Yazarlar Stock laboratuar geçmiş üyelerine teşekkür etmek istiyorum: Ming-Min Lee, Kathryn Plichta, Victoria Miranda-Thompson ve Sam-Kyu Kim bu protokollerin birçok iyileştirme katkıları için. Bu çalışma SP Stoku Ulusal Bilim Vakfı Hibe IOS-0840932 ve IOS-0724978 tarafından kısmen finanse edildi

Onların Symboitic Bakteriler Entomopatojenik Nematodlar 1. in vivo Yetiştiriciliği <ol><li> 100 x 15 mm&#39;lik bir plastik Petri kabı ters çevirin ve çanak kapakta filtre kağıdı (90 mm) iki diskler yerleştirin. </li><li> Eşit olarak, filtre kağıdı üzerinde (1.000-2.000 IJ / ml &#39;lik bir konsantrasyonda), IJ (infektif çocuklar) su süspansiyonundan 1 ml dağıtın. Not: IJs yüzeyi sterilize edilmiş olması gerekmez. </li><li> Çanak daha waxmoth Galleria mellonella 10 son dönem larvaları ekleyin. Hedefi, yaklaşık 100-200 IJs / larva sağlamaktır. </li><li> Petri kabı (Şekil 1) alt kısmı ile kapağı kapalı Petri etiketleyin. Aşağıdaki bilgileri Mansiyon: nematod türlerinin adı (biliniyorsa); kodu / atama izole; tarih enfeksiyon tuzak kuruldu. </li><li> Bir gevşek şekilde kapalı plastik bir torba içine tabağına yerleştirin (nem muhafaza etmek için) ve ya oda sıcaklığında ya da 20-25 ° C arasında bir kuluçka makinesi içinde karanlıkta tutun. Günlük yemekler edin NOT: topraktaki doğal enfeksiyon koşullarını taklit Darkness, nematod enfeksiyonu kolaylaştırır. </li><li> 3-5 gün sonra, modifiye Beyaz tuzak 7 nematod enfeksiyon belirtileri ile kadavra çıkarın. NOT: kadavra çürük kokusu varsa, bu kültür başarılı değildi ve / veya kirlenme olduğunu bir göstergesi olabilir. Nematod ve böcekler yeni bir parti ile yeni bir enfeksiyon odasını ayarlayın. </li></ol> Onların Simbiyotik Bakteriler Entomopatojenik Nematodlar 2. in vitro Yetiştiriciliği <ol><li> Karaciğer-böbrek Agar Yöntemi 9,19 <ol><li> Küçük parçalar (2 cm3 veya küçük) olarak karaciğer ve böbrek doğranır ve NaCl, ağar bir karıştırıcı içine koyun ve 300 ml su ve sıvı et hamuru, kalın bir macun veya püre haline gelene kadar karıştırılır. Daha sonra, 1 litrelik bir Erlenmeyer şişesine karışımı aktarın. </li><li> Blender kabına suyun nihai 200 ml ilave edilir ve herhangi bir geri kalan ortam süzünBir Erlenmeyer şişesi. 121 ° C&#39;de 15 dakika süreyle otoklavlanmaktadır. Izin Otoklavlamadan sonra ağar dökülmeden önce dokunmak soğumaya. NOT: Bu orta et parçalarını sahip olma eğilimi gösterir, çünkü orta Pipetleme tavsiye edilmez. </li><li> Elle ya da karıştırma ile Erleni dönen daha homojen bir ortam dökülür, 5 (veya 6) cm Petri kapları üzerine agarı ~ 20 ml dökün. Kadar gerekli ağar 4 ° C&#39;de katılaşır ve mağaza yemekleri izin ver NOT: Etin Petri kabı içine dökülmüş herhangi bir büyük parçalarını kırmak için bir alev sterilize metal bir spatula kullanın. </li></ol></li><li> Lipit 9,19 ağar yöntemi <ol><li> Besleyici et suyu, agar ve maya özütü karıştırılarak bir yağ agar ortamı hazırlamak ve 2 L&#39;lik bir Erlenmeyer şişesi içine karıştırmak dökün. 121 ° C&#39;de 15 dakika boyunca H2O ve MgCl2 • 6H 2 O ve otoklav damıtılmış ekleyin. </li><li> Mısır yağı ve mısır şurubu karışımı steril karışımı eklenir ve eşit bir şekilde dağıtmak için yağ damlacıklarını, genellikle ya kuvvetli bir şekilde karıştırıldı ve girdap. <br/&gt; Not: UV çapraz bağlayıcı olarak gerekli hacmi koyarak mısır yağı ve şurubu sterilize edin. Yağ sıvı içine çözülür, ama bu küçük damlacıklar olduğundan emin olun olmayacaktır. </li><li> 5 (veya 6) cm Petri kapları üzerine ~ 20 mi agar dökün ve ihtiyaç duyulacak zamana kadar ağar, 4 ° C&#39;de katılaşmaya ve mağaza yemekler için izin verir. </li><li> Şerit lipid agar plakası üzerinde simbiyotik bakteriler, istenen ve 24-48 saat boyunca 28 ° C&#39;de inkübe edin. NOT: gecede (12-16 saat) LB altkültür 100-200 ul yayıldı. </li><li> Bir gün sonra, yaklaşık olarak 0.4 mi yüzeyi sterilize nematod süspansiyonuna (yumurta ya da infektif juvenil) ekleyin ve karanlıkta ve 22 ± 3 ° C&#39;de bir kuluçka makinesi içinde, oda sıcaklığında inkübe edin. NOT: nematod büyüme olumsuz bir aşırı ıslak ortam oluşturmak gibi nematod süspansiyonun fazla 0,4 ml katmayın. </li><li> Günlük kültürleri izleyin. Kültürler yaklaşık 12 gün (Şekil 2) Ijs yeni nesil üretmek gerekir.</li><li> Nematodlar, modifiye edilmiş beyaz yakalamak için çanak (Şekil 3A) yanlarını tarama görüldüğünde agar ile alt çanak aktarın IJs (Şekil 3B) toplanması için (Orozco ve arkadaşları. 