JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

تم إنشاء تمدد الأوعية الدموية داخل الجمجمة (IA) في الفئران باستخدام عوامل خطر ارتفاع ضغط الدم والتغيرات الديناميكية الدموية. تم إحداث تغيرات ديناميكية الدم عن طريق ربط فروع الشريان السباتي ، بينما تم تحقيق ارتفاع ضغط الدم عن طريق ربط الفروع الخلفية للشريان الكلوي. تم الكشف عن تكوين IA من خلال تصوير الأوعية بالرنين المغناطيسي والفحص المجهري المجسم والتحليل المرضي.

Abstract

يشكل تمدد الأوعية الدموية داخل الجمجمة (IA) خطرا صحيا كبيرا بسبب المراضة والوفيات المرتبطة بتمزق تمدد الأوعية الدموية. ومع ذلك ، لا تزال الآليات الجزيئية الكامنة وراء تطور IA غير واضحة ، ويلزم وجود نموذج فأر مناسب. تم إنشاء نموذج فأر من IA عن طريق ربط الشريان الجفري (PPA) للحث على تغييرات ديناميكية دموية مضافة ، جنبا إلى جنب مع تحريض ارتفاع ضغط الدم. في ذكور الفئران C57BL / 6 ، تم ربط الأوعية ، بما في ذلك PPA الأيمن ، والشريان السباتي الخارجي (ECA) ، والشريان القذالي (OcA) ، والشريان السباتي المشترك الأيسر المقابل (CCA) ، لإحداث تغيرات ديناميكية للدم. بعد أسبوع واحد ، تم ربط الفروع الخلفية الثنائية للشريان الكلوي (pRA) ، وتم إدخال نظام غذائي ملحي بنسبة 8٪ للحث على ارتفاع ضغط الدم. تم إجراء تصوير الأوعية بالرنين المغناطيسي (MRA) ، والفحص المجهري المجسمة ، والتلوين الكيميائي المناعي (IHC) لتقييم التغيرات المورفولوجية والمرضية في IA بعد ثلاثة أشهر من التحريض. في المجموعة التجريبية ، ماتت أربعة فئران بعد الحث الأولي. تم الكشف عن IA في مواقع مختلفة في خمسة من الفئران الأحد عشر المتبقية. أكدت كل من الفحوصات المجهرية و MRA تكوين IA. كشفت التحليلات المرضية و IHC عن اضطراب الصفيحة المرنة الداخلية ، وانفصال ألياف الكولاجين ، وتسلل الضامة M1 الإيجابية CD86 ، وهي نتائج تتفق مع تلك التي لوحظت في IA البشري. يكرر نموذج الفأر هذا من IA التغيرات المرضية التي لوحظت في العينات البشرية وقد يكون بمثابة أداة قيمة للتحقيق في الآليات الجزيئية لتكوين IA وتقدمه.

Introduction

يقدر انتشار تمدد الأوعية الدموية داخل الجمجمة (IA) ب 3.2٪ من عامةالسكان 1. يشكل IA خطرا صحيا كبيرا بسبب ارتفاع معدلات المراضة والوفيات المرتبطة به. IA هي حالة مرضية معقدة ومتعددة الأبعاد تتأثر بالتغيرات الديناميكية الدموية والالتهابات وإعادة تشكيل الأوعيةالدموية 2،3. تشارك التغيرات الديناميكية الدموية وارتفاع ضغط الدم في تكوين وتطور تمدد الأوعية الدموية4،5. يحدث IA بشكل متكرر في التشعبات الدماغية مع إجهاد القص الديناميكي الدمويالمرتفع 6 ، ويتم تحديد التشعبات ذات الزوايا الضيقة كعوامل خطر لتطور IA لدى البشر7. على الرغم من التقدم في العلاجات داخل الأوعية الدموية والاستراتيجيات الجراحية ، إلا أن النزيف تحت العنكبوتية الناجم عن تمزق IA لا يزال كارثيا. لذلك ، يعد استكشاف العلاجات الدوائية نهجا واعدا لمنع تمزق تمدد الأوعيةالدموية 8. ومع ذلك ، فإن الآليات الكامنة وراء التكوين المرضي وتطور IA لا تزال غير واضحة. يعد تطوير نموذج فأر مناسب لتكوين IA وتطوره ، بناء على عوامل الخطر البشرية ، أمرا بالغ الأهمية للكشف عن الآليات الأساسية وتحديد الأهداف العلاجية المحتملة. تهدف هذه الدراسة إلى بناء نموذج لتكوين IA دون تمزق في الفئران التي تحاكي خصائص IA البشرية.

