ونحن نشكر مانويلا ويتكونات للحصول على العنوان S3 الفيلم. ونحن ممتنون رينهارد Fässler على الدعم السخي. وأيد هذا العمل قبل التطريز الشباب محقق برنامج ()، "مجلس البحوث الأوروبية" ضمن "البرنامج الإطاري السابع" للاتحاد الأوروبي (FP/2007-2013)/310939 منحة منسق الإغاثة الطارئة ()، و "جمعية ماكس بلانك" (S.B.L.،)، "المركز الوطني" ل البحث العلمي (يزار) ()، مبادرة التميز عميد جامعة إيكس-مرسيليا ()، إبلاغ لابيكس () وفي بورنغير انغلهايم Fonds (S.B.L.).

1-مرحلة الخوادر
<ol><li>إعداد صليب مع 20-40 عذراء الإناث والذكور حوالي 20 زجاجة الواحدة ذبابة الأغذية (الشكل 1A). وبدلاً من ذلك، إذا كان سيتم استخدام الأرصدة، فليب كل الأسهم في زجاجات جديدة. للحصول على ما يكفي الخوادر، النظر في إنشاء زجاجتين كل النمط الوراثي.</li>
	<li>احتضان الزجاجات في 25 درجة مئوية (أو 27 درجة مئوية وفقا للتصميم التجريبي) لمدة خمسة إلى ستة أيام (الشكل 1B). ملاحظة: الاحتفاظ بالتقليب الذباب كل يومين أو ثلاثة أيام لتجنب الازدحام وضمان إمدادات مستمرة من الخوادر.</li>
	<li>استخدام فرشاة مبللة لجمع بريبوباي الأبيض من جدران الزجاجات وتحويلها إلى الشرائح الزجاجية (الشكل 1). الوقت التدريج أن الخوادر الوصول إلى المطلوب في السن عند بدء العيش التصوير تحت المجهر. ملاحظة: هذه بريبوباي تبدو وكأنها الخوادر كبار السن من حيث شكلها، إلا أنها لا تزال بيضاء مثل اليرقات. ويعرف بداية مرحلة بريبوبال ح 0 بعد تشكيل بوباريوم (ح 0 الاتحادية).</li>
	<li>إزالة كتل من الأغذية يطير التمسك الخوادر بفرشاة مبللة وتوجيه الجانب البطني الخوادر اتجاه الشريحة الزجاجية باستخدام ستيريوميكروسكوبي (الشكل 1). تجاهل الخوادر التي لا تزال تتحرك (صغيرة جداً) أو التي بدأت بتشغيل البنى (القديم جداً). وهذا يضمن أن جميع الخوادر في نفس الفئة العمرية (0-1 ح الاتحادية).</li>
	<li>قم بتسمية الشرائح مع النمط الوراثي، وتاريخ ووقت جمع. نقل الشرائح الزجاجية لكل واحد صحن بيتري وإضافة نسيج رطب للحيلولة دون الخوادر من الجفاف (الشكل 1E).</li>
	<li>تخزين في الخوادر في حاضنة في 25 درجة مئوية أو 27 درجة مئوية حتى بلوغهم السن المطلوب. تابع مع الخطوات التالية ح 1 قبل التصوير، حيث يكون المطلوب الخوادر السن عند بدء التصوير الحي (الخطوة 3)، على سبيل المثال في 13 ح الإدارة العامة الاتحادية للفيلم هو مبين في الشكل 2 أ-د. ملاحظة: أقرب عمليا الوقت ونقطة البدء بعد الرأس-eversion الخوادر التي تحدث في 8-10 ح الإدارة العامة الاتحادية في 27 درجة مئوية.</li>
</ol>2-إعداد الخوادر للتصوير
<ol><li>ضمان أن الخوادر عصا الآن على الشريحة الزجاجية مثلما أنهم يتمسكون بطبيعة الحال على الجدران من الزجاجات بسبب بقايا الطعام يطير. لا الغراء إضافي مطلوب. إذا الخوادر العصا ليس جيدا بما يكفي بسبب ارتفاع نسبة الرطوبة، افتح طبق بتري لمدة دقائق قليلة السماح لهم الجافة. وبدلاً من ذلك، نقلها إلى الوجهين الشريط على شريحة زجاج، ولكن عادة، هذا ليس ضروريا.</li>
	<li>
فتح نافذة في حالة الخوادر لتصوير عضلات الطيران غير المباشر (الشكل 1 واو؛ انتقل إلى المقطع 2.3 لتصوير عضلات البطن).<ol>
<li>توجيه الخوادر إصرارها على الشريحة الزجاجية مع المواجه الأمامي بعيداً عن الباحث تحت ستيريوميكروسكوبي. ضبط التكبير/التصغير إلى 2 X.</li>
		<li>باستخدام واحدة من نهاية علم الأحياء الصف #5 الملقط، بلطف كزة ثقب في القضية الخوادر الظهرية إلى الجناح حيث ينتهي البطن والصدر يبدأ.</li>
		<li>إلى شريحة مفتوحة في حالة الخوادر، بلطف الانتقال الملقط إلى نهاية الأمامي من القفص الصدري على طول الجناح ولكن تجنب إتلاف الأنسجة الضعيفة الجناح. ملاحظة: إذا تسرب السائل من الخادرة، أنه معطوب؛ تخلص منه والبدء من جديد مع عذراء مختلفة.</li>
		<li>أرفع المقطع القضية الخوادر فوق الصدر مع الملقط وثم قطعت هذا المقطع مع مقص حاد، وغرامة على الجانب الآخر من خط الوسط الظهرية.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
فتح نافذة في حالة الخوادر للتصوير لعضلات البطن (الشكل 1)<ol>
<li>توجيه الخوادر إصرارها على الشريحة الزجاجية مع المواجه الأمامي نحو الباحث تحت ستيريوميكروسكوبي. ضبط التكبير/التصغير إلى 2 X.</li>
		<li>باستخدام واحدة من نهاية علم الأحياء الصف #5 الملقط، بلطف كزة ثقب في القضية الخوادر الظهرية إلى الجناح حيث ينتهي الصدر والبطن يبدأ.</li>
		<li>إلى شريحة مفتوحة في حالة الخوادر، تحرك بلطف الملقط نهاية الخلفي من البطن. ملاحظة: إذا تسرب السائل من الخادرة، أنه معطوب؛ تخلص منه والبدء من جديد مع عذراء مختلفة.</li>
		<li>أرفع المقطع القضية الخوادر أعلى البطن بالملقط وثم قطعت هذا المقطع مع مقص حاد، وغرامة على الجانب الآخر من خط الوسط الظهرية.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
جبل الخوادر (الشكل 1 ح)<ol>
<li>استخدام فرشاة مبللة لنقل الخوادر ليصل إلى خمسة إلى شريحة بلاستيكية مع أخدود (المناقشة انظر المواصفات، القابل لإعادة الاستخدام، وقائمة بالمواد). إضافة كوفيرسليبس فاصل واحد أو اثنين لكل جانب اعتماداً على عمق الاخدود وسمك الخوادر. وضع قطره صغيرة من الماء تحت كل ساترة مباعدة لجعله عصا للشريحة، وترك بعض المساحة بين الاخدود وكوفيرسليبس فاصل على كل جانب. ملاحظة: كوفيرسليبس فاصل يمكن أيضا تكون مربوطة إلى الشريحة مع سوبر الغراء، مقدما.</li>
		<li>توجيه الخوادر في أن يواجه فتح في القضية الخوادر صعودا باستخدام الفرشاة. ضمان الموضع الدقيق الخوادر في الزاوية الصحيحة لجودة التصوير جيدة. تحسين الزاوية لكل الأنسجة والوقت الإنمائية نقطة. ملاحظة: كمية صغيرة من المياه في الاخدود يجعل الموضع الخوادر أسهل. استنزاف المياه الزائدة مع الفرشاة بعد ذلك لتجنب الغرق.</li>
		<li>اضغط ساترة (18 × 18 ملم) أعلاه الخوادر دون لمسها. ضع قطرات صغيرة (حوالي 0.5 ميليلتر) الحل والغليسيرول 50% أعلاه كل حالة الخوادر تفتح على ساترة استخدام ماصة 20 ميليلتر. ملاحظة: هذا الإجراء يضمن القطرات نفس المسافات الخوادر.</li>
		<li>اقلب ساترة ووضعه فوق الخوادر باليد أو باستخدام الملقط (القياسية #5) بينما يستريح جانب واحد من ساترة على كوفيرسليبس مباعدة جوار الخوادر. المقبل، بلطف إسقاط ساترة على الخوادر. ضمان أن الفتحات القضية الخوادر مغطاة بشكل صحيح والغليسيرول 50% لجودة تصوير جيدة ومنع الخوادر من جفاف.</li>
		<li>إضعاف أكثر من واحدة من نهاية قطعة من شريط لاصق والاستيلاء عليها بالملقط (القياسية #5) في تحقيق هذه الغاية. بلطف ضع الشريط أن يغطي حافة واحدة ساترة العلوي، coverslip(s) فاصل والشريحة البلاستيكية على جانب واحد. لا تضغط أسفل الشريط، حتى الآن. أولاً، يستدير الشريحة وكرر للجانب الآخر.</li>
		<li>استخدام كلا الأصابع مؤشر إلى اضغط أسفل الشريط في نفس الوقت على كلا الجانبين. يضمن هذا الإجراء الخوادر مشردون لا.</li>
		<li>تحقق ما إذا كان الخوادر أيضا على اتصال ساترة. لجودة التصوير الأمثل ينبغي أن تقلص الخوادر بلطف تحت ساترة. ضبط عدد كوفيرسليبس فاصل إذا لزم الأمر.</li>
		<li>تسمية الشريحة بالكتابة على الشريط لزجة.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3-يعيش التصوير الخوادر
<ol><li>يسمح أسلوب تركيب تصوير الخوادر المجهر المقلوب (الرقم 1I) والمجاهر تستقيم (الرقم 1J). خاصة مناسبة لتصوير حية تقوم بمسح مجاهر [كنفوكل]، والمجاهر اثنين-فوتون، والغزل القرص مجاهر [كنفوكل] بغض النظر عما إذا كانت هي مقلوب أو تستقيم. للأفلام الطويلة الأجل، واستخدام مرحلة التحكم في درجة الحرارة إذا كانت متوفرة.</li>
	<li>باستخدام العين ومصباح الأشعة فوق البنفسجية أو انتقال الضوء، حدد عذراء والتركيز داخل الخادرة.</li>
	<li>باستخدام الكاميرا، إيجاد هيكل المرجوة، وضبط مستوى التكبير/التصغير.</li>
	<li>للأفلام الطويلة الأجل، تعريف كدسة z يشمل هيكل مصلحة جيدا (على سبيل المثال، عضلات الطيران غير المباشر أو مواقعهم مرفق، وخلايا الأربطة أو مزيج المذكورة آنفا) واختر فاصل زمني. النظر في القيام بحساب متوسط لتحسين جودة الصورة. للأفلام القصيرة الأجل وعالية السرعة، اختر z-طائرة واحدة لتحقيق معدل إطارات عالية.</li>
	<li>ضبط السلطة الليزر لإعطاء أفضل إشارة ممكنة ولكن القليل من التشبع. ومع ذلك، يمكن أن تلحق الضرر السلطة ليزر عالية جداً الخادرة على مر الزمن.</li>
	<li>بدء التصوير والعودة من وقت لآخر للتحقق من الفيلم وإعادة ضبط موضع z-المكدس إذا لزم الأمر.</li>
</ol><img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57312/57312fig1.jpg"> رقم 1: سير العمل لتصوير مباشر من morphogenesis وتر العضلات في الخوادر المورفولوجية . انظر البروتوكول للحصول على التفاصيل. <a href="//cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/57312/57312fig1large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم-</a>