12). Ortamın kirlenmesini azaltmak için bir laminar akış başlığı altındaki bu adımı gerçekleştirin. </li><li> Ortaya çıkması üzerine modifiye Beyaz tuzak Ijs toplayın ve herhangi bir ortamda enkaz kaldırmak için IJ süspansiyon durulayın. Deposu (soğuk ısı enkübatör ya da soğuk bir odada), 10 ° C&#39;de steril damıtılmış su içinde, IJ ya da gerektiğinde, hemen kullanın. NOT: Araştırmanın amacına bağlı olarak, ya symbiont-kolonize veya aposymbiotic nematodlarla plakaları tohum. </li></ol></li></ol> 3. in vitro Aposymbiotic arasında Yetiştirme (Symbiont-serbest) Entomopatojenik Nematodlar <ol><li> 10-20 G. bulaştırmak İstediğiniz nematod türlerinin Ijs ile mellonella larvaları (bakınız bölüm 1). 3 veya 4 gün sonra (bu zamanda IJs olgunlaştı gerekirdiBirinci nesil yetişkinlere) kadavra toplar. NOT: vade ve türe göre değişir yumurta yeterli sayıda elde etmek için gerekli kadın sayısına zamanı. Daha fazla G. bulaştırmak Mellonella gerekirse larva ve erken onlar doğru gelişim aşamasında olup olmadığını değerlendirmek için 48 saat sonrası enfeksiyon gibi diseksiyonu başlar. </li><li> Tuzlu su çözeltisi (M9 tampon 18) ile bir Petri kabı içinde tek tek her bir kadavradan yerleştirin. Bir ince uçlu forseps ile başını çekerek bir kadavra ayır. </li><li> (Tercihen L-şekil) ince bir iğne ile kadın (iç yumurta) en az 20 Hastaların gravida toplayın ve M9 tampon (Şekil 4A) 10 ml içeren bir saat camı koyun. </li><li> Aşağıdaki maddeleri göz önüne alınarak, bir çözelti hazırlayın axenizing: damıtılmış su 6.75 ml, 1.25 mi, 5 N NaOH ve 2.25 ml ticari olarak temin edilebilen ağartma çözeltisi,% 3 hipoklorit seyreltilmiştir. NOT: NaOH çözüm eldiven, gözlük, temel ve koruyucu uygun diğer birkıyafetleri giyilmelidir. Not: ağartma ışık ayrıştığından taze axenizing çözüme her hazırlayın. Axenizing çözümün birkaç toplu hazırlayın ve birden izle gözlük yumurta yüzey sterilizasyonu ve istihsalinde. </li><li> M9 tampon tampon çözelti ile izlemek cam dolduran ve bir pipet ile tampon yalakalık kadınlarda en az üç kez durulayın. Kadın saat camı kalır emin olun. Bu adımı iki kez daha tekrarlayın. </li><li> Hemen axenizing bir çözeltisi eklenmekte ve dişi 10-15 dakika fazla bu çözelti içinde kalmasını sağlar. (Axenizing çözeltisine dayanıklı olan) yumurta sağlam kalırken parçalanmaya başlıyor nematod dokuları gözlemleyin. </li><li> Manuel bir iğne veya bisturi (Şekil 4B, C) ​​ile keserek, süreci hızlandırmak için kadın bedenlerini bozabilir. , Bir 1.5 ml mikrosantrifüj tüpleri içine pipetle çözülmemiş her türlü doku ekleyerek kaçınarak yumurta çıkarın. NOT: m olarak kullanHerhangi bir mikrosantrifüj tüpleri gerekli yumurta toplamak için ve yumurtaların yaşama kabiliyetini axenizing çözeltisine maruz uzun bir süre boyunca azalacak şekilde, hızlı bir şekilde çalışır. </li><li> &quot;Yüksek hız ayarını&quot; kullanılarak 15 sn vorteks tüpler daha yumurta bağlı nematod dokuları kaldırmak için. Bir girdap kullanılamaz Alternatif olarak, eğer pipetlemeyin yukarı ve çözüm birkaç kez aşağı. </li><li> Yaklaşık 18.000 g 2 dakika boyunca santrifüj ile pelet yumurta. Yumurta yeterince pelet yapmazsan hızını artırın. Axenizing çözeltisini çıkarın ve 1 dakika boyunca 900 x g hızında steril damıtılmış su ve santrifüj ile bir kez daha mikrosantrifüj tüpü doldurmak suretiyle iki kez yıkayın. </li><li> Son yıkamadan sonra, steril damıtılmış su içinde 300-500 ul yumurta tekrar süspansiyon ve steril 3 cm Petri için veya steril saat camı yerleştirin. Yumurta şimdi yüzey sterilize olduğunu unutmayın, bu yüzden yumurta temizliğini korumak için steril pipetler ve / veya pippetter ipuçları ve su kullanın. </li><li>Onlar (Şekil 4D) sağlam olduğunu doğrulamak için bir mikroskop (30-50X büyütme) altında yumurta incelemek ve karaciğer-böbrek agar ile 5 cm plaka aktarabilirsiniz (bakınız bölüm 2.1) NOT: Agar aşırı ıslak yapacak gibi plakalar üzerinde yumurta süspansiyon fazla 400 ul ekleyin etmeyin. </li><li> Ilgili bilgileri etiket plakaları ve 28 ° C&#39;de karanlıkta dik saklayın. Yumurta Kuluçka belirgin bir gece boyunca olmalıdır. NOT: Su çanak kapağı üzerine yoğunlaşabilir ancak 1 ya da 2 gün sonra buharlaşır. Şu anda, agarı nem tutma ve kurumayı önlemek için bir plastik torba içinde koyunuz. </li><li> Periyodik yemekleri gözlemleyin ve mantar veya bakteriyel kontaminasyon belirtisi gösteren herhangi yemekleri atın. IJs Petri kabı duvar göç görülmektedir sonra, kapağı çıkarın ve modifiye Beyaz tuzak 12 ağar ile alt çanak aktarın. Modifie içine çanak aktarırken steril koşullarını dikkated Beyaz tuzak maruz medyanın kirlenmesini önlemek için. </li><li> Gerektiği gibi Beyaz Tuzakları ve hasat IJ izlemeye devam. NOT: Aposymbiotic nematod birçok gün ve hatta hafta Beyaz tuzak suya göç devam edecektir. </li></ol>

