Bu çalışma Ulusal Sağlık Hibe Enstitüleri (R01NS085215 ila K.F., T32 GM107000 ve F30MH122146 ila A.C. ) tarafından desteklendi. Yazarlar, Bayan Naoe Watanabe'ye yetenekli teknik yardım için teşekkür ediyorlar.

Tüm hayvan protokolleri Massachusetts Üniversitesi Tıp Fakültesi Kurumsal Hayvan Bakım ve Kullanım Komitesi (IACUC) tarafından incelendi ve onaylandı. Dilim kültürü hazırlama, plazmid hazırlama ve elektroporasyon da daha önce yayınlanan yöntemlerimizde ayrıntılı olarak açıklanmıştır ve ek bilgi için başvurulabilir10.
1. Dilim kültürü hazırlığı
<ol><li>Daha önce açıklandığı gibi fare organotipik hipokampal dilim kültürleri hazırlayın11, her iki cinsiyetin doğum sonrası 6 ila 7 günlük farelerini kullanarak.<ol>
<li>Diseksiyon ortamını (mM olarak): 238 sakkarozdan oluşan organotipik dilim kültürü için hazırlayın, 2.5 KCl, 1 CaCl2, 4 MgCl2, 26 NaHCO3, 1 NaH2PO4ve deiyonize suda 11 glikoz, daha sonra% 5 CO2/ 95% O2 ile 7.4 pH'a gaz.</li>
		<li>Organotipik dilim kültür medyasını hazırlayın: %78,8 (v/v) Minimum Esansiyel Orta Kartal, %20 (v/v) at serumu, 17,9 mM NaHCO3, 26,6 mM glikoz, 2 M CaCl2, 2 M MgSO4, 30 mM HEPES, insülin (1 μg/mL) ve 0,06 mM askorbik asit, pH 7,3'e ayarlanmıştır. Omometre kullanarak omuzolariteyi 310-330 osmol'e ayarlayın.</li>
		<li>Hipokampiyi iki spatula kullanarak tüm beyinden ayırın ve bir doku helikopteri kullanarak dilimleyin (400 μm). İki ton sesi kullanarak dilimleri ayırın ve kesici uçların altındaki kültür ortamı (950 μL) ile dolu 6 kuyu plakasında 30 mm hücre kültürü kesici uçlarına aktarın.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Organotipik dilim kültürlerini bir doku kültürü inkübatöründe (%35°C, %5 CO2)saklayın ve dilim kültürü ortamını iki günde bir değiştirin.</li>
</ol>2. Plazmid hazırlığı
<ol><li>Plazmidi ilgi genine hazırlayın.<ol>
<li>Bir pCAG vektörüne yeşil floresan protein (EGFP) geninin alt sıvısı.</li>
		<li>pCAG-EGFP plazmidini endotoksin içermeyen bir arıtma kiti ile arındırın ve 140 mM K-metansülfonat içeren dietil pirokarbonat arıtılmış sudan oluşan bir iç çözeltide çözün, 0,2 mM EGTA, 2 mM MgCl2ve 10 mM HEPES, KOH ile pH 7,3'e ayarlanmıştır (plazmid konsantrasyonu: 0,1 μg/μL).</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. Cam pipet hazırlama
<ol><li>Bir mikropipette çekme üzerine borosilikat cam pipetleri (4,5 – 8 MΩ) çekin (Şekil 1A). NOT: Tüm hücreli yama kelepçe kayıtları için kullanılan cam pipetler elektroporasyon için idealdir.</li>
	<li>Sterilize etmek için cam pipetleri 200°C'de geceleyin pişirin.</li>
	<li>Elektrik direncini yaklaşık olarak görmek için pipet ucunun boyutunu diseksiyon mikroskobu altında kontrol edin.<ol>
<li>İsteğe bağlı:Pipeti elektroporasyon elektroduna bağlayarak pipet direncini doğrulayın ve pipet ucunu filtre sterilize edilmiş yapay beyin omurilik sıvısına (aCSF) manevra yapmak için mikromanipülatörü kullanın (mM): 119 NaCl, 2.5 KCl, 0.5 CaCl2, 5 MgCl2, 26 NaHCO3, 1 NaH2PO4 ve 11 glikoz deiyonize suda, % 5 CO2 /95O2 ile 7.4 pH'a gazlanır. Elektroporatördeki okumayı kullanarak gerçek direnci onaylayın. NOT: Pipet ucu ne kadar keskinse, elektrik direnci o kadar büyük olacaktır. Pipet direnci 10 MΩ'nin altında olmalıdır. Yüksek pipet direncine sahip cam pipetler (Şekil 1B) genellikle tekrarlanan elektroporasyon sırasında ucu tıkanır.</li>
	</ol>
</li>
</ol>4. Elektroporasyon teçhizatı kurulumu
<ol><li>Elektroporatörü, bir mikromanipülatör ve peristaltik pompa ile değişen bir masaya monte edilmiş dik bir mikroskopla donatılmış standart bir tam hücre elektrofizyoloji makinesine takın.</li>
	<li>Elektroporatörün başlığını bir mikromanipülatöre takın ve bir çift hoparlörü elektroporatöre bağlayın. Elektroporatörü, hazır olduğunda nabız göndermek için kullanılabilecek bir ayak pedalı ile bağlayın. NOT: Hoparlörler açıldığında bir ton yayar, bu da elektrot üzerindeki elektrik direncinin bir göstergesidir. Bu, dikkatleri prosedürden uzaklaştırmadan dirençteki göreceli değişiklikleri belirlemeyi mümkün kılar.</li>
</ol>5. Elektroporasyon hazırlığı
<ol><li>Dilim kültürü kesici uçlarını 6 kuyu tabağından 900 μL kültür ortamı ile yüklenmiş 3 cm Petri tabaklarına aktarın ve elektroporasyon yapmaya hazır olana kadar bir masa üstü CO2 inkübatörde saklayın.<ol>
<li>Taze kültür eklemelerini, elektrik çarpmasından sonra kültür dilimlerine 3,5 cm Petri kabında en az 30 dakika boyunca dilim kültür ortamı (1 mL) ile ön kuluçkaya yatırın.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Makineyi temizleyin ve elektroporasyona hazırlayın.<ol>
<li>Gün için deneye başlamadan önce boruyu ve hazneyi sterilize etmek için hatları 5 dakika boyunca% 10 çamaşır suyu ile perfuse edin.</li>
		<li>Tamamen durulamak için hatları deiyonize otoklavlı suyla en az 30 dakika boyunca perfuse edin.</li>