<ol>
	<li>Brand, A. H., Perrimon, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Targeted+gene+expression+as+a+means+of+altering+cell+fates+and+generating+dominant+phenotypes.">Targeted gene expression as a means of altering cell fates and generating dominant phenotypes.</a> Development. 118 (2), 401-415 (1993).</li><li>Morin, X., Daneman, R., Zavortink, M., Chia, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+protein+trap+strategy+to+detect+GFP-tagged+proteins+expressed+from+their+endogenous+loci+in+Drosophila.">A protein trap strategy to detect GFP-tagged proteins expressed from their endogenous loci in Drosophila.</a> P. Natl. Acad. Sci. USA. 98 (26), 15050-15055 (2001).</li><li>Venken, K. J. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=MiMIC:+a+highly+versatile+transposon+insertion+resource+for+engineering+Drosophila+melanogaster+genes.">MiMIC: a highly versatile transposon insertion resource for engineering Drosophila melanogaster genes.</a> Nat. Meth. 8 (9), 737-743 (2011).</li><li>Sarov, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+genome-wide+resource+for+the+analysis+of+protein+localisation+in+Drosophila.">A genome-wide resource for the analysis of protein localisation in Drosophila.</a> eLife. 5, e12068 (2016).</li><li>Ranganayakulu, G., Schulz, R. A., Olson, E. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Wingless+signaling+induces+nautilus+expression+in+the+ventral+mesoderm+of+the+Drosophila+embryo.">Wingless signaling induces nautilus expression in the ventral mesoderm of the Drosophila embryo.</a> Dev. Biol. 176 (1), 143-148 (1996).</li><li>Roy, S., Raghavan, K. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Homeotic+genes+and+the+regulation+of+myoblast+migration,+fusion,+and+fibre-specific+gene+expression+during+adult+myogenesis+in+Drosophila.">Homeotic genes and the regulation of myoblast migration, fusion, and fibre-specific gene expression during adult myogenesis in Drosophila.</a> Development. 124 (17), 3333-3341 (1997).</li><li>Bryantsev, A. L., Baker, P. W., Lovato, T. L., Jaramillo, M. S., Cripps, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Differential+requirements+for+Myocyte+Enhancer+Factor-2+during+adult+myogenesis+in+Drosophila.">Differential requirements for Myocyte Enhancer Factor-2 during adult myogenesis in Drosophila.</a> Dev. Biol. 361 (2), 191-207 (2012).</li><li>Gordon, S., Dickinson, M. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Role+of+calcium+in+the+regulation+of+mechanical+power+in+insect+flight.">Role of calcium in the regulation of mechanical power in insect flight.</a> P. Natl. Acad. Sci. USA. 103 (11), 4311-4315 (2006).</li><li>Jin, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genome-Wide+Screens+for+In+Vivo+Tinman+Binding+Sites+Identify+Cardiac+Enhancers+with+Diverse+Functional+Architectures.">Genome-Wide Screens for In Vivo Tinman Binding Sites Identify Cardiac Enhancers with Diverse Functional Architectures.</a> PLoS Genet. 9 (1), e1003195 (2013).</li><li>Chen, E. H., Olson, E. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Antisocial,+an+intracellular+adaptor+protein,+is+required+for+myoblast+fusion+in+Drosophila.">Antisocial, an intracellular adaptor protein, is required for myoblast fusion in Drosophila.</a> Dev. Cell. 1 (5), 705-715 (2001).</li><li>Clyne, P. J., Brotman, J. S., Sweeney, S. T., Davis, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Green+Fluorescent+Protein+Tagging+Drosophila+Proteins+at+Their+Native+Genomic+Loci+With+Small+P+Elements.">Green Fluorescent Protein Tagging Drosophila Proteins at Their Native Genomic Loci With Small P Elements.</a> Genetics. 165 (3), 1433-1441 (2003).</li><li>Katzemich, A., Liao, K. A., Czerniecki, S., Sch&#246;ck, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Alp/Enigma+Family+Proteins+Cooperate+in+Z-Disc+Formation+and+Myofibril+Assembly.">Alp/Enigma Family Proteins Cooperate in Z-Disc Formation and Myofibril Assembly.</a> PLoS Genet. 9 (3), e1003342 (2013).</li><li>Klapholz, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Alternative+mechanisms+for+talin+to+mediate+integrin+function.">Alternative mechanisms for talin to mediate integrin function.</a> Curr. Biol. 25 (7), 847-857 (2015).</li><li>Schnorrer, F., Kalchhauser, I., Dickson, B. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+transmembrane+protein+Kon-tiki+couples+to+Dgrip+to+mediate+myotube+targeting+in+Drosophila.">The transmembrane protein Kon-tiki couples to Dgrip to mediate myotube targeting in Drosophila.</a> Dev. Cell. 12 (5), 751-766 (2007).</li><li>Menon, S. D., Chia, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drosophila+rolling+pebbles:+a+multidomain+protein+required+for+myoblast+fusion+that+recruits+D-Titin+in+response+to+the+myoblast+attractant+Dumbfounded.">Drosophila rolling pebbles: a multidomain protein required for myoblast fusion that recruits D-Titin in response to the myoblast attractant Dumbfounded.</a> Dev. Cell. 1 (5), 691-703 (2001).</li><li>Bloor, J. W., Kiehart, D. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=zipper+Nonmuscle+myosin-II+functions+downstream+of+PS2+integrin+in+Drosophila+myogenesis+and+is+necessary+for+myofibril+formation.">zipper Nonmuscle myosin-II functions downstream of PS2 integrin in Drosophila myogenesis and is necessary for myofibril formation.</a> Dev. Biol. 239 (2), 215-228 (2001).</li><li>Millard, T. H., Martin, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dynamic+analysis+of+filopodial+interactions+during+the+zippering+phase+of+Drosophila+dorsal+closure.">Dynamic analysis of filopodial interactions during the zippering phase of Drosophila dorsal closure.</a> Development. 135 (4), 621-626 (2008).</li><li>Hatan, M., Shinder, V., Israeli, D., Schnorrer, F., Volk, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Drosophila+blood+brain+barrier+is+maintained+by+GPCR-dependent+dynamic+actin+structures.">The Drosophila blood brain barrier is maintained by GPCR-dependent dynamic actin structures.</a> J. Cell Biol. 192 (2), 307-319 (2011).</li><li>Lee, T., Luo, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mosaic+Analysis+with+a+Repressible+Cell+Marker+for+Studies+of+Gene+Function+in+Neuronal+Morphogenesis.">Mosaic Analysis with a Repressible Cell Marker for Studies of Gene Function in Neuronal Morphogenesis.</a> Neuron. 22 (3), 451-461 (1999).</li><li>Roy, S., Huang, H., Liu, S., Kornberg, T. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cytoneme-mediated+contact-dependent+transport+of+the+Drosophila+decapentaplegic+signaling+protein.">Cytoneme-mediated contact-dependent transport of the Drosophila decapentaplegic signaling protein.</a> Science. 343 (6173), 1244624 (2014).</li><li>F&#246;rster, D., Luschnig, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Src42A-dependent+polarized+cell+shape+changes+mediate+epithelial+tube+elongation+in+Drosophila.">Src42A-dependent polarized cell shape changes mediate epithelial tube elongation in Drosophila.</a> Nat. Cell Biol. 14 (5), 526-534 (2012).</li><li>Weitkunat, M., Schnorrer, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+guide+to+study+Drosophila+muscle+biology.">A guide to study Drosophila muscle biology.</a> Methods. 68 (1), 2-14 (2014).</li><li>Weitkunat, M., Kaya-&#199;opur, A., Grill, S. W., Schnorrer, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tension+and+force-resistant+attachment+are+essential+for+myofibrillogenesis+in+Drosophila+flight+muscle.">Tension and force-resistant attachment are essential for myofibrillogenesis in Drosophila flight muscle.</a> Curr. Biol. 24 (7), 705-716 (2014).</li><li>Guirao, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Unified+quantitative+characterization+of+epithelial+tissue+development.">Unified quantitative characterization of epithelial tissue development.</a> eLife. 4, e08519 (2015).</li><li>Etournay, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Interplay+of+cell+dynamics+and+epithelial+tension+during+morphogenesis+of+the+Drosophila+pupal+wing.">Interplay of cell dynamics and epithelial tension during morphogenesis of the Drosophila pupal wing.</a> eLife. 4, e07090 (2015).</li><li>Weitkunat, M., Brasse, M., Bausch, A. R., Schnorrer, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanical+tension+and+spontaneous+muscle+twitching+precede+the+formation+of+cross-striated+muscle+in+vivo.">Mechanical tension and spontaneous muscle twitching precede the formation of cross-striated muscle in vivo.</a> Development. 144 (7), 1261-1272 (2017).</li><li>Sellin, J., Albrecht, S., K&#246;lsch, V., Paululat, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dynamics+of+heart+differentiation,+visualized+utilizing+heart+enhancer+elements+of+the+Drosophila+melanogaster+bHLH+transcription+factor+Hand.">Dynamics of heart differentiation, visualized utilizing heart enhancer elements of the Drosophila melanogaster bHLH transcription factor Hand.</a> Gene Expr. Patterns. 6 (4), 360-375 (2006).</li><li>Lemke, S. B., Schnorrer, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanical+forces+during+muscle+development.">Mechanical forces during muscle development.</a> Mech. Develop. 144 (Pt A), 92-101 (2017).</li><li>Classen, A. -. K., Aigouy, B., Giangrande, A., Eaton, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Imaging+Drosophila+pupal+wing+morphogenesis.">Imaging Drosophila pupal wing morphogenesis.</a> Methods Mol. Biol. 420, 265-275 (2008).</li><li>Gratz, S. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genome+engineering+of+Drosophila+with+the+CRISPR+RNA-guided+Cas9+nuclease.">Genome engineering of Drosophila with the CRISPR RNA-guided Cas9 nuclease.</a> Genetics. 194 (4), 1029-1035 (2013).</li><li>Zhang, X., Koolhaas, W. H., Schnorrer, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+versatile+two-step+CRISPR-+and+RMCE-based+strategy+for+efficient+genome+engineering+in+Drosophila.">A versatile two-step CRISPR- and RMCE-based strategy for efficient genome engineering in Drosophila.</a> G3. 4 (12), 2409-2418 (2014).</li><li>Port, F., Chen, H. -. M., Lee, T., Bullock, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optimized+CRISPR/Cas+tools+for+efficient+germline+and+somatic+genome+engineering+in+Drosophila.">Optimized CRISPR/Cas tools for efficient germline and somatic genome engineering in Drosophila.</a> P. Natl. Acad. Sci. USA. 111 (29), E2967-E2976 (2014).</li></ol>