<ol>
	<li>Akhurst, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Morphological+and+functional+dimorphism+in+Xenorhabdus+spp.,+bacteria+symbiotically+associated+with+the+insect+pathogenic+nematodes,+Neoaplectana+and+Heterorhabditis.">Morphological and functional dimorphism in Xenorhabdus spp., bacteria symbiotically associated with the insect pathogenic nematodes, Neoaplectana and Heterorhabditis.</a> J. Gen. Microbiol. 121, 303-309 (1980).</li><li>Dunphy, G. B., Webster, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+monoxenic+culture+of+Neoaplectana+carpocapsae+DD+136+and+Heterorhabditis+heliothidis.">The monoxenic culture of Neoaplectana carpocapsae DD 136 and Heterorhabditis heliothidis.</a> Revue Nematol. 12, 113-123 (1989).</li><li>Boemare, N., Gaugler, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biology,+taxonomy+and+systematics+of+Photorhabdus+and+Xenorhabdus.">Biology, taxonomy and systematics of Photorhabdus and Xenorhabdus.</a> Entomopathogenic Nematology. , (2002).</li><li>Boemare, N. E., Akhurst, R. A., Dworkin, M., Falkow, S., Rosenberg, E., Schleifer, K. -. H., Stackebrandt, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Genera+Photorhabdus+and+Xenorhabdus.">The Genera Photorhabdus and Xenorhabdus.</a> The Prokaryotes. , 473-488 (2002).</li><li>Ehlers, R. U., Wulff, A., Peters, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pathogenicity+of+axenic+Steinernema+feltiae.+Xenorhabdus+bovienii.+and+the+bacto-helminthic+complex+to+larvae+of+Tipula+oleracea+(Diptera)+and+Galleria+mellonella+(Lepidoptera).">Pathogenicity of axenic Steinernema feltiae. Xenorhabdus bovienii. and the bacto-helminthic complex to larvae of Tipula oleracea (Diptera) and Galleria mellonella (Lepidoptera).</a> Journal Invertebrate Pathology. 69, 212-217 (1997).</li><li>Gaugler, R., Kaya, H. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Entomopathogenic Nematodes in Biological Control. Boca. , (1990).</li><li>Heungens, K., Cowles, C. E., Goodrich-Blair, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+of+Xenorhabdus+nematophila+genes+required+for+mutualistic+colonization+of+Steinernema+carpocapsae+nematodes.">Identification of Xenorhabdus nematophila genes required for mutualistic colonization of Steinernema carpocapsae nematodes.</a> Molecular Microbiology. 45, 1337-1353 (2002).</li><li>Kaya, H. K., Gaugler, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Entomopathogenic+nematodes.">Entomopathogenic nematodes.</a> Annual Review of Entomology. 38, 181-206 (1993).</li><li>Kaya, H. K., Stock, S. P., Lackey, L. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Techniques+in+insect+nematology.">Techniques in insect nematology.</a> Manual of techniques in insect pathology. , 281-324 (1997).</li><li>Koppenh&#246;fer, H., Nguyen, K. B., Hunt, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bacterial+Symbionts+of+Steinernema+and+Heterorhabditis.">Bacterial Symbionts of Steinernema and Heterorhabditis.</a> Entomopathogenic Nematodes: Systematics, Phylogeny and Bacterial Symbionts. , 735-759 (2007).</li><li>Lunau, S., Stoessel, S., Schmidt Peisker, A. J., Ehlers, R. U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Establishment+of+monoxenic+inocula+for+scaling+up+in+vitro+cultures+of+the+entomopathogenic+nematodes+Steinernema+spp+and+Heterorhabditis+spp.">Establishment of monoxenic inocula for scaling up in vitro cultures of the entomopathogenic nematodes Steinernema spp and Heterorhabditis spp.</a> Nematologica. 39, 385-399 (1993).</li><li>Orozco, R. A., Lee, M., Stock, S. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Soil+sampling+and+isolation+of+entomopathogenic+nematodes+(Steinernematidae,+Heterorhabditidae).">Soil sampling and isolation of entomopathogenic nematodes (Steinernematidae, Heterorhabditidae).</a> J. Vis. Exp. (89), (2014).</li><li>Poinar, G. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+presence+of+Achromobacter+nematophilus+in+the+infective+stage+of+a+Neoaplectana+sp+(Steinernematidae:+Nematoda).">The presence of Achromobacter nematophilus in the infective stage of a Neoaplectana sp (Steinernematidae: Nematoda).</a> Nematologica. 12, 105-108 (1966).</li><li>Poinar, G. O., Thomas, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Significance+of+Achromobacter+nematophilus+sp.+nov.+(Achromobacteriaceae:+Eubacteriales)+associated+with+a+nematode.">Significance of Achromobacter nematophilus sp. nov. (Achromobacteriaceae: Eubacteriales) associated with a nematode.</a> Int. Bull. Bacteriol. Nomencl. Taxon. 15, 249-252 (1966).</li><li>Sicard, M., Brugirard-Ricaud, K., Pag&#232;s, S., Lanois, A., Boemare, N. E., Breh&#233;li, M., Givaudan, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stages+of+infection+during+the+tripartite+interaction+between+Xenorhabdus+nematophila,+its+nematode+vector,+and+insect+hosts.">Stages of infection during the tripartite interaction between Xenorhabdus nematophila, its nematode vector, and insect hosts.</a> Appl. Environ. Microbiol. 70, 6473-6480 (2004).</li><li>Sicard, M., Hinsinger, J., LeBrun, N., Pag&#232;s, S., Boemare, N., Moulia, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Interspecific+competition+between+entomopathogenic+nematodes+(Steinernema)+is+modified+by+their+bacterial+symbionts+(Xenorhabdus).">Interspecific competition between entomopathogenic nematodes (Steinernema) is modified by their bacterial symbionts (Xenorhabdus).</a> BMC Evolutionary Biology. 6, 68-78 (2006).</li><li>Snyder, H., Stock, S. P., Kim, S. K., Flores-Lara, Y., Forst, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=New+insights+into+the+colonization+and+release+processes+of+Xenorhabdus+nematophila+and+the+morphology+and+ultrastructure+of+the+bacterial+receptacle+of+its+nematode+host,+Steinernema+carpocapsae.">New insights into the colonization and release processes of Xenorhabdus nematophila and the morphology and ultrastructure of the bacterial receptacle of its nematode host, Steinernema carpocapsae.</a> Applied and environmental microbiology. 73, 5338-5346 (2007).</li><li>Stiernagle, T., ed, C. .. e. l. e. g. a. n. s. .. W. o. r. m. B. o. o. k. .. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Maintenance+of+C.+elegans.">Maintenance of C. elegans.</a> WormBook. , (2006).</li><li>Stock, S. P., Goodrich-Blair, H., Lacey, L. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nematode+parasites,+pathogens+and+associated+of+insects+and+invertebrates+of+economic+importance.">Nematode parasites, pathogens and associated of insects and invertebrates of economic importance.</a> Manual of Techniques in Invertebrate Pathology. , 373-426 (2012).</li></ol>