		<li>Hatları 0.001 mM tetrodotoxin (TTX) içeren filtre sterilize edilmiş aCSF ile destekleyin. NOT: TTX, internöronların aşırı heyecanlanması nedeniyle hücresel toksisiteyi ve ölümü en aza indirir10.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Elektroporatörun darbe parametrelerini ayarlayın: –5 V genliği, kare darbe, 500 ms tren, 50 Hz frekans ve 500 μs darbe genişliği.</li>
	<li>Cam pipeti 5 μL plazmid içeren iç çözelti ile doldurun.<ol>
<li>Kıstırılan hava kabarcıklarını pipet ucundan hafifçe dokunarak ve ucuna birden fazla kez dokunarak çıkarın.</li>
		<li>Ucu diseksiyon mikroskobu altında görselleştirerek veya pipet direncini kontrol etmek için 3.3.1 adımını tekrarlayarak hasara karşı kontrol edin. NOT: Uç hasarlıysa, cam pipet atılmalıdır ve bu adım daha önce 3.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Pipet ucunu elektrota güvenli bir şekilde takın ve hoparlörleri açın. Uç aCSF ortamıyla temas ettiğinde elektroporatörnün okumasını (pipet direnci) kaydedin.</li>
	<li>Keskin bir bıçak kullanarak kültürün ekleme zarını kesin ve bir dilim kültürünü izole edin. Keskin açılı empepiler kullanarak dilim kültürünü elektroporasyon odasına dikkatlice aktarın ve konumunu bir dilim ankrajı ile sabitleyin.<ol>
<li>Dilim kültürünü, nöronal sağlıktaki değişiklikler veya işlev12gibi yan etkileri önlemek için bir seferde 30 dakikadan fazla inkübatörün dışında tutmayın.</li>
	</ol>
</li>
</ol>6. İlgi çekici elektroporat hücreleri
<ol><li>Pipete ağızla veya boruya bağlı 1 mL şırıngar (0,2 - 0,5 mL basınç) kullanarak pozitif basınç uygulayın.</li>
	<li>Pipet ucunu dilim kültürünün yüzeyine yakın bir yerde manevra yapmak için mikromanipülatör 3 boyutlu düğme kontrollerini kullanın.</li>
	<li>Bir hedef hücre seçin ve mikroskopta görünür olan hücre yüzeyinde bir gamze oluşana kadar uygulanan pozitif basıncı koruyarak ona yaklaşın.</li>
	<li>Basınç döngüleri gerçekleştirin.<ol>
<li>Boru ucu ile plazma zarı arasında gevşek bir sızdırmazlık oluşur, böylece membran pipet ucuna biraz yukarı çıkar. Hoparlörlerden gelen tonda bir artış dinleyerek pipet direncinde bir artış (~2,5 kat başlangıç direnci) gözlemleyin. Gamzenin yeniden şekillenebilmesi için pozitif basıncı hızlı bir şekilde yeniden uygulayın.</li>
		<li>Duraklatmadan en az iki basınç döngüsünü daha hemen tamamlayın, ardından 1 sn boyunca negatif basınç tutun. NOT: Döngüler arasında duraklamak, çok fazla basınç uygulamak veya negatif basıncı çok uzun süre tutmak önemli hücre hasarına neden olabilir ve muhtemelen elektroporasyon sırasında hücrenin ölmesine neden olabilir.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Hoparlörlerden gelen ton perdede sabit bir tepe noktasına ulaştığında ayak pedalını kullanarak elektroporatöre hızlı bir şekilde darbe yapın ve bu da en yüksek elektrik direncini gösterir. Nabzı göndermeden önce 1 s'den fazla tepe direncinde beklemeyin. NOT: Bu protokolü kullanırken hedef dışı elektroporasyon gözlemlemedik10. Sadece basınç döngüleri sırasında cam pipetle temas eden hücreler transkröme edildi. Pipetin diğer nöronların yakınında konumlandırılması gen transfeksiyonla sonuç vermez.</li>
	<li>Pipeti basınç uygulamadan hücreden yaklaşık 100 μm geri çek.</li>
	<li>Direncin 5.5.<ol>
<li>Elektroporasyondan sonra görsel olarak veya önemli ölçüde artmış (%>15 daha yüksek) pipet direnci ile belirtilen potansiyel tıkanıklıkları pozitif basınç uygulayarak çıkarın. NOT: Görünür bir tıkanıklık yoksa ve direnç hala önemli ölçüde daha yüksekse, pipeti atın ve yeni bir tane kullanın. Ortalama olarak, kullanıcı dikkatli olursa 20 elektroporasyon olayı için bir pipet kullanılabilir10.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Elektroporasyondan sonra, dilim kültürünü taze bir kültür kesici ucuna aktarın ve 3 güne kadar inkübatörde 35 ° C'de kuluçkaya yatırın.</li>
</ol>7. Organotipik hipokampal dilim kültürlerinin sabitlenmesi, lekelenmesi ve görüntülenmesi
<ol><li>Elektroporlu organotipik dilim kültürlerini transeksiyondan 2 – 3 gün sonra% 4 paraformaldehit ve% 4 sakkaroz ile 0.01 M fosfat tamponlu salin (1x PBS) oda sıcaklığında 1.5 saat sabitleyin.</li>
	<li>2 saat boyunca 0,1 M fosfat tamponunda (1x PB) %30 sakkarozda sabitleyici ve kuluçka dilimlerini çıkarın.</li>
	<li>Dilimleri bir slayt camına yerleştirin ve slayt camını ezilmiş kuru buzun üzerine koyarak dondurun. Dilimleri oda sıcaklığında çözün ve 1x PBS ile dolu 6 kuyu plakasına aktarın.</li>
	<li>Dilimleri GDB tamponunda fare anti-GFP ve tavşan anti-RFP antikorları (%0,1 jelatin, %0,3 Triton X-100, 450 mM NaCl ve %32 1x PB, pH 7,4) ile oda sıcaklığında 2 saat boyunca lekeleyin.</li>
	<li>Her yıkama için oda sıcaklığında üç kez 1x PBS ile dilimleri yıkayın.</li>
	<li>Oda sıcaklığında 1 saat boyunca GDB tamponunda anti-fare Alexa 488 konjuge ikincil antikor ve anti-tavşan Alexa 594 konjuge ikincil antikor ile dilimleri kuluçkaya yatırın. Dapi (4 μg/mL) ile dilimleri oda sıcaklığında 10 dakika boyunca 1x PBS'de kuluçkaya yatır.</li>
	<li>1x PBS'li dilimleri oda sıcaklığında üç kez yıkayın ve her yıkamada 3 dakika yıkayın.</li>
