المؤلفين نعترف كثيرا من منصة PICT IBiSA في معهد كوري (CNRS UMR144). وقد تم تمويل هذا العمل من المنح المقدمة من: مجلس البحوث الأوروبي AM.LD (Strapacemi 243103)، والرابطة الوطنية لأجل الديمقراطية بحوث (ANR-09-0027-بيري-PCVI)، ومؤسسة InnaBiosanté (Micemico) الى النائب وAM. LD وERC Strapacemi منحة المحقق الشباب لAM.LD.

ملاحظة هامة: يفترض هذا البروتوكول الذي القالب الذي يحتوي على شكل لو microchannels المطلوب أحرز بالفعل. مزيد من المعلومات حول إعداد القالب تم نشره بالفعل 10. يفترض هذا البروتوكول أيضا أن الثقافة البلدان النامية نخاع العظم هو معروف. 1. رقاقة تلفيق <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مزيج النفط PDMS وكيل علاج في نسبة الوزن 10:01 في كوب من البلاستيك. خلط كل من المركبات بدقة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يلقي المزيج فوق و microchannels تحمل العفن. يجب أن يكون الارتفاع الكلي بين 0.5-1 سم. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة فقاعات الهواء في جرس جرة الفراغ خلال 1 ساعة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> PDMS تتصلب في القالب عن طريق وضع هذا الأخير في الفرن لمدة 2 ساعة على 65 درجة مئوية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مرة واحدة في PDMS هو في درجة حرارة الغرفة، وقطع قطعة كبيرة حول هيكل بشفرة الجراحية وقشر تشغيله من القالب (الشكل 1A). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حفر ثقوب حيث سيتم حقن الخلايا (عادة 2 ملم) وتغيير حجم PDMSمع شفرة جراحية لتناسب حجم الأطباق الزجاجية القاع التي سيتم تقييم الهجرة (الشكل 1B). قبل المتابعة، وإزالة الغبار المتبقي من الطبق باستخدام عدسة تنظيف الورق. هذا تفضل ملزمة من PDMS على الزجاج هو موضح في الخطوة 1.10. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تنظيف رقاقة PDMS حجمها تحتوي على القنوات عن طريق الالتزام وتقشير شريط لاصق على الجانبين الهيكل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يصوتن القطع PDMS 30 ثانية في 70٪ من الإيثانول لإزالة الغبار والجسيمات الصغيرة PDMS. تجفيفها بسرعة بعد ذلك من قبل تهب الهواء النقي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تفعيل PDMS (هياكل صعودا) والأطباق الثقافة عن طريق الجو (أو الأكسجين) العلاج البلازما خلال 30 ثانية في 300 mTorr. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع كل السطوح تفعيلها على اتصال دائم التمسك PDMS إلى الركيزة. إذا لزم الأمر، واستخدام ملقط معدني للضغط قليلا على الجزء العلوي من PDMS لإجبار الاتصال بين البوليمر والزجاج من الطبق (الشكل 1C). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> احتضان شريحة في الفرن عند 65 درجة مئوية FOص 1 ساعة إلى تعزيز ملزمة. </li></ol> 2. طلاء Microchannels <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تفعيل الهيكل كله من قبل البلازما الجوية في 300 mTorr لمدة 1 دقيقة. وهذا تشجيع دخول السائل في القنوات في الخطوة التالية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ملء الثقوب بسرعة دخول رقاقة مع فبرونيكتين في 10 ميكروغرام / مل في الماء. ركائز أخرى مثل PEG يمكن أن تستخدم لتعديل الالتزام الخلية إلى جدران القناة. الانتباه إلى أن السائل ينتشر في جميع أنحاء هيكل كامل. هذا ويمكن التحقق بسهولة من خلال العين تحت ضوء العادية أو باستخدام مجهر حقل مشرق العادية. ملاحظة: في هياكل صغيرة جدا، والذي نشر هو أصعب، يمكن أن يجبر دخول السائل في القنوات عن طريق وضع هيكل في جرس جرة فراغ خلال 15 دقيقة على الأقل. للتحقق من كفاءة الطلاء ركائز الفلورسنت يمكن استخدامها (الشكل 2). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> احتضان 1 ساعة في درجة حرارة الغرفة للسماح الامتزاز من فبرونيكتين أو أي SUBST طلاء أخرىمعدل لجدران القنوات. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> غسل الهياكل 3x أخرى مع برنامج تلفزيوني لإزالة الركيزة nonbound. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد الغسيل، والمضي قدما في البروتوكول 3 أو تخزين رقاقة في 4 درجات مئوية لاستخدامها لاحقا (24 ساعة كحد أقصى). </li></ol> 3. خلية تحميل <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة برنامج تلفزيوني من لوحة وملء مع الميكروسيستم المتوسطة الخلية. دعونا احتضان لمدة 1 ساعة لتشبع قنوات مع المتوسط. ملاحظة: للحصول على التجارب التي تنطوي على المخدرات مثل مثبطات جزيء، وينصح ليحضن مسبقا القنوات مع المتوسط ​​تحتوي على المخدرات في تركيز الحق. علاوة على ذلك، بعض الأدوية تميل إلى ذوبان في هيكل PDMS مما يقلل من التركيز الفعال. وقد اقترحت بعض الحلول لمواجهة هذه القضية 11-12. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة العائمة البلدان النامية واستعادة الخلايا شبه ملتصقة بواسطة بيغ مع الثقافة المتوسطة. عد الخلايا باستخدام عدادة الكريات. ملاحظة: للحصول على التصوير النواة، يمكن تحقيق هويشت 33342 تلطيخ مسبقا من قبل فيcubating 2 × 10 6 خلايا خلال 30 دقيقة مع الصبغة في 200 نانوغرام / مل في المتوسط ​​كاملة. يغسل مرتين بواسطة الطرد المركزي لإزالة الزائدة من الصبغة قبل مواصلة البروتوكول. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الطرد المركزي الخلايا في 300 x ج لمدة 5 دقائق (الوقت والسرعة يمكن أن تكون مختلفة اعتمادا على نوع من الخلايا) وتجاهل المتوسطة. تمييع بيليه للوصول إلى تركيز 20 × 10 6 خلية / مل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة الزائدة متوسطة من لوحة وتفريغ الثقوب دخول في هيكل PDMS باستخدام micropipette. ملء الإدخالات مع 5 ميكرولتر من حل الخلية لتصل إلى مبلغ 1 × 10 5 خلايا في كل ثقب الدخول. ملاحظة: مطلوب كثافة الخلايا عالية لصالح الاتصال من الخلايا التي تحتوي على القنوات. قد يؤدي انخفاض كثافة الخلايا في انخفاض عدد خلايا داخل القنوات وفشل التجربة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> احتضان رقاقة لمدة 30 دقيقة عند 37 درجة مئوية في الحاضنة. إضافة 2 مل من المتوسط ​​كاملة على طبق التجربة. ملاحظة: هيكل PDMS كله يجب به مغطاة من أجل تجنب جفاف الخلايا أثناء التجربة. إذا 2 مل ليست كافية، إضافة المزيد من المتوسطة لتغطية كامل هيكل PDMS. </li></ol> 4. التصوير <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تنظيف السطح السفلي الخارجي من الأطباق مع الأنسجة تنظيف العدسة قبل وضع لوحات تحت المجهر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لتحليل الهجرة في عدد كبير من الخلايا، استخدم 10X التكبير وإضاءة حقل واسع في CO 2 ودرجة الحرارة مجهزة الفيديو المجهر (الشكل 3). لتسهيل تتبع الخلية، هويشت تلطيخ والأشعة فوق البنفسجية يمكن استخدام ضوء (انظر الخطوة 3.2). الهجرة يمكن أن يكون تحليلها أيضا باستخدام متحد البؤر المجهري من أجل الحصول على دقة أعلى من الهياكل الخلوية أثناء الترحيل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> للفحص المجهري الوقت الفاصل في 10X، واختيار تردد وقت وفقا لسرعة خلية المتوقع (عادة 2 دقيقة للخلايا الجذعية المهاجرة مع سرعة من 5 ميكرون / دقيقة). ملاحظة: بروتوكول الموصوفة هنا لا نبعد التمديد تشمل تحليل المعلمات هجرة الخلية. وفيما يلي بعض النقاط في المناقشة لتقديم المشورة للقراء بشأن كيفية المضي قدما لانتزاع معلومات من الأفلام الفاصل الزمني. </li></ol>

<ol>
	<li>Lauffenburger, D. A., Horwitz, A. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cell+migration:+a+physically+integrated+molecular+process.">Cell migration: a physically integrated molecular process.</a> Cell. 84 (3), 359-369 (1996).</li><li>L&#228;mmermann, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rapid+leukocyte+migration+by+integrin-independent+flowing+and+squeezing.">Rapid leukocyte migration by integrin-independent flowing and squeezing.</a> Nature. 453 (7191), 51-55 (2008).</li><li>Schor, S. L., Allen, T. D., Harrison, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cell+migration+through+three-dimensional+gels+of+native+collagen+fibres:+collagenolytic+activity+is+not+required+for+the+migration+of+two+permanent+cell+lines.">Cell migration through three-dimensional gels of native collagen fibres: collagenolytic activity is not required for the migration of two permanent cell lines.</a> J. Cell. Sci. 41, 159-175 (1980).</li><li>Steinman, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Decisions+about+dendritic+cells:+past,+present,+and+future.">Decisions about dendritic cells: past, present, and future.</a> Annu. Rev. Immunol. 30, 1-22 (2012).</li><li>Faure-Andr&#233;, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Regulation+of+dendritic+cell+migration+by+CD74,+the+MHC+class+II-associated+invariant+chain.">Regulation of dendritic cell migration by CD74, the MHC class II-associated invariant chain.</a> Science. 322 (5908), 1705-1710 (2008).</li><li>Renkawitz, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Adaptive+force+transmission+in+amoeboid+cell+migration.">Adaptive force transmission in amoeboid cell migration.</a> Nat. Cell Biol. 11 (12), 1438-1443 (2008).</li><li>Jacobelli, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Confinement-optimized+three-dimensional+T+cell+amoeboid+motility+is+modulated+via+myosin+IIA-regulated+adhesions.">Confinement-optimized three-dimensional T cell amoeboid motility is modulated via myosin IIA-regulated adhesions.</a> Nat. Immunol. 11 (10), 953-961 (2010).</li><li>Irimia, D., Charras, G., Agrawal, N., Mitchinson, T., Toner, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Polar+stimulation+and+constrained+cell+migration+in+microfluidic+channels.">Polar stimulation and constrained cell migration in microfluidic channels.</a> Lab Chip. 7 (12), 1783-1790 (2007).</li><li>Moreau, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dynamic+in+situ+cytometry+uncovers+T+cell+receptor+signaling+during+immunological+synapses+and+kinapses+in+vivo.">Dynamic in situ cytometry uncovers T cell receptor signaling during immunological synapses and kinapses in vivo.</a> Immunity. 37 (2), 351-363 (2012).</li><li>Heuz&#233;, M. L., Collin, O., Terriac, E., Lennon-Dum&#233;nil, A. M., Piel, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cell+migration+in+confinement:+a+micro-channel-based+assay.">Cell migration in confinement: a micro-channel-based assay.</a> Methods Mol. Biol. 769, 415-434 (2011).</li><li>Ren, K., Zhao, Y., Su, J., Ryan, D., Wu, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Convenient+method+for+modifying+poly(dimethylsiloxane)+to+be+airtight+and+resistive+against+absorption+of+small+molecules.">Convenient method for modifying poly(dimethylsiloxane) to be airtight and resistive against absorption of small molecules.</a> Anal. Chem. 82 (14), 5965-5971 (2010).</li><li>Ren, K., Dai, W., Zhou, J., Su, J., Wu, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Whole-Teflon+microfluidic+chips.">Whole-Teflon microfluidic chips.</a> PNAS. 108 (20), 8162-8166 (2011).</li><li>Maiuri, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+first+World+Cell+Race.">The first World Cell Race.</a> Curr Biol. 22 (17), 673-675 (2012).</li></ol>

والكتاب ليس لديهم ما يكشف.

نحن هنا وصف الجهاز يتكون من microchannels كوسيلة لدراسة خصائص المهاجرة من عدد كبير من الخلايا في تجارب واحد. هذا النظام التجريبي يحاكي القيود البيئية تقتصر جدت في أنسجة الخلايا المهاجرة الذاتية. ومع ذلك، من خلال إجبار الهجرة في بعد واحد، فإنه يسهل تتبع خلية الآلي واستخراج ?...

الهجرة هي وظيفة الخلوية المعقدة وهذا أمر مهم لكثير من العمليات الفسيولوجية في الكائنات متعددة الخلايا، بما في ذلك التنمية، الاستجابات المناعية، وتجديد الأنسجة. بالإضافة إلى ذلك، بعض الحالات المرضية مثل غزو الورم والانبثاث تعتمد على خلية حركية 1. لهذه الأسباب، فقد أصبحت الهجرة الخلية حقل رئيسي للدراسة في سياق البحوث الأساسية ومتعدية على حد سواء. في الجسم الحي، وتتميز معظم الأنسجة عن طريق مصفوفة خارج الخلية الغنية وكثافة الخلايا عالية. الهجرة الخلية وبالتالي، في ظل الظروف الفسيولوجية، ويحدث في بيئة محصورة المعقدة. كلاسيكيا، وقد درس الهجرة الخلية على الأرجح لأسباب تاريخية وحدود التقنية في أنظمة 2D المسطحة التي لا تتكاثر العديد من خصائص البيئة جدت في الأنسجة، مثل الحبس. علاوة على ذلك، عوامل مثل التصاق الخلية، التي تعتبر ضرورية لحركية في 2D، وقد أظهرت مؤخرا أن لا يكون necessaمطلوب rily للهجرة في الجسم الحي أو داخل المواد الهلامية، مما يوحي بأن الآليات التي تحكم تحرك خلية في 2D و في بيئات أخرى تختلف 2. وقد تم تطوير عدة أنظمة لمحاكاة خصائص معقدة من الأنسجة، والمواد الهلامية يجري الكولاجين الأكثر شهرة، والتي تهدف إلى تلخيص خصائص تكوين المصفوفة خارج الخلية 3. ونحن هنا نقترح microchannels كوسيلة مكملة بسيط هو أن يسمح للهجرة الخلية الدراسة في بعد واحد تحت بيئة محصورة. في هذا النظام تهاجر الخلايا جنبا إلى جنب في microchannels التي يدخلون من تلقاء أنفسهم. الخلايا المهاجرة ثم الحصول على شكل قنوات، واعتماد هندسة أنبوبي أن يعزز على الأرجح قطبية بهم. حركة خطية من الخلايا في قنوات يسمح تتبع خلية الآلي واستخراج المعلمات كمية من التجارب. من الناحية الفنية، وهذا النظام هو سهلة ومرنة. وcoatinغرام من جدران القناة ويمكن التلاعب بها، وحجم وشكل القنوات يمكن تكييفها، ويمكن تحليل عدد كبير من الخلايا في تجارب واحد. هذا النظام يمكن زيادتها المتابعة أيضا لإجراء تحليل الشاشة متوسطة المدى من الجزيئات المشاركة في حركية الخلية. بروتوكول الموصوفة هنا كانت موحدة باستخدام الخلايا الجذعية (DC) كنموذج الخلوية. هذه الخلايا هي المفتاح لجهاز المناعة كما أنها تشارك في بدء وصيانة الاستجابات المناعية محددة 4. في المختبر، وقد تبين أن البلدان النامية إلى الهجرة بشكل عفوي في البيئات المحصورة وبالتالي فهي نموذجا جيدا لدراسة حركية خلية في microchannels 5،6 . الأهم من ذلك، هذا النظام يمكن تمديدها لتحليل الهجرة إلى أي نوع من الخلايا متحركة أخرى اللمفاويات التائية، العدلات، أو الخلايا السرطانية 7-9.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="947">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:273px;">PolyDimethylSiloxane (PDMS)</td>
			<td style="width:131px;">GE Silicones</td>
			<td style="width:139px;">RTV615</td>
			<td style="width:405px;">Package of 90% silicone base and 10% curing agent</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Core sample cutter</td>
			<td>Ted Pella Int.</td>
			<td>Harris Uni-Core&#160;</td>
			<td>Diameter 2,5 mm</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Glass-bottom dish</td>
			<td>WPI</td>
			<td>Fluorodish FD 35-100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Ultrasonic cleaner</td>
			<td>Branson Ultrasonics</td>
			<td>Branson 200</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Plasma cleaner</td>
			<td>Harrick Plasma</td>
			<td>PDC 32 G</td>
			<td>For small samples (35 dishes). A bigger version is also available</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Fibronectin from bovine plasma</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>F0895</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">PolyLysine grafted PEG (Pll-g-PEG)</td>
			<td>Susos</td>
			<td>PLL(20)-g[3.5]-PEG(5)</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Hoechst 33342</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>B2261</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Y27632</td>
			<td>TOCRIS</td>
			<td>1254</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

study of cell migration in microfabricated channels

الطريقة الموضحة هنا يسمح دراسة الهجرة الخلية تحت الحبس في بعد واحد. لأنه يقوم على استخدام القنوات microfabricated، التي تفرض النمط الظاهري الاستقطاب إلى الخلايا عن طريق القيود المادية. مرة واحدة داخل القنوات، وخلايا لديها سوى احتمالين: التحرك إلى الأمام أو الخلف. هذه الهجرة مبسطة الذي يقتصر الاتجاهية يسهل التتبع التلقائي للخلايا واستخراج المعلمات الكمي لوصف حركة الخلية. وتشمل هذه مؤشرات قوة الاندفاع الخلية، والتغيرات في الاتجاه، وتوقف أثناء الحركة. Microchannels هي أيضا متوافقة مع استخدام علامات الفلورسنت، وبالتالي فهي مناسبة لدراسة توطين عضيات داخل الخلايا والهياكل أثناء الهجرة الخلية بدقة عالية. أخيرا، والسطح من القنوات يمكن بين functionalized مع ركائز مختلفة، والسماح للسيطرة على خصائص لاصقة من القنوات أو دراسة haptotaxis. وباختصار، فإن نظام حيحرث صفها يهدف إلى تحليل هجرة أعداد الخلايا الكبيرة في الظروف التي يتم التحكم كلا من الهندسة والطبيعة والكيمياء الحيوية للبيئة، وتسهيل تطبيع واستنساخ تجارب مستقلة.

في كل تجربة وهي مغلفة سطح PDMS مع جزيء تكييفها لمصلحة الدراسة. ويبين الشكل 2 القنوات المغلفة مع جزيء نيون، PLL-G-PEG، قبل وبعد غسل (الخطوة 2.4). هذه التجربة تسمح للسيطرة على تجانس الطلاء في القنوات. بعد تحميل الخلية، المجهري الفيد...

Watch this Scientific Journal Video about Study of Cell Migration in Microfabricated Channels at JoVE.com

Study of Cell Migration in Microfabricated Channels

يوصف الأسلوب الكمي لدراسة الهجرة عفوية من الخلايا في المكروية يقتصر ذات بعد واحد. هذا الأسلوب يستفيد من القنوات microfabricated، ويمكن استخدامها لدراسة هجرة عدد كبير من الخلايا تحت ظروف مختلفة في التجارب واحد.

