We thank members of the Mariani lab for critical reading of the manuscript. Our funding sources were: the Baxter Medical Scholar Research Fellowship (to M.K.S.), USC undergraduate fellowships and the Provost, Dean Joan M. Schaeffer, and Rose Hills Fellowships, (to M.K.S.). We also acknowledge a CIRM BRIDGES fellowship through Pasadena City College (to T.T.T). and the James H. Zumberge Research and Innovation Fund, the USC Regenerative Medicine Initiative, and the NIAMS NIH under Award Number R21AR064462 (to F.V.M).

ملاحظة: جميع الإجراءات وفقا لبروتوكول الحيوان وافقت عليها اللجنة المؤسسية رعاية الحيوان واستخدام (IACUC) في جامعة جنوب كاليفورنيا. 1. إعداد لجراحة <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع الأدوات والمعدات الجراحية اللازمة (تعقيم، البنود 1 - 18 في قائمة المواد) وترتيب مجهر تشريح والألياف البصرية العابرة للإضاءة في غطاء محرك السيارة أو على طاولة اسفل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضع الماوس ناضجة جنسيا (20 - 30 غرام، 1 - العمر 3 أشهر) في غرفة الاستقراء مع 4٪ الأيزوفلورين للحث على التخدير. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تأكيد التخدير مع مخلب و / أو اختبار قرصة الذيل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تطبيق مرهم للعيون الماوس، لتجنب جفاف العين أثناء الجراحة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحريك الماوس إلى مرحلة المجهر. ضع الماوس في مخروط الأنف للخرطوم الصيانة ووضع أفقيا. توفير الحقيبة الاحترار المجاورة للحيوان للمساعدة في الحفاظ على درجة حرارة الجسم. NOTE: موقف الماوس يعتمد على تفضيل شخصي و / أو الطغيان الجراح، جنبا إما إلى اليسار أو اليمين على ما يرام. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضبط الأيزوفلورين 2 - 3٪ للصيانة، ومشاهدة معدل التنفس. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حقن البوبرينورفين (0.05 ملغ / كلغ) تحت الجلد (الجناح الجانبية للساق) لآلام ما بعد الجراحة مع إبرة 25 G. المحطة قد نشل وهو استجابة طبيعية. </li></ol> 2. شق افتتاح <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> كشف الضلع المطلوب عن طريق الجس، وتطهير المنطقة من الشعر مع ماكينة حلاقة. ملاحظة: الأضلاع 8-10 ينصح منذ الأضلاع 1-7 هي أقرب إلى الرئتين و11-13 أقصر بكثير. يجب عد الأضلاع تبدأ مع الضلع الأكثر منقاري كرقم 1. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> اعداد منطقة بالتناوب مع بوفيدون اليود والأيزوبروبانول (70٪) ينظف (وغالبا ما أوصى 3X بواسطة بروتوكولات استخدام الحيواني). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قطع 2 سم شق طريق الجلد، مباشرة فوق وبالتوازي مع الضلع المطلوب مع مقص المجهرية المتوسطة الحجم. Incisه من خلال العضلات والدهون طبقات الأساسية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع كافة طبقات 3 (الجلد والعضلات، والدهون) إلى ضام لفضح منطقة الجراحية، مع التقليل من حجم الجرح. </li></ol> 3. استئصال الأضلاع <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قطع طريق العضلات الوربية التي تغمر القسم المطلوب من ضلع مع 5.0 ملم مشرط. موقف هذا الشق حوالي 5 ملم الأقرب إلى مفصل غضروفي ضلعي لأن هذا هو المكان الضلع ليس كما المنحني للغاية. فصل بعناية عضلة من عظم مع ملقط غيض غرامة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لإنشاء استئصال مع الاحتفاظ السمحاق في الحيوان، وقطع طريق السمحاق، على طول الضلع مع 5.0 ملم مشرط. فصل بعناية السمحاق من العظام الكامنة