Çıkar çatışması ilan etti.

Uygun bir ana bilgisayar kullanarak EPN in vivo yetiştirilmesinde başarılı bir anahtar faktördür. Genellikle, hem steinernematids ve heterorhabditids üretebileceği ve başarıyla büyük bal mumu güvesi Galleria mellonella (Lepidoptera: Pyralidae) larvaları onların yaşam döngüsünü tamamlamak. Ancak, farklı aileleri ve / veya siparişlerin diğer böcek türleri olarak kabul edilebilir. Güncel olarak nematod türlerinin bir kaç özel bir böcek ev sahibi hücresi için özgüllüğe s...

Entomopatojenik nematodlar (EPN) Steinernema ve Heterorhabditis spp. (Steinernematidae, Heterohabditidae) ve bakteriyel simbiont, Ksenorhabdus ve Fotorhabdus spp (Enterobacteriaceae) karasal hayvan-mikrop simbiyotik ilişkiler 2-4,6,10,19. Ksenorhabdus ve Fotorhabdus spp acil bir model olarak kabul edilir. Ayrıca, enfeksiyon juvenil (IJ) veya 3. aşamasında genç 8,10,13 infektif olarak bilinen nematodların sadece serbest yaşayan aşamasının bağırsakta simbiont olarak harbored. Bakteri-nematod çifti böceklerin geniş bir yelpazede için patojen olduğunu ve başarılı biyolojik kontrol ve entegre zararlı yönetimi programlarında, dünya çapında 6,8 uygulamaya konmuştur. Bu yazıda in vivo ve sık sık laboratuar koşullarında EPN beslenmesinde icra in vitro teknikleri bir seçim göstermektedir. Iin vivo koşullarda yöntem nematodların yetiştirmesi için bir böcek ev sahibi tasarlamaktadırlar. Genellikle, çeşitli böcek emir (yani Lepidoptera, Coleoptera, Diptera, vb.) Olgunlaşmamış aşamaları uygun ana olarak kabul edilir. Yöntemler genellikle laboratuvarda nematod kültürlerin bakım için kabul edilir in vivo. Nematodların seri üretim söz konusu olduğunda, bu yöntem uygun olmayabilir. Haşere büyük miktarlarda daha fazla zaman ve böcek yetiştirme ile ilgili ek bir maliyet gerektiren bu amaç için gerekli olabilir. Entomopatojenik nematodlar da çeşitli medya üzerinde in vitro kültür edilebilir. Çalışmanın amacına bağlı olarak; in vitro yöntemler medyada simbiyotik bakterilerin katılmasını düşünebilirsiniz ya. Bu sunumda, EPN yayılması için iki yaygın kullanılan yöntemler açıklanmaktadır. Medyanın maddeler simbiyotik bakteri a için besin kaynağı sağlamaknd nematod için bir sterol kaynağı. in vitro yöntemler bir böcek konak olmadan Advantage EPN bir yetiştirme sunuyoruz. Uygun böcek ana mevcut olmadığında Başlangıçta, gelişmiş in vitro ortam maddesinin bir çok EPN çoğalması için kullanılmıştır. Ancak, son yıllarda, in vitro yetiştirme yöntemleri yaygın olarak EPN ve simbiyotik bakteriler 17,19 arasındaki Mutualistik ilişkiyi anlamak amacıyla araştırma istihdam haline gelmiştir. Bu sunumda ayrıntılı teknikler Stock Laboratuvarı, Arizona (Tucson, AZ, ABD) Üniversitesi tarafından çeşitli yazarlar tarafından açıklanan ve rafine karşılık gelir. Bu teknikler, haşere yönetimi için, bu organizmaların seri üretiminde kullanılan tekniklerin gövdesinden ayrıdır.

<table><tbody><tr><td colspan="4">For &lt;em&gt;In vivo&lt;/em&gt; Infections</td></tr><tr><td>100 x 15 Petri dishes</td><td>VWR</td><td>25384-088</td><td></td></tr><tr><td>Filter paper, 9 cm grade 1 cellulose</td><td>Whatman/VWR</td><td>28450-081</td><td>Grade 1 filter paper recommended</td></tr><tr><td>Insect hosts</td><td>Timberline</td><td>http://www.timberlinefisheries.com/ProductDetails.asp?ProductCode=WAXLG</td><td>&lt;em&gt;Galleria mellonella&lt;/em&gt; are recommended</td></tr><tr><td colspan="4">For Liver-kidney Agar (for 500 ml)</td></tr><tr><td>60 x 15 mm Petri dishes</td><td>VWR</td><td>25384-092</td><td></td></tr><tr><td>Beef liver, 50 g</td><td>Locally sourced; butcher or supermarket</td><td></td><td>Remaining may be stored frozen and thawed for future use</td></tr><tr><td>Beef kidney, 50 g</td><td>Locally sourced; butcher or supermarket</td><td></td><td>Remaining may be stored frozen and thawed for future use</td></tr><tr><td>Sodium chloride 2.5 g (0.5% final concentration)</td><td>Acros/VWR</td><td>200002-434</td><td>any research grade NaCl can be used</td></tr><tr><td>Agar, 7.5 g (1.5% agar, final concentration)</td><td>HiMedia/VWR</td><td>95026-642</td><td>any media grade agar can be used</td></tr><tr><td>500 ml distilled H&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;O</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td colspan="4">For Lipid Agar (for 1 L)</td></tr><tr><td>100 x 15 Petri dishes</td><td>VWR</td><td>25384-088</td><td></td></tr><tr><td>Nutrient broth, 8 g</td><td>BD/VWR</td><td>90002-660</td><td></td></tr><tr><td>Yeast extract, 5 g</td><td>EMD/VWR</td><td>EM1.03753.0500</td><td></td></tr><tr><td>Magnesium chloride hexahydrate 10 ml (0.2 g/ml)</td><td>EMD/VWR</td><td>EM-MX0045-1</td><td></td></tr><tr><td>Corn oil, 4 ml</td><td>Any brand</td><td>Locally source; supermarket</td><td>Any brand of corn oil can be used</td></tr><tr><td>Corn syrup, 96 ml combine 7 ml corn syrup in 89 ml heated H&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;O and swirl for homogeneity</td><td>Karo</td><td>Locally sourced; supermarket</td><td></td></tr><tr><td>Agar, 15 g</td><td>HiMedia/VWR</td><td>95026-642</td><td>any media grade agar can be used</td></tr><tr><td>Distilled H&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;O, 890 ml</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