دراسة الهجرة خلية في القنوات Microfabricated

The method described here allows the study of cell migration under confinement in one dimension. It is based on the use of microfabricated channels, which ...

study-of-cell-migration-in-microfabricated-channels

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Bioengineering

11.8K Views.  Institut Curie.  يوصف الأسلوب الكمي لدراسة الهجرة عفوية من الخلايا في المكروية يقتصر ذات بعد واحد. هذا الأسلوب يستفيد من القنوات microfabricated، ويمكن استخدامها لدراسة هجرة عدد كبير من الخلايا تحت ظروف مختلفة في التجارب واحد. 

Video: Study of Cell Migration in Microfabricated Channels

Microfabricated Platforms for Mechanically Dynamic Cell Culture

The ability to systematically probe in vitro cellular response to combinations of mechanobiological stimuli for tissue engineering, drug discovery or fundamental cell biology studies is limited by current bioreactor technologies, which cannot simultaneously apply a variety of mechanical stimuli to cultured cells. In order to address this issue, we have developed a series of microfabricated platforms designed to screen for the effects of mechanical stimuli in a high-throughput format. In this protocol, we demonstrate the fabrication of a microactuator array of vertically displaced posts on which the technology is based, and further demonstrate how this base technology can be modified to conduct high-throughput mechanically dynamic cell culture in both two-dimensional and three-dimensional culture paradigms.

In this protocol, we demonstrate the fabrication of a microactuator array of vertically displaced posts on which the technology is based, and how this base technology can be modified to conduct high-throughput mechanically dynamic cell culture in both two-dimensional and three-dimensional culture paradigms.

Microfabricated المنصات الحيوي للثقافة الخلية ميكانيكيا

The ability to systematically probe in vitro cellular response to combinations of mechanobiological stimuli for tissue engineering, drug discovery or ...

Creating Two-Dimensional Patterned Substrates for Protein and Cell Confinement

Microcontact printing provides a rapid, highly reproducible method for the creation of well-defined patterned substrates.1 While microcontact printing can be employed to directly print a large number of molecules, including proteins,2 DNA,3 and silanes,4 the formation of self-assembled monolayers (SAMs) from long chain alkane thiols on gold provides a simple way to confine proteins and cells to specific patterns containing adhesive and resistant regions. This confinement can be used to control cell morphology and is useful for examining a variety of questions in protein and cell biology. Here, we describe a general method for the creation of well-defined protein patterns for cellular studies.5 This process involves three steps: the production of a patterned master using photolithography, the creation of a PDMS stamp, and microcontact printing of a gold-coated substrate. Once patterned, these cell culture substrates are capable of confining proteins and/or cells (primary cells or cell lines) to the pattern.
The use of self-assembled monolayer chemistry allows for precise control over the patterned protein/cell adhesive regions and non-adhesive regions; this cannot be achieved using direct protein stamping. Hexadecanethiol, the long chain alkane thiol used in the microcontact printing step, produces a hydrophobic surface that readily adsorbs protein from solution. The glycol-terminated thiol, used for backfilling the non-printed regions of the substrate, creates a monolayer that is resistant to protein adsorption and therefore cell growth.6 These thiol monomers produce highly structured monolayers that precisely define regions of the substrate that can support protein adsorption and cell growth. As a result, these substrates are useful for a wide variety of applications from the study of intercellular behavior7 to the creation of microelectronics.8
While other types of monolayer chemistry have been used for cell culture studies, including work from our group using trichlorosilanes to create patterns directly on glass substrates,9 patterned monolayers formed from alkane thiols on gold are straight-forward to prepare. Moreover, the monomers used for monolayer preparation are commercially available, stable, and do not require storage or handling under inert atmosphere. Patterned substrates prepared from alkane thiols can also be recycled and reused several times, maintaining cell confinement.10

Self-assembled monolayers (SAMs) formed from long chain alkane thiols on gold provide well-defined substrates for the formation of protein patterns and cell confinement. Microcontact printing of hexadecanethiol using a polydimethylsiloxane (PDMS) stamp followed by backfilling with a glycol-terminated alkane thiol monomer produces a pattern where protein and cells adsorb only to the stamped hexadecanethiol region.

إنشاء ثنائي الأبعاد ركائز منقوشة على الحبس البروتين والخلايا

Microcontact printing provides a rapid, highly reproducible method for the creation of well-defined patterned substrates.1  While microcontact printing ...

Electric Field-controlled Directed Migration of Neural Progenitor Cells in 2D and 3D Environments

Endogenous electric fields (EFs) occur naturally in vivo and play a critical role during tissue/organ development and regeneration, including that of the central nervous system1,2. These endogenous EFs are generated by cellular regulation of ionic transport combined with the electrical resistance of cells and tissues. It has been reported that applied EF treatment can promote functional repair of spinal cord injuries in animals and humans3,4. In particular, EF-directed cell migration has been demonstrated in a wide variety of cell types5,6, including neural progenitor cells (NPCs)7,8. Application of direct current (DC) EFs is not a commonly available technique in most laboratories. We have described detailed protocols for the application of DC EFs to cell and tissue cultures previously5,11. Here we present a video demonstration of standard methods based on a calculated field strength to set up 2D and 3D environments for NPCs, and to investigate cellular responses to EF stimulation in both single cell growth conditions in 2D, and the organotypic spinal cord slice in 3D. The spinal cordslice is an ideal recipient tissue for studying NPC ex vivo behaviours, post-transplantation, because the cytoarchitectonic tissue organization is well preserved within these cultures9,10. Additionally, this ex vivo model also allows procedures that are not technically feasible to track cells in vivo using time-lapse recording at the single cell level. It is critically essential to evaluate cell behaviours in not only a 2D environment, but also in a 3D organotypic condition which mimicks the in vivo environment. This system will allow high-resolution imaging using cover glass-based dishes in tissue or organ culture with 3D tracking of single cell migration in vitro and ex vivo and can be an intermediate step before moving onto in vivo paradigms.

This protocol demonstrates methods used to establish 2D and 3D environments in custom-designed electrotactic chambers, which can track cells in vivo/ex vivo using time-lapse recording at the single cell level, in order to investigate galvanotaxis/electrotaxis and other cellular responses to direct current (DC) electric fields (EFs).

الكهربائية الميدانية التي تسيطر عليها هجرة إخراج من الخلايا العصبية السلف في البيئات 2D و 3D

Endogenous electric fields (EFs) occur naturally in vivo and play a critical role during tissue/organ development and regeneration, including that of the ...

Creating Adhesive and Soluble Gradients for Imaging Cell Migration with Fluorescence Microscopy

Cells can sense and migrate towards higher concentrations of adhesive cues such as the glycoproteins of the extracellular matrix and soluble cues such as growth factors. Here, we outline a method to create opposing gradients of adhesive and soluble cues in a microfluidic chamber, which is compatible with live cell imaging. A copolymer of poly-L-lysine and polyethylene glycol (PLL-PEG) is employed to passivate glass coverslips and prevent non-specific adsorption of biomolecules and cells. Next, microcontact printing or dip pen lithography are used to create tracks of streptavidin on the passivated surfaces to serve as anchoring points for the biotinylated peptide arginine-glycine-aspartic acid (RGD) as the adhesive cue. A microfluidic device is placed onto the modified surface and used to create the gradient of adhesive cues (100% RGD to 0% RGD) on the streptavidin tracks. Finally, the same microfluidic device is used to create a gradient of a chemoattractant such as fetal bovine serum (FBS), as the soluble cue in the opposite direction of the gradient of adhesive cues.

A method for the assembly of adhesive and soluble gradients in a microscopy chamber for live cell migration studies is described. The engineered environment combines antifouling surfaces and adhesive tracks with solution gradients and therefore allows one to determine the relative importance of guidance cues.

إنشاء تدرجات لاصق وقابل للذوبان للهجرة الخليوي مع التصوير مضان المجهري

Cells can sense and migrate towards higher concentrations of adhesive cues such as the glycoproteins of the extracellular matrix and soluble cues such as ...

Simultaneously Capturing Real-time Images in Two Emission Channels Using a Dual Camera Emission Splitting System: Applications to Cell Adhesion

Multi-color immunofluorescence microscopy to detect specific molecules in the cell membrane can be coupled with parallel plate flow chamber assays to investigate mechanisms governing cell adhesion under dynamic flow conditions. For instance, cancer cells labeled with multiple fluorophores can be perfused over a potentially reactive substrate to model mechanisms of cancer metastasis. However, multi-channel single camera systems and color cameras exhibit shortcomings in image acquisition for real-time live cell analysis. To overcome these limitations, we used a dual camera emission splitting system to simultaneously capture real-time image sequences of fluorescently labeled cells in the flow chamber. Dual camera emission splitting systems filter defined wavelength ranges into two monochrome CCD cameras, thereby simultaneously capturing two spatially identical but fluorophore-specific images. Subsequently, psuedocolored one-channel images are combined into a single real-time merged sequence that can reveal multiple target molecules on cells moving rapidly across a region of interest.

Dual camera emission splitting systems for two-color fluorescence microscopy generate real-time image sequences with exceptional optical and temporal resolution, a requirement of certain live cell assays including parallel plate flow chamber adhesion assays. When software is employed to merge images from simultaneously acquired emission channels, pseudocolored image sequences are produced.

القبض في وقت واحد في الوقت الحقيقي الصور في قناتين الانبعاثات باستخدام نظام تقسيم كاميرا مزدوجة الانبعاثات: تطبيقات لخلية التصاق

Multi-color immunofluorescence microscopy to detect specific molecules in the cell membrane can be coupled with parallel plate flow chamber assays to ...

Using Microfluidics Chips for Live Imaging and Study of Injury Responses in Drosophila Larvae

Live imaging is an important technique for studying cell biological processes, however this can be challenging in live animals. The translucent cuticle of the Drosophila larva makes it an attractive model organism for live imaging studies. However, an important challenge for live imaging techniques is to noninvasively immobilize and position an animal on the microscope. This protocol presents a simple and easy to use method for immobilizing and imaging Drosophila larvae on a polydimethylsiloxane (PDMS) microfluidic device, which we call the 'larva chip'. The larva chip is comprised of a snug-fitting PDMS microchamber that is attached to a thin glass coverslip, which, upon application of a vacuum via a syringe, immobilizes the animal and brings ventral structures such as the nerve cord, segmental nerves, and body wall muscles, within close proximity to the coverslip. This allows for high-resolution imaging, and importantly, avoids the use of anesthetics and chemicals, which facilitates the study of a broad range of physiological processes. Since larvae recover easily from the immobilization, they can be readily subjected to multiple imaging sessions. This allows for longitudinal studies over time courses ranging from hours to days. This protocol describes step-by-step how to prepare the chip and how to utilize the chip for live imaging of neuronal events in 3rd instar larvae. These events include the rapid transport of organelles in axons, calcium responses to injury, and time-lapse studies of the trafficking of photo-convertible proteins over long distances and time scales. Another application of the chip is to study regenerative and degenerative responses to axonal injury, so the second part of this protocol describes a new and simple procedure for injuring axons within peripheral nerves by a segmental nerve crush.

Using Microfluidics Chips for Live Imaging and Study of Injury Responses in Drosophila Larvae

Drosophila larvae are an attractive model system for live imaging due to their translucent cuticle and powerful genetics. This protocol describes how to utilize a single-layer PDMS device, called the &#39;larva chip&#39; for live imaging of cellular processes within neurons of 3rd instar Drosophila larvae.

باستخدام رقائق الموائع الدقيقة للتصوير لايف ودراسة الردود الإصابات في<em&gt; ذبابة الفاكهة</em&gt; يرقات

Live imaging is an important technique for studying cell biological processes, however this can be challenging in live animals. The translucent cuticle of ...

Analysis of Cell Migration within a Three-dimensional Collagen Matrix

The ability to migrate is a hallmark of various cell types and plays a crucial role in several physiological processes, including&#160;embryonic development, wound healing, and immune responses. However, cell migration is also a key mechanism in cancer enabling these cancer cells to detach from the primary tumor to start metastatic spreading. Within the past years various cell migration assays have been developed to analyze the migratory behavior of different cell types. Because the locomotory behavior of cells markedly differs between a two-dimensional (2D) and three-dimensional (3D) environment it can be assumed that the analysis of the migration of cells that are embedded within a 3D environment would yield in more significant cell migration data. The advantage of the described 3D collagen matrix migration assay is that cells are embedded within a physiological 3D network of collagen fibers representing the major component of the extracellular matrix. Due to time-lapse video microscopy real cell migration is measured allowing the determination of several migration parameters as well as their alterations in response to pro-migratory factors or inhibitors. Various cell types could be analyzed using this technique, including lymphocytes/leukocytes, stem cells, and tumor cells. Likewise, also cell clusters or spheroids could be embedded within the collagen matrix concomitant with analysis of the emigration of single cells from the cell cluster/ spheroid into the collagen lattice. We conclude that the 3D collagen matrix migration assay is a versatile method to analyze the migration of cells within a physiological-like 3D environment.

Cell migration is a biological phenomenon that is involved in a plethora of physiological, such as wound healing and immune responses, and pathophysiological processes, like cancer. The 3D-collagen matrix migration assay is a versatile tool to analyze the migratory properties of different cell types within in a 3D physiological-like environment.

تحليل الهجرة خلية داخل الكولاجين مصفوفة ثلاثية الأبعاد

The ability to migrate is a hallmark of various cell types and plays a crucial role in several physiological processes, including&#160;embryonic ...

Concentric Gel System to Study the Biophysical Role of Matrix Microenvironment on 3D Cell Migration

The ability of cells to migrate is crucial in a wide variety of cell functions throughout life&#160;from embryonic development and wound healing&#160;to tumor and cancer metastasis. Despite intense research efforts, the basic biochemical and biophysical principles of cell migration are still not fully understood, especially in the physiologically relevant three-dimensional (3D) microenvironments. Here, we describe an in vitro assay designed to allow quantitative examination of 3D cell migration behaviors. The method exploits the cell&#8217;s mechanosensing ability and propensity to migrate into previously unoccupied extracellular matrix (ECM). We use the invasion of highly invasive breast cancer cells, MDA-MB-231, in collagen gels as a model system. The spread of cell population and the migration dynamics of individual cells over weeks of culture can be monitored using live-cell imaging and analyzed to extract spatiotemporally-resolved data. Furthermore, the method is easily adaptable for diverse extracellular matrices, thus offering a simple yet powerful way to investigate the role of biophysical factors in the microenvironment on cell migration.

The mechanical properties and microstructure of the extracellular matrix strongly affect 3D migration of cells. An in vitro method to study the spatiotemporal cell migration behavior in biophysically variable environments, at both population and individual cell levels, is described.

نظام جل متحدة المركز لدراسة دور الفيزيائية الحيوية من مصفوفة المكروية في 3D خلية الهجرة

The ability of cells to migrate is crucial in a wide variety of cell functions throughout life&#160;from embryonic development and wound healing&#160;to ...

Preparation of 3D Collagen Gels and Microchannels for the Study of 3D Interactions In Vivo

Historically, most cellular processes have been studied in only 2 dimensions. While these studies have been informative about general cell signaling mechanisms, they neglect important cellular cues received from the structural and mechanical properties of the local microenvironment and extracellular matrix (ECM). To understand how cells interact within a physiological ECM, it is important to study them in the context of 3 dimensional assays. Cell migration, cell differentiation, and cell proliferation are only a few processes that have been shown to be impacted by local changes in the mechanical properties of a 3-dimensional ECM. Collagen I, a core fibrillar component of the ECM, is more than a simple structural element of a tissue. Under normal conditions, mechanical cues from the collagen network direct morphogenesis and maintain cellular structures. In diseased microenvironments, such as the tumor microenvironment, the collagen network is often dramatically remodeled, demonstrating altered composition, enhanced deposition and altered fiber organization. In breast cancer, the degree of fiber alignment is important, as an increase in aligned fibers perpendicular to the tumor boundary has been correlated to poorer patient prognosis1. Aligned collagen matrices result in increased dissemination of tumor cells via persistent migration2,3. The following is a simple protocol for embedding cells within a 3-dimensional, fibrillar collagen hydrogel. This protocol is readily adaptable to many platforms, and can reproducibly generate both aligned and random collagen matrices for investigation of cell migration, cell division, and other cellular processes in a tunable, 3-dimensional, physiological microenvironment.

Preparation of 3D Collagen Gels and Microchannels for the Study of 3D Interactions In Vivo

Collagen is a core component of the ECM, and provides essential cues for several cellular processes ranging from migration to differentiation and proliferation. Provided here is a protocol for embedding cells within 3D collagen hydrogels, and a more advanced technique for generating randomized or aligned collagen matrices using PDMS microchannels.

إعداد 3D الهلام الكولاجين وMicrochannels لدراسة التفاعلات 3D<em&gt; في فيفو</em

Historically, most cellular processes have been studied in only 2 dimensions.  While these studies have been informative about general cell signaling ...

Polydimethylsiloxane-polycarbonate Microfluidic Devices for Cell Migration Studies Under Perpendicular Chemical and Oxygen Gradients

This paper reports a microfluidic device made of polydimethylsiloxane (PDMS) with an embedded polycarbonate (PC) thin film to study cell migration under combinations of chemical and oxygen gradients. Both chemical and oxygen gradients can greatly affect cell migration in vivo; however, due to technical limitations, very little research has been performed to investigate their effects in vitro. The device developed in this research takes advantage of a series of serpentine-shaped channels to generate the desired chemical gradients and exploits a spatially confined chemical reaction method for oxygen gradient generation. The directions of the chemical and oxygen gradients are perpendicular to each other to enable straightforward migration result interpretation. In order to efficiently generate the oxygen gradients with minimal chemical consumption, the embedded PC thin film is utilized as a gas diffusion barrier. The developed microfluidic device can be actuated by syringe pumps and placed into a conventional cell incubator during cell migration experiments to allow for setup simplification and optimized cell culture conditions. In cell experiments, we used the device to study migrations of adenocarcinomic human alveolar basal epithelial cells, A549, under combinations of chemokine (stromal cell-derived factor, SDF-1&#945;) and oxygen gradients. The experimental results show that the device can stably generate perpendicular chemokine and oxygen gradients and is compatible with cells. The migration study results indicate that oxygen gradients may play an essential role in guiding cell migration, and cellular behavior under combinations of gradients cannot be predicted from those under single gradients. The device provides a powerful and practical tool for researchers to study interactions between chemical and oxygen gradients in cell culture, which can promote better cell migration studies in more in vivo-like microenvironments.

The control of chemical and oxygen gradients is essential for cell cultures. This paper reports a polydimethylsiloxane-polycarbonate (PDMS-PC) microfluidic device capable of reliably generating combinations of chemical and oxygen gradients for cell migration studies, which can be practically utilized in biological labs without sophisticated instrumentation.

ثنائي ميثيل بولي سيلوكسان البولي أجهزة ميكروفلويديك لخلية دراسات الهجرة تحت عمودي الكيميائية والتدرجات الأوكسجين

This paper reports a microfluidic device made of polydimethylsiloxane (PDMS) with an embedded polycarbonate (PC) thin film to study cell migration under ...

دراسة الهجرة خلية في القنوات Microfabricated

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video