Bu çalışma NSF hibe IOS 1121692 tarafından ve Washington&#39;un Araştırma Vakfı Üniversitesi tarafından desteklenmiştir.

1. Uçucu Follection <ol><li> Bu örnekte, M. uçucu numuneleri kullanmak lewisii çiçek - California&#39;ya bir dağ kır çiçeği yerli. Uçucu Riffell ve arkadaşlarına göre dinamik emme yöntemler kullanılarak elde edilmektedir. 14. Kısaca, bu yöntem çiçekler teflon torba içine alınır bir kapalı döngü yakalama sistemi kullanır. Inert bir vakum pompası kullanılarak, çiçekler etrafında hava Porapak Q matris ile dolu bir Pasteur pipeti oluşan bir &quot;tuzak&quot; aracılığıyla emilir. Pompadan gelen dönüş hava aktifleştirilmiş odun kömürü ile filtre edilir. Önceden belirlenmiş bir süre sonra, olgu 24 saat içinde, Porapak Q matris konsantre ekstreye toplamak için, bir polar olmayan bir çözücü, tipik olarak heksan ile elüt edilmiştir. Özüt daha sonra -80 ° C&#39;de analize kadar saklanır. Eğer gerekirse, numuneler azot gazı akışı altında analiz öncesi konsantre edilebilir. Örnek zaten iyi karakterize edilmediği sürece, bir aracılığıyla bir kısım çalıştırınGaz kromatografisi-kütle spektrometresi (GC-MS) Örnek kullanmadan önce, uçucu bileşenleri tanımlamak için. </li></ol> 2. Elektrofizyolojik Hazırlık <ol><li> 1.000 ul pipet sonundan itibaren yaklaşık 1 cm kesin. Pipet tabanına bir bombus arısı (Bombus impatiens) yerleştirin ve sadece baş ortaya çıkıncaya kadar hafifçe ucunun tersi sonuna doğru itin. </li><li> Dişçilik mumları eritin ve güvenlik için bileşik gözleri üzerine ve balmumu yapışır arının kafasını tamamen hareketsiz hale getirmek için emin, maruz başının etrafında kalıp. Arı anteni üzerine herhangi bir balmumu elde etmek için değil emin olun. </li><li> Kafası güvenli sonra, bir jilet-kesici veya manikür kesmek için neşter uygun büyüklükte kullanarak baş kapsülü içine bir kare, pencere gibi kesi yapmak. Bıçak kesici kullanarak, hemen bileşik gözler için anten ve bitişik birinin arkasında, başının kapsül sırt tarafında başlar. Kesmekbir bileşik gözü, kontralateral bileşik göz için düz bir çizgi. Tersi bileşik göz için düz bir çizgi kestikten sonra, onun göğüs yakın baş kapsülü eğrileri ve bitene kadar dorsal bir kesi yaparak başlar. Bu noktada, baş kapsül karşı ucuna doğru kesme başlar. Son olarak, bir kez bir çizgi ucunu kesmek olmuştur, ilk kesi başlangıç ​​pozisyonuna geri hattı kesti. Bu, elektrot ekleme zarar vereceği gibi, anten bitişik kütikül kaldırmak için önemlidir. </li><li> Manikür kesilir sonra, o arı beyni açığa ve daha da önemlisi, anten lobları olmalıdır arı manikür, çıkarmak için forseps bir çift kullanın. Hemen beyin kurutulmuş haline gelmez, böylece böcek tuzlu su ile beyin superfusing başlar. Beynin maruz sonra, dikkatlice hemen anten lobları Yukarıdaki perinöral kılıfı kaldırmak için çok ince forseps bir çift kullanın. Çok dikkatli olun değilforseps ile ponksiyon arı beyni. </li></ol> 3. Çok kanallı kayıt ile Gaz Kromatografi <ol><li> Arı &quot;hazırlık&quot; - onun beyin maruz bir tüp içinde sabit - Şimdi elektrofizyolojik kayıt için hazırdır. Bir hava tabloda bulunan bir manyetik taban sabitlenmiş bir kelepçe içinde arı, yerleştirin. </li><li> IV torba, akış kontrol ve salin sürekli beyin superfuses böylece tüp (böcek tuzlu su ile doldurulur) düzenleyin. </li><li> Arı gözüne, tungsten telden yapılmış mikromanipülatör, insertareference elektrot, kullanma. </li><li> Ayrı bir mikromanipülatör kullanarak, bu tür bir sarmal tetrode tel, silikon ya da çok-kanallı elektrodu (NeuroNexus Technologies) gibi, çok-kanallı elektrot eklemek arı anten lobları içine. Bu, elektrot bu tür TDT sistemin Z-veriyolu bioamp işlemci TDT sistemin S-3 Z serisi gibi bir ön-yükselticiye bağlanmıştır. Gaz Chro çıktısıkorumalı bir BNC kablo ile matogram adlı dedektör hem nöral ve GC sinyali senkronize böyle amplifikatör ve veri toplama sistemi ile arabirim olabilir. </li><li> Stabilize nöral kayıtları için yaklaşık 30-60 dakika bekleyin. Spontan aktivite ve kayıt kanallardaki birim dalga şekli tutarlı hale gelince, arı uyarmak ve koku kayıt kanallarının yanıtı gözlemlemek için bir koku şırınga