الكتاب ليس لها علاقة بالكشف عن.

البروتوكول قدم وصف كيفية صورة morphogenesis وتر العضلات في المعيشة الخوادر المورفولوجية لاستخدام مجموعة متنوعة من البروتينات المعلمة فلوريسسينتلي. يمكن استخدام هذا في فيفو التصوير استراتيجية لدراسة العمليات الإنمائية في بيئتها الطبيعية للكائن الحي كامل.
من الأهمية بمكان لتجربة ناجحة للعثور على نقطة الوقت التنموية الصحيحة لتحليل. على سبيل المثال، بدء عضلات الطيران غير المباشر دورسولونجيتودينال التمسك بأهدافها وتر في إيتش وان سيكس ح APF23 بينما عضلات البطن وضع في وقت لاحق ونعلق على طرفي فقط بين 30 و 40 ح APF26. ونتيجة لذلك، ينبغي أن تستخدم الكتابات المنشورة سابقا إيجاد نقاط الوقت المناسب للتنمية لتحليل، أو إذا لم تدرس الأنسجة أو هيكل للاهتمام بالتفصيل قبل، التنمية الشاملة وقد تتسم أولاً.
لتصاعد الخوادر بنجاح على شرائح بلاستيكية مبنية خصيصا، من المهم أن الأخاديد أبعادا مناسبة: الأخاديد الحاجة إلى 1.0-1.5 مم على نطاق واسع و 0.3-0.4 ملم العميق. ويسمح هذا العمق ضبط المسافة الدقيقة إلى ساترة العلوي مع فاصل كوفيرسليبس حسب الحاجة. ومع ذلك، ساترة فاصل واحد على الأقل ينبغي أن تستخدمها لتجنب استنزاف والغليسيرول 50% بعيداً عن العينة القوى الشعرية. الموضع الصحيح من الخوادر في groove يتطلب بعض الخبرة، وينبغي أن يكون الأمثل أن هيكل للاهتمام أقرب ما يمكن إلى ساترة.
إذا كان عدد كبير من الخوادر المفترض أن يتم تصويرها في الدورة مجهر واحد، ويمكن جميع مثبتة مسبقاً وثم تخزينها في حاضنة حتى التصوير لضمان التوقيت التنموي السليم. ينبغي الخوادر البقاء على قيد الحياة الإجراء بأكمله وأيضا على الأقل محاولة اكلس إذا أبقى على الشريحة بعد تصوير. يمكن استخدام معدل البقاء على قيد الحياة كقراءات للتحقق ما إذا كانت ظروف التصوير تضر الخوادر.
وينبغي اختيار إعدادات التصوير بعناية وفقا لمتطلبات التجريبية. للأفلام القصيرة الأجل، يحتاج معدل إطارات عال مقابل نسبة الإشارة إلى الضوضاء عالية أن تكون متوازنة، بينما يمكن استخدام طاقة الليزر العالية نسبيا دون الأضرار الخوادر كثيرا. ومع ذلك، للأفلام الطويلة الأجل، قوة الليزر إبقاؤها عند مستوى معتدل وينبغي أن لا تصويرها الخوادر باستمرار بل في بعض النقاط الزمنية، على سبيل المثال، كل 20 دقيقة. للتأكد من أن هيكل المصلحة عدم الخروج من مجال الرؤية، قد يكون من الضروري إعادة ضبط الموضع من z-المكدس بين النقاط الزمنية. على حد علمنا، فتح القضية الخوادر في حد ذاتها لا تؤثر على توقيت التنموية. ومع ذلك، ينبغي استخدام مرحلة التحكم في درجة الحرارة لأفلام طويلة الأجل لضمان التوقيت التنموي السليم. مراعاة هذه الاعتبارات، يمكن الحصول على أفلام الزاخر.
يمكن استخدام البروتوكول المقدم لتصور morphogenesis وتر العضلات ليس فقط ولكن أيضا الأنسجة النامية الأخرى، على سبيل المثال، الجناح ظهارة29. فقط ثلاثة تعديلات على هذا البروتوكول المطلوبة: (1) فتح القضية الخوادر أعلاه الجناح بدلاً من الصدر أو البطن، (2) تحديد المواقع الخوادر مع الجناح نحو ساترة الأعلى، و (3) استخدام علامة نيون مختلف البروتينات. مع النهوض كريسبر/Cas9-التكنولوجيا، البروتينات الفلورية كلمات أكثر وأكثر اندوجينوسلي تكون متاحة، وأنها أصبحت أكثر وضوحاً لاستهداف المكاني الذاتية في المورفولوجية30،31 , 32-في المستقبل، وهذا سيتيح توضيح ديناميات العديدة البروتينات، والخلايا والأنسجة كاملة في بيئتهم الفسيولوجية بالتفصيل.

جهاز العضلات وتر، يسمح للحيوانات بما فيها البشر التحرك على أجزاء الجسم. الغاية هي حفظت لبنات البناء الجزيئي للنظام وتر العضلات. ولذلك، يمكن دراسة مفاهيم التنمية وتر العضلات ذات الصلة للبيولوجيا البشرية العضلات، على سبيل المثال morphogenesis عضلة ووتر عضلة مرفق ميوفيبريل التنظيم الذاتي، استخدام melanogaster المورفولوجية كالوصول إليها بسهولة النظام النموذجي. ويضم النظام الخوادر المورفولوجية العديد من المزايا التجريبية. أولاً، في مرحلة الخوادر – عندما يتم تشكيل العضلات الكبار – الكائن الحي لاطئة وبالتالي من السهل الصورة في مجهر على مدى فترة الساعات أو حتى أيام. وثانيا، بإغلاق العديد من العضلات النموذج كافية تحت السطح الخوادر ذلك لأنهم يمكن تصويرها داخل الكائن الحي، سليمة وشفافة جزئيا. وثالثاً، يمكن أن يحقق العضلات في بيئتها الطبيعية، حيث يتم توصيلها إلى تشكيل الهيكل الخارجي عبر خلايا الأربطة والأنسجة التوتر هو بناء. هذا غير ممكن في نظم الاستزراع الخلية العضلات. وأخيراً، يتوفر عدد كبير أدوات الجينية في المورفولوجية. ومن بين هذه هي العديد من علامات المعلمة فلوريسسينتلي التي تسمح لتصنيف أنواع الخلايا المحددة أو هياكل سوبسيلولار للتصوير في فيفو.
ويلخص الجدول 1 أهم العلامات المستخدمة لدراسة morphogenesis وتر العضلات. وتتضمن علامات أوفيريكسبريسيد باستخدام GAL4-UAS-النظام1 ومعلم اندوجينوسلي البروتين علامات2،،من34. ميزة النظام GAL4 UAS هو أن العلامات عموما يعبر عن مستويات عالية، أسفر عن إشارة قوية يمكن تصويرها بسهولة في الجامعة-جبل الخوادر. وبالإضافة إلى ذلك، يمكن تحقيق خصوصية الأنسجة عن طريق اختيار السائقين GAL4 بعناية. استفادة البروتينات الانصهار أعرب تحت الرقابة الذاتية أن القوى المحركة للبروتينات ذات الصلة يمكن أن تكون درس في فيفو، بينما يمكن استخدامها أيضا كعلامات لأنواع مختلفة من الخلايا أو هياكل سوبسيلولار محددة، على سبيل المثال، ΒPS-إنتغرين-التجارة والنقل لمواقع مرفق العضلات. معا، هذه العلامات توفر مرونة عالية في التصميم التجريبي واختيار بحث المشاكل التي يمكن حلها الآن وفي المستقبل.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td colspan="2">الهيكل المسمى</td>
			<td colspan="2">علامة</td>
			<td colspan="2">التعبير والتعريب</td>
			<td colspan="2">الفئة</td>
			<td colspan="2">عدد الأسهم</td>
			<td colspan="2">التعليق</td>
			<td>Ref.</td>
		</tr><tr><td colspan="2" rowspan="15">العضلات</td>
			<td colspan="2">
Mef2-GAL4</td>
			<td colspan="2">جميع ميوبلاستس وجميع العضلات في جميع مراحل</td>
			<td colspan="2">خط GAL4</td>
			<td colspan="2">BL 27390</td>
			<td colspan="2"></td>
			<td>5</td>
		</tr><tr><td colspan="2">
1151-GAL4</td>
			<td colspan="2">السلائف العضلات الكبار و myotubes المبكر حتى إيتش تو فور ح APF</td>
			<td colspan="2">خط GAL4، فخ محسن</td>
			<td colspan="2">-</td>
			<td colspan="2"></td>
			<td>6</td>
		</tr><tr><td colspan="2">
Act79B-GAL4</td>
			<td colspan="2">القفز العضلات عند المفاضلة</td>
			<td colspan="2">خط GAL4</td>
			<td colspan="2">-</td>
			<td colspan="2"></td>
			<td>7</td>
		</tr><tr><td colspan="2">
Act88F-GAL4</td>
			<td colspan="2">عضلات الطيران غير المباشرة بدءاً إيتش وان فور ح APF</td>
			<td colspan="2">خط GAL4</td>
			<td colspan="2">-</td>
			<td colspan="2"></td>
			<td>7</td>
		</tr><tr><td colspan="2">
Act88F-Cameleon 3.1</td>
			<td colspan="2">عضلات الطيران غير المباشرة بدءاً إيتش وان فور ح APF</td>
			<td colspan="2">محسن Act88F/المروج القيادة Cameleon 3.1</td>
			<td colspan="2">-</td>
			<td colspan="2">Ca2 + مؤشر</td>
			<td>8</td>
		</tr><tr><td colspan="2">Act88F--بروتينات فلورية خضراء</td>
			<td colspan="2">عضلات الطيران غير المباشرة بدءاً إيتش وان فور ح APF</td>
			<td colspan="2">بروتينات فلورية خضراء-الانصهار (ذبابة ترانسجينيومي خط)</td>
			<td colspan="2">fTRG78 و fTRG10028</td>
			<td colspan="2"></td>
			<td>4</td>
		</tr><tr><td colspan="2">
له-nls-بروتينات فلورية خضراء</td>
			<td colspan="2">عضلة الكبار السلائف، النووية، حتى ح إيتش تو فور الإدارة العامة الاتحادية في عضلات الطيران غير المباشر</td>
			<td colspan="2">محسن/المروج مع المراسل nls-بروتينات فلورية خضراء</td>
			<td colspan="2">-</td>
			<td colspan="2">جزء محسن 1.5 كيلو بايت</td>
			<td>9</td>
		</tr><tr><td colspan="2">
Mhc-تاو-بروتينات فلورية خضراء</td>
			<td colspan="2">microtubules في قوالب DLM والتفريق بين العضلات</td>
			<td colspan="2">محسن/المروج مع المراسل تاو-بروتينات فلورية خضراء</td>
			<td colspan="2">BL 53739</td>
			<td colspan="2"></td>
			<td>10</td>
		</tr><tr><td colspan="2">ΒTub60D--بروتينات فلورية خضراء</td>
			<td colspan="2">ميكروتوبوليس في ميوتوبيس (على سبيل المثال في عضلات الطيران غير المباشر من ح إيتش وان فور لوكالة فرانس برس بشدة في التناقص بعد إيتش فور إيت ح الاتحادية)</td>
			<td colspan="2">بروتينات فلورية خضراء-الانصهار (ذبابة ترانسجينيومي خط)</td>
			<td colspan="2">fTRG958</td>
			<td colspan="2"></td>
			<td>4</td>
		</tr><tr><td colspan="2">Mhc-التجارة والنقل (weeP26)</td>
			<td colspan="2">ساركوميريس (خيط سميك) في جميع عضلات الجسم (على سبيل المثال في عضلات الطيران غير المباشر بدءاً من ح إيتش ثري زيرو الاتحادية)</td>
			<td colspan="2">بروتينات فلورية خضراء-فخ</td>
			<td colspan="2">-</td>
			<td colspan="2">استخدام متخالف، تسميات مجموعة فرعية إيسوفورم</td>
			<td>11</td>
		</tr><tr><td colspan="2">سلس-بروتينات فلورية خضراء</td>
			<td colspan="2">ساركوميريس (القرص Z) في جميع عضلات الجسم (على سبيل المثال في عضلات الطيران غير المباشر بدءاً من ح إيتش ثري زيرو الاتحادية)</td>
			<td colspan="2">بروتينات فلورية خضراء-فخ (صائدة الذباب خط)</td>
			<td colspan="2">-</td>
			<td colspan="2">G53، استخدام متخالف</td>
			<td>2</td>
		</tr><tr><td colspan="2">Zasp66--بروتينات فلورية خضراء</td>
			<td colspan="2">ض-القرص في جميع عضلات الجسم</td>
			<td colspan="2">بروتينات فلورية خضراء-فخ (صائدة الذباب خط)</td>
			<td colspan="2">BL 6824</td>
			<td colspan="2">ZCL0663</td>
			<td>
2 , 12
</td>
		</tr><tr><td colspan="2">Zasp52--بروتينات فلورية خضراء</td>
			<td colspan="2">ض-القرص في جميع عضلات الجسم</td>
			<td colspan="2">بروتينات فلورية خضراء-فخ (صائدة الذباب خط)</td>
			<td colspan="2">BL 6838</td>
			<td colspan="2">G00189</td>
			<td>
2 , 12
</td>
		</tr><tr><td colspan="2">Hts-بروتينات فلورية خضراء</td>
			<td colspan="2">أكتين ملزمة؛ وأعرب في ظهارة، وميوبلاستس وميوتوبيس</td>
			<td colspan="2">بروتينات فلورية خضراء-الانصهار (ذبابة ترانسجينيومي خط)</td>
			<td colspan="2">fTRG585</td>
			<td colspan="2"></td>
			<td>4</td>
		</tr><tr><td colspan="2">Dlg1--بروتينات فلورية خضراء</td>
			<td colspan="2">تقاطعات الخلايا الظهارية، وميوبلاستس، والأغشية في العضلات في جميع مراحل</td>
			<td colspan="2">بروتينات فلورية خضراء-الانصهار (ذبابة ترانسجينيومي خط)</td>
			<td colspan="2">fTRG502</td>
			<td colspan="2"></td>
			<td>4</td>
		</tr><tr><td colspan="2" rowspan="5">موقع مرفق العضلات</td>
			<td colspan="2">ΒPS-إنتغرين-بروتينات فلورية خضراء</td>
			<td colspan="2" fo:page-break-inside="avoid">مواقع مرفق العضلات (مثلاً، بدءاً إيتش وان إيت ح وكالة فرانس برس في عضلات الطيران غير المباشر)</td>
			<td colspan="2">بروتينات فلورية خضراء تدق في</td>
			<td colspan="2">-</td>
			<td colspan="2"></td>
			<td>13</td>
		</tr><tr><td colspan="2">تالين-التجارة والنقل ومشري</td>
			<td colspan="2">مواقع مرفق العضلات (مثلاً، بدءاً إيتش وان إيت ح وكالة فرانس برس في عضلات الطيران غير المباشر)</td>
			<td colspan="2">بروتينات فلورية خضراء-فخ (تقليد الخط)</td>
			<td colspan="2">-</td>
			<td colspan="2"></td>
			<td>3</td>
		</tr><tr><td colspan="2">تالين-بروتينات فلورية خضراء</td>
			<td colspan="2">مواقع مرفق العضلات (مثلاً، بدءاً إيتش وان إيت ح وكالة فرانس برس في عضلات الطيران غير المباشر)</td>
			<td colspan="2">بروتينات فلورية خضراء-الانصهار (ذبابة ترانسجينيومي خط)</td>
			<td colspan="2">fTRG587</td>
			<td colspan="2"></td>
			<td>4</td>
		</tr><tr><td colspan="2">أمثاله-بروتينات فلورية خضراء</td>
			<td colspan="2">مواقع مرفق العضلات (مثلاً، بدءاً إيتش وان إيت ح وكالة فرانس برس في عضلات الطيران غير المباشر)</td>
			<td colspan="2">بروتينات فلورية خضراء-فخ (صائدة الذباب خط)</td>
			<td colspan="2">كيوتو 110951 (ZCL3111)</td>
			<td colspan="2">ZCL3111، ZCL3192</td>
			<td>2</td>
		</tr><tr><td colspan="2">Vinc-التجارة والنقل، وطلب تقديم العروض-</td>
			<td colspan="2">مواقع مرفق العضلات (مثلاً، بدءاً إيتش وان إيت ح وكالة فرانس برس في عضلات الطيران غير المباشر)</td>
			<td colspan="2">بروتينات فلورية خضراء-الانصهار (التحوير)</td>
			<td colspan="2">-</td>
			<td colspan="2"></td>
			<td>13</td>
		</tr><tr><td colspan="2">وتر</td>
			<td colspan="2">
ريال-GAL4</td>
			<td colspan="2">خلايا وتر الصدر، طوال مرحلة الخوادر</td>
			<td colspan="2">خط GAL4، فخ محسن</td>
			<td colspan="2">BL 26663</td>
			<td colspan="2">متماثل المميتة</td>
			<td>14</td>
		</tr><tr><td colspan="2">عضلة ووتر</td>
			<td colspan="2">
Duf-GAL4</td>
			<td colspan="2">العضلات وابيثيليا، بداية مبكرة</td>
			<td colspan="2">خط GAL4</td>
			<td colspan="2">BL 66682</td>
			<td colspan="2">كيري-rP298، مؤسس علامة خلية</td>
			<td>15</td>
		</tr><tr><td colspan="2" rowspan="7">UAS-الصحفيين</td>
			<td colspan="2">
UAS-التجارة والنقل--التقييم</td>
			<td colspan="2">ربط أكتين</td>
			<td colspan="2">خط UAS</td>
			<td colspan="2">BL 31776</td>
			<td colspan="2">أكتين ملزمة المجال من موسين تنصهر للتجارة والنقل</td>
			<td>16</td>
		</tr><tr><td colspan="2">
UAS-مشري--التقييم</td>
			<td colspan="2">ربط أكتين</td>
			<td colspan="2">خط UAS</td>
			<td colspan="2">-</td>
			<td colspan="2">Gma تنصهر فيها مشري</td>
			<td>17</td>
		</tr><tr><td colspan="2">
UAS- ليفيكت--بروتينات فلورية خضراء</td>
			<td colspan="2">ربط أكتين</td>
			<td colspan="2">خط UAS</td>
			<td colspan="2">BL 35544</td>
			<td colspan="2"></td>
			<td>18</td>
		</tr><tr><td colspan="2">
UAS-ليفيكت-روبي</td>
			<td colspan="2">ربط أكتين</td>
			<td colspan="2">خط UAS</td>
			<td colspan="2">BL 35545</td>
			<td colspan="2"></td>
			<td>18</td>
		</tr><tr><td colspan="2">
UAS-CD8-بروتينات فلورية خضراء</td>
			<td colspan="2">ربط الغشاء</td>
			<td colspan="2">خط UAS</td>
			<td colspan="2">مختلف الأرصدة، مثلاً: BL 32184</td>
			<td colspan="2"></td>
			<td>19</td>
		</tr><tr><td colspan="2">
UAS-CD8-مشري</td>
			<td colspan="2">ربط الغشاء</td>
			<td colspan="2">خط UAS</td>
			<td colspan="2">BL 27391 و 27392</td>
			<td colspan="2"></td>
			<td>20</td>
		</tr><tr><td colspan="2">
UAS-النخيل-متشيري</td>
			<td colspan="2">ربط الغشاء عن طريق بالميتويليشن</td>
			<td colspan="2">خط UAS</td>
			<td colspan="2">BL 34514</td>
			<td colspan="2">
UAS-برينبوو</td>
			<td>21</td>
		</tr></tbody></table>الجدول 1: معلم فلوريسسينتلي علامات البروتين مناسبة لدراسة العضلات وتر morphogenesis في فيفو.
هنا، نحن تصف بالتفصيل كيف يمكن إجراء تصوير morphogenesis وتر العضلات في الخوادر للمعيشة بسهولة ونجاح (الشكل 1). وبدلاً من ذلك، يمكن أن تكون ثابتة الخوادر، تشريح وهي إيمونوستينيد، الذي يسمح باستخدام الأجسام المضادة أيضا تسمية البروتينات التي لا يعيش علامات المتاحة22. في هذه الحالة، نوعية التصوير أعلى بصفة عامة لأن هناك أي تحرك ويمكن وضع الهيكل للاهتمام بالقرب من ساترة. ومع ذلك، تشريح والتثبيت يمكن أن يؤدي إلى أضرار والجزيئية أو يمكن فقط دراسة ديناميات النسيج، على سبيل المثال، العضلات الوخز، في الحي.

<table><tbody><tr><td>Stereomicroscope</td><td>Leica</td><td>MZ6</td><td>product has been replaced by Leica M60</td></tr><tr><td>fly food in bottles (or vials)</td><td>-</td><td>-</td><td>standard culture medium</td></tr><tr><td>paint brush</td><td>da Vinci</td><td>1526Y</td><td>size 1</td></tr><tr><td>microscope slides</td><td>Thermo Scientific</td><td>VWR: 631-1303</td><td>76 x 26 mm</td></tr><tr><td>double-sided tape (optional)</td><td>Scotch</td><td>6651263</td><td>12 mm x 6.3 m</td></tr><tr><td>petri dishes</td><td>Greiner Bio-One</td><td>632102</td><td>94 x 16 mm</td></tr><tr><td>paper tissues</td><td>Th.Geyer</td><td>7695251</td><td></td></tr><tr><td>forceps #5 (Dumont, inox, standard)</td><td>Fine Science Tools</td><td>11251-20</td><td>0.1 mm x 0.06 mm tip</td></tr><tr><td>forceps #5 (Dumont, inox, biology grade)</td><td>Fine Science Tools</td><td>11252-20</td><td>0.05 mm x 0.02 mm tip</td></tr><tr><td>Cohan-Vannas spring scissors</td><td>Fine Science Tools</td><td>15000-02</td><td>straight tip</td></tr><tr><td>plastic slides with a groove (reusable)</td><td>custom-built</td><td>-</td><td>75 x 26 x 4 mm plexi glass slide with 1.0-1.5 mm wide and 0.3-0.4 mm deep groove</td></tr><tr><td>coverslips</td><td>Marienfeld</td><td>107032</td><td>18 x 18 mm, No. 1.5H</td></tr><tr><td>glycerol</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>49781</td><td>dilute to 50 % in water</td></tr><tr><td>adhesive tape</td><td>Tesa</td><td>57370-02</td><td>1.5 mm x 10 m</td></tr></tbody></table>

in vivo imaging of muscle-tendon morphogenesis in drosophila pupae

تمكين العضلات جنبا إلى جنب مع الأوتار وهيكل عظمى الحيوانات بما فيها البشر التحرك على أجزاء الجسم. هو يحافظ morphogenesis العضلات درجة عالية من الحيوانات إلى البشر. ولذلك، يمكن استخدام النظام النموذجي المورفولوجية قوية لدراسة مفاهيم التنمية وتر العضلات التي يمكن تطبيقها أيضا على البيولوجيا البشرية العضلات. هنا، نحن تصف بالتفصيل كيف يمكن بسهولة تصويرها morphogenesis النظام وتر العضلات الكبار في المعيشة، تطوير الخوادر المورفولوجية . ومن ثم، يسمح الأسلوب التحقيق البروتينات والخلايا والأنسجة في بيئتهم الفسيولوجية. بالإضافة إلى بروتوكول خطوة بخطوة مع نصائح مفيدة، نحن نقدم استعراضاً شاملا للمعلمة فلوريسسينتلي ماركر البروتينات التي مناسبة لدراسة النظام وتر العضلات. لتسليط الضوء على تطبيقات متعددة للبروتوكول، نعرض المثال أفلام تتراوح بين التصور الأحداث morphogenetic طويلة الأجل – التي تحدث في مقياس الوقت لساعات وأيام – لتصور عمليات الدينامية قصيرة الأجل مثل ارتعاش العضلات التي تقع في نطاق مرة ثانية. أخذت معا، هذا البروتوكول ينبغي أن تمكن القارئ على تصميم وإجراء تجارب العيش-التصوير للتحقيق morphogenesis وتر العضلات في الكائن الحي سليمة.

يمكن أن تكون مختلف الأنسجة المصورة في فيفو في تطوير الخوادر يطير، يجعلها نظام نموذج مثالي لدراسة morphogenesis الأجهزة الكبار. ومن بين هذه هي عضلات الطيران غير المباشر وظهاره الجناح، وعضلات البطن وظهاره الصدر بما في ذلك الخلايا وتر القلب22،،من2324،،من2526 , 27-وهنا، علينا أن نركز على تصوير مباشر من morphogenesis عضلة ووتر. للاطلاع على وصف تفصيلي للرحلات غير المباشرة العضلات والعضلات البطن morphogenesis وأساليب إضافية لدراسة البيولوجيا العضلات في المورفولوجية، نشير للقارئ إلى ويتكونات و Schnorrer 201422.
يعيش التصوير عضلات الطيران غير المباشر
وأعرب لدراسة التنمية الطويلة الأجل في عضلات الطيران غير المباشرة تتكون من العضلات دورسولونجيتودينال (دلمس) والعضلات دورسوفينترال (دفمس)، مويسين كروي معلم المجال أكتين-الربط مع التجارة والنقل (UAS--التجارة والنقل-التقييم) في جميع العضلات باستخدام عامل محسن ميوسيتي 2 (Mef2)--GAL4 برنامج التشغيل (الشكل 2 أ-د، فيلم S1). قبل التصوير، وفتح نافذة في قضية الخوادر أعلاه الصدر كما هو مبين في الشكل 1 واو. في مجهر اثنين-فوتون، اقتنى z-مكدسات كل 20 دقيقة ح 21 بدءاً إيتش وان وان ح بعد تشكيل بوباريوم (11 ح الاتحادية). في هذا الإطار الزمني، دلمس (الأخضر التراكبات في الشكل 2 ألف'-D') الشروع أولاً في مرفق بوتر الخلايا (الشكل 2A) وثم تقسيم حين تنضج المرفقات العضلات (الشكل 2). بعد ذلك، ميوتوبيس تقصير (الشكل 2) حتى تصل أخيرا إلى مرحلة ضغط الحد الأقصى في 30 ح APF (الشكل 2D). أخذت معا، هذا الفيلم يسلط الضوء على التغيرات الهائلة في مورفولوجيا العضلات التي تحدث على مقياس الوقت لساعات.
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57312/57312fig2.jpg"> رقم 2: يعيش تصوير للرحلات غير المباشرة morphogenesis عضلة ووتر. (أ-د) الوقت النقاط من فيلم اثنين-فوتون (فيلم S1) باستخدام Mef2-GAL4، UAS-التجارة والنقل--التقييم كعلامة أكتين في عضلات الطيران غير المباشرة تتكون من العضلات دورسولونجيتودينال (دلمس، أبرزت باللون الأخضر في أ '-د') و (العضلات دورسوفينترال دفمس، وأبرزت باللون الأزرق في ألف '-د'). هي أشرطة مقياس 100 ميكرومتر. (ه-ح) النقاط الزمنية من فيلم اثنين-فوتون (فيلم S2) باستخدام Duf-GAL4، UAS-CD8-بروتينات فلورية خضراء كعلامة لعضلات الطيران غير المباشر وظهاره الصدر بما في ذلك الخلايا وتر. ألواح ه '--ح' إظهار تراكب مع نموذج النظام وتر العضلات في كل نقطة من الزمن، تسليط الضوء على امتدادات طويلة الخلوية التي شكلتها ظهارة وتر (أرجواني) على اتصال بالعضلات (أخضر). أشرطة مقياس من 100 ميكرومتر (يقدر حجم هياكل المصورة). (أنا-L) الوقت النقاط من غزل، اللونين [كنفوكل] فيلم قرص (فيلم S3) مع التركيز على استهلال مرفق وتر العضلات. تتم تسمية الخلايا وتر مع ريال-GAL4، UAS-النخيل-مشري (أرجواني) ودورسولونجيتودينال غير المباشرة طيران العضلات مع Mhc-تاو-التجارة والنقل (أخضر). أشرطة مقياس من 10 ميكرون. الوقت يرد ك hh: mm بعد تشكيل بوباريوم (الاتحادية). علما بأن ليس كل الأفلام تم الحصول عليها في مرحلة التحكم في درجة الحرارة، لذلك، قد تختلف توقيت التنموية. <a href="//cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/57312/57312fig2large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم-</a>
لدراسة morphogenesis الأربطة والعضلات وفي الوقت نفسه، أعرب زمنياً غشاء بروتينات فلورية خضراء (UAS-CD8-التجارة والنقل) باستخدام دومبفونديد (Duf)-GAL4 كسائق، التي يعبر عنها كل من خلايا الأربطة والعضلات الرحلات غير المباشرة (الشكل 2E -ح، فيلم S2). ض-كومة اتخذت في مجهر اثنين-فوتون كل 20 دقيقة ابتداء من الساعة 16 ح الإدارة العامة الاتحادية ح 20. في حين ضغط ميوتوبيس (تراكب الخضراء في الشكل 2E'-ح')، الوتر الخلايا نموذج ملحقات الخلوية منذ وقت طويل أن تمديد مع الوقت (تراكب الأرجواني في الشكل 2E'-ح'). أخذت معا، هذا الفيلم يسلط الضوء على التفاعل الوثيق بين وتر والعضلات الخلايا في الجسم الحي.
للتحقيق في عضلة وتر التفاعل بمزيد من التفصيل، أنجز التصوير باللونين، عالية التكبير. الخوادر مع سلسلة ثقيلة الميوسين (Mhc)-تاو-التجارة والنقل في دلمس و UAS-بالميتويلاتيد-مشري (UAS-النخيل-مشري) يقودها الشريطية (sr)-GAL4 في الأوتار تم تصويرها كل 5 دقائق ابتداء من الساعة h 12 الإدارة العامة الاتحادية ح 4.5 على قرص غزل مجهر [كنفوكل] (الشكل 2 طاء-L، فيلم S3). في h 12 الإدارة العامة الاتحادية، ترحيل myotubes نحو تلك الخلايا الهدف وتر مع تشكيل فيلوبوديا طويلة في هذه النصائح (الشكل 2 طاء). وفي وقت لاحق، عضلة ووتر الأنسجة إينتيرديجيتاتي (الرقم 2J، ك) شكل ملحق مستقرة. نضوج المرفق، أقل فيلوبوديا شكل وواجهة وتر عضلة سموثينس (الشكل 2 لتر). وهكذا، يمكن استخدام التصوير باللونين، عالية التكبير للكشف عن ديناميات الخلوية بالتفصيل في الحي.
يعيش التصوير لعضلات البطن
لتصوير حية في عضلات البطن (الشكل 3، فيلم S4)، Mef2-GAL4> UAS-CD8-استخدمت بروتينات فلورية خضراء كعلامة وتم فتح نافذة أعلى البطن في حالة الخوادر ك المبين في الشكل 1. مماثلة للفيلم العضلات الرحلات غير المباشرة ممثلة في الشكل 2 أ-د، تشكيل ونمو عضلات البطن يمكن اتباعها على مدى ساعات عديدة من التنمية (ح 55 في فيلم S4). وخلال هذا الوقت، الصمامات ميوبلاستس بشكل متزايد myotubes (الشكل 3A). نصائح ميوتوبي تهاجر إلى أهدافها بوتر، وبعد إرفاق إلى الخلايا وتر، يتم تشكيل وحدات تقلص العضلات، ساركوميريس، (الشكل 3B-د).
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57312/57312fig3.jpg"> الشكل 3: يعيش تصوير للعضلات البطن morphogenesis. (أ-د) الوقت النقاط من فيلم (فيلم S4) باستخدام Mef2-GAL4، UAS-CD8-بروتينات فلورية خضراء كعلامة على اتباع morphogenesis عضلة البطن. ألواح A '-ه' إظهار تراكبات مع نماذج مجموعة العضلات البطن (الأخضر) التي تشكل حيثياته خلال مرحلة الخوادر. أشرطة مقياس من 100 ميكرومتر. الوقت يرد وصفها hh: الإدارة العامة الاتحادية. حصل الفيلم في درجة حرارة الغرفة. <a href="//cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/57312/57312fig3large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم-</a>
يعيش التصوير من ارتعاش العضلات
على النقيض من الشكل 2 و الشكل 3، يبين الشكل 4 الديناميات العضلات التي تقع في نطاق مرة ثانية: تسجيل مباشر من تقلصات العضلات. الخوادر للإعراب عن βPS-إنتغرين-بروتينات فلورية خضراء تحت الرقابة الذاتية تم تصويرها بدقة وقت 0.65 s في طائرة z واحدة في مجهر [كنفوكل] (S5 الفيلم). في المثال المعروض في الشكل 4، تم تصويرها مواقع ثلاثة دفمس (الشكل 4 أ) المرفق لمدة 10 دقيقة ابتداء من الساعة 42 ح الإدارة العامة الاتحادية. وخلال هذا الوقت، لوحظت أحداث نشل الخمسة (الشكل 4 باء-F)، تبين أن ساركوميريس الفعل تجميع جيدا بما يكفي لدعم المنسقة تقلصات في هذه النقطة الزمنية في التنمية. ومن ثم، يمكن استخدام التصوير من ارتعاش العضلات كقراءة وظيفية ساركوميروجينيسيس الفعل أثناء الرحلة غير المباشرة العضلات التنمية28، بدلاً من اختبارات الطيران على سبيل المثال، التي يمكن أن يؤديها إلا بعد اكلوسيون.
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57312/57312fig4.jpg"> الشكل 4: يعيش التصوير من ارتعاش العضلات. (أ) أول مرة-نقطة من فيلم (فيلم S5) عرض رفة العضلات دورسوفينترال الرحلات غير المباشرة في استخدام APF ح 42 βPS-إنتغرين-بروتينات فلورية خضراء كعلامة. في مجال الرؤية العضلات مواقع المرفق 2 ثانيا طبيب بيطري, طبيب بيطري الثالث 1 و 2 ثالثا طبيب بيطري. (إف ب) لون تراكبات من خمسة أحداث نشل الفردية، كل عرض الإطار قبل نشل (أرجواني) والإطار الأول من الحدث نشل (أخضر). ملاحظة أن نشل ألياف العضلات الفردية بشكل مستقل عن بعضها البعض. سهام إبراز الاقتراح الوخز. حل وقت الفيلم 0.65 أشرطة مقياس س. هي 25 ميكرومتر. <a href="//cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/57312/57312fig4large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم-</a>
يعيش التصوير من البروتينات اندوجينوسلي المعلمة
مماثلة إلى βPS-إنتغرين-التجارة والنقل، ومجموعة كبيرة من البروتينات الانصهار المعرب عنها في المورفولوجية تحت الرقابة الذاتية قد ولدت2،،من34. يمكن استخدام هذه الخطوط الطيران للدراسة على سبيل المثال التعريب سوبسيلولار أو ملامح تعبير البروتينات ذات الاهتمام. جمع مفيد بشكل خاص إذا كانت الأجسام المضادة المحددة غير متوفرة أو ديناميات البروتين بحاجة إلى أن يكون التحقيق في فيفو دون التثبيت. يبين الشكل 5 ثلاثة أمثلة للبروتينات الانصهار أعرب اندوجينوسلي من المكتبة يطير ترانسجينيومي (فترج)، وهو جين تاو لي تاي شاو (Hts)-التجارة والنقل (الشكل 5 ألف، باء)، تالين-التجارة والنقل (الشكل 5، د) و βTubulin60D--التجارة والنقل ( الشكل 5E، و). التعبير عن هذه البروتينات يمكن دراستها في جميع الأنسجة بالتعبير عنها بطبيعة الحال. هنا، نعرض ظهارة الصدر (الشكل 5 أ، ج، ه) وعضلات الطيران غير المباشر أو مواقعهم مرفق (الشكل 5، د، و) كأمثلة.
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57312/57312fig5.jpg"> الرقم 5: تصوير مباشر من اندوجينوسلي معلم البروتينات. (أ، ب) الحد الأقصى من الإسقاطات z-مكدسات المتخذة الخوادر للإعراب عن Hts-التجارة والنقل. (ج، د) الحد الأقصى من الإسقاطات z-مكدسات المتخذة الخوادر للإعراب عن تالين-التجارة والنقل. (ه، و) الحد الأقصى من الإسقاطات z-مكدسات المتخذة الخوادر للإعراب عن βTubulin60D-التجارة والنقل. لوحات ألف وجيم وهاء إظهار ظهارة الصدر في ح 18 و 24 و 18 الاتحادية، على التوالي، وألواح ب د وو إظهار عضلات الطيران غير المباشر أو مواقعهم مرفق في 30 ح الإدارة العامة الاتحادية. أشرطة مقياس هي 25 ميكرومتر. <a href="//cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/57312/57312fig5large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم-</a>