تربط دائرة ويليس (CW) وتتصل بالشريان السباتي الداخلي الأيمن (ICA) ، واليسار، والشرايين الفقرية القاعدية الثنائية. يعمل CW كآلية تعويضية في حالات انسداد أو تضيق ICA أو الشريان الفقري9. الشريان الجفري (PPA) هو فرع من ICA الذي يزود الدم إلى الجزء الخارجي منالدماغ 10. بناء على الوظيفة التعويضية ل CW ، يزيد انسداد PPA من تدفق الدم في ICA. يؤدي الجمع بين ربط الشريان السباتي المشترك الأيسر (CCA) والشريان السباتي الخارجي الأيمن (ECA) والشريان القذالي (OcA) إلى زيادة تدفق الدم في CW ، خاصة في الزوايا الضيقة ، مما يؤدي إلى تغيرات ديناميكية الدم. في هذا النموذج ، يتم دعم تدفق الدم إلى الدماغ بواسطة الشريان الفقري القاعدي و ICA الأيمن. لم يساهم ربط PPA في وفيات الفئران11.

للحث على نموذج IA على أساس حقن الإيلاستاز ، تم إحداث ارتفاع ضغط الدم عن طريق إطلاق الأنجيوتنسين-II (Ang-II) عبر مضخة Alzet أو أسيتات deoxycorticosterone (DOCA) - ملح12،13. يجب مراعاة التكلفة العالية ل Alzet و DOCA في التجارب التي تشمل عددا كبيرا من. لم تكن المستويات المحققة من ارتفاع ضغط الدم مختلفة بشكل كبير بين ربط الفروع الخلفية والسفلية للشرايين الكلوية الثنائية أو الفروع الخلفية للشرايين الكلوية الثنائية فقط. ومع ذلك ، أدى النهج السابق إلى زيادة الخلل الكلوي14. لذلك ، يعتبر ربط الشرايين الكلوية الخلفية الثنائية (pRA) طريقة عقلانية لمعظم الباحثين.

تم حقن الإيلاستاز في السائل النخاعي في الخزان القاعدي الأيمن عن طريق حقنة تجسيمية واحدة12. تسبب نموذج IA القائم على حقن الإيلاستاز في تمزق IA بنسبة 60٪ -80٪ بعد ثلاثة أسابيع من الحقن15،16 ، وهو أقصر من أن يدرس تكوين IA وتطوره. علاوة على ذلك ، لا يوجد دليل يشير إلى ارتفاع مستويات الإيلاستاز في البشر أثناء تكوين IA. بالإضافة إلى ذلك ، يرتبط الحقن التجسيمي في الخزان الأيمن بارتفاع معدل الوفيات والعجز لدى الفئران ، مما يشكل تحديات كبيرة للمبتدئين.

في هذه الدراسة ، تم إنشاء نموذج فأر ل IA بدون تمزق في غضون ثلاثة أشهر بناء على عوامل الخطر البشرية. يلغي هذا النموذج التكلفة العالية المرتبطة ب DOCA و Alzet. علاوة على ذلك ، يمكن إجراؤه باستخدام مجهر مجسمة فقط ويمكن للمبتدئين إتقانه بسهولة.

Protocol

التزمت جميع الإجراءات التشغيلية في الفئران بمعايير لجنة المراجعة الأخلاقية وتمت الموافقة عليها من قبل اللجنة المؤسسية لرعاية واستخدامها بجامعة شنغهاي جياوتونغ. تم إيواء C57BL / 6 ذكور الفئران (8 أسابيع ، 20-25 جم) عند درجة حرارة 22 درجة مئوية مع دورة ضوء / ظلام 12 ساعة / 12 ساعة. والعملية التشغيلية موضحة في الشكل 1 أ. باختصار ، في المخدرة ، تم ربط الشريان السباتي المشترك الأيسر (CCA) ، والشريان السباتي الخارجي الأيمن (ECA) ، والشريان القذالي (OcA) ، والشريان الجفري (PPA) لإحداث تغيرات ديناميكية دموية. تم إحداث ارتفاع ضغط الدم لاحقا عن طريق ربط الشرايين الكلوية الثنائية (bRA) بعد أسبوع واحد من بدء التغيرات الديناميكية الدموية ، وتم تغذية بنظام غذائي يحتوي على 8٪ ملح. تم تصوير التغيرات الديناميكية الدموية وتشكيل IA في الشكل 1 ب. وترد تفاصيل الكواشف والمعدات المستخدمة في هذه الدراسة في جدول المواد.