in vivo and in vitro rearing of entomopathogenic nematodes (steinernematidae and heterorhabditidae)

Photorhabdus heterorhabditids arasında simbiont ise entomopatojenik nematod (EPN) (Steinernematidae ve Heterorhabditidae) Enterobacteriaceae. Ksenorhabdus bakteri steinernematids nematodlar ile ilişkili aile, Gram-negatif Gamma Proteobacteria bir Mutualistik ortaklık var. Birlikte nematodlar ve bakteriler, bir yakın ve belirli ortak olarak böcek türlerinin geniş bir yelpazede öldüren da güçlü bir insektisid kompleksi oluşturur. Bu yazıda, in vivo ve yaygın laboratuar koşullarında bu nematodlarının yetiştirilmesinde kullanılan in vitro teknikler göstermektedir. Dahası, bu teknikler EPN&#39;dir kültürlerin başarılı kurulması için önemli adımlar temsil ve ayrıca araştırma bu organizmaları kullanan diğer biyoanalizlerin için temelini oluşturur. Aposymbiotic (symbiont-serbest) nematod üretim genellikle ortak yaşam çalışmaya derinlemesine bir ve çok yönlü bir yaklaşım için önemlidir. BuProtokol antibiyotik eklenmesini gerektirmez ve standart laboratuar ekipmanı ile kısa bir miktarda yapılabilir. Muhafaza açısından hayatta kalma kullanılan türlere bağlı olarak değişebilir, ancak bu şekilde üretilen Nematodlar nispeten sağlamdır. Bu sunumda ayrıntılı teknikler P. Hazır Laboratuvarı, Arizona Üniversitesi (Tucson, AZ, ABD) çeşitli yazarlar tarafından açıklanan ve rafine karşılık gelir. Bu teknikler, haşere yönetimi için, bu organizmaların seri üretiminde kullanılan tekniklerin gövdesinden ayrıdır.

In vivo yetiştirme yöntemi nematod büyüme ve üreme için ev sahibi olarak canlı böcekleri kullanır. Enfeksiyon odaları böcekler Ijs sergilemek için etkili bir yöntemdir. Bu, başka bir böcek ev sahibi hücresi, bakteriyel vektörleri symbionts nematodlara yaşam döngüsünün tek bir aşamadır. 1 bir enfeksiyon bölmesi hem de bu bölme oluşturmak için gereken malzemeler için ayarlanmış göstermektedir. In vitro yetiştirme yöntemleri sağlar EPN B...

Watch this Scientific Journal Video about In vivo and In vitro Rearing of Entomopathogenic Nematodes Steinernematidae and Heterorhabditidae at JoVE.com

In vivo and In vitro Rearing of Entomopathogenic Nematodes Steinernematidae and Heterorhabditidae

Bu sunumun amacı in vivo ve entomopatojen nematodların yetiştirmesi için in vitro teknikleri göstermektir., In vitro yöntemler zengin ağar medya kullanmak ise in vivo yöntemler, bir böceğin bu nematodların yetiştirme düşünün.

In vivo ve in vitro Entomopatojenik Nematodlar Yetiştiriciliğinin olarak (Steinernematidae ve Heterohabditidae)

Entomopathogenic nematodes (EPN) (Steinernematidae and Heterorhabditidae) have a mutualistic partnership with Gram-negative Gamma-Proteobacteria in the ...

in-vivo-vitro-rearing-entomopathogenic-nematodes-steinernematidae

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Bioengineering

In vivo and In vitro Rearing of Entomopathogenic Nematodes (Steinernematidae and Heterorhabditidae)

20.5K Görüntüleme.  University of Arizona.  Bu sunumun amacı in vivo ve entomopatojen nematodların yetiştirmesi için in vitro teknikleri göstermektir., In vitro yöntemler zengin ağar medya kullanmak ise in vivo yöntemler, bir böceğin bu nematodların yetiştirme düşünün. 

Video: In vivo and In vitro Rearing of Entomopathogenic Nematodes Steinernematidae and Heterorhabditidae

Soil Sampling and Isolation of Entomopathogenic Nematodes (Steinernematidae, Heterorhabditidae)

Entomopathogenic nematodes (a.k.a. EPN) represent a group of soil-inhabiting nematodes that parasitize a wide range of insects. These nematodes belong to two families: Steinernematidae and Heterorhabditidae. Until now, more than 70 species have been described in the Steinernematidae and there are about 20 species in the Heterorhabditidae. The nematodes have a mutualistic partnership with Enterobacteriaceae bacteria and together they act as a potent insecticidal complex that kills a wide range of insect species.
Herein, we focus on the most common techniques considered for collecting EPN from soil. The second part of this presentation focuses on the insect-baiting technique, a widely used approach for the isolation of EPN from soil samples, and the modified White trap technique which is used for the recovery of these nematodes from infected insects. These methods and techniques are key steps for the successful establishment of EPN cultures in the laboratory and also form the basis for other bioassays that consider these nematodes as model organisms for research in other biological disciplines. The techniques shown in this presentation correspond to those performed and/or designed by members of S. P. Stock laboratory as well as those described by various authors.