	<li>Montaj ortamını kullanarak dilimleri cam slaytlara monte edin ve floresan görüntüleme gerçekleştirin.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Washbourne, P., McAllister, A. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Techniques+for+gene+transfer+into+neurons.">Techniques for gene transfer into neurons.</a> Current Opinion in Neurobiology. 12 (5), 566-573 (2002).</li><li>Capecchi, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High+efficiency+transformation+by+direct+microinjection+of+DNA+into+cultured+mammalian+cells.">High efficiency transformation by direct microinjection of DNA into cultured mammalian cells.</a> Cell. 22 (2), 479-488 (1980).</li><li>Rae, J. L., Levis, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Single-cell+electroporation.">Single-cell electroporation.</a> Pflugers Archives: European Journal of Physiology. 443 (4), 664-670 (2002).</li><li>Teruel, M. N., Blanpied, T. A., Shen, K., Augustine, G. J., Meyer, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+versatile+microporation+technique+for+the+transfection+of+cultured+CNS+neurons.">A versatile microporation technique for the transfection of cultured CNS neurons.</a> Journal of Neuroscience Methods. 93 (1), 37-48 (1999).</li><li>Rathenberg, J., Nevian, T., Witzemann, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-efficiency+transfection+of+individual+neurons+using+modified+electrophysiology+techniques.">High-efficiency transfection of individual neurons using modified electrophysiology techniques.</a> Journal of Neuroscience Methods. 126 (1), 91-98 (2003).</li><li>Tanaka, M., Yanagawa, Y., Hirashima, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transfer+of+small+interfering+RNA+by+single-cell+electroporation+in+cerebellar+cell+cultures.">Transfer of small interfering RNA by single-cell electroporation in cerebellar cell cultures.</a> Journal of Neuroscience Methods. 178 (1), 80-86 (2009).</li><li>Wiegert, J. S., Gee, C. E., Oertner, T. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Single-Cell+Electroporation+of+Neurons.">Single-Cell Electroporation of Neurons.</a> Cold Spring Harbor Protocols. 2017 (2), 094904 (2017).</li><li>Li, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+robot+for+high+yield+electrophysiology+and+morphology+of+single+neurons+in+vivo.">A robot for high yield electrophysiology and morphology of single neurons in vivo.</a> Nature Communication. 8, 15604 (2017).</li><li>Steinmeyer, J. D., Yanik, M. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-throughput+single-cell+manipulation+in+brain+tissue.">High-throughput single-cell manipulation in brain tissue.</a> PLoS One. 7 (4), 35603 (2012).</li><li>Keener, D. G., Cheung, A., Futai, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+highly+efficient+method+for+single-cell+electroporation+in+mouse+organotypic+hippocampal+slice+culture.">A highly efficient method for single-cell electroporation in mouse organotypic hippocampal slice culture.</a> Journal of Neuroscience Methods. 337, 108632 (2020).</li><li>Stoppini, L., Buchs, P. A., Muller, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+simple+method+for+organotypic+cultures+of+nervous+tissue.">A simple method for organotypic cultures of nervous tissue.</a> Journal of Neuroscience Methods. 37 (2), 173-182 (1991).</li><li>Ibata, K., Sun, Q., Turrigiano, G. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rapid+synaptic+scaling+induced+by+changes+in+postsynaptic+firing.">Rapid synaptic scaling induced by changes in postsynaptic firing.</a> Neuron. 57 (6), 819-826 (2008).</li><li>Li, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electroporation+on+microchips:+the+harmful+effects+of+pH+changes+and+scaling+down.">Electroporation on microchips: the harmful effects of pH changes and scaling down.</a> Science Reports. 5, 17817 (2015).</li><li>Karra, D., Dahm, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transfection+techniques+for+neuronal+cells.">Transfection techniques for neuronal cells.</a> Journal of Neuroscience. 30 (18), 6171-6177 (2010).</li><li>Taverna, E., Haffner, C., Pepperkok, R., Huttner, W. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+approach+to+manipulate+the+fate+of+single+neural+stem+cells+in+tissue.">A new approach to manipulate the fate of single neural stem cells in tissue.</a> Nature Neurosciences. 15 (2), 329-337 (2011).</li><li>Zhang, Y., Yu, L. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Single-cell+microinjection+technology+in+cell+biology.">Single-cell microinjection technology in cell biology.</a> Bioessays. 30 (6), 606-610 (2008).</li><li>De Simoni, A., Griesinger, C. B., Edwards, F. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+rat+CA1+neurones+in+acute+versus+organotypic+slices:+role+of+experience+in+synaptic+morphology+and+activity.">Development of rat CA1 neurones in acute versus organotypic slices: role of experience in synaptic morphology and activity.</a> Journal of Physiology. 550, 135-147 (2003).</li></ol>

Yazarlar çıkar çatışmaları olmadığını beyan ederler.

Burada hem uyarıcı hem de inhibitör nöronları yüksek verimlilik ve hassasiyetle transfect eden bir elektroporasyon yöntemini tarif ediyoruz. Optimize edilmiş elektroporasyon protokolümüz, yüksek verimli gen transfeksiyonunu elde etmek için üç yenilikçi atılım gerçekleştirmektedir. İlk modifikasyonumuz pipet boyutunu daha önce yayınlananprotokollerekıyasla artırmaktı 3,5,6. Bu değişiklik, pipet tıkanma...

Moleküler biyolojide, bir araştırmacının en önemli hususlarından biri, işlevini ortaya çıkarmak için bir hücreye veya hücre popülasyonuna ilgi çekici bir genin nasıl teslimılacağıdır. Farklı teslimat yöntemleri biyolojik (örneğin, viral bir vektör), kimyasal (örneğin, kalsiyum fosfat veya lipit) veya fiziksel (örneğin, elektroporasyon, mikroenjeksiyon veya biyoliztik) olarak kategorize edilebilir1,2. Biyolojik yöntemler oldukça verimlidir ve hücre tipine özgü olabilir, ancak spesifik genetik araçların geliştirilmesi ile sınırlıdır. Kimyasal yaklaşımlar çok güçlü in vitrodur, ancak transeksiyonlar genellikle rastgeledir; ayrıca, bu yaklaşımlar çoğunlukla yalnızca birincil hücreler için ayrılmıştır. Fiziksel yaklaşımlar arasında biyolistik teknik açıdan en basit ve en kolay olanıdır, ancak yine nispeten düşük verimlilikte rastgele transfeksiyon sonuçları üretir. Genetik araçlar geliştirmeye gerek kalmadan belirli hücrelere transfer gerektiren uygulamalar için, tek hücreli elektroporasyon3,4'e bakıyoruz.
Elektroporasyon sadece alan elektroporasyonunu ifade etmek için kullanılırken, son yirmi yıl içinde, özgüllüğü ve verimliliği artırmak için çoklu in vitro ve in vivo tek hücreli elektroporasyon protokolleri geliştirilmiştir5,6,7, elektroporasyonun genleri tek tek hücrelere aktarmak için kullanılabileceğini ve bu nedenle son derece hassas olabileceğini göstermiştir. Ancak, prosedürler teknik olarak zorlu, zaman alıcı ve nispeten verimsizdir. Gerçekten de, daha yeni makaleler mekanize elektroporasyon makinelerinin fizibilitesini araştırdı8,9, bu tür robotikleri kurmakla ilgilenen araştırmacılar için bu engellerin birkaçını ortadan kaldırmaya yardımcı olabilir. Ancak daha basit araçlar arayanlar için, elektroporasyon, yani hücre ölümü, transfeksiyon yetmezliği ve pipet tıkanması ile ilgili sorunlar bir endişe olmaya devam ediyor.
Son zamanlarda daha büyük uçlu cam pipetler kullanan bir elektroporasyon yöntemi geliştirdik, daha hafif elektriksel darbe parametreleri ve eksistik nöronlarda önceki yöntemlere göre çok daha yüksek transfeksiyon verimliliği sağlayan ve ilk kez fare organotipik dilim kültürünün hipokampal CA1 bölgesindeki somatostatin ekspresyon inhibitör internöronlar da dahil olmak üzere inhibitör internöronlardaki genleri dönüştürmemizi sağlayan benzersiz bir basınç döngüsü adımı10. Ancak bu elektroporasyon yönteminin farklı inhibitör internöron tiplerinde ve nöronal gelişim evrelerinde güvenilirliği ele alınmamıştır. Burada, bu elektroporasyon tekniğinin genleri hem uyarıcı nöronlara hem de farklı internöron sınıflarına aktarabildiğini gösterdik. Daha da önemlisi, test edilen in vitro (DIV) dilim kültürü yaşı ne olursa olsun transfeksiyon verimliliği yüksekti. Bu yerleşik ve kullanıcı dostu teknik, in vitro fare beyin dokusu bağlamında farklı hücre tipleri için tek hücreli elektroporasyon kullanmak isteyen herhangi bir araştırmacıya şiddetle tavsiye edilir.

<table><tbody><tr><td>&lt;strong&gt;Plasmid preparation&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Plasmid Purification Kit</td><td>Qiagen</td><td>12362</td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Organotypic slice culture preparation&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>6 Well Plates</td><td>GREINER BIO-ONE</td><td>657160</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #5/45 Forceps</td><td>FST</td><td>#5/45</td><td>Angled dissection forceps for organotypic slice culture preparation</td></tr><tr><td>Flask Filter Unit</td><td>Millipore</td><td>SCHVU02RE</td><td>Filtration and storage of culture media</td></tr><tr><td>Incubator</td><td>Binder</td><td>BD C150-UL</td><td></td></tr><tr><td>McIlwain Tissue Chopper</td><td>TED PELLA, INC.</td><td>10180</td><td>Tissue chopper for organotypic slice culture preparation</td></tr><tr><td>Millicell Cell Culture Insert, 30 mm</td><td>Millipore</td><td>PIHP03050</td><td>Organotypic slice culture inserts</td></tr><tr><td>Osmometer</td><td>Precision Systems</td><td>OSMETTE II</td><td></td></tr><tr><td>PTFE coated spatulas</td><td>Cole-Parmer</td><td>SK-06369-11</td><td></td></tr><tr><td>Scissors</td><td>FST</td><td>14958-09</td><td></td></tr><tr><td>Stereo Microscope</td><td>Olympus</td><td>SZ61</td><td></td></tr><tr><td>Sterile Vacuum Filtration System</td><td>Millipore</td><td>SCGPT01RE</td><td>Filtration and storage of aCSF</td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Electrode preparation&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Capillary Glasses</td><td>Warner Instruments</td><td>640796</td><td></td></tr><tr><td>Micropipetter Puller</td><td>Sutter Instrument</td><td>P-1000</td><td>Puller</td></tr><tr><td>Oven</td><td>Binder</td><td>BD (E2)</td><td></td></tr><tr><td>Puller Filament</td><td>Sutter Instrument</td><td>FB330B</td><td>Puller</td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Single-cell electroporation and fluorescence imaging #1&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>3.5 mm Falcon Petri Dishes</td><td>BD Falcon</td><td>353001</td><td></td></tr><tr><td>Airtable</td><td>TMC</td><td>63-7512E</td><td></td></tr><tr><td>CCD camera</td><td>Q Imaging</td><td>Retiga-2000DC</td><td>Camera</td></tr><tr><td>Electroporation System</td><td>Molecular Devices</td><td>Axoporator 800A</td><td>Electroporator</td></tr><tr><td>Fluorescence Illumination System</td><td>Prior</td><td>Lumen 200</td><td></td></tr><tr><td>Manipulator</td><td>Sutter Instrument</td><td>MPC-385</td><td>Manipulator</td></tr><tr><td>Metamorph software</td><td>Molecular Devices</td><td></td><td>Image acquisition</td></tr><tr><td>Peristaltic Pump</td><td>Rainin</td><td>Dynamax, RP-2</td><td>Perfusion pump</td></tr><tr><td>Shifting Table</td><td>Luigs &amp;amp; Neuman</td><td>240 XY</td><td></td></tr><tr><td>Speaker</td><td>Unknown</td><td></td><td>Speakers connected to the electroporator</td></tr><tr><td>Stereo Microscope</td><td>Olympus</td><td>SZ30</td><td></td></tr><tr><td>Table Top Incubator</td><td>Thermo Scientific</td><td>MIDI 40</td><td></td></tr><tr><td>Upright Microscope</td><td>Olympus</td><td>BX61WI</td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Fluorescence imaging #2&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>All-in-One Fluorescence Microscope</td><td>Keyence</td><td>BZ-X710</td><td></td></tr></tbody></table>

single-cell electroporation across different organotypic slice culture of mouse hippocampal excitatory and class-specific inhibitory neurons

Elektroporasyon, işlevlerini anlamak için belirli genleri hücrelere aktarmak için kritik bir yöntem olarak kendini belirlemiştir. Burada, fare organotipik hipokampal dilim kültüründe uyarıcı ve sınıfa özgü inhibitör nöronlarda in vitro gen transfeksiyonunun verimliliğini (~%80) en üst düzeye çıkaran tek hücreli bir elektroporasyon tekniğini açıklıyoruz. Büyük cam elektrotlar, tetrodotoksin içeren yapay beyin omurilik sıvısı ve hafif elektriksel darbeler kullanarak, kültürlü hipokampal CA1 piramidal nöronlarına ve inhibitör internöronlara ilgi çekici bir gen sunduk. Ayrıca, elektroporasyon, transfeksiyon verimliliğinde herhangi bir azalma olmadan 21 güne kadar kültürlü hipokampal dilimlerde gerçekleştirilebilir ve farklı dilim kültürü gelişim aşamalarının incelenmesine olanak sağlar. Çeşitli hücre tiplerinde genlerin moleküler fonksiyonlarını incelemeye olan ilgi artarken, yöntemimiz fare beyin dokusunda mevcut elektrofizyoloji ekipmanı ve teknikleri ile gerçekleştirilebilen in vitro gen transfeksiyonunda güvenilir ve basit bir yaklaşım göstermektedir.

Tek hücreli elektroporasyonumuz genleri görsel olarak tanımlanmış uyarıcı ve inhibitör nöronlara tam olarak ulaştırabilir. Üç farklı nöronal hücre tiplerini üç farklı zaman noktasında elektropore ettik. Nöronları ifade eden parvalbumin (Pv) veya veziküler glutamat tip 3 (VGT3), sırasıyla Pv/TdTomato ve VGT3/TdTomato hatları olarak adlandırılan TdTomato (kırmızı floresan proteinin bir çeşidi) muhabir hattı (Jax #007905) ile Pv cre (JAX #008069) veya VGT3cre (JAX #018147) çizgi...

Watch this Scientific Journal Video about Single-Cell Electroporation across Different Organotypic Slice Culture of Mouse Hippocampal Excitatory and Class-Specific Inhibitory Neurons at JoVE.com

Single-Cell Electroporation across Different Organotypic Slice Culture of Mouse Hippocampal Excitatory and Class-Specific Inhibitory Neurons

Burada sunulan, çeşitli in vitro hipokampal dilim kültürü çağlarında hem uyarıcı hem de inhibitör nöronlarda genler sağlayabilen tek hücreli elektroporasyon için bir protokoldür. Yaklaşımımız, hücre-otonom ve hücreler arası fonksiyonları incelemek için kullanılabilecek tek tek hücrelerdeki genlerin kesin ve verimli bir şekilde ifade edilmesini sağlar.

Fare Hipokampal Uyarıcı ve Sınıfa Özgü inhibitör Nöronların Farklı Organotipik Dilim Kültürü boyunca Tek Hücreli Elektroporasyon

Electroporation has established itself as a critical method for transferring specific genes into cells to understand their function. Here, we describe a ...

single-cell-electroporation-across-different-organotypic-slice

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Neuroscience

3.6K Görüntüleme.  University of Massachusetts Medical School. Burada sunulan, çeşitli in vitro hipokampal dilim kültürü çağlarında hem uyarıcı hem de inhibitör nöronlarda genler sağlayabilen tek hücreli elektroporasyon için bir protokoldür. Yaklaşımımız, hücre-otonom ve hücreler arası fonksiyonları incelemek için kullanılabilecek tek tek hücrelerdeki genlerin kesin ve verimli bir şekilde ifade edilmesini sağlar.

Video: Single-Cell Electroporation across Different Organotypic Slice Culture of Mouse Hippocampal Excitatory and Class-Specific Inhibitory Neurons

Organotypic Slice Cultures for Studies of Postnatal Neurogenesis

Here we describe a technique for studying hippocampal postnatal neurogenesis in the rodent brain using the organotypic slice culture technique. This method maintains the characteristic topographical morphology of the hippocampus while allowing direct application of pharmacological agents to the developing hippocampal dentate gyrus. Additionally, slice cultures can be maintained for up to 4 weeks and thus, allow one to study the maturation process of newborn granule neurons. Slice cultures allow for efficient pharmacological manipulation of hippocampal slices while excluding complex variables such as uncertainties related to the deep anatomic location of the hippocampus as well as the blood brain barrier. For these reasons, we sought to optimize organotypic slice cultures specifically for postnatal neurogenesis research.

Here we describe a technique for studying hippocampal postnatal neurogenesis using the organotypic slice culture technique. This method allows for in vitro manipulation of adult neurogenesis and allows for the direct application of pharmacological agents to the cultured hippocampus.

POSTNATAL nöron Çalışmaları için organotipik Dilim Kültürler

Here we describe a technique for studying hippocampal postnatal neurogenesis in the rodent brain using the organotypic slice culture technique. This ...

Gelişim Biyolojisi

Ex Utero Electroporation and Organotypic Slice Culture of Mouse Hippocampal Tissue

Mouse genetics offers a powerful tool determining the role of specific genes during development. Analyzing the resulting phenotypes by immunohistochemical and molecular methods provides information of potential target genes and signaling pathways. To further elucidate specific regulatory mechanisms requires a system allowing the manipulation of only a small number of cells of a specific tissue by either overexpression, ablation or re-introduction of specific genes and follow their fate during development. To achieve this ex utero electroporation of hippocampal structures, especially the dentate gyrus, followed by organotypic slice culture provides such a tool. Using this system to generate mosaic deletions allows determining whether the gene of interest regulates cell-autonomously developmental processes like progenitor cell proliferation or neuronal differentiation. Furthermore it facilitates the rescue of phenotypes by re-introducing the deleted gene or its target genes. In contrast to in utero electroporation the ex utero approach improves the rate of successfully targeting deeper layers of the brain like the dentate gyrus. Overall ex utero electroporation and organotypic slice culture provide a potent tool to study regulatory mechanisms in a semi-native environment mirroring endogenous conditions.

Ex Utero Electroporation and Organotypic Slice Culture of Mouse Hippocampal Tissue

Here we present a protocol providing a tool to examine regulatory mechanisms of specific genes during hippocampal development. Employing ex utero electroporation and organotypic slice culture allows the up- and down-regulation of the expression of genes of interest in single cells and follow their fate during development.

Fare Hipokampal Doku Ex Utero Elektroporasyon ve Organotipik Dilim Kültür

Mouse genetics offers a powerful tool determining the role of specific genes during development. Analyzing the resulting phenotypes by immunohistochemical ...

Organotypic Hippocampal Slice Cultures

The hippocampus, a component of the limbic system, plays important roles in long-term memory and spatial navigation 1. Hippocampal neurons can modify the strength of their connections after brief periods of strong activation. This phenomenon, known as long-term potentiation (LTP) can last for hours or days and has become the best candidate mechanism for learning and memory 2. In addition, the well defined anatomy and connectivity of the hippocampus 3 has made it a classical model system to study synaptic transmission and synaptic plasticity4.
As our understanding of the physiology of hippocampal synapses grew and molecular players became identified, a need to manipulate synaptic proteins became imperative. Organotypic hippocampal cultures offer the possibility for easy gene manipulation and precise pharmacological intervention but maintain synaptic organization that is critical to understanding synapse function in a more naturalistic context than routine culture dissociated neurons methods.
Here we present a method to prepare and culture hippocampal slices that can be easily adapted to other brain regions. This method allows easy access to the slices for genetic manipulation using different approaches like viral infection 5,6 or biolistics 7. In addition, slices can be easily recovered for biochemical assays 8, or transferred to microscopes for imaging 9 or electrophysiological experiments 10.

We describe a method to prepare organotypic hippocampal slices that can be easily adapted to other brain regions. Brain slices are laid on porous membranes and culture media is allowed to form an interface. This method preserves the gross architecture of the hippocampus for up to 2 weeks in culture.

Organotipik Hipokampal Dilim Kültürler

The hippocampus, a component of the limbic system, plays important roles in long-term memory and spatial navigation 1. Hippocampal neurons can modify the ...

Nörobilim

Whole Cell Recording from an Organotypic Slice Preparation of Neocortex

We have been studying the expression and functional roles of voltage-gated potassium channels in pyramidal neurons from rat neocortex. Because of the lack of specific pharmacological agents for these channels, we have taken a genetic approach to manipulating channel expression. We use an organotypic culture preparation (16) in order to maintain cell morphology and the laminar pattern of cortex. We typically isolate acute neocortical slices at postnatal days 8-10 and maintain the slices in culture for 3-7 days. This allows us to study neurons at a similar age to those in our work with acute slices and minimizes the development of exuberant excitatory connections in the slice. We record from visually-identified pyramidal neurons in layers II/III or V using infrared illumination (IR-) and differential interference contrast microscopy (DIC) with whole cell patch clamp in current- or voltage-clamp. We use biolistic (Gene gun) transfection of wild type or mutant potassium channel DNA to manipulate expression of the channels to study their function. The transfected cells are easily identified by epifluorescence microscopy after co-transfection with cDNA for green fluorescent protein (GFP). We compare recordings of transfected cells to adjacent, untransfected neurons in the same layer from the same slice.

This is a protocol to prepare and maintain a neocortical slice preparation in organotypic culture for the purpose of making electrical recordings from pyramidal neurons.

Neokorteks bir Organotipik Dilim Hazırlık Tüm Hücre Kaydı

We have been studying the expression and functional roles of voltage-gated potassium channels in pyramidal neurons from rat neocortex.  Because of the ...

Methods for Study of Neuronal Morphogenesis: Ex vivo RNAi Electroporation in Embryonic Murine Cerebral Cortex

The cerebral cortex directs higher cognitive functions. This six layered structure is generated in an inside-first, outside-last manner, in which the first born neurons remain closer to the ventricle while the last born neurons migrate past the first born neurons towards the surface of the brain1. In addition to neuronal migration2, a key process for normal cortical function is the regulation of neuronal morphogenesis3. While neuronal morphogenesis can be studied in vitro in primary cultures, there is much to be learned from how these processes are regulated in tissue environments.
We describe techniques to analyze neuronal migration and/or morphogenesis in organotypic slices of the cerebral cortex4,6. A pSilencer modified vector is used which contains both a U6 promoter that drives the double stranded hairpin RNA and a separate expression cassette that encodes GFP protein driven by a CMV promoter7-9. Our approach allows for the rapid assessment of defects in neurite outgrowth upon specific knockdown of candidate genes and has been successfully used in a screen for regulators of neurite outgrowth8. Because only a subset of cells will express the RNAi constructs, the organotypic slices allow for a mosaic analysis of the potential phenotypes. Moreover, because this analysis is done in a near approximation of the in vivo environment, it provides a low cost and rapid alternative to the generation of transgenic or knockout animals for genes of unknown cortical function. Finally, in comparison with in vivo electroporation technology, the success of ex vivo electroporation experiments is not dependant upon proficient surgery skill development and can be performed with a shorter training time and skill.

Methods for Study of Neuronal Morphogenesis: Ex vivo RNAi Electroporation in Embryonic Murine Cerebral Cortex

To conduct a rapid assessment of the function of genes in the development of cerebral cortex, we describe methods involving the ex vivo electroporation of plasmids co-expressing inhibitory RNA (RNAi) and GFP in murine embryonic cortex. This protocol is amenable to the study of various aspects of neurodevelopment such as neurogenesis, neuronal migration and neuronal morphogenesis including dendrite and axon outgrowth.

Nöronal Morphogenesis Çalışması Yöntemleri:<em&gt; Ex vivo</emEmbriyonik Mürin Serebral Korteks olarak&gt; RNAi Elektroporasyon

The cerebral cortex directs higher cognitive functions. This six layered structure is generated in an inside-first, outside-last manner, in which the ...

Paired Whole Cell Recordings in Organotypic Hippocampal Slices

Pair recordings involve simultaneous whole cell patch clamp recordings from two synaptically connected neurons, enabling not only direct electrophysiological characterization of the synaptic connections between individual neurons, but also pharmacological manipulation of either the presynaptic or the postsynaptic neuron. When carried out in organotypic hippocampal slice cultures, the probability that two neurons are synaptically connected is significantly increased. This preparation readily enables identification of cell types, and the neurons maintain their morphology and properties of synaptic function similar to that in native brain tissue. A major advantage of paired whole cell recordings is the highly precise information it can provide on the properties of synaptic transmission and plasticity that are not possible with other more crude techniques utilizing extracellular axonal stimulation. Paired whole cell recordings are often perceived as too challenging to perform. While there are challenging aspects to this technique, paired recordings can be performed by anyone trained in whole cell patch clamping provided specific hardware and methodological criteria are followed. The probability of attaining synaptically connected paired recordings significantly increases with healthy organotypic slices and stable micromanipulation allowing independent attainment of pre- and postsynaptic whole cell recordings. While CA3-CA3 pyramidal cell pairs are most widely used in the organotypic slice hippocampal preparation, this technique has also been successful in CA3-CA1 pairs and can be adapted to any neurons that are synaptically connected in the same slice preparation. In this manuscript we provide the detailed methodology and requirements for establishing this technique in any laboratory equipped for electrophysiology.

Pair recordings are simultaneous whole cell patch clamp recordings from two synaptically connected neurons, enabling precise electrophysiological and pharmacological characterization of the synapses between individual neurons. Here we describe the detailed methodology and requirements for establishing this technique in organotypic hippocampal slice cultures in any laboratory equipped for electrophysiology.

Organotipik Hipokampal Dilimleri eşleştirilmiş Tüm Hücre Kayıtlar

Pair recordings involve simultaneous whole cell patch clamp recordings from two synaptically connected neurons, enabling not only direct ...

In Utero Electroporation Approaches to Study the Excitability of Neuronal Subpopulations and Single-cell Connectivity

The nervous system is composed of an enormous range of distinct neuronal types. These neuronal subpopulations are characterized by, among other features, their distinct dendritic morphologies, their specific patterns of axonal connectivity, and their selective firing responses. The molecular and cellular mechanisms responsible for these aspects of differentiation during development are still poorly understood.
Here, we describe combined protocols for labeling and characterizing the structural connectivity and excitability of cortical neurons. Modification of the in utero electroporation (IUE) protocol allows the labeling of a sparse population of neurons. This, in turn, enables the identification and tracking of the dendrites and axons of individual neurons, the precise characterization of the laminar location of axonal projections, and morphometric analysis. IUE can also be used to investigate changes in the excitability of wild-type (WT) or genetically modified neurons by combining it with whole-cell recording from acute slices of electroporated brains. These two techniques contribute to a better understanding of the coupling of structural and functional connectivity and of the molecular mechanisms controlling neuronal diversity during development. These developmental processes have important implications on axonal wiring, the functional diversity of neurons, and the biology of cognitive disorders.

In Utero Electroporation Approaches to Study the Excitability of Neuronal Subpopulations and Single-cell Connectivity

This manuscript provides protocols that use in utero electroporation (IUE) to describe the structural connectivity of neurons at the single-cell level and the excitability of fluorescently labeled neurons. Histology is used to characterize dendritic and axonal projections. Whole-cell recording in acute slices is used to investigate excitability.

Rahimde Elektroporasyon Nöronal alt popülasyonlar heyecanlanma ve Tek hücreli Bağlantı Eğitim Yaklaşımları

The nervous system is composed of an enormous range of distinct neuronal types. These neuronal subpopulations are characterized by, among other features, ...

Time-lapse Confocal Imaging of Migrating Neurons in Organotypic Slice Culture of Embryonic Mouse Brain Using In Utero Electroporation

In utero electroporation is a rapid and powerful approach to study the process of radial migration in the cerebral cortex of developing mouse embryos. It has helped to describe the different steps of radial migration and characterize the molecular mechanisms controlling this process. To directly and dynamically analyze migrating neurons they have to be traced over time. This protocol describes a workflow that combines in utero electroporation with organotypic slice culture and time-lapse confocal imaging, which allows for a direct examination and dynamic analysis of radially migrating cortical neurons. Furthermore, detailed characterization of migrating neurons, such as migration speed, speed profiles, as well as radial orientation changes, is possible. The method can easily be adapted to perform functional analyses of genes of interest in radially migrating cortical neurons by loss and gain of function as well as rescue experiments. Time-lapse imaging of migrating neurons is a state-of-the-art technique that once established is a potent tool to study the development of the cerebral cortex in mouse models of neuronal migration disorders.

Time-lapse Confocal Imaging of Migrating Neurons in Organotypic Slice Culture of Embryonic Mouse Brain Using In Utero Electroporation

This protocol provides instructions for direct observation of radially migrating cortical neurons. In utero electroporation, organotypic slice culture, and time-lapse confocal imaging are combined to directly and dynamically study the effects of overexpression or downregulation of genes of interest in migrating neurons and to analyze their differentiation during development.

Embriyonik Fare Beyni Organotipik Dilim Kültüründe Nöronların Geçiş Sürekli Konfokal Görüntüleme Kullanımı<em&gt; Utero&#39;da</em&gt; Elektroporasyon

In utero electroporation is a rapid and powerful approach to study the process of radial migration in the cerebral cortex of developing mouse embryos. It ...

Ex Utero Electroporation and Organotypic Slice Cultures of Embryonic Mouse Brains for Live-Imaging of Migrating GABAergic Interneurons

GABAergic interneurons (INs) are critical components of neuronal networks that drive cognition and behavior. INs destined to populate the cortex migrate tangentially from their place of origin in the ventral telencephalon (including from the medial and caudal ganglionic eminences (MGE, CGE)) to the dorsal cortical plate in response to a variety of intrinsic and extrinsic cues. Different methodologies have been developed over the years to genetically manipulate specific pathways and investigate how they regulate the dynamic cytoskeletal changes required for proper IN migration. In utero electroporation has been extensively used to study the effect of gene repression or overexpression in specific IN subtypes while assessing the impact on morphology and final position. However, while this approach is readily used to modify radially migrating pyramidal cells, it is more technically challenging when targeting INs. In utero electroporation generates a low yield given the decreased survival rates of pups when electroporation is conducted before e14.5, as is customary when studying MGE-derived INs. In an alternative approach, MGE explants provide easy access to the MGE and facilitate the imaging of genetically modified INs. However, in these explants, INs migrate into an artificial matrix, devoid of endogenous guidance cues and thalamic inputs. This prompted us to optimize a method where INs can migrate in a more naturalistic environment, while circumventing the technical challenges of in utero approaches. In this paper, we describe the combination of ex utero electroporation of embryonic mouse brains followed by organotypic slice cultures to readily track, image and reconstruct genetically modified INs migrating along their natural paths in response to endogenous cues. This approach allows for both the quantification of the dynamic aspects of IN migration with time-lapse confocal imaging, as well as the detailed analysis of various morphological parameters using neuronal reconstructions on fixed immunolabeled tissue.

Ex Utero Electroporation and Organotypic Slice Cultures of Embryonic Mouse Brains for Live-Imaging of Migrating GABAergic Interneurons

Here, we provide a low-cost and reliable method to generate electroporated brain organotypic slice cultures from mouse embryos suitable for confocal microscopy and live-imaging techniques.

Eski Utero Elektroporasyon ve embriyonik fare beyni canlı görüntüleme, GABAergic Interneurons geçiş için Organotypic dilim kültürleri

GABAergic interneurons (INs) are critical components of neuronal networks that drive cognition and behavior. INs destined to populate the cortex migrate ...

Photostimulation and Whole-Cell Patch Clamp Recordings of Neurons in Mouse Hippocampal Slices

Source: Richevaux, L., et al. <a href="https://appjove.unicartagenaproxy.elogim.com/v/59534">In Vivo Intracerebral Stereotaxic Injections for Optogenetic Stimulation of Long-Range Inputs in Mouse Brain Slices.</a> J. Vis. Exp. (2019)
The video demonstrates a protocol to study synaptic interactions and neuronal responses in a transfected mouse hippocampal brain slice. It involves illuminating long-range sensory neurons to trigger action potentials and recording the resulting excitatory post-synaptic potentials in the recorded neuron using the whole-cell patch-clamp technique.

Fare hipokampal dilimlerindeki nöronların fotostimülasyon ve tam hücre yama kelepçesi kayıtları

All procedures involving animal samples have been reviewed and approved by the appropriate animal ethical review committee.
1. Solutions for acute slice ...

Fare Hipokampal Uyarıcı ve Sınıfa Özgü inhibitör Nöronların Farklı Organotipik Dilim Kültürü boyunca Tek Hücreli Elektroporasyon

Özet

Daha Fazla Video Keşfet

Bu videodaki bölümler