1. إنشاء UIA للفأر على أساس التغيرات الديناميكية الدموية وارتفاع ضغط الدم

ملاحظة: تم صيام الفئران لمدة 12 ساعة قبل العملية. تم تعقيم الأدوات الجراحية عن طريق نقعها في 70٪ كحول لمدة 30 دقيقة على الأقل.

  1. يتم تطبيق التخدير (باتباع البروتوكولات المعتمدة مؤسسيا) باستخدام جهاز تخدير حيواني صغير مع استنشاق إيزوفلوران بنسبة 2٪ في خليط من O2 (1 لتر/دقيقة) على وسادة ساخنة يتم الحفاظ عليها عند 37 درجة مئوية.
  2. ربط CCA الأيسر
    1. قم بعمل شق خطي بطول 1 سم على طول خط الوسط العنقي. تشريح الأنسجة تحت الجلد وبلاتيزما لكشف القصبة الهوائية.
    2. اسحب الوريد الوداجي بعيدا وحدد موقع غمد الشريان السباتي على طول القصبة الهوائية (الشكل 2 أ ، الأول ، الثاني). افصل CCA الأيسر عن العصب المبهم. اربط CCA الأيسر بخياطة حريرية 6-0 (الشكل 2 أ ، ثالثا ، رابع).
  3. ربط ECA و OcA المناسبين
    1. كشف التركيب التشريحي ل CCA و ICA و ECA و OcA والعصب المبهم والعصب تحت اللسان على الجانب الأيمن. اربط ECA الأيمن بخياطة حريرية 6-0 (الشكل 2 أ ، ثالثا ، رابع).
    2. اعزل OcA وربطه ب 8-0 خياطة الحرير (الشكل 2 أ الخامس - الثامن). افصل OcA باستخدام ملقطين دقيقين مستقيمين.
      ملاحظة: يقع OcA ، الذي ينشأ بالقرب من ECA ، أسفل العصب تحت اللسان (الشكل 2A v - viii). يساعد تشريح OcA على فضح تشريح PPA بشكل فعال.
  4. ربط PPA الصحيح
    1. عزل العصب تحت اللسان عن ICA. ضع القطن الجراحي بين العصب تحت اللسان و ICA لحماية العصب من الإصابات المرتبطة بالإجراء.
    2. قم بتشريح الأنسجة المحيطة بالأوعية الدموية حول PPA باستخدام ملقط دقيق. قم بتثبيت PPA واسحبه مؤقتا برفق. ضع 8-0 خياطة الحرير بين PPA و ICA لربط PPA (الشكل 2 أ ix ، x).
    3. اربط PPA وحافظ على مسافة كافية بين موقع الربط وأصل PPA لضمان تدفق الدم في دائرة ويليس (الشكل 2 أ س).
      ملاحظة: التحدي الأساسي في هذه الخطوة هو ربط PPA داخل مساحة تشغيل ضيقة للغاية دون إضعاف الأعصاب الطرفية وهياكل الأوعية الدموية. تجنب ضغط القصبة الهوائية أثناء التعرض ل PPA.
  5. إنهاء العملية
    1. تعقيم المجال التشغيلي ببوفيدون اليود وخياطة الجرح. راقب الفئران حتى تتعافى من التخدير.
  6. تحفيز ارتفاع ضغط الدم
    1. قم بعمل شق خط الوسط بطول 2 سم عندمستوى العمود الفقري 12 على الظهر. قطع العضلات الظهرية لفضح الكلى. قم بتثبيت الأنسجة الدهنية حول الكلى باستخدام الملقط وقم بتثبيت الكلية داخل شق العضلات (الشكل 2 ب ، الأول ، الثاني).
    2. عزل الأنسجة الدهنية حول عنيق الكلى. حدد pRA على اتصال وثيق بالوريد الكلوي (الشكل 2 ب ثالثا ، رابع). قم بتثبيت pRA واسحبه لأعلى باستخدام ملقط دقيق مستقيم. قم بتشريح اللفافة بين pRA والوريد الكلوي باستخدام ملقط دقيق آخر (الشكل 2 ب الخامس ، السادس).
      ملاحظة: توخي الحذر لمنع تلف الوريد الكلوي ، مما قد يؤدي إلى نزيف كارثي.
    3. اربط pRA بخياطة حريرية 6-0 (الشكل 2 ب السابع ، الثامن). مباشرة بعد الربط ، لاحظ البؤر الإقفارية التي تتشكل في الجزء العلوي من الكلى (الشكل 2 ب التاسع ، x). خياطة شقوق العضلات والجلد.