Soil Sampling and Isolation of Entomopathogenic Nematodes Steinernematidae, Heterorhabditidae

Entomopathogenic nematodes are soil-inhabiting roundworms that parasitize a wide range of insects. We demonstrate sampling methods used for the isolation of these nematodes from the soil using two techniques: the insect baiting and the modified White trap, for the recovery of nematodes from soil samples and infected insect cadavers, respectively.

Toprak Örnekleme ve Entomopatojenik Nematodlar İzolasyonu (Steinernematidae, Heterorhabditidae)

Entomopathogenic nematodes (a.k.a. EPN) represent a group of soil-inhabiting nematodes that parasitize a wide range of insects. These nematodes belong to ...

Çevre

The Nematode Caenorhabditis Elegans - A Versatile In Vivo Model to Study Host-microbe Interactions

We demonstrate a method using Caenorhabditis elegans as a model host to study microbial interaction. Microbes are introduced via the diet making the intestine the primary location for disease. The nematode intestine structurally and functionally mimics mammalian intestines and is transparent making it amenable to microscopic study of colonization. Here we show that pathogens can cause disease and death. We are able to identify microbial mutants that show altered virulence. Its conserved innate response to biotic stresses makes C. elegans an excellent system to probe facets of host innate immune interactions. We show that hosts with mutations in the dual oxidase gene cannot produce reactive oxygen species and are unable to resist microbial insult. We further demonstrate the versatility of the presented survival assay by showing that it can be used to study the effects of inhibitors of microbial growth. This assay may also be used to discover fungal virulence factors as targets for the development of novel antifungal agents, as well as provide an opportunity to further uncover host-microbe interactions. The design of this assay lends itself well to high throughput whole-genome screens, while the ability to cryo-preserve worms for future use makes it a cost-effective and attractive whole animal model to study.

The Nematode Caenorhabditis Elegans - A Versatile In Vivo Model to Study Host-microbe Interactions

Here, we present the nematode Caenorhabditis elegans as a versatile host model to study microbial interaction.

Nematot Caenorhabditis Elegans - konak-mikrop etkileşimleri çalışmaya çok yönlü Vivo içinde manken

We demonstrate a method using Caenorhabditis elegans as a model host to study microbial interaction. Microbes are introduced via the diet making the ...

Genetik

High and Low Throughput Screens with Root-knot Nematodes Meloidogyne spp.

Root-knot nematodes (genus Meloidogyne) are obligate plant parasites. They are extremely polyphagous and considered one of the most economically important plant parasitic nematodes. The microscopic second-stage juvenile (J2), molted once in the egg, is the infective stage. The J2s hatch from the eggs, move freely in the soil within a film of water, and locate root tips of suitable plant species. After penetrating the plant root, they migrate towards the vascular cylinder where they establish a feeding site and initiate feeding using their stylets. The multicellular feeding site is comprised of several enlarged multinuclear cells called 'giant cells' which are formed from cells that underwent karyokinesis (repeated mitosis) without cytokinesis. Neighboring pericycle cells divide and enlarge in size giving rise to a typical gall or root knot, the characteristic symptom of root-knot nematode infection. Once feeding is initiated, J2s become sedentary and undergo three additional molts to become adults. The adult female lays 150-250 eggs in a gelatinous matrix on or below the surface of the root. From the eggs new infective J2s hatch and start a new cycle. The root-knot nematode life cycle is completed in 4-6 weeks at 26-28&deg;C.
Here we present the traditional protocol to infect plants, grown in pots, with root-knot nematodes and two methods for high-throughput assays. The first high-throughput method is used for plants with small seeds such as tomato while the second is for plants with large seeds such as cowpea and common bean. Large seeds support extended seedling growth with minimal nutrient supplement. The first high throughput assay utilizes seedlings grown in sand in trays while in the second assay plants are grown in pouches in the absence of soil. The seedling growth pouch is made of a 15.5 x 12.5cm paper wick, folded at the top to form a 2-cm-deep trough in which the seed or seedling is placed. The paper wick is contained inside a transparent plastic pouch. These growth pouches allow direct observation of nematode infection symptoms, galling of roots and egg mass production, under the surface of a transparent pouch. Both methods allow the use of the screened plants, after phenotyping, for crossing or seed production. An additional advantage of the use of growth pouches is the small space requirement because pouches are stored in plastic hanging folders arranged in racks.

High and Low Throughput Screens with Root-knot Nematodes Meloidogyne spp.

Two distinct methods to screen plants with root-knot nematodes are described. The described approaches include high-throughput screens with nematodes in a nondestructive manner facilitating the use of these plants in breeding programs.

Kök-ur Nematod ile Yüksek ve Düşük Throughput Ekranlar Meloidogyne spp.</em

Root-knot nematodes (genus Meloidogyne) are obligate plant parasites. They are extremely polyphagous and considered one of the most economically important ...

İmmünoloji ve Enfeksiyon

Rapid Isolation of Wild Nematodes by Baermann Funnel

Beyond being robust experimental model organisms, Caenorhabditis elegans and its relatives are also real animals that live in nature. Studies of wild nematodes in their natural environments are valuable for understanding many aspects of biology, including the selective regimes in which distinctive genomic and phenotypic characters evolve, the genetic basis for complex trait variation, and the natural genetic diversity fundamental to all animal populations. This manuscript describes a simple and efficient method for extracting nematodes from their natural substrates, including rotting fruits, flowers, fungi, leaf litter, and soil. The Baermann funnel method, a classical nematology technique, selectively isolates active nematodes from their substrates. Because it recovers nearly all active worms from the sample, the Baermann funnel technique allows for the recovery of rare and slow-growing genotypes that co-occur with abundant and fast-growing genotypes, which might be missed in extraction methods that involve multiple generations of reproduction. The technique is also well suited to addressing metagenetic, population-genetic, and ecological questions. It captures the entire population in a sample simultaneously, allowing an unbiased view of the natural distribution of ages, sexes, and genotypes. The protocol allows for deployment at scale in the field, rapidly converting substrates into worm plates, and the authors have validated it through fieldwork on multiple continents.

This protocol outlines a method for efficiently extracting live nematodes from natural substrates in the field.

Baermann Huni tarafından Vahşi Nematodların Hızlı İzolasyonu

Beyond being robust experimental model organisms, Caenorhabditis elegans and its relatives are also real animals that live in nature. Studies of wild ...

Visualizing Bacteria in Nematodes using Fluorescent Microscopy

Symbioses, the living together of two or more organisms, are widespread throughout all kingdoms of life. As two of the most ubiquitous organisms on earth, nematodes and bacteria form a wide array of symbiotic associations that range from beneficial to pathogenic 1-3. One such association is the mutually beneficial relationship between Xenorhabdus bacteria and Steinernema nematodes, which has emerged as a model system of symbiosis 4. Steinernema nematodes are entomopathogenic, using their bacterial symbiont to kill insects 5. For transmission between insect hosts, the bacteria colonize the intestine of the nematode's infective juvenile stage 6-8. Recently, several other nematode species have been shown to utilize bacteria to kill insects 9-13, and investigations have begun examining the interactions between the nematodes and bacteria in these systems 9.
We describe a method for visualization of a bacterial symbiont within or on a nematode host, taking advantage of the optical transparency of nematodes when viewed by microscopy. The bacteria are engineered to express a fluorescent protein, allowing their visualization by fluorescence microscopy. Many plasmids are available that carry genes encoding proteins that fluoresce at different wavelengths (i.e. green or red), and conjugation of plasmids from a donor Escherichia coli strain into a recipient bacterial symbiont is successful for a broad range of bacteria. The methods described were developed to investigate the association between Steinernema carpocapsae and Xenorhabdus nematophila 14. Similar methods have been used to investigate other nematode-bacterium associations 9,15-18and the approach therefore is generally applicable.
The method allows characterization of bacterial presence and localization within nematodes at different stages of development, providing insights into the nature of the association and the process of colonization 14,16,19. Microscopic analysis reveals both colonization frequency within a population and localization of bacteria to host tissues 14,16,19-21. This is an advantage over other methods of monitoring bacteria within nematode populations, such as sonication 22or grinding 23, which can provide average levels of colonization, but may not, for example, discriminate populations with a high frequency of low symbiont loads from populations with a low frequency of high symbiont loads. Discriminating the frequency and load of colonizing bacteria can be especially important when screening or characterizing bacterial mutants for colonization phenotypes 21,24. Indeed, fluorescence microscopy has been used in high throughput screening of bacterial mutants for defects in colonization 17,18, and is less laborious than other methods, including sonication 22,25-27and individual nematode dissection 28,29.

To study the mutualism between Xenorhabdus bacteria and Steinernema nematodes, methods were developed to monitor bacterial presence and location within nematodes. The experimental approach, which can be applied to other systems, entails engineering bacteria to express the green fluorescent protein and visualizing, using fluorescence microscopy bacteria within the transparent nematode.

Floresan Mikroskobu kullanılarak Nematodlar Bakteriler görselleştirme

 
Symbioses, the living together of two or more organisms, are widespread throughout all kingdoms of life. As two of the most ubiquitous organisms on ...

Biyoloji

Selective Cleaning of Wild Caenorhabditis Nematodes to Enrich for Intestinal Microbiome Bacteria

Caenorhabditis elegans (C. elegans)&#160;has proven to be an excellent model for studying host-microbe interactions and the microbiome, especially in the context of the intestines. Recently, ecological sampling of wild Caenorhabditis nematodes has discovered a diverse array of associated microbes, including bacteria, viruses, fungi, and microsporidia. Many of these microbes have interesting colonization or infection phenotypes that warrant further study, but they are often unculturable. This protocol presents a method to enrich the desired intestinal microbes in C. elegans and related nematodes and reduce the presence of the many contaminating microbes adhering to the cuticle. This protocol involves forcing animals into the dauer stage of development and using a series of antibiotic and detergent washes to remove external contamination. As dauer animals have physiological changes that protect nematodes from harsh environmental conditions, any intestinal microbes will be protected from these conditions. But, for enrichment to work, the microbe of interest must be maintained when animals develop into dauers. When the animals leave the dauer stage, they are singly propagated into individual lines. F1 populations are then selected for desired microbes or infection phenotypes and against visible contamination. These methods will allow researchers to enrich unculturable microbes in the intestinal lumen, which make up part of the natural microbiome of C. elegans and intracellular intestinal pathogens. These microbes can then be studied for colonization or infection phenotypes and their effects on the host fitness.

Selective Cleaning of Wild Caenorhabditis Nematodes to Enrich for Intestinal Microbiome Bacteria

Wild Caenorhabditis nematodes are associated with many microbes, often in the gut lumen or infecting the intestine. This protocol details a method to enrich unculturable microbes colonizing the intestine, taking advantage of the resistance of the dauer cuticle.

Bağırsak Mikrobiyom Bakterileri İçin Zenginleştirmek için Yabani Caenorhabditis Nematodlarının Seçici Temizliği

Caenorhabditis elegans (C. elegans)&#160;has proven to be an excellent model for studying host-microbe interactions and the microbiome, especially in the ...

Culturing and Genetically Manipulating Entomopathogenic Nematodes

Entomopathogenic nematodes in the genera Heterorhabditis and Steinernema are obligate parasites of insects that live in the soil. The main characteristic of their life cycle is the mutualistic association with the bacteria Photorhabdus and Xenorhabdus, respectively. The nematode parasites are able to locate and enter suitable insect hosts, subvert the insect immune response, and multiply efficiently to produce the next generation that will actively hunt new insect prey to infect. Due to the properties of their life cycle, entomopathogenic nematodes are popular biological control agents, which are used in combination with insecticides to control destructive agricultural insect pests. Simultaneously, these parasitic nematodes represent a research tool to analyze nematode pathogenicity and host anti-nematode responses. This research is aided by the recent development of genetic techniques and transcriptomic approaches for understanding the role of nematode secreted molecules during infection. Here, a detailed protocol on maintaining entomopathogenic nematodes and using a gene knockdown procedure is provided. These methodologies further promote the functional characterization of entomopathogenic nematode infection factors.

Entomopathogenic nematodes live in symbiosis with bacteria and together they successfully infect insects by undermining their innate immune system. To promote research on the genetic basis of nematode infection, methods for maintaining and genetically manipulating entomopathogenic nematodes are described.

Entomopatojenik Nematodların Kültürlenmesi ve Genetik Olarak Manipüle Edilmesi

Entomopathogenic nematodes in the genera Heterorhabditis and Steinernema are obligate parasites of insects that live in the soil. The main characteristic ...

Isolation and Selection of Entomopathogenic Fungi from Soil Samples and Evaluation of Fungal Virulence against Insect Pests

Entomopathogenic fungi (EPF) are one of the microbial control agents for integrated pest management. To control local or invasive pests, it is important to isolate and select indigenous EPF. Therefore, the soil bait method combined with the insect bait (mealworm, Tenebrio molitor) system was used in this study with some modifications. The isolated EPF were then subjected to the virulence test against the agricultural pest Spodoptera litura. Furthermore, the potential EPF strains were subjected to morphological and molecular identifications. In addition, the conidia production and thermotolerance assay were performed for the promising EPF strains and compared; these data were further substituted into the formula of effective conidia number (ECN) for laboratory ranking. The soil bait-mealworm system and the ECN formula can be improved by replacing insect species and integrating more stress factors for the evaluation of commercialization and field application. This protocol provides a quick and efficient approach for EPF selection and will improve the research on biological control agents.

Here we present a protocol based on the&#160;mealworm (Tenebrio molitor)-bait system that was used for isolating and selecting entomopathogenic fungi (EPF) from soil samples. An effective conidia number (ECN) formula is used to select high stress tolerant EPF based on physiological characteristics for pest microbial control in the field.

Toprak Örneklerinden İntomopatojenik Mantarların İzolasyonu ve Seçimi ve Böcek Zararlılarına Karşı Mantar Virülansının Değerlendirilmesi

Entomopathogenic fungi (EPF) are one of the microbial control agents for integrated pest management. To control local or invasive pests, it is important ...

Isolation and Characterization of the Natural Microbiota of the Model Nematode Caenorhabditis elegans

The nematode Caenorhabditis elegans interacts with a large diversity of microorganisms in nature. In general, C. elegans is commonly found in rotten plant matter, especially rotten fruits like apples or on compost heaps. It is also associated with certain invertebrate hosts such as slugs and woodlice. These habitats are rich in microbes, which serve as food for C. elegans and which can also persistently colonize the nematode gut. To date, the exact diversity and consistency of the native C. elegans microbiota across habitats and geographic locations is not fully understood. Here, we describe a suitable approach for isolating C. elegans from nature and characterizing the microbiota of worms. Nematodes can be easily isolated from compost material, rotting apples, slugs, or attracted by placing apples on compost heaps. The prime time for finding C. elegans in the Northern Hemisphere is from September until November. Worms can be washed out of collected substrate material by immersing the substrate in buffer solution, followed by the collection of nematodes and their transfer onto nematode growth medium or PCR buffer for subsequent analysis. We further illustrate how the samples can be used to isolate and purify the worm-associated microorganisms and to process worms for 16S ribosomal RNA analysis of microbiota community composition. Overall, the described methods may stimulate new research on the characterization of the C. elegans microbiota across habitats and geographic locations, thereby helping to obtain a comprehensive understanding of the diversity and stability of the nematode's microbiota as a basis for future functional research.

Isolation and Characterization of the Natural Microbiota of the Model Nematode Caenorhabditis elegans

Caenorhabditis elegans is one of the main model species in biology, yet almost all research is performed in the absence of its naturally associated microbes. The methods described here will help to improve our understanding of the diversity of associated microbes as a basis for future functional C. elegans research.

Model Nematod Caenorhabditis elegans'ın Doğal Mikrobiyotasının İzolasyonu ve Karakterizasyonu

The nematode Caenorhabditis elegans interacts with a large diversity of microorganisms in nature. In general, C. elegans is commonly found in rotten plant ...

<meta charset="utf8"></head><body>Pinus pinaster'da Çam Ağacı Nematod Enfeksiyonunun Optimize Edilmesi

Infection of In Vivo and In Vitro Pines with the Pinewood Nematode Bursaphelenchus xylophilus and Isolation of Induced Volatiles

The pinewood nematode (PWN) is a phytoparasite that causes pine wilt disease (PWD) in conifer species. This plant parasitic nematode has heavily contributed to pine deforestation in Asian countries, e.g., Japan, China, and Korea. Over the last two decades, in Europe, Portugal and Spain have been greatly affected. Research on the mechanisms of PWN infection and/or PWD progression in susceptible host species relies on the controlled infection of pine seedlings under greenhouse conditions. This technique is laborious and mobilizes substantial economic and human resources. Additionally, it can be prone to variability that results from the genetic diversity associated with some pine species but also from the interference of external factors. As an alternative, in vitro co-cultures of pine with PWNs offer a more advantageous system for studying biochemical changes since they a) allow controlling single environmental or nutritional variables, b) occupy less space, c) require less time to obtain, and d) are&#160;free from contamination or from host genetic variation. The following protocol details the standard in vivo PWN infection of Pinus pinaster, the maritime pine, and the establishment of the novel in vitro co-cultures of pine shoots with the PWN as an improved methodology to study this phytoparasite influence on pine volatiles. PWN-induced volatiles are extracted from in vivo and in vitro infected pines by hydrodistillation and distillation-extraction, and the emitted volatiles are captured by solid phase microextraction (SPME), using fiber or packed column techniques.

<meta charset="utf8"></head><body>Yazar Spot Işığı: Konakçı uçucu tepkisini incelemek için çam filizleri ve çam ağacı nematodunun in vitro ko-kültür sistemi

The protocol describes the in vivo and in vitro pinewood nematode infection of Pinus pinaster and their volatilome analysis through Gas Chromatography (GC) and GC coupled to Mass Spectrometry (GC-MS).

In vivo ve in vitro Entomopatojenik Nematodlar Yetiştiriciliğinin olarak (Steinernematidae ve Heterohabditidae)

Özet

Daha Fazla Video Keşfet