أفقيا مع ملقط غيض غرامة. المضي قدما بحذر، والسمحاق حساسة جدا ولها اتساق هلامي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> التالي جعل المقطع العرضي من خلال العظام في نهاية واحدة مع غرامة مقص الدقيقة. إذا لزم الأمر، وقياس استئصال معشبكاني في المجهر أو مقياس الحاكم النوع. ثم رفع بعناية عظم من السمحاق وقطع الطرف الآخر. ملاحظة: المضي قدما بحذر. هذه هي الخطوة الأكثر حساسية، وسحب ما يصل دون استئصال الضلع أدناه سوف تمزق الغشاء الجنبي، ويؤدي إلى استرواح الصدر. إذا تمزق الغشاء الجنبي هذا سوف يكون واضحا بسهولة كما من الداخل التجويف الصدري سوف تصبح مرئية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إذا كان النزيف يحدث نتيجة لقطع العظام، وممارسة الضغط على نهاية قطع مع مسحة القطن ذات الرؤوس ل4-5 ثانية لوقف النزيف. ملاحظة: بمناسبة النادرة التي نزيف مستمر، قد يكون من الضروري لوقف والموت ببطء الحيوان فقدان الدم كبيرة كما سيؤثر على الانتعاش (دون استبدال السوائل، الحد الأقصى لحجم الدم والتي يمكن أن يكون بأمان فقدت 10٪ من حجم الدم الكلي أو 7.7 - 8 ميكرولتر / ز ل25 ز الماوس، وهذا ما يعادل نحو 180-200 ميكرولتر 9). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع على الفور الضلع إزالتها فيPFA 4٪ لتحليل المستقبل. ملاحظة: إذا كان استئصال كل من العظام والسمحاق هو أن تنفذ، بحذف شق السمحاق والانفصال (الخطوة 3.2). منذ يتم إرفاق السمحاق بإحكام جدا لغشاء الجنبي المضي قدما بحذر، إغاظة الضلع بعيدا عن الغشاء الجنبي مع ملقط لتجنب تمزق. </li></ol> 4. إغلاق شق <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> خياطة العضلات الوربية على أعلى المتبقية كم السمحاق مع الغرز 9-0 (2 الغرز عادة ما تكون كافية). وضع الغرز مباشرة فوق قطع ينتهي من ضلع، ليكون بمثابة مؤشرات لموقع الجراحة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة ضام. خياطة العضلات المغطي والدهون مع 9-0 الغرز (3-4 الغرز عادة ما تكون كافية). في الفئران مع طبقات سميكة بشكل خاص من العضلات و / أو الدهون، خياطة كل طبقة على حدة (على سبيل المثال، 1 طبقة من الغرز لطبقة العضلات و1 طبقة من الغرز للطبقة الدهنية). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إغلاقالجلد مع الغرز 7-0 (4-5 الغرز عادة ما تكون كافية). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تأمين شق مع خياطة الغراء، ومعسر حواف جنبا إلى جنب مع ملقط كبيرة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> فطم ببطء الماوس قبالة الأيزوفلورين عن طريق تعديل أول من 1٪ لبضع دقائق ثم إيقاف. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضع الماوس تحت مصباح الحرارة ويترك حتى يتم استعاد وعيه، 5 - 10 دقيقة. بعد استعاد وعيه وطوال فترة الشفاء، ينبغي أن الماوس تتحرك وambulate عادة وتظهر أي علامات على الضيق. </li></ol> 5. الإنعاش وتحليل <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> توفير إدارة الألم بعد العمليات الجراحية بما في ذلك إدارة البوبرينورفين في شكل الجيلاتين عن طريق الفم عند 0.5 ملغ / كغ كل 12 ساعة لمدة 48 ساعة. لا يتطلب تناوله عن طريق الفم تقييد الحيوان والتي قد تسبب الألم إلى منطقة الصدر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الحفاظ على الماوس في قفص مع حرية الوصول إلى الطعام والماء خلال فترة الشفاء. بعد شق الجاف، إناث الحيوانات يمكن أن يشترك تسكينهم في حين ذكرالصورة يجب أن تبقى معزولة لمنع القتال. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد فترة الشفاء، اتبع الإجراء الموافقة على القتل الرحيم. إزالة القفص الصدري لتثبيت والتحليل. </li></ol>

<ol>
	<li>Philip, S. J., Kumar, R. J., Menon, K. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Morphological+study+of+rib+regeneration+following+costectomy+in+adolescent+idiopathic+scoliosis.">Morphological study of rib regeneration following costectomy in adolescent idiopathic scoliosis.</a> Eur Spine J. 14 (8), 772-776 (2005).</li><li>Munro, I. R., Guyuron, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Split-rib+cranioplasty.">Split-rib cranioplasty.</a> Ann Plast Surg. 7 (5), 341-346 (1981).</li><li>Taggard, D. A., Menezes, A. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Successful+use+of+rib+grafts+for+cranioplasty+in+children.+Pediatric+neurosurgery.">Successful use of rib grafts for cranioplasty in children. Pediatric neurosurgery.</a> 34 (3), 149-155 (2001).</li><li>Head, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Prevention+of+Regeneration+fo+the+Ribs:+A+problem+in+thoracic+surgery.">Prevention of Regeneration fo the Ribs: A problem in thoracic surgery.</a> Archives of Surgery. 14 (6), 1215-1221 (1927).</li><li>Kawanabe, Y., Nagata, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+method+of+costal+cartilage+harvest+for+total+auricular+reconstruction:+part+I.+Avoidance+and+prevention+of+intraoperative+and+postoperative+complications+and+problems.">A new method of costal cartilage harvest for total auricular reconstruction: part I. Avoidance and prevention of intraoperative and postoperative complications and problems.</a> Plastic and reconstructive surgery. 117 (6), 2011-2018 (2006).</li><li>Cheung, K. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+externally+fixed+femoral+fracture+model+for+mice.">An externally fixed femoral fracture model for mice.</a> Journal of orthopaedic research : official publication of the Orthopaedic Research Society. 21 (4), 685-690 (2003).</li><li>Matthys, R., Perren, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Internal+fixator+for+use+in+the+mouse.">Internal fixator for use in the mouse.</a> Injury. 40, S103-S109 (2009).</li><li>Cooper, G. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Testing+the+critical+size+in+calvarial+bone+defects:+revisiting+the+concept+of+a+critical-size+defect.">Testing the critical size in calvarial bone defects: revisiting the concept of a critical-size defect.</a> Plastic and reconstructive surgery. 125 (6), 1685-1692 (2010).</li><li>. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ask+the+Vet.">Ask the Vet.</a> JAX NOTES. 499, (2005).</li><li>Flecknell, P. A., Roughan, J. V., Stewart, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Use+of+oral+buprenorphine+('buprenorphine+jello')+for+postoperative+analgesia+in+rats--a+clinical+trial.">Use of oral buprenorphine ('buprenorphine jello') for postoperative analgesia in rats--a clinical trial.</a> Laboratory animals. 33 (2), 169-174 (1999).</li><li>Rigueur, D., Lyons, K. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Whole-mount+skeletal+staining.">Whole-mount skeletal staining.</a> Methods in molecular biology. 1130, 113-121 (2014).</li><li>Evans, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Contribution+of+somitic+cells+to+the+avian+ribs.">Contribution of somitic cells to the avian ribs.</a> Developmental biology. 256 (1), 114-126 (2003).</li><li>Colnot, C., Thompson, Z., Miclau, T., Werb, Z., Helms, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Altered+fracture+repair+in+the+absence+of+MMP9.">Altered fracture repair in the absence of MMP9.</a> Development. 130 (17), 4123-4133 (2003).</li><li>Lu, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cellular+basis+for+age-related+changes+in+fracture+repair.">Cellular basis for age-related changes in fracture repair.</a> Journal of orthopaedic research : official publication of the Orthopaedic Research Society. 23 (6), 1300-1307 (2005).</li><li>Zilberman, Y., Gafni, Y., Pelled, G., Gazit, Z., Gazit, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bioluminescent+imaging+in+bone.">Bioluminescent imaging in bone.</a> Methods in molecular biology. 455, 261-272 (2008).</li><li>Pelled, G., Gazit, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Imaging+using+osteocalcin-luciferase.">Imaging using osteocalcin-luciferase.</a> Journal of musculoskeletal. 4 (4), 362-363 (2004).</li><li>Elefteriou, F., Yang, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetic+mouse+models+for+bone+studies--strengths+and+limitations.">Genetic mouse models for bone studies--strengths and limitations.</a> Bone. 49 (6), 1242-1254 (2011).</li><li>Srour, M. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Natural+large-scale+regeneration+of+rib+cartilage+in+a+mouse.">Natural large-scale regeneration of rib cartilage in a mouse.</a> J. Bone Miner. , (2014).</li></ol>

The authors have nothing to disclose

عندما تعلم لأول مرة هذا البروتوكول، وتحديد مكان لتحديد موقع شق الأولي يمكن أن يكون تحديا. ومع ذلك، والممارسة على الفئران الموت الرحيم تساعد الجراح تعلم أين تضع شق الأولي وفضح ضلع المراد مقطوعة. العمل على الجثث أيضا يحسن المهارات الحركية اللازمة لإزالة جزء ضلع مع أو م...

المنهكة إصابة الهيكل العظمي، والتهاب المفاصل المزمن، ومشاكل حادة المرتبطة جراحة تؤثر الإنتاجية الاقتصادية، ورفاه الأسرة، ونوعية الحياة. في حين فواصل الصغيرة والآفات يمكن أن تلتئم بشكل جيد إلى حد ما، والبشر ليسوا قادرين على إصلاح عيوب كبيرة، وبالتالي يجب أن تعتمد على الإجراءات الترميمية لاستعادة البنية والوظيفة. قد تنطوي على إعادة الإعمار الطعوم خيفي أو heterogeneic والعظام morcellized، السقالات مزروع، أو الهاء تكون العظم. للأسف، ليست فقط هناك عوامل الإصابة بالأمراض المرتبطة فاضحة مع هذه العلاجات ولكن نادرا ما تتحقق القوة الأصلية للعظم إصلاحه. وبالتالي، هناك حاجة إلى نهج السريرية الجديدة. في اتجاه واحد لتطوير أساليب مبتكرة لعلاج عيوب قطعي هي دراسة الحالات التي إصلاح واسعة النطاق يحدث بشكل طبيعي. البرمائيات اشتهر يمكن تجديد عناصر الهيكل العظمي، في حين تعتبر الثدييات محدودة في الهو القدرة. ومع ذلك، منذ وقت مبكر من القرن التاسع 20، وقد نشرت تقارير قليلة من تجديد في الضلع البشري مما يشير إلى أن البشر قد لا يكون ذلك محدودا 1-4. حاليا هذه الظاهرة ومن المعروف من قبل جراحي التجميل الذين يستخدمون المواد ضلع للالفك والوجه والأذن إعادة الإعمار، ولكن ليس هو محل تقدير على نطاق أوسع النتيجة 5. من أجل دراسة هذا الإصلاح بمزيد من التفصيل، وقد وضعنا نموذجا الجراحي باستخدام الماوس. باستخدام هذا البروتوكول، يمكن للباحثين تحديد العوامل الفطرية المعنية واستخدام هذه المعلومات لتسهيل الشفاء العظمي في مواقع أخرى. وهناك العديد من المزايا لاستخدام الأضلاع كنموذج لدراسة إصلاح الهيكل العظمي. أولا، توفر الأضلاع المحيطة التبعي الطبيعي (بالمقارنة مع استئصال عظم الفخذ 6،7). هذا يقلل من خطر الإصابة بالأمراض من المثبتات الداخلية والخارجية ويبسط عملية جراحية. وثانيا، طبقات عضلية رقيقة من وا الصدرليرة لبنانية توفير سهولة الوصول ورؤية ممتازة مما يجعل فحص مماثلة لراحة استئصال قبي 8. ثالثا، على النقيض من calvariae التي تشكل من قبل التحجر داخل الغشاء، شكل الأضلاع التي تعظم غضروفي وتنمو في الطول عن طريق تمديد في لوحات النمو تقع إما في نهاية diaphysis المركزي. ولذلك، إصلاح الأضلاع قد تكون أكثر قابلية للمقارنة لإصلاح العظام الطويلة من الهيكل العظمي الزائدي. وعلاوة على ذلك، وجدنا أنه بالمقارنة مع عظم الفخذ، والسمحاق من الضلع هو أكثر سمكا، ويمكن التلاعب بها بسهولة أكبر. وبالتالي، قد المحققين الذين يرغبون في مقايسة إصلاح العظام لغرض دراسة السمحاق أو اختبار علاجات الخلايا، وكلاء الدوائية، و / أو السقالات الأنسجة يجد هذا النموذج الجراحي مفيدة. وباختصار، يوفر هذا النموذج استئصال الضلع على السياق الذي لدراسة إصلاح العظام الطبيعية على نطاق واسع في الثدييات كما لا يوجد نموذج من هذا القبيل في الاستخدام العام موجود حاليا.

<table><tbody><tr><td>Medium sized micro-dissection scissors (Vannas-T&amp;uuml;bingen Spring Scissors 5 mm)</td><td>Fine Science Tools</td><td>15003-08</td><td></td></tr><tr><td>Fine micro-dissection scissors (Vannas Spring Scissors - 2mm Cutting Edge)</td><td>Fine Science Tools</td><td>15000-04</td><td>curved tip is beneficial</td></tr><tr><td>Micro-scalpel 5.0 mm</td><td>Fine Science Tools</td><td>10315-12</td><td>other fine scalpels can be substituted</td></tr><tr><td>Dumont 55 forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11295-51</td><td></td></tr><tr><td>Retractor&amp;nbsp;</td><td>Fine Science Tools</td><td>17004-05</td><td>adjustability is convenient</td></tr><tr><td>Micro-needle holders</td><td>Fine Science Tools</td><td>12060-01</td><td></td></tr><tr><td>9.0 nylon sutures (Ethilon), taper point best</td><td>Ethicon</td><td>2819G or similar</td><td>taper point best but reverse cutting is also good</td></tr><tr><td>7.0 prolene sutures (Prolene)</td><td>Ethicon</td><td>8700H or similar</td><td>6-0 can be used too, needle point can vary</td></tr><tr><td>Large forceps (Adson Forceps)</td><td>Fine Science Tools</td><td>11006-12</td><td>other brands are fine</td></tr><tr><td>Lubricant Eye Ointment (Akwa Tears)</td><td>Akorn</td><td>17478-062-35</td><td></td></tr><tr><td>Suture glue (GLUture Topical Tissue Adhesive)</td><td>Abbot</td><td>32046-01</td><td>has excellent working time</td></tr><tr><td>Shaver</td><td>Wahl</td><td>9918-6171 or similar</td><td></td></tr><tr><td>Clamp lamp</td><td>Zoo Med</td><td>LF-5</td><td></td></tr><tr><td>Infrared Bulb, 75W</td><td>Zoo Med</td><td>RS-75</td><td></td></tr><tr><td>RC&lt;sup&gt;2&lt;/sup&gt; Rodent Anesthesia System</td><td>VetEquip&amp;nbsp;</td><td>922100</td><td></td></tr><tr><td>IsoFlo (Isoflurane)</td><td>Abbot</td><td>05260-05</td><td></td></tr><tr><td>Buprenorphine (Buprenex)</td><td>Reckitt Benckiser</td><td>12496-0757-1</td><td></td></tr><tr><td>Betadine</td><td>Purdue Frederick</td><td>67618015017</td><td></td></tr><tr><td>Flavored Gelatin, raspberry</td><td>Jell-O</td><td>B000E1FYL0</td><td>made up firm, to the consistency of &#039;jigglers&#039;</td></tr></tbody></table>

a surgical procedure for resecting the mouse rib: a model for large-scale long bone repair

هذا البروتوكول يقدم الباحثون إلى نموذج جديد لإصلاح العظام واسعة النطاق الاستفادة من ضلع الماوس. تفاصيل الإجراء ما يلي: إعداد الحيوان لإجراء عملية جراحية، وفتح جدار الجسم والصدر، وفضح الضلع المطلوب من العضلات الوربية المحيطة بها، واستئصال القسم المطلوب من ضلع دون الأمر الذي أدى إلى استرواح الصدر، وإغلاق الشقوق. مقارنة عظام الهيكل العظمي الزائدي، الأضلاع يمكن الوصول إليها إلى حد كبير. وبالإضافة إلى ذلك، لا التبعي داخلي أو خارجي ضروري لأن الأضلاع المجاورة توفر تثبيت الطبيعي. تستخدم الجراحة تجاريا الإمدادات المتاحة، واضح ومباشر للتعلم، وتحملها جيدا من قبل الحيوان. يمكن أن يتم هذا الإجراء من مع أو دون إزالة السمحاق المحيطة بها، وبالتالي فإن مساهمة السمحاق لإصلاح يمكن تقييم. وتشير النتائج إلى أنه إذا تم الإبقاء على السمحاق، يحدث إصلاح القوي في 1 - 2 أشهر. ونحن نتوقع أن استخدام هذا البروتوكول سوفتحفيز البحوث في مجال إصلاح الصدري وأن النتائج ستسهل تطوير طرق جديدة لتحفيز إصلاح العظام في مواقع أخرى في جميع أنحاء الجسم.

الحيوانات على التعافي عادة بسرعة من هذا الإجراء، شق يشفى بشكل جيد، والحيوانات سلوكها طبيعيا. يستخدم الإجراء الإمدادات المتاحة تجاريا وبعد الممارسة، يمكن أن تكتمل في أقل من 1 ساعة. قبل استخدام هذا الإجراء لتوليد البيانات التجريبية، فإنه من المهم تحليل بتر في اليوم 0 ن...

Watch this Scientific Journal Video about A Surgical Procedure for Resecting the Mouse Rib: A Model for Large-Scale Long Bone Repair at JoVE.com

A Surgical Procedure for Resecting the Mouse Rib: A Model for Large-Scale Long Bone Repair

The overall goal of this procedure is to successfully resect a portion of bone from the rib of a mouse. The procedure was developed as a model to study large-scale long bone repair.

عملية جراحية لResecting الماوس الضلع: نموذج لواسعة النطاق إصلاح العظام الطويلة

This protocol introduces researchers to a new model for large-scale bone repair utilizing the mouse rib. The procedure details the following: preparation ...

a-surgical-procedure-for-resecting-mouse-rib-model-for-large-scale

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Medicine

13.0K Views.  Keck School of Medicine, University of Southern California. The overall goal of this procedure is to successfully resect a portion of bone from the rib of a mouse. The procedure was developed as a model to study large-scale long bone repair.

Video: A Surgical Procedure for Resecting the Mouse Rib: A Model for Large-Scale Long Bone Repair

A Mouse Distraction Osteogenesis Model

Distraction osteogenesis (DO) is a surgical procedure that involves skeletal tissue regeneration without cell transplantation. A DO model consists of the following three phases: the latency phase after osteotomy and placement of the external distractor; the distraction phase, wherein the separated bone ends are gradually and continuously distracted; and the consolidation phase. This custom-made distractor used for DO is comprised of two incomplete acrylic resin rings and an expansion screw. The process was initiated by making a mold with silicone impression material and then creating the custom-made distractor. Dental resin was poured into the formwork made of silicone impression material, and it was allowed to polymerize to create the incomplete resin rings required for the custom-made distractor. These rings were fixed with an expansion screw using transparent resin. The custom-made distractor created via this approach was attached to the tibia of mice. The tibia was fixed to the device using one pair of 25 G needles proximally, one pair of 27 G needles distally, and acrylic resin. After a latency period of 5 days, distraction was initiated at a rate of 0.2 mm/12 h. The lengthening was continued for 8 days, resulting in a total gap of 3.2 mm. The mice were sacrificed 4 weeks after distraction. Bone formation in the distraction gap was confirmed using both radiography and histology.

We present a mouse tibial distraction osteogenesis model developed using a custom-made distractor. The use of a mouse as an analysis target is advantageous for advancing research.

نموذج تكون العظم الهاء الماوس

Distraction osteogenesis (DO) is a surgical procedure that involves skeletal tissue regeneration without cell transplantation. A DO model consists of the ...

Developmental Biology

Mouse Pneumonectomy Model of Compensatory Lung Growth

In humans, disrupted repair and remodeling of injured lung contributes to a host of acute and chronic lung disorders which may ultimately lead to disability or death. Injury-based animal models of lung repair and regeneration are limited by injury-specific responses making it difficult to differentiate changes related to the injury response and injury resolution from changes related to lung repair and lung regeneration. However, use of animal models to identify these repair and regeneration signaling pathways is critical to the development of new therapies aimed at improving pulmonary function following lung injury. The mouse pneumonectomy model utilizes compensatory lung growth to isolate those repair and regeneration signals in order to more clearly define mechanisms of alveolar re-septation. Here, we describe our technique for performing mouse pneumonectomy and sham pneumonectomy. This technique may be utilized in conjunction with lineage tracing or other transgenic mouse models to define molecular and cellular mechanism of lung repair and regeneration.

Mouse pneumonectomy is a commonly employed model of compensatory lung growth. This procedure can be used in conjunction with lineage tracing or transgenic mouse models to elucidate underlying mechanisms.

الماوس استئصال الرئة نموذج النمو الرئة التعويضي

In humans, disrupted repair and remodeling of injured lung contributes to a host of acute and chronic lung disorders which may ultimately lead to ...

A Simple Critical-sized Femoral Defect Model in Mice

While bone has a remarkable capacity for regeneration, serious bone trauma often results in damage that does not properly heal. In fact, one tenth of all limb bone fractures fail to heal completely due to the extent of the trauma, disease, or age of the patient. Our ability to improve bone regenerative strategies is critically dependent on the ability to mimic serious bone trauma in test animals, but the generation and stabilization of large bone lesions is technically challenging. In most cases, serious long bone trauma is mimicked experimentally by establishing a defect that will not naturally heal. This is achieved by complete removal of a bone segment that is larger than 1.5 times the diameter of the bone cross-section. The bone is then stabilized with a metal implant to maintain proper orientation of the fracture edges and allow for mobility. 
Due to their small size and the fragility of their long bones, establishment of such lesions in mice are beyond the capabilities of most research groups. As such, long bone defect models are confined to rats and larger animals. Nevertheless, mice afford significant research advantages in that they can be genetically modified and bred as immune-compromised strains that do not reject human cells and tissue.
Herein, we demonstrate a technique that facilitates the generation of a segmental defect in mouse femora using standard laboratory and veterinary equipment. With practice, fabrication of the fixation device and surgical implantation is feasible for the majority of trained veterinarians and animal research personnel. Using example data, we also provide methodologies for the quantitative analysis of bone healing for the model.

Animal models are frequently employed to mimic serious bone injury in biomedical research. Due to their small size, establishment of stabilized bone lesions in mice are beyond the capabilities of most research groups. Herein, we describe a simple method for establishing and analyzing experimental femoral defects in mice.

بسيطة الحرجة الحجم فخذي عيب النموذجي في الفئران

While bone has a remarkable capacity for regeneration, serious bone trauma often results in damage that does not properly heal. In fact, one tenth of all ...

Establishment of a Segmental Femoral Critical-size Defect Model in Mice Stabilized by Plate Osteosynthesis

The use of tissue-engineered bone constructs is an appealing strategy to overcome drawbacks of autografts for the treatment of massive bone defects. As a model organism, the mouse has already been widely used in bone-related research. Large diaphyseal bone defect models in mice, however, are sparse and often use bone fixation which fills the bone marrow cavity and does not provide optimal mechanical stability. The objectives of the current study were to develop a critical-size, segmental, femoral defect in nude mice. A 3.5-mm mid-diaphyseal femoral ostectomy (approximately 25% of the femur length) was performed using a dedicated jig, and was stabilized with an anterior located locking plate and 4 locking screws. The bone defect was subsequently either left empty or filled with a bone substitute (syngenic bone graft or coralline scaffold). Bone healing was monitored noninvasively using radiography and in vivo micro-computed-tomography and was subsequently assessed by ex vivo micro-computed-tomography and undecalcified histology after animal sacrifice, 10 weeks postoperatively. The recovery of all mice was excellent, a full-weight-bearing was observed within one day following the surgical procedure. Furthermore, stable bone fixation and consistent fixation of the implanted materials were achieved in all animals tested throughout the study. When the bone defects were left empty, non-union was consistently obtained. In contrast, when the bone defects were filled with syngenic bone grafts, bone union was always observed. When the bone defects were filled with coralline scaffolds, newly-formed bone was observed in the interface between bone resection edges and the scaffold, as well as within a short distance within the scaffold. 
The present model describes a reproducible critical-size femoral defect stabilized by plate osteosynthesis with low morbidity in mice. The new load-bearing segmental bone defect model could be useful for studying the underlying mechanisms in bone regeneration pertinent to orthopaedic applications.

Although mouse models are invaluable tools for bone tissue engineering, models of long bone defects are sparse. This need motivated development of the present protocol which uses a locking plate with four screws and a dedicated jig to perform and stabilize a reproducible, femoral, critical-size defect with low morbidity.

إنشاء القطاعي فخذي الحرجة حجم عيب النموذجي في الفئران استقرت بواسطة لوحة تثبيت طرفي العظم

The use of tissue-engineered bone constructs is an appealing strategy to overcome drawbacks of autografts for the treatment of massive bone defects. As a ...

A Mouse Model of Orthopedic Surgery to Study Postoperative Cognitive Dysfunction and Tissue Regeneration

Surgery is commonly used to improve and maintain quality of life. Unfortunately, in vulnerable patients such as the elderly, complications may occur and significantly diminish the outcome. Indeed, after routine orthopedic surgery to repair a fracture, as many as 50% of elderly patients suffer from neurologic complications like delirium. Also, the capacity to heal and regenerate tissue after surgery decreases with age, and can impact the quality of fracture repair and even osseous integration of implants. Thus, a better understanding of mechanisms that drive these age-dependent changes could provide strategic targets to minimize risk for such complications and optimize outcomes. Here, we introduce a clinically relevant mouse model of tibial fracture. The postoperative changes in these mice mimic some of the cognitive impairments commonly observed after routine orthopedic surgery in humans. Briefly, an incision is performed in the right hind limb under strictly aseptic conditions. Muscles are disassociated, and a 0.38-mm stainless steel pin is inserted into the upper crest of the tibia, inside the intramedullary canal. Osteotomy is then performed, and the wound is stapled. We have used this model to investigate the effects of surgical trauma on postoperative neuroinflammation and behavioral changes. By applying this fracture model in combination with parabiosis, a surgical model in which 2 mice are anastomosed, we have studied cells and secreted factors that systemically rejuvenate organ function and tissue regeneration after injury. By following our step-by-step protocol, these models can be reproduced with high fidelity, and can be adapted to interrogate many biologic pathways that are altered by surgical trauma.

This protocol describes a mouse model of orthopedic surgery that has been used to study mechanisms of postoperative neuroinflammation and behavioral changes, and when combined with parabiosis, to study tissue regeneration during aging.

نموذج ماوس لجراحة العظام لدراسة الخلل المعرفي بعد العملية الجراحية وتجديد الأنسجة

Surgery is commonly used to improve and maintain quality of life. Unfortunately, in vulnerable patients such as the elderly, complications may occur and ...

A Minimally Invasive Model to Analyze Endochondral Fracture Healing in Mice Under Standardized Biomechanical Conditions

Bone healing models are necessary to analyze the complex mechanisms of fracture healing to improve clinical fracture treatment. During the last decade, an increased use of mouse models in orthopedic research was noted, most probably because mouse models offer a large number of genetically-modified strains and special antibodies for the analysis of molecular mechanisms of fracture healing. To control the biomechanical conditions, well-characterized osteosynthesis techniques are mandatory, also in mice. Here, we report on the design and use of a closed bone healing model to stabilize femur fractures in mice. The intramedullary screw, made of medical-grade stainless steel, provides through fracture compression an axial and rotational stability compared to the mostly used simple intramedullary pins, which show a complete lack of axial and rotational stability. The stability achieved by the intramedullary screw allows the analysis of endochondral healing. A large amount of callus tissue, received after stabilization with the screw, offers ideal conditions to harvest tissue for biochemical and molecular analyses. A further advantage of the use of the screw is the fact that the screw can be inserted into the femur with a minimally invasive technique without inducing damage to the soft tissue. In conclusion, the screw is a unique implant that can ideally be used in closed fracture healing models offering standardized biomechanical conditions.

This protocol describes a minimally invasive osteosynthesis technique using an intramedullary screw for standardized stabilization of femur fractures, which can be used to analyze endochondral bone healing in mice.

نموذج مينيملي لتحليل الكسر Endochondral الشفاء في الفئران تحت ظروف النشاط الحيوي موحدة

Bone healing models are necessary to analyze the complex mechanisms of fracture healing to improve clinical fracture treatment. During the last decade, an ...

The Generation of Closed Femoral Fractures in Mice: A Model to Study Bone Healing

Bone fractures impose a tremendous socio-economic burden on patients, in addition to significantly affecting their quality of life. Therapeutic strategies that promote efficient bone healing are non-existent and in high demand. Effective and reproducible animal models of fractures healing are needed to understand the complex biological processes associated with bone regeneration. Many animal models of fracture healing have been generated over the years; however, murine fracture models have recently emerged as powerful tools to study bone healing. A variety of open and closed models have been developed, but the closed femoral fracture model stands out as a simple method for generating rapid and reproducible results in a physiologically relevant manner. The goal of this surgical protocol is to generate unilateral closed femoral fractures in mice and facilitate a post-fracture stabilization of the femur by inserting an intramedullary steel rod. Although devices such as a nail or a screw offer greater axial and rotational stability, the use of an intramedullary rod provides a sufficient stabilization for consistent healing outcomes without producing new defects in the bone tissue or damaging nearby soft tissue. Radiographic imaging is used to monitor the progression of callus formation, bony union, and subsequent remodeling of the bony callus. Bone healing outcomes are typically associated with the strength of the healed bone and measured with torsional testing. Still, understanding the early cellular and molecular events associated with fracture repair is critical in the study of bone tissue regeneration. The closed femoral fracture model in mice with intramedullary fixation serves as an attractive platform to study bone fracture healing and evaluate therapeutic strategies to accelerate healing.

The murine closed femoral fracture model is a powerful platform to study fracture healing and novel therapeutic strategies to accelerate bone regeneration. The goal of this surgical protocol is to generate unilateral closed femoral fractures in mice using an intramedullary steel rod to stabilize the femur.

جيل كسور الفخذ مغلقة في الفئران: نموذج لدراسة شفاء العظام

Bone fractures impose a tremendous socio-economic burden on patients, in addition to significantly affecting their quality of life. Therapeutic strategies ...

Transverse Fracture of the Mouse Femur with Stabilizing Pin

Fracture repair is an essential function of the skeleton that cannot be reliably modeled in vitro. A mouse injury model is an efficient approach to test whether a gene, gene product or drug influences bone repair because murine bones recapitulate the stages observed during human fracture healing. When a mouse or human breaks a bone, an inflammatory response is initiated, and the periosteum, a stem cell niche surrounding the bone itself, is activated and expands. Cells residing in the periosteum then differentiate to form a vascularized soft callus. The transition from the soft callus to a hard callus occurs as the recruited skeletal progenitor cells differentiate into mineralizing cells, and the bridging of the fractured ends results in the bone union. The mineralized callus then undergoes remodeling to restore the original shape and structure of the healed bone. Fracture healing has been studied in mice using various injury models. Still, the best way to recapitulate this entire biological process is to break through the cross-section of a long bone that encompasses both cortices. This protocol describes how a stabilized, transverse femur fracture can be safely performed to assess healing in adult mice. A surgical protocol including detailed harvesting and imaging techniques to characterize the different stages of fracture healing is also provided.

This protocol describes a method to perform fractures on adult mice and monitor the healing process.

كسر عرضي لعظم عظم الفخذ مع دبوس التثبيت

Fracture repair is an essential function of the skeleton that cannot be reliably modeled in vitro. A mouse injury model is an efficient approach to test ...

Biology

Establishing a Diaphyseal Femur Fracture Model in Mice

Bones have a significant regenerative capacity. However, fracture healing is a complex process, and depending on the severity of the lesions and the age and overall health status of the patient, failures can occur, leading to delayed union or nonunion. Due to the increasing number of fractures resulting from high-energy trauma and aging, the development of innovative therapeutic strategies to improve bone repair based on the combination of skeletal/mesenchymal stem/stromal cells and biomimetic biomaterials is urgently needed. To this end, the use of reliable animal models is fundamental to better understanding the key cellular and molecular mechanisms that determine the healing outcomes. Of all the models, the mouse is the preferred research model because it offers a wide variety of transgenic strains and reagents for experimental analysis. However, the establishment of fractures in mice may be technically challenging due to their small size. Therefore, this article aims to demonstrate the procedures for the surgical establishment of a diaphyseal femur fracture in mice, which is stabilized with an intramedullary wire and resembles the most common bone repair process, through cartilaginous callus formation.

This protocol describes a surgical procedure for the establishment of a diaphyseal fracture in the femur of mice, which is stabilized with an intramedullary wire, for fracture healing studies.

إنشاء نموذج كسر عظم الفخذ الحجابي في الفئران

Bones have a significant regenerative capacity. However, fracture healing is a complex process, and depending on the severity of the lesions and the age ...

3D التصور من إعادة عرض العظام تحت الحمل الشد في الفئران توسيع خياطة

A 3-D Visualization Technique for Bone Remodeling in a Suture Expansion Mouse Model

Craniofacial sutures play a crucial role beyond being fibrous joints connecting craniofacial bones; they also serve as the primary niche for calvarial and facial bone growth, housing mesenchymal stem cells and osteoprogenitors. As most craniofacial bones develop through intramembranous ossification, the sutures' marginal regions act as initiation points. Due to this significance, these sutures have become intriguing targets in orthopedic therapies like spring-assisted cranial vault expansion, rapid maxillary expansion, and maxillary protraction. Under orthopedic tracing force, suture stem cells are rapidly activated, becoming a dynamic source for bone remodeling during expansion. Despite their importance, the physiological changes during bone remodeling periods remain poorly understood. Traditional sectioning methods, primarily in the sagittal direction, do not capture the comprehensive changes occurring throughout the entire suture. This study established a standard mouse model for sagittal suture expansion. To fully visualize bone remodeling changes post-suture expansion, the PEGASOS tissue clearing method was combined with whole-mount EdU staining and calcium chelating double labeling. This allowed the visualization of highly proliferating cells and new bone formation across the entire calvarial bones following expansion. This protocol offers a standardized suture expansion mouse model and a 3-D visualization method, shedding light on the mechanobiological changes in sutures and bone remodeling under tensile force loading.

تسليط الضوء على المؤلف: تقنية PEGASOS لإزالة الأنسجة لتصور إعادة تشكيل العظام 

This protocol presents a standardized suture expansion mouse model and a 3-D visualization method to study the mechanobiological changes of the suture and bone remodeling under tensile force loading.

تقنية التصور 3-D لإعادة عرض العظام في نموذج الماوس توسيع خياطة

Craniofacial sutures play a crucial role beyond being fibrous joints connecting craniofacial bones; they also serve as the primary niche for calvarial and ...