2. فحص IA عبر MRA والمجهر المجسم

  1. إجراء تصوير الأوعية بالرنين المغناطيسي (MRA) بعد ثلاثة أشهر من تحريض تمدد الأوعية الدموية لتقييم تكوين تمدد الأوعية الدموية.
    1. القتل الرحيم للفئران عن طريق الإخراج وخلع عنق الرحم بعد تخدير الأيزوفلوران (باتباع البروتوكولات المعتمدة مؤسسيا). كشف IA تحت مجهر مجسم كما تم الإبلاغ عنهسابقا 17.
    2. قم بغرس العينات ب PBS المبرد ، متبوعا بنسبة 4٪ بارافورمالدهيد ، ثم Microfil لتصور الأوعية الدموية وتمدد الأوعية الدموية.
    3. تعريف تمدد الأوعية الدموية على أنه انتفاخ خارجي أكبر بمقدار 1.5 مرة من الشريان الأم ، كما لاحظ جراحو أعصابمستقلان 8،18.

3. تحليلات الكيمياء النسيجية والمناعية

  1. اعزل دوائر ويليس تحت المجهر. ثبت العينات بنسبة 4٪ بارافورمالدهيد عند 4 درجات مئوية لمدة 24 ساعةو 19.
  2. قم بمعالجة العينات في أقسام البارافين والمجمدة لتلوين الأنسجة والتألق المناعي. تلطيخ أقسام البارافين ببقع EVG و Masson وفقا لتعليمات الشركات المصنعة19.
  3. احتضان أقسام البارافين بمحلول حجب لتقليل الارتباط غير المحدد.
  4. احتضان الأقسام بالأجسام المضادة الأولية ضد CD86 طوال الليل عند 4 درجات مئوية. بعد الحضانة بجسم مضاد ثانوي ، قم بتطوير لون بني من خلال تفاعل الأقسام مع DAB20.
  5. قم بإجراء تلطيخ مضاد باستخدام الهيماتوكسيلين وقم بتركيب الأقسام بمحلول تركيب مائي20.

النتائج

معدل تكوين IA
في المجموعة التجريبية (ن = 15) ، توفي فأران خلال الأسبوع الأول بعد الإجراء الأولي لأسباب غير معروفة. توفي فأر واحد بسبب عدوى في جرح الظهر في اليوم الثالث بعد الإجراء الثاني ، وتوفي فأر آخر في اليوم 38 لأسباب غير معروفة ، دون اكتشاف تمدد الأوعية الدموية...

Discussion

تقدم هذه الدراسة نهجا معدلا لبناء نموذج فأر ل IA من خلال ربط PPA للحث على تغييرات ديناميكية الدم المضافة مع ارتفاع ضغط الدم. أظهر التصوير بالرنين المغناطيسي والتحليل المجهري تغيرات كبيرة في تمدد الأوعية الدموية في دائرة ويليس. تتوافق التغيرات المرضية التي لوحظت في هذا الن?...

Disclosures

تمت قراءة المخطوطة والموافقة عليها من قبل جميع المؤلفين المذكورين ، ولا يوجد أشخاص آخرون استوفوا معايير التأليف ولكنهم غير مدرجين في القائمة. ليس لدى المؤلفين أي تضارب في المصالح مرتبط بالمخطوطة ، ولم يكن هناك دعم مالي كبير لهذا العمل كان من الممكن أن يؤثر على نتائجه. لم يشارك الممولون في جمع البيانات أو تحليل البيانات أو كتابة الأوراق. لم يتم نشر المخطوطة من قبل على الإنترنت أو في شكل مطبوع ، بما في ذلك المجلات أو المواقع الإلكترونية أو المدونات.