Watch this Scientific Journal Video about In Vivo Imaging of Muscle-tendon Morphogenesis in Drosophila Pupae at JoVE.com

In Vivo Imaging of Muscle-tendon Morphogenesis in Drosophila Pupae

هنا، نحن نقدم وسيلة سهلة الاستخدام، وتنوعاً لإجراء التصوير مباشر للعمليات الإنمائية في morphogenesis العامة ووتر العضلات خاصة في المعيشة الخوادر المورفولوجية .

في فيفو تصوير Morphogenesis وتر العضلات في المورفولوجية الخوادر

Muscles together with tendons and the skeleton enable animals including humans to move their body parts. Muscle morphogenesis is highly conserved from ...

in-vivo-imaging-of-muscle-tendon-morphogenesis-in-drosophila-pupae

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

In Vivo Imaging of Muscle-tendon Morphogenesis in Drosophila Pupae

11.3K Views.  Max Planck Institute of Biochemistry. هنا، نحن نقدم وسيلة سهلة الاستخدام، وتنوعاً لإجراء التصوير مباشر للعمليات الإنمائية في morphogenesis العامة ووتر العضلات خاصة في المعيشة الخوادر المورفولوجية .

Video: In Vivo Imaging of Muscle-tendon Morphogenesis in Drosophila Pupae

Live-imaging of the Drosophila Pupal Eye

Inherent processes of Drosophila pupal development can shift and distort the eye epithelium in ways that make individual cell behavior difficult to track during live cell imaging. These processes include: retinal rotation, cell growth and organismal movement. Additionally, irregularities in the topology of the epithelium, including subtle bumps and folds often introduced as the pupa is prepared for imaging, make it challenging to acquire in-focus images of more than a few ommatidia in a single focal plane. The workflow outlined here remedies these issues, allowing easy analysis of cellular processes during Drosophila pupal eye development. Appropriately-staged pupae are arranged in an imaging rig that can be easily assembled in most laboratories. Ubiquitin-DE-Cadherin:GFP and GMR-GAL4&#8211;driven UAS-&#945;-catenin:GFP are used to visualize cell boundaries in the eye epithelium 1-3. After deconvolution is applied to fluorescent images captured at multiple focal planes, maximum projection images are generated for each time point and enhanced using image editing software. Alignment algorithms are used to quickly stabilize superfluous motion, making individual cell behavior easier to track.

Live-imaging of the Drosophila Pupal Eye

This protocol presents an efficient method for imaging the live Drosophila pupal eye neuroepithelium. This method compensates for tissue movement and uneven topology, enhances visualization of cell boundaries through the use of multiple GFP-tagged junction proteins, and uses an easily-assembled imaging rig.

يعيش التصوير لل<em&gt; ذبابة الفاكهة</em&gt; العذراء العين

Inherent processes of Drosophila pupal development can shift and distort the eye epithelium in ways that make individual cell behavior difficult to track ...

Long-term Live Imaging of Drosophila Eye Disc

Live imaging provides the ability to continuously track dynamic cellular and developmental processes in real time. Drosophila larval imaginal discs have been used to study many biological processes, such as cell proliferation, differentiation, growth, migration, apoptosis, competition, cell-cell signaling, and compartmental boundary formation. However, methods for the long-term ex vivo culture and live imaging of the imaginal discs have not been satisfactory, despite many efforts. Recently, we developed a method for the long-term ex vivo culture and live imaging of imaginal discs for up to 18 h. In addition to using a high insulin concentration in the culture medium, a low-melting agarose was also used to embed the disc to prevent it from drifting during the imaging period. This report uses the eye-antennal discs as an example. Photoreceptor R3/4-specific m&#948;0.5-Ga4 expression was followed to demonstrate that photoreceptor differentiation and ommatidial rotation can be observed during a 10 h live imaging period. This is a detailed protocol describing this simple method.

Long-term Live Imaging of Drosophila Eye Disc

This protocol describes a detailed method for the long-term ex vivo culture and live imaging of a Drosophila imaginal disc. It demonstrates photoreceptor differentiation and ommatidial rotation within the 10 h period of live imaging of the eye disc. The protocol is simple and does not require expensive setup.

طويلة الأجل تصوير لايف<em&gt; ذبابة الفاكهة</em&gt; القرص العين

Live imaging provides the ability to continuously track dynamic cellular and developmental processes in real time. Drosophila larval imaginal discs have ...

Dissection of Drosophila melanogaster Flight Muscles for Omics Approaches

Drosophila flight muscle is a powerful model to study diverse processes such as transcriptional regulation, alternative splicing, metabolism, and mechanobiology, which all influence muscle development and myofibrillogenesis. Omics data, such as those generated by mass spectrometry or deep sequencing, can provide important mechanistic insights into these biological processes. For such approaches, it is beneficial to analyze tissue-specific samples to increase both selectivity and specificity of the omics fingerprints. Here we present a protocol for dissection of fluorescent-labeled flight muscle from live pupae to generate highly enriched muscle samples for omics applications. We first describe how to dissect flight muscles at early pupal stages (&#60;48 h after puparium formation [APF]), when the muscles are discernable by green fluorescent protein (GFP) labeling. We then describe how to dissect muscles from late pupae (&#62;48 h APF) or adults, when muscles are distinguishable under a dissecting microscope. The accompanying video protocol will make these technically demanding dissections more widely accessible to the muscle and Drosophila research communities. For RNA applications, we assay the quantity and quality of RNA that can be isolated at different time points and with different approaches. We further show that Bruno1 (Bru1) is necessary for a temporal shift in myosin heavy chain (Mhc) splicing, demonstrating that dissected muscles can be used for mRNA-Seq, mass spectrometry, and reverse transcription polymerase chain reaction (RT-PCR) applications. This dissection protocol will help promote tissue-specific omics analyses and can be generally applied to study multiple biological aspects of myogenesis.

Dissection of Drosophila melanogaster Flight Muscles for Omics Approaches

Drosophila flight muscle is a powerful model to study transcriptional regulation, alternative splicing, metabolism, and mechanobiology. We present a protocol for dissection of fluorescent-labeled flight muscle from live pupae to generate highly enriched samples ideal for proteomics and deep-sequencing. These samples can offer important mechanistic insights into diverse aspects of muscle development.

تشريح العضلات الطائرة الصباغية لنهج الomics

Drosophila flight muscle is a powerful model to study diverse processes such as transcriptional regulation, alternative splicing, metabolism, and ...

Genetics

Mesoscopic Fluorescence Tomography for In-vivo Imaging of Developing Drosophila

Visualizing developing organ formation as well as progession and treatment of disease often heavily relies on the ability to optically interrogate molecular and functional changes in intact living organisms. Most existing optical imaging methods are inadequate for imaging at dimensions that lie between the penetration limits of modern optical microscopy (0.5-1mm) and the diffusion-imposed limits of optical macroscopy (&gt;1cm) [1]. Thus, many important model organisms, e.g. insects, animal embryos or small animal extremities, remain inaccessible for in-vivo optical imaging. 
Although there is increasing interest towards the development of nanometer-resolution optical imaging methods, there have not been many successful efforts in improving the imaging penetration depth. The ability to perform in-vivo imaging beyond microscopy limits is in fact met with the difficulties associated with photon scattering present in tissues. Recent efforts to image entire embryos for example [2,3] require special chemical treatment of the specimen, to clear them from scattering, a procedure that makes them suitable only for post-mortem imaging. These methods however evidence the need for imaging larger specimens than the ones usually allowed by two-photon or confocal microscopy, especially in developmental biology and in drug discovery.
We have developed a new optical imaging technique named Mesoscopic Fluorescence Tomography [4], which appropriate for non-invasive in-vivo imaging at dimensions of 1mm-5mm. The method exchanges resolution for penetration depth, but offers unprecedented tomographic imaging performance and it has been developed to add time as a new dimension in developmental biology observations (and possibly other areas of biological research) by imparting the ability to image the evolution of fluorescence-tagged responses over time. As such it can accelerate studies of morphological or functional dependencies on gene mutations or external stimuli, and can importantly, capture the complete picture of development or tissue function by allowing longitudinal time-lapse visualization of the same, developing organism.
The technique utilizes a modified laboratory microscope and multi-projection illumination to collect data at 360-degree projections. It applies the Fermi simplification to Fokker-Plank solution of the photon transport equation, combined with geometrical optics principles in order to build a realistic inversion scheme suitable for mesoscopic range. This allows in-vivo whole-body visualization of non-transparent three-dimensional structures in samples up to several millimeters in size.
We have demonstrated the in-vivo performance of the technique by imaging three-dimensional structures of developing Drosophila tissues in-vivo and by following the morphogenesis of the wings in the opaque Drosophila pupae in real time over six consecutive hours.

