق على واحدة من نهاية لسم ~7.5 عميق على الآخر.</li>
	<li>
ضع الجرف في المتوسط في نهاية المطاف الضحلة عموم تربية والشريط لمنع اليرقات من الزحف إلى جانب الجرف (الشكل 4).
	<ol>
<li>تشبع الأسفنج (~14.5 x 9.0 x 4.5 سم3من السيليلوز المجددة) والانتهاء من ذلك في الماء ينقع القماش (30.5 x 42 سم2، والقطن) ووضع على الرف حوالي نصف بوصة من المتوسط.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
إضافة البيض كما هو موضح في 2.2 والمضي قدما كما كان من قبل.
	<ol>
<li>راجع مقالي يوميا لضمان بقاء الاسفنجة رطبة.</li>
	</ol>
</li>
	<li>عموم بابريا شطف من الجرف، والإسفنج والقماش في صحن نظيف وتصب في مصفاة مدة 14 يوما بعد أوفيبوسيشن.</li>
</ol>5-مراقبة الجودة
<ol><li>وزن كل من بوباريا المنتجة في عموم (الوزن الإجمالي).</li>
	<li>عزل بابريا 100 وتزن ووضعها في سم 9 طبق بيتري.</li>
	<li>عدد ونوع الجنس الكبار ~ 5 – 8 أيام في وقت لاحق لتحديد معدل ظهور ونسبة الجنس. تخزين أطباق بيتري مع البالغين ظهرت في ثلاجة لعد في وقت لاحق إذا لزم الأمر. يتم مسحه الذباب بشكل عيونهم وعرض لوحة فرونتو المداري20 أو الأعضاء التناسلية تحت تكبير منخفضة.</li>
	<li>سجل مجموع الوزن، وزن 100 بابريا، وعدد من الناشئة من الذكور والإناث.</li>
</ol>6-إعداد الدم
<ol><li>جمع الدم البقري الطازج من المسالخ محلية في دلاء ل 19 تحتوي على 70 غ من سترات الصوديوم ثنائي هيدرات تريباسيك في 500 مل الماء. إثارة الدم قوة لمدة 5 – 10 دقيقة وعادت إلى المختبر.</li>
	<li>ضغط الدم من خلال مصفاة لإزالة يتخثر وتقسيمه إلى حاويات ل 2، تسمية بالتاريخ لجمع وتخزين في ثلاجة (-20 درجة مئوية).</li>
	<li>إزالة حاوية من الثلاجة ومكان في الثلاجة اللازمة قبل يومين. يمكن استخدام الدم لأسابيع ~ 2 مرة مذاب وتخزينها في الثلاجة لمدة تصل إلى سنة واحدة.</li>
</ol>7-صيانة الكبار
<ol><li>إعداد الأقفاص، خط أسفل القفص مع ورقة جزار لتسهيل التنظيف.</li>
	<li>ضع 50 غ الخوادر يطير مستقرة الجافة (~ 3,500) في كل قفص. اكلس بضع ساعات إلى بضعة أيام بعد تجهيز الخوادر من الكبار.</li>
	<li>مكان دم الطازج غارقة منديل المؤنث على رأس كل قفص للتغذية. تبدأ التغذية خلال 24 ساعة اكلوسيون الكبار وكرر يوميا حتى يوم واحد قبل أوفيبوسيتيون (9-10 أيام بعد ظهور).</li>
	<li>بعد أوفيبوسيشن (القسم 1)، ضع القفص في الثلاجة ح 4 – 8 ونظيفة ثم إزالة الورق والشطف فراس من الجانبين والكلمة مع الماء الساخن وتنقية جميع الأسطح مع منظفات الغسيل والكلور. شطف أقفاص مع الماء الساخن والسماح لتجف.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Cook, D. F., Dadour, I. R., Keals, N. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stable+fly,+house+fly+(Diptera:+Muscidae),+and+other+nuisance+fly+development+in+poultry+litter+associated+with+horticultural+crop+production.">Stable fly, house fly (Diptera: Muscidae), and other nuisance fly development in poultry litter associated with horticultural crop production.</a> J. Econ. Entomol. 92 (6), 1352-1357 (1999).</li><li>Dominghetti, T. F., de Barros, A. T., Soares, C. O., Can&#231;ado, P. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stomoxys+calcitrans+(Diptera:+Muscidae)+outbreaks:+current+situation+and+future+outlook+with+emphasis+on+Brazil.">Stomoxys calcitrans (Diptera: Muscidae) outbreaks: current situation and future outlook with emphasis on Brazil.</a> Rev. Bras. Parasitol. Vet. 24 (4), 387-395 (2015).</li><li>Sol&#243;rzano, J. -. A., Guilles, J., Bravo, O., Vargas, C., Gomez-Bonilla, Y., Bingham, G., Taylor, D. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biology+and+trapping+of+stable+flies+(Diptera:+Muscidae)+developing+in+pineapple+residues+(Ananas+comosus)+in+Costa+Rica.">Biology and trapping of stable flies (Diptera: Muscidae) developing in pineapple residues (Ananas comosus) in Costa Rica.</a> J. Insect Sci. 15 (1), 145 (2015).</li><li>Berry, I. L., Stage, D. A., Campbell, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Populations+and+economic+impacts+of+stable+flies+on+cattle.">Populations and economic impacts of stable flies on cattle.</a> Trans. Am. Soc. Agric. Eng. 26, 873-877 (1983).</li><li>Taylor, D. B., Vreysen, J., Hendrichs, R., Cardoso Pereira, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Area-wide+management+of+stable+flies.">Area-wide management of stable flies.</a> Area-wide management of insect pests. , (2017).</li><li>Bishopp, F. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+stable+fly+(Stomoxys+calcitrans+L.),+an+important+live+stock+pest.">The stable fly (Stomoxys calcitrans L.), an important live stock pest.</a> J.Econ. Entomol. 6 (1), 112-126 (1913).</li><li>Hogsette, J. A., Ruff, J. P., Jones, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stable+fly+biology+and+control+in+northwest+Florida.">Stable fly biology and control in northwest Florida.</a> J. Agric. Entomol. 4 (1), 1-11 (1987).</li><li>Lysyk, T., Kalischuk-Tymensen, L., Selinger, L., Lancaster, R., Wever, L., Cheng, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rearing+stable+fly+larvae+(Diptera:+Muscidae)+on+an+egg+yolk+medium.">Rearing stable fly larvae (Diptera: Muscidae) on an egg yolk medium.</a> J. Med. Entomol. 38, 382-388 (1999).</li><li>Romero, A., Broce, A., Zurek, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Role+of+bacteria+in+the+oviposition+behaviour+and+larval+development+of+stable+flies.">Role of bacteria in the oviposition behaviour and larval development of stable flies.</a> Med. Vet. Entomol. 20, 115-121 (2006).</li><li>Glaser, R. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rearing+flies+for+experimental+purposes+with+biological+notes.">Rearing flies for experimental purposes with biological notes.</a> J. Econ. Entomol. 17 (4), 486-496 (1924).</li><li>Melvin, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Physiological+studies+on+the+effect+of+flies+and+fly+sprays+on+cattle.">Physiological studies on the effect of flies and fly sprays on cattle.</a> J. Econ. Entomol. 25 (6), 1151-1164 (1932).</li><li>Doty, A. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Convenient+method+of+rearing+the+stable+fly.">Convenient method of rearing the stable fly.</a> J. Econ. Entomol. 30 (2), 367-369 (1937).</li><li>Bridges, A. C., Spates, G. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Larval+medium+for+the+stable+fly+Stomoxys+calcitrans+(L.).">Larval medium for the stable fly Stomoxys calcitrans (L.).</a> Southwest. Entomol. 8 (1), 6-10 (1983).</li><li>Hogsette, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=New+diets+for+production+of+house+flies+and+stable+flies+(Diptera:+Muscidae)+in+the+laboratory.">New diets for production of house flies and stable flies (Diptera: Muscidae) in the laboratory.</a> J. Econ. Entomol. 85 (6), 2291-2294 (1992).</li><li>McGregor, W. S., Dreiss, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rearing+stable+flies+in+the+laboratory.">Rearing stable flies in the laboratory.</a> J. Econ. Entomol. 48 (3), 327-328 (1955).</li><li>Goodhue, L. D., Cantrel, K. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+use+of+vermiculite+in+medium+for+stable+fly+larvae.">The use of vermiculite in medium for stable fly larvae.</a> J. Econ. Entomol. 51 (2), 250 (1958).</li><li>Friesen, K., Berkebile, D. R., Zhu, J. J., Taylor, D. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Augmenting+laboratory+rearing+of+stable+fly+(Diptera:+Muscidae)+larvae+with+ammoniacal+salts.">Augmenting laboratory rearing of stable fly (Diptera: Muscidae) larvae with ammoniacal salts.</a> J. Insect Sci. 17 (1), 1-6 (2017).</li><li>Berkebile, D. R., Weinhold, A. P., Taylor, D. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+method+for+collecting+clean+stable+fly+(Diptera:Muscidae)+pupae+of+known+age.">A new method for collecting clean stable fly (Diptera:Muscidae) pupae of known age.</a> Southwest. Entomol. 34 (4), 469-476 (2009).</li><li>Champlain, R. A., Fisk, F. W., Dowdy, A. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Some+improvements+in+rearing+stable+flies.">Some improvements in rearing stable flies.</a> J. Econ. Entomol. 47 (5), 940-941 (1954).</li><li>Zumpt, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The stomoxyine biting flies of the world. , (1973).</li><li>Wienhold, B. J., Taylor, D. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Substrate+properties+of+stable+fly+(Diptera:+Muscidae)+developmental+sites+associated+with+round+bale+hay+feeding+sites+in+eastern+Nebraska.">Substrate properties of stable fly (Diptera: Muscidae) developmental sites associated with round bale hay feeding sites in eastern Nebraska.</a> Environ. Entomol. 41 (2), 213-221 (2012).</li><li>Friesen, K., Berkebile, D. R., Wienhold, B. J., Durso, L., Zhu, J., Taylor, D. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Environmental+parameters+associated+with+stable+fly+(Diptera:+Muscidae)+development+at+hay+feeding+sites.">Environmental parameters associated with stable fly (Diptera: Muscidae) development at hay feeding sites.</a> Environ. Entomol. 45 (3), 570-576 (2016).</li><li>Albuquerque, T. A., Zurek, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Temporal+changes+in+the+bacterial+community+of+animal+feces+and+their+correlation+with+stable+fly+oviposition,+larval+development,+and+adult+fitness.">Temporal changes in the bacterial community of animal feces and their correlation with stable fly oviposition, larval development, and adult fitness.</a> Front. Microbiol. 5 (590), 1-9 (2014).</li><li>Bailey, D. L., Whitfield, T. L., LaBrecque, G. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Laboratory+biology+and+techniques+for+mass+producing+the+stable+fly,+Stomoxys+calcitrans+(L.)+(Diptera:+Muscidae).">Laboratory biology and techniques for mass producing the stable fly, Stomoxys calcitrans (L.) (Diptera: Muscidae).</a> J. Med. Entomol. 12 (2), 189-193 (1975).</li><li>Smith, J. P., Hall, R. D., Thomas, G. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Field+studies+on+mortality+of+the+immature+stages+of+the+stable+fly+(Diptera:+Muscidae).">Field studies on mortality of the immature stages of the stable fly (Diptera: Muscidae).</a> Environ. Entomol. 14 (6), 881-890 (1985).</li></ol>

الكتاب ليس لها علاقة بالكشف عن.

يمكن العثور على وضع في مجموعة متنوعة واسعة من ركائز في طبيعة الذباب مستقرة ويمكن تربيتها في العديد من أنواع الوسائط في المختبر. وقد استخدمنا نجارة الخشب والفيرميكوليت يستكثر وكلاء. الفيرميكوليت عملت بشكل جيد، ولكن فصل بابريا من تربية متوسطة الصعوبة وكانت باهظة الثمن (~$0.60/pan). ربما بسبب صرا...

مستقرة الذباب، Stomoxys calcitrans (لام)، هي هيماتوفاجوس الذباب الذي لدغات مؤلمة تعطيل سلوك رعي الماشية، وتسبب الألم والمعاناة لرفيق الحيوانات وتعطيل الأنشطة الترفيهية البشرية في جميع أنحاء العالم. وضع الذباب مستقرة غير ناضجة في تخمير المسألة الخضري، غالباً ما تكون ملوثة بالنفايات الحيوانية. تغيير الممارسات الزراعية والمحاصيل قد أسفرت عن موجات خطيرة من الذباب مستقرة في مخلفات المحاصيل والخضروات في أستراليا1وقصب السكر في البرازيل2، والأناناس في كوستاريكا3. على الرغم من أن فقط 14 الذباب مستقرا للحيوان الواحد تعتبر العتبة الاقتصادية4، ملاحظات ذباب أكثر من 2,000 للحيوان الواحد قد بذلت خلال الآونة الأخيرة تفشي5. تقليل الإنتاجية المضيف القرب من الصفر مثل مستويات الإصابة ويمكن أن تتسبب في وفيات6. نتيجة لتفشي زراعياً المرتبطة بها، الذباب مستقرة تحظى باهتمام متجدد، وازداد الطلب على المستعمرات مختبر كبير.
أما بالنسبة لجميع هولوميتامورفيك الحشرات والذباب مستقرة الحصول على جميع العناصر الغذائية اللازمة للنمو خلال المرحلة غير ناضجة أو اليرقات. ولذلك، هو عنصرا هاما في نظام تربية اليرقات في النظام الغذائي أو الركازة. يرقات ذبابة مستقرة وقد لوحظت النامية في مجموعة واسعة من ركائز في الميدان7 وأنها تعتمد على المجتمع الميكروبي ل الركيزة8،9. ركائز اليرقات الطبيعية تتكون أساسا من المتحللة أو تخمر المواد النباتية التي غالباً ما تكون ملوثة بالنفايات النيتروجينية.
لمختبر تربية، ركائز اليرقات يطير مستقرة عادة ما تتألف من مواد النباتية ومصدر نيتروجين المضافة. وقد استخدمت مواد عديدة للحمية اليرقات يطير مستقرة. يحاكي ركائز الطبيعية حمية اليرقات الأولى وشملت تخمير الشوفان سترو والحصان أو البقرة السماد10،11. وتشمل مصادر الكربوهيدرات القمح نخالة12،،من1314، البرسيم الوجبة12،،من1314 ووضعت صيغة تجارية حسب "التخصصات الكيميائية" الشركات المصنعة للرابطة (كسما، 33% نخالة القمح، وجبة البرسيم 27 في المائة، وحبيبات الخميرة 40 ٪)13،14،15،16. وتشمل مصادر النيتروجين الخميرة تعليق12ومسحوق السمك وبيكربونات الأمونيوم17. غالباً ما يتم تضمين مواد خاملة يستكثر في الوجبات الغذائية، بما في ذلك الشوفان بدن12وتفل قصب السكر13، الفيرميكوليت16، ورقائق الخشب13،18 وقشر الفول السوداني الأعلاف14.
هو هدف أساسي لتربية مختبر لإنتاج منتج شبيه الناحية الفسيولوجية "نوع البرية" ممكن بالتجارب المعملية سوف تسفر عن نتائج تعكس أولئك السكان الحقل. وهذا يتطلب أن التقليل في تربية والتحديد للحفاظ على الوراثية التنوع والموارد الغذائية، تكون مماثلة لتلك الموجودة في الميدان. الثانوي تهدف إلى تقليل العمل والنفقات. عنصرا رئيسيا للتقليل من النفقات هو استخدام مكونات النظام الغذائي المتاحة محلياً. ووضعت الطاير مستقرة تربية النظام قدم للوفاء بهذه الأهداف.

<table><tbody><tr><td>Diamalt</td><td>Premier Malt Products, Inc., Saddle Brook, NJ</td><td>2540</td><td></td></tr><tr><td>CSMA Fly media</td><td>Purina Animal Nutrition, Arden Hills, MN</td><td>5S6Z</td><td></td></tr><tr><td>Thin Maxi Pad</td><td>The Tranzonic Co., Cleveland, OH, USA</td><td>5001M</td><td></td></tr><tr><td>Calf Manna</td><td>MannaPro, Chesterfield, MO, USA</td><td>Manna Pro</td><td></td></tr><tr><td>Ammonium Bicarbonate</td><td>Spectrum Chemical Manufacturing Corp, Gardena, CA</td><td>A1125</td><td></td></tr><tr><td>Wheat bran, Coarse</td><td>Siemer Milling Company, Teutopolis, IL</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Wood shavings</td><td>Tractor Supply Company, Brentwood, TN</td><td>502770699</td><td></td></tr><tr><td>Fishmeal</td><td>Consumer Supply Distributing, North Sioux City, SD</td><td>F1550</td><td></td></tr><tr><td>Adult cages</td><td>All Aluminum Window Company, Lincoln, Ne</td><td>Custom</td><td>45 &amp;times; 45 &amp;times; 45 cm, 18 &amp;times; 16 mesh aluminum screen, stockinette access</td></tr><tr><td>9 &amp;times; 28 cm black cotton cloth</td><td>Robert Kaufman Fabrics, Los Angeles, CA</td><td>K040-114</td><td>Egging cloth</td></tr><tr><td>10 L plastic dish pans</td><td>Rubbermaid, Saratoga Springs, NY</td><td>FG2951ARWHT</td><td>Larval pans</td></tr><tr><td>Stockinette, Cotton, 12 inch x 25 yard roll</td><td>Tex-Care Medical Company, Burlington, NC</td><td>91311-225</td><td></td></tr></tbody></table>

laboratory rearing of stable flies and other muscoid diptera

مستقرة الذباب، Stomoxys calcitrans، آفات خطيرة من الماشية والبشر، رفيق الحيوانات والحياة البرية في جميع أنحاء العالم. خلال آخر 20 + السنوات، أدت التغييرات في الممارسات الزراعية في موجات خطيرة من الذباب مستقرة في العديد من البلدان. اندلاع هذه تعطل الإنتاج الحيواني والترفيه البشرية أدى إلى المطالب العامة لزيادة جهود البحث وإدارة لمكافحة هذه الآفات. ويرد إجراء بسيطة وغير مكلفة لتربية الذباب مستقرة للدراسات المختبرية. يستخدم الإجراء مكونات النظام الغذائي المتاحة محلياً، والمعدات واللوازم. الإجراء الذي يمكن تكييفها لتربية الذباب موسكويد الأخرى بما في ذلك الوجه يطير يطير (أوتومناليس الذبابة)، ذبابة القرن (irritans المانسونيه)، وبيت (مستأنسة الذبابة). الإجراء ينتج مستقرة بوباريا ذبابة المتوسط البيض 12.5 ملغ و ~ 35% للكبار البقاء على قيد الحياة. يتم إنتاج حوالي 3000 الذباب في كل عموم.

اليرقات بوبارياتي 10 – 14 يوما والبالغين تظهر بعد أوفيبوسيشن أيام 14 – 16. الوقت جيل، البيض للبيض، ~ 24 يوما. تعرض بيانات تربية لأيار/مايو 2013 إلى كانون الثاني/يناير عام 2017 مع ثلاثة من عملاء يستكثر مختلفة والمستعمرات اثنين في الشكل 5. الأشجار تعطي أفضل عائد، 3867 ±1...

Watch this Scientific Journal Video about Laboratory Rearing of Stable Flies and Other Muscoid Diptera at JoVE.com

Laboratory Rearing of Stable Flies and Other Muscoid Diptera

ويرد إجراء لتربية الذباب مستقرة (Stomoxys calcitrans). يستخدم الإجراء المواد المتاحة محلياً لمكونات النظام الغذائي، والمعدات واللوازم.

مختبر تربية الذباب مستقرة وأخرى ديبتيرا موسكويد

Stable flies, Stomoxys calcitrans, are serious pests of livestock, humans, companion animals and wildlife worldwide. During the last 20+ years, changes in ...

laboratory-rearing-of-stable-flies-and-other-muscoid-diptera

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Biology

8.5K Views.  ARS-USDA. ويرد إجراء لتربية الذباب مستقرة (Stomoxys calcitrans). يستخدم الإجراء المواد المتاحة محلياً لمكونات النظام الغذائي، والمعدات واللوازم.

Video: Laboratory Rearing of Stable Flies and Other Muscoid Diptera

Rearing and Long-Term Maintenance of Eristalis tenax Hoverflies for Research Studies

With an estimated 6000 species worldwide, hoverflies are ecologically important as alternative pollinators to domesticated honeybees. However, they are also a useful scientific model to study motion vision and flight dynamics in a controlled laboratory setting. As the larvae develop in organically polluted water, they are useful models for investigating investment in microbial immunity. While large scale commercial breeding for agriculture already occurs, there are no standardized protocols for maintaining captive populations for scientific studies. This is important as commercial captive breeding programs focusing on mass output during peak pollination periods may fail to provide a population that is consistent, stable and robust throughout the year, as is often needed for other research purposes. Therefore, a method to establish, maintain and refresh a captive research population is required. Here, we describe the utilization of an artificial hibernation cycle, in addition to the nutritional and housing requirements, for long term maintenance of Eristalis tenax. Using these methods, we have significantly increased the health and longevity of captive populations of E. tenax compared to previous reports. We furthermore discuss small scale rearing methods and options for optimizing yields and manipulating population demographics.

Rearing and Long-Term Maintenance of Eristalis tenax Hoverflies for Research Studies

The overall goal of these procedures is to establish, maintain and refresh a captive population of Eristalis tenax in a research setting.

تربية والصيانة الطويلة الأجل من هوفيرفليس تيناكس اريستاليس "البحوث والدراسات"

With an estimated 6000 species worldwide, hoverflies are ecologically important as alternative pollinators to domesticated honeybees. However, they are ...

Environment

Reproducible dsRNA Microinjection and Oviposition Bioassay in Mosquitoes and House Flies

Synthetic dsRNAs, used to induce RNA interference, may have dose dependent phenotypic effects. These effects are difficult to define if the dsRNAs are delivered using a non-quantitative method. Accurate delivery of known quantities of nucleic acids or other chemicals is critical to measure the efficacy of the compound being tested and to allow reliable comparison between compounds.
Here we provide a reproducible, quantitative microinjection protocol that ensures accurate delivery of specific doses of dsRNA, reducing the mortality typically induced by injection injury. These modifications include the addition of Rhodamine B, a graduated injection needle, and an improved recovery method borrowed from Isoe and Collins. This method allows calculation of dose responses and facilitates comparisons between compounds. Versions of this method have been successfully used on three genera of mosquitoes as well as house flies to assess the reduction in fecundity resulting from gene silencing of ribosomal RNA transcripts.
This protocol provides strategies to reduce several challenges of small insect microinjection. Together, mechanical delivery of dsRNAs accompanied by visual verification, identification of effective locations for delivery, and inclusion of a post-injection recovery period ensure accurate dosing and low injury mortality. This protocol also describes an oviposition bioassay for uniform determination of effects on fecundity.

This protocol describes a microinjection methodology that we have standardized and used for several years to deliver specific quantities of nucleic acids directly to the hemolymph of mosquitoes and house flies. This protocol results in minimal injection mortality and allows dose correlated measurements of fecundity.

دسرنا استنساخه Microinjection و "الحشري أوفيبوسيتيون" في البعوض والذباب البيت

Synthetic dsRNAs, used to induce RNA interference, may have dose dependent phenotypic effects. These effects are difficult to define if the dsRNAs are ...

Flying Insect Detection and Classification with Inexpensive Sensors

An inexpensive, noninvasive system that could accurately classify flying insects would have important implications for entomological research, and allow for the development of many useful applications in vector and pest control for both medical and agricultural entomology. Given this, the last sixty years have seen many research efforts devoted to this task. To date, however, none of this research has had a lasting impact. In this work, we show that pseudo-acoustic optical sensors can produce superior data; that additional features, both intrinsic and extrinsic to the insect&#8217;s flight behavior, can be exploited to improve insect classification; that a Bayesian classification approach allows to efficiently learn classification models that are very robust to over-fitting, and a general classification framework allows to easily incorporate arbitrary number of features. We demonstrate the findings with large-scale experiments that dwarf all previous works combined, as measured by the number of insects and the number of species considered.

We proposed a system that uses inexpensive, noninvasive pseudo-acoustic optical sensors to automatically and accurately detect, count, and classify flying insects based on their flying sound.

تحلق كشف وتصنيف الحشرات مع مجسات رخيصة

An inexpensive, noninvasive system that could accurately classify flying insects would have important implications for entomological research, and allow ...

Bioengineering

An Optimized Protocol for Rearing Fopius arisanus, a Parasitoid of Tephritid Fruit Flies

Fopius arisanus (Sonan) is an important parasitoid of Tephritid fruit flies for at least two reasons. First, it is the one of only three opiine parasitoids known to infect the host during the egg stage1. Second, it has a wide range of potential fruit fly hosts. Perhaps due to its life history, F. arisanus has been a successfully used for biological control of fruit flies in multiple tropical regions2-4. One impediment to the wide use of F. arisanus for fruit fly control is that it is difficult to establish a stable laboratory colony5-9. Despite this difficulty, in the 1990s USDA researchers developed a reliable method to maintain laboratory populations of F. arisanus10-12. There is significant interest in F. arisanus biology13,14, especially regarding its ability to colonize a wide variety of Tephritid hosts14-17; interest is especially driven by the alarming spread of Bactrocera fruit fly pests to new continents in the last decade18. Further research on F. arisanus and additional deployments of this species as a biological control agent will benefit from optimizations and improvements of rearing methods. In this protocol and associated video article we describe an optimized method for rearing F. arisanus based on a previously described approach12. The method we describe here allows rearing of F. arisanus in a small scale without the use of fruit, using materials available in tropical regions around the world and with relatively low manual labor requirements.

An Optimized Protocol for Rearing Fopius arisanus, a Parasitoid of Tephritid Fruit Flies

Fopius arisanus is an egg-larval parasitoid of Tephritid fruit flies that is successfully used in biological control of these important tropical pests. We describe here an optimized protocol for rearing F. arisanus on a small scale using readily available materials.

بروتوكول الأمثل لتربية Fopius arisanus ، وهو الطفيل من الفاكهة Tephritid الذباب

Fopius arisanus (Sonan) is an important parasitoid of Tephritid fruit flies for at least two reasons. First, it is the one of only three opiine ...

Maintenance of a Drosophila melanogaster Population Cage

Large quantities of DNA, RNA, proteins and other cellular components are often required for biochemistry and molecular biology experiments. The short life cycle of Drosophila enables collection of large quantities of material from embryos, larvae, pupae and adult flies, in a synchronized way, at a low economic cost. A major strategy for propagating large numbers of flies is the use of a fly population cage. This useful and common tool in the Drososphila community is an efficient way to regularly produce milligrams to tens of grams of embryos, depending on uniformity of developmental stage desired. While a population cage can be time consuming to set up, maintaining a cage over months takes much less time and enables rapid collection of biological material in a short period. This paper describes a detailed and flexible protocol for the maintenance of a Drosophila melanogaster population cage, starting with 1.5 g of harvested material from the previous cycle.

Maintenance of a Drosophila melanogaster Population Cage

This manuscript reports a detailed protocol for culturing, on a regular basis, a population of Drosophila melanogaster using a fly population cage.

صيانة<em&gt; ذبابة الفاكهة</em&gt; عدد السكان قفص

Large quantities of DNA, RNA, proteins and other cellular components are often required for biochemistry and molecular biology experiments. The short life ...

Circadian Entrainment of Drosophila Melanogaster

Nearly universal among organisms, circadian rhythms coordinate biological activity to earth&#39;s orbit around the sun. To identify factors creating this rhythm and to understand the resulting outputs, entrainment of model organisms to defined circadian time-points is required. Here we detail a procedure to entrain many Drosophila to a defined circadian rhythm. Furthermore, we detail post-entrainment steps to prepare samples for immunofluorescence, nucleic acid, or protein extraction-based analysis.

Here, we detail how to synchronize Drosophila to a circadian day. This is the first, and most important step necessary for studying biological rhythms and chronobiology.

Circadian Entrainment من دروسوفيليا ميلانوغاستر

Nearly universal among organisms, circadian rhythms coordinate biological activity to earth&#39;s orbit around the sun. To identify factors creating this ...

Maintaining Laboratory Cultures of Gryllus bimaculatus, a Versatile Orthopteran Model for Insect Agriculture and Invertebrate Physiology

Gryllus bimaculatus (De Geer)&#160;is a large-bodied cricket distributed throughout Africa and Southern Eurasia where it is often wild-harvested as human food. Outside its native range, culturing G. bimaculatus is feasible due to its dietary plasticity, rapid reproductive cycle, lack of diapause requirement, tolerance for high-density rearing, and robustness against pathogens. Thus, G. bimaculatus can be&#160;a versatile model for studies of insect physiology, behavior, embryology, or genetics.
Cultural parameters, such as stocking density, within-cage refugia, photoperiod, temperature, relative humidity, and diet, all impact cricket growth, behavior, and gene expression and should be standardized. In the burgeoning literature on farming insects for human consumption, these crickets are frequently employed to evaluate candidate feed admixtures derived from crop residues, food-processing byproducts, and other low-cost waste streams.
To support ongoing experiments evaluating G. bimaculatus growth performance and nutritional quality in response to variable feed substrates, a comprehensive set of standard protocols for breeding, upkeep, handling, measurement, and euthanasia in the laboratory was developed and is presented here. An industry-standard cricket feed has proven nutritionally adequate and functionally appropriate for the long-term maintenance of cricket breeding stocks, as well as for use as an experimental control feed. Rearing these crickets at a density of 0.005 crickets/cm3 in screen-topped 29.3 L polyethylene cages at an average temperature of 27 &#176;C on a 12 light (L)/12 dark (D) photoperiod, with moistened coconut coir serving both as hydration source and oviposition medium has successfully sustained healthy crickets over a 2-year span. Following these methods, crickets in a controlled experiment yielded an average mass of 0.724 g 0.190 g at harvest, with 89% survivorship and 68.2% sexual maturation between stocking (22 days) and harvest (65 days).

Maintaining Laboratory Cultures of Gryllus bimaculatus, a Versatile Orthopteran Model for Insect Agriculture and Invertebrate Physiology

This paper outlines basic methods to standardize important factors such as density, feed availability, hydration source, and environmental controls for the long-term rearing of laboratory cultures of the edible cricket, Gryllus bimaculatus.

الحفاظ على الثقافات المختبرية ل Gryllus bimaculatus ، وهو نموذج Orthopteran متعدد الاستخدامات لزراعة الحشرات وفسيولوجيا اللافقاريات

Gryllus bimaculatus (De Geer)&#160;is a large-bodied cricket distributed throughout Africa and Southern Eurasia where it is often wild-harvested as human ...

Topical Application Bioassay to Quantify Insecticide Toxicity for Mosquitoes and Fruit Flies

The continued use of insecticides for public health and agriculture has led to widespread insecticide resistance and hampering of control methods. Insecticide resistance surveillance of mosquito populations is typically done through Centers for Disease Control and Prevention (CDC) bottle bioassays or World Health Organization (WHO) tube tests. However, these methods can result in a high degree of variability in mortality data due to variable insecticide contact with&#160;the insect, the relatively small numbers of organisms tested, extensive variation in mass between populations, and constantly changing environmental conditions, leading to variable outcomes. This paper presents the topical application bioassay, adapted as a high-throughput phenotypic bioassay for both mosquitoes and fruit flies, to test large numbers of insects along&#160;a range of insecticide concentrations.
This assay 1) ensures consistent treatment and insecticide contact with every organism, 2) produces highly specific dose-response curves that account for differences in average mass between strains and sexes (which is particularly important for field-collected organisms), and 3) allows for the calculation of statistically rigorous median lethal doses (LD50), which are necessary for resistance ratio comparisons-an alternative surveillance approach from diagnostic dose mortality, which is also used for larvicide resistance surveillance. This assay will be a complementary tool for accurately phenotyping mosquito populations and, as illustrated using fruit flies, is easily adaptable for use with other insects. We argue that this assay will help fill the gap between genotypic and phenotypic insecticide resistance in multiple insect species.

We describe the methodology and importance of the topical application bioassay to measure insecticide susceptibility in mosquitoes and fruit flies. The presented assay is high-throughput, utilizes insect mass-thus allowing for calculating a mass-relativized lethal dose instead of concentration-and likely has lower variability than other similar methods.

الفحص الحيوي للتطبيق الموضعي لتحديد سمية المبيدات الحشرية للبعوض وذباب الفاكهة

The continued use of insecticides for public health and agriculture has led to widespread insecticide resistance and hampering of control methods. ...

Bradysia coprophila Lab Protocols and Chromosomal Research

Laboratory Maintenance of the Lower Dipteran Fly Bradysia (Sciara) coprophila: A New/Old Emerging Model Organism

Laboratory stocks of the lower dipteran fly, Bradysia (Sciara) coprophila, have been maintained for over a century. Protocols for laboratory upkeep of B. coprophila are presented here. These protocols will be useful for the rapidly increasing number of laboratories studying B. coprophila to take advantage of its unique biological features, which include (1) a monopolar spindle in male meiosis I; (2) non-disjunction of the X dyad in male meiosis II; (3) chromosome imprinting to distinguish maternal from paternal homologs; (4) germ line-limited (L) chromosomes; (5) chromosome elimination (paternal chromosomes in male meiosis I; one to two X chromosomes in early embryos; L chromosomes from the soma in early embryos); (6) sex determination by the mother (there is no Y chromosome); and (7) developmentally regulated DNA amplification at the DNA puff loci in larval salivary gland polytene chromosomes. 
It is now possible to explore these many unique features of chromosome mechanics by using the recent advances in sequencing and assembly of the B. coprophila genome and the development of transformation methodology for genomic engineering. The growing scientific community that uses B. coprophila for research will benefit from the protocols described here for mating the flies (phenotypic markers for mothers that will have only sons or only daughters; details of mass mating for biochemical experiments), checking embryo hatch, feeding larvae, and other comments on its rearing.

Author Spotlight: Exploring Bradysia coprophila's Unique Biology &#8211; A Guide to Laboratory Maintenance

This paper outlines the laboratory maintenance (including mating and feeding) of the lower dipteran fly Bradysia (Sciara) coprophila.

الصيانة المختبرية لذبابة الدبتيران السفلى براديسيا (Sciara) coprophila: كائن نموذجي جديد / قديم ناشئ

Laboratory stocks of the lower dipteran fly, Bradysia (Sciara) coprophila, have been maintained for over a century. Protocols for laboratory upkeep of B. ...

Drosophila Maintenance

Drosophila melanogaster, commonly known as fruit flies, are a frequently used model organism for life science research. Although starting a collection of these critters may seem as easy as leaving a banana on your kitchen counter for too long, a productive fly colony in the lab requires careful husbandry and maintenance.
This video demonstrates the necessary steps for maintaining a healthy fly stock. The overview begins with the preparation and storage of the yeast and sugar-containing media on which flies feed. Next, the vessels most commonly used for housing Drosophila are shown, as well as how and when to move flies between these containers. Finally, the presentation also includes examples of the ways in which housing and feeding conditions are manipulated for biological experiments.

Maintenance and Husbandry of Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster, commonly known as fruit flies, are a frequently used model organism for life science research. Although starting a collection of ...