Acknowledgements

تم دعم هذه الدراسة من قبل المرفق الوطني للطب الانتقالي (Shanghai TMSK-2021-147) ، ومشروع أبحاث مستشفى شنغهاي رينجي (RJTJ-QT-007) ، ومؤسسة علوم ما بعد الدكتوراه الصينية (رقم الشهادة: 2024M760658).

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
7.0 T magnetic resonance angiographyBrukerBioSpec 70/20 
C57BL/6 miceCharles River Laboratoriessex: male
CD86 antibodyCST91882
Elastic Van Gieson (EVG)stainSolarbioG1597
MassonSolarbioG1340
Micro forcepShanghai Jinzhong Instrument Company
MicrofilFlow Tech Inc.MV-120
Small animal anesthesia machine RWDR500
Stereo microscopeShanghai Optical Instrument CompanyXYH-6B
SutureShanghai Jinhuan Medical Company6-0, 8-0

References

  1. Vlak, M. H., Algra, A., Brandenburg, R., Rinkel, G. J. Prevalence of unruptured intracranial aneurysms, with emphasis on sex, age, comorbidity, country, and time period: A systematic review and meta-analysis. Lancet Neurol. 10 (7), 626-636 (2011).
  2. Turjman, A. S., Turjman, F., Edelman, E. R. Role of fluid dynamics and inflammation in intracranial aneurysm formation. Circulation. 129 (3), 373-382 (2014).
  3. Shikata, F., et al. Potential influences of gut microbiota on the formation of intracranial aneurysm. Hypertension. 73 (2), 491-496 (2019).
  4. Penn, D. L., Komotar, R. J., Sander Connolly, E. Hemodynamic mechanisms underlying cerebral aneurysm pathogenesis. J Clin Neurosci. 18 (11), 1435-1438 (2011).
  5. Vlak, M. H., Rinkel, G. J., Greebe, P., Algra, A. Independent risk factors for intracranial aneurysms and their joint effect: A case-control study. Stroke. 44 (4), 984-987 (2013).
  6. Alfano, J., et al. Intracranial aneurysms occur more frequently at bifurcation sites that typically experience higher hemodynamic stresses. Neurosurgery. 73 (3), 497-505 (2013).
  7. Idil Soylu, A., Ozturk, M., Akan, H. Can vessel diameters, diameter ratios, and vessel angles predict the development of anterior communicating artery aneurysms: A morphological analysis. J Clin Neurosci. 68, 250-255 (2019).
  8. Starke, R. M., et al. Critical role of TNF-alpha in cerebral aneurysm formation and progression to rupture. J Neuroinflammation. 11, 77 (2014).
  9. Vrselja, Z., Brkic, H., Mrdenovic, S., Radic, R., Curic, G. Function of circle of Willis. J Cereb Blood Flow Metab. 34 (4), 578-584 (2014).
  10. Azedi, F., et al. Intra-arterial drug delivery to the ischemic brain in rat middle cerebral artery occlusion model. Bio Protoc. 9 (23), e3438 (2019).
  11. Yoshimura, S., et al. Reliable infarction of the middle cerebral artery territory in C57BL/6 mice using pterygopalatine artery ligation and filament optimization - The PURE-MCAo model. J Cereb Blood Flow Metab. , (2024).
  12. Nuki, Y., et al. Elastase-induced intracranial aneurysms in hypertensive mice. Hypertension. 54 (6), 1337-1344 (2009).
  13. Tada, Y., et al. Roles of hypertension in the rupture of intracranial aneurysms. Stroke. 45 (2), 579-586 (2014).
  14. Eldawoody, H., et al. Simplified experimental cerebral aneurysm model in rats: Comprehensive evaluation of induced aneurysms and arterial changes in the circle of Willis. Brain Res. 1300, 159-168 (2009).
  15. Hosaka, K., Downes, D. P., Nowicki, K. W., Hoh, B. L. Modified murine intracranial aneurysm model: aneurysm formation and rupture by elastase and hypertension. J Neurointerv Surg. 6 (6), 474-479 (2014).
  16. Furukawa, H., et al. Mast cell promotes the development of intracranial aneurysm rupture. Stroke. 51 (11), 3332-3339 (2020).