Mesoscopic Fluorescence Tomography for In-vivo Imaging of Developing Drosophila

Mesoscopic fluorescence tomography operates beyond the penetration limits of tissue-sectioning fluorescence microscopy. The technique is based on multi-projection illumination and a photon transport description. We demonstrate in-vivo whole-body 3D visualization of the morphogenesis of GFP-expressing wing imaginal discs in Drosophila melanogaster.

جرحشاعثزرحشرتاد الإسفار عن التصوير المقطعي في الجسم الحي. تصوير النامية ذبابة الفاكهة</em

Visualizing  developing organ formation as well as progession and treatment of disease often  heavily relies on the ability to optically interrogate ...

Biology

Live Imaging and Analysis of Muscle Contractions in Drosophila Embryo

Coordinated muscle contractions are a form of rhythmic behavior seen early during development in Drosophila embryos. Neuronal sensory feedback circuits are required to control this behavior. Failure to produce the rhythmic pattern of contractions can be indicative of neurological abnormalities. We previously found that defects in protein O-mannosylation, a posttranslational protein modification, affect the axon morphology of sensory neurons and result in abnormal coordinated muscle contractions in embryos. Here, we present a relatively simple method for recording and analyzing the pattern of peristaltic muscle contractions by live imaging of late stage embryos up to the point of hatching, which we used to characterize the muscle contraction phenotype of protein O-mannosyltransferase mutants. Data obtained from these recordings can be used to analyze muscle contraction waves, including frequency, direction of propagation and relative amplitude of muscle contractions at different body segments. We have also examined body posture and taken advantage of a fluorescent marker expressed specifically in muscles to accurately determine the position of the embryo midline. A similar approach can also be utilized to study various other behaviors during development, such as embryo rolling and hatching.

Live Imaging and Analysis of Muscle Contractions in Drosophila Embryo

Here, we present a method to record embryonic muscle contractions in Drosophila embryos in a non-invasive and detail-oriented manner.

التصوير الحي وتحليل تقلصات العضلات في جنين دروسوفيلا

Coordinated muscle contractions are a form of rhythmic behavior seen early during development in Drosophila embryos. Neuronal sensory feedback circuits ...

Imaging and Analysis of Tissue Orientation and Growth Dynamics in the Developing Drosophila Epithelia During Pupal Stages

Within multicellular organisms, mature tissues and organs display high degrees of order in the spatial arrangements of their constituent cells. A remarkable example is given by sensory epithelia, where cells of the same or distinct identities are brought together via cell-cell adhesion showing highly organized planar patterns. Cells align to one another in the same direction and display equivalent polarity over large distances. This organization of the mature epithelia is established over the course of morphogenesis. To understand how the planar arrangement of the mature epithelia is achieved, it is crucial to track cell orientation and growth dynamics with high spatiotemporal fidelity during development in vivo. Robust analytical tools are also essential to identify and characterize local-to-global transitions. The Drosophila pupa is an ideal system to evaluate oriented cell shape changes underlying epithelial morphogenesis. The pupal developing epithelium constitutes the external surface of the immobile body, allowing long-term imaging of intact animals. The protocol described here is designed to image and analyze cell behaviors at both global and local levels in the pupal abdominal epidermis as it grows. The methodology described can be easily adapted to the imaging of cell behaviors at other developmental stages, tissues, subcellular structures, or model organisms.

Imaging and Analysis of Tissue Orientation and Growth Dynamics in the Developing Drosophila Epithelia During Pupal Stages

This protocol is designed for the imaging and analysis of the dynamics of cell orientation and tissue growth in the Drosophila abdominal epithelia as the fruit fly undergoes metamorphosis. The methodology described here can be applied to the study of different developmental stages, tissues, and subcellular structures in Drosophila or other model organisms.

التصوير والتحليل لاتجاهات الأنسجة وديناميات النمو في الظهارة الهوائية النامية Drosophila خلال مراحل البوبال

Within multicellular organisms, mature tissues and organs display high degrees of order in the spatial arrangements of their constituent cells. A ...

In vivo Imaging of Intact Drosophila Larvae at Sub-cellular Resolution

Recent improvements in optical imaging, genetically encoded fluorophores and genetic tools allowing efficient establishment of desired transgenic animal lines have enabled biological processes to be studied in the context of a living, and in some instances even behaving, organism. In this protocol we will describe how to anesthetize intact Drosophila larvae, using the volatile anesthetic desflurane, to follow the development and plasticity of synaptic populations at sub-cellular resolution1-3. While other useful methods to anesthetize Drosophila melanogaster larvae have been previously described4,5,6,7,8, the protocol presented herein demonstrates significant improvements due to the following combined key features: (1) A very high degree of anesthetization; even the heart beat is arrested allowing for lateral resolution of up to 150 nm1, (2) a high survival rate of &gt; 90% per anesthetization cycle, permitting the recording of more than five time-points over a period of hours to days2 and (3) a high sensitivity enabling us in 2 instances to study the dynamics of proteins expressed at physiological levels. In detail, we were able to visualize the postsynaptic glutamate receptor subunit GluR-IIA expressed via the endogenous promoter1 in stable transgenic lines and the exon trap line FasII-GFP1. (4) In contrast to other methods4,7 the larvae can be imaged not only alive, but also intact (i.e. non-dissected) allowing observation to occur over a number of days1. The accompanying video details the function of individual parts of the in vivo imaging chamber2,3, the correct mounting of the larvae, the anesthetization procedure, how to re-identify specific positions within a larva and the safe removal of the larvae from the imaging chamber.

In vivo Imaging of Intact Drosophila Larvae at Sub-cellular Resolution

This protocol describes a reliable method for anesthetization and imaging of intact Drosophila melanogaster larvae. We have utilized the volatile anesthetic desflurane to allow for repetitive imaging at sub-cellular resolution and re-identification of structures for up to a few days1.

في التصوير من يرقات ذبابة الفاكهة فيفو سليمة الفرعية الخلوية في القرار

Recent improvements in optical imaging, genetically encoded fluorophores and genetic tools allowing efficient establishment of desired transgenic animal ...

<meta charset="utf8"></head><body>تصوير حي ممتد لذبابة الفاكهة مورفوتكوين الساق العذراء بدون الحفرة

Long-Term Live Imaging of Drosophila Pupal Leg Development After Puparium Removal

Over the past decades, significant progress has been made in understanding the mechanisms of cell fate determination. However, the process by which fate-determined cells form three-dimensional organismal shapes remains unclear. Recent advances in confocal microscopy have facilitated efforts to observe cell dynamics during development through live imaging. The Drosophila melanogaster pupa is ideal for live imaging due to its immobility, transparent pupal cuticle, and the availability of fluorescent reporter lines. A primary challenge for imaging is the puparium, the cuticle surrounding the pupa, which obstructs optical imaging. While previous methods involved either partial or complete removal of the puparium, maintaining pupal viability for extended periods after this procedure has remained challenging. Here, a simple method is presented for days-long live imaging of the Drosophila leg during the pupal stage, involving complete puparium removal. The method includes removing the puparium from a pupa adhered to double-sided tape, followed by assembling a small chamber on a glass-bottom dish to enclose the pupa and a drop of water. This setup is straightforward, reliable, and supports extended pupal survival by preventing desiccation. Long-term live imaging of the Drosophila pupa has significantly contributed to capturing how the adult leg undergoes dramatic three-dimensional structural changes over 2-3 days. These changes include the transient formation of an intriguing structure (the Parthenon-like structure) by epithelial cells, rapid tissue narrowing, joint formation, and bristle elongation. This method is applicable to the observation of various tissues and can potentially be combined with other techniques, such as optical gene induction, to advance the understanding of cell dynamics during the final shape formation of tissues in the pupal stage.

<meta charset="utf8"></head><body>أضواء الكاتب: الكشف عن الهياكل الظهارية الديناميكية أثناء تطور ذبابة الفاكهة

Here, a protocol is presented for long-term live imaging of the Drosophila leg during the pupal stage, involving complete removal of the puparium. This protocol can also be applied to other tissues.

تصوير حي طويل الأمد لتطور الساق ذبابة الفاكهة بعد إزالة الحفرة

Over the past decades, significant progress has been made in understanding the mechanisms of cell fate determination. However, the process by which ...

في فيفو تصوير Morphogenesis وتر العضلات في المورفولوجية الخوادر

Summary

Explore More Videos

يعيش التصوير لل

طويلة الأجل تصوير لايف

تشريح العضلات الطائرة الصباغية لنهج الomics

جرحشاعثزرحشرتاد الإسفار عن التصوير المقطعي في الجسم الحي. تصوير النامية ذبابة الفاكهة

التصوير الحي وتحليل تقلصات العضلات في جنين دروسوفيلا

التصوير والتحليل لاتجاهات الأنسجة وديناميات النمو في الظهارة الهوائية النامية Drosophila خلال مراحل البوبال

في التصوير من يرقات ذبابة الفاكهة فيفو سليمة الفرعية الخلوية في القرار

تصوير حي طويل الأمد لتطور الساق ذبابة الفاكهة بعد إزالة الحفرة

تصوير حي طويل الأمد لتطور الساق ذبابة الفاكهة بعد إزالة الحفرة

تصوير حي طويل الأمد لتطور الساق ذبابة الفاكهة بعد إزالة الحفرة