kullanın. </li><li> Tarafından nöronların ekstrasellüler kramponları kaydedin otomatik eşikleme ayrı kayıt kanallarında sinyal 3,5-5 sigma tarafından kayıt kanalları. Manuel eşikleme elektriksel gürültü kirliliğini önlemek için bazı kanallar için gerekli olabilir. Nöronların aksiyon potansiyelleri kayıt kanalında ani voltaj yükselmelerine olarak görünecektir. Kanalın gerilim eşiği aştığında, sistem böylece Takin, eşik geçiş öncesi ve sonrası birkaç milisaniye tamponlar ve kaydederga dalga anlık görüntü veya başak. </li><li> Hemen hava tablonun yanındaki GC olduğunu. GC içine çiçek özü enjekte etmeden önce, GC koşmak sıcaklık rampa yöntemi doğru olduğundan emin olun. Buradaki örnekte, 10 ° C / dak &#39;lık bir hızla sıcaklık artış takip 4 dakika için 50 başlayarak bir sıcaklık yöntem ° C kullanır. 220 ° ilave bir 6 dakika GC tutun hangi zaman C,. Biz taşıyıcı gaz olarak helyum ile DB-5 GC sütunu (J &amp; W Scientific, Folsom, CA, USA) kullanın. Giriş 200 ° C&#39;ye ayarlanmış bir sıcaklık, splitless olduğunu Alev iyonizasyon dedektörü sıcaklığı 230 ° C&#39;ye ayarlanır </li><li> GC sütuna adsorbe uçucular serbest bırakmak için GC ısıtmalı enjeksiyon portu içine çiçek headspace özü örnek enjekte. Sütun atık Alev İyonizasyon Detektörü (FID) ve bir bardak &quot;Y&quot; konnektör (J &amp; W Scientific) kullanılarak arı anten arasındaki 01:01 bölünür. Rec BaşlayanEğer GC bir örnek enjekte olarak elektrottan ording. </li><li> GC çalışma bittikten sonra, 5 ila 15 dakika için hazırlık dinlendirin. Bundan sonra, GC başka bir örnek enjekte edilir ya da tek bir uçucu bileşik veya bileşikler karışımı kullanılarak hazırlama uyarır. Hazırlık uyarıcı son bahsedilen yöntem, bir sabit hava akımı hava darbeleri bileşikleri tevdi edilmiş olan filtre kağıdı üzerinde bir parça içeren bir cam şırınga aracılığıyla yönlendirilir. Koku uyarıcı yazılım tarafından kontrol edilen bir solenoid valf ile aktive vasıtasıyla darbeli edildi. </li><li> Birim faaliyet aniden durur veya değişiklik varsa, tuzlu damla kontrol edin ve 15 dakika hazırlık dinlendirin. Spontan aktivite önceki seviyesi yeniden kazanmak değilse mevcut ise o zaman hazırlık atılır ve bir başka arı kullanılmalıdır. </li><li> Deneyden sonra, hala doku içinde sonda ile, 20 dakika için% 5 formalin ile beyin düzeltmek. Daha sonra, tüketim beyinve 4 saat boyunca% 2 glutaraldehit yerleştirin ve daha sonra kademeli bir etanol dehidratasyon serisi yapmak ve metil salisilat ile beyin temizleyin. Doku, elektrotlar doku konfokal mikroskopi ile pek belirgin olmalıdır delinmiş AL bölgesindeki yerlerin tespiti ve takas sonucu. </li></ol> 4. Veri Analizi <ol><li> Çözümle Kaydedilen nöral birimleri ayırmak ve tanımlamak için deneme sonra veri toplanmıştır. Böyle tepe veya vadi genlik, pik yarı genişliği, vb gibi başak şekiller, ya da azaltılmış tedbirler dayalı ayrı bir dalga, ya da &quot;ani&quot;, (temel bileşenler) 17 için tipik yazılım programları (Çevrimdışı Sıralayıcısı MClust ve SClust) kullanın , 18 (Şekil 2). Üç boyutlu uzayda ayrılmış (PC1-PC3) ve birbirlerinden istatistiksel olarak farklı olduğunu sivri türüne kümeleri kullanın (çok değişkenli ANOVA, p &lt;0.05) (Şekil 2) daha fazla analiz için. Bakıntetrode kayıt ve başak-sıralama yöntemlerin tam açıklaması için alıntıyı # s 17-19. </li><li> Zaman damgası her kümede ani ve raster araziler ve atış hızı yanıtları (Şekil 2, 3A) oluşturmak için MATLAB veya Neuroexplorer (Nex Teknolojileri, Winston-Salem, NC) kullanılarak analiz için bu verileri dışa aktarın. </li><li> Eş zamanlı olarak kaydedilir GC verileri kullanılarak uçucu alıkonma zamanları belirleyin. O zaman noktalarında ünite, incelemek için, kromatogram dan tepe tepe tarafından belirlenen uçucu tutma süreleri, kullanın. </li><li> GC vadede aracılığıyla bireysel ünite cevapları incelemek için, 100 msn aralıklarla başak sayısı, bin ve uçucular salınımlı bir retansiyon zamanı referans ile hızı yanıtları ateşleme zaman ders incelemek. 100 msn aralıklarla başak binning GC bir elüt odorant için nöronal cevabının zaman-kurs hakkında yeterli ayrıntı veya sinyali sağlar