  17. Dungan, C. M., et al. Deletion of SA beta-Gal+ cells using senolytics improves muscle regeneration in old mice. Aging Cell. 21 (1), e13528 (2022).
  18. Miyamoto, T., et al. Site-specific elevation of interleukin-1beta and matrix metalloproteinase-9 in the Willis circle by hemodynamic changes is associated with rupture in a novel rat cerebral aneurysm model. J Cereb Blood Flow Metab. 37 (8), 2795-2805 (2017).
  19. Xu, C., et al. CD147 monoclonal antibody attenuates abdominal aortic aneurysm formation in angiotensin II-Infused apoE(-/-) mice. Int Immunopharmacol. 122, 110526 (2023).
  20. Taube, J. M., et al. Multi-institutional TSA-amplified multiplexed immunofluorescence reproducibility evaluation (MITRE) study. J Immunother Cancer. 9 (7), e002197 (2021).
  21. Frosen, J., et al. Saccular intracranial aneurysm: Pathology and mechanisms. Acta Neuropathol. 123 (6), 773-786 (2012).
  22. Cai, J., He, C., Yuan, F., Chen, L., Ling, F. A novel haemodynamic cerebral aneurysm model of rats with normal blood pressure. J Clin Neurosci. 19 (1), 135-138 (2012).
  23. Arnaout, O. M., et al. De novo large fusiform posterior circulation intracranial aneurysm presenting with subarachnoid hemorrhage 7 years after therapeutic internal carotid artery occlusion: case report and review of the literature. Neurosurgery. 71 (3), E764-E771 (2012).
  24. Nagata, I., Handa, H., Hashimoto, N., Hazama, F. Experimentally induced cerebral aneurysms in rats: Part VI. Hypertension. Surg Neurol. 14 (6), 477-479 (1980).
  25. Aoki, T., Kataoka, H., Morimoto, M., Nozaki, K., Hashimoto, N. Macrophage-derived matrix metalloproteinase-2 and -9 promote the progression of cerebral aneurysms in rats. Stroke. 38 (1), 162-169 (2007).
  26. Grunwald, I. Q., et al. An experimental aneurysm model: a training model for neurointerventionalists. Interv Neuroradiol. 12 (1), 17-24 (2006).
  27. Brinjikji, W., Ding, Y. H., Kallmes, D. F., Kadirvel, R. From bench to bedside: Utility of the rabbit elastase aneurysm model in preclinical studies of intracranial aneurysm treatment. J Neurointerv Surg. 8 (5), 521-525 (2016).
  28. Adibi, A., Eesa, M., Wong, J. H., Sen, A., Mitha, A. P. Combined endovascular coiling and intra-aneurysmal allogeneic mesenchymal stromal cell therapy for intracranial aneurysms in a rabbit model: A proof-of-concept study. J Neurointerv Surg. 9 (7), 707-712 (2017).
  29. Liao, B. Y., Zhang, J. Evolutionary conservation of expression profiles between human and mouse orthologous genes. Mol Biol Evol. 23 (3), 530-540 (2006).
  30. Han, Y., et al. Axl promotes intracranial aneurysm rupture by regulating macrophage polarization toward M1 via STAT1/HIF-1alpha. Front Immunol. 14, 1158758 (2023).
  31. Wang, S., et al. Rabbit aneurysm models mimic histologic wall types identified in human intracranial aneurysms. J Neurointerv Surg. 10 (4), 411-415 (2018).
  32. Nowicki, K. W., Hosaka, K., Walch, F. J., Scott, E. W., Hoh, B. L. M1 macrophages are required for murine cerebral aneurysm formation. J Neurointerv Surg. 10 (1), 93-97 (2018).
  33. Shi, Y., et al. Nrf-2 signaling inhibits intracranial aneurysm formation and progression by modulating vascular smooth muscle cell phenotype and function. J Neuroinflammation. 16 (1), 185 (2019).
  34. Morimoto, M., et al. Mouse model of cerebral aneurysm: experimental induction by renal hypertension and local hemodynamic changes. Stroke. 33 (7), 1911-1915 (2002).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

M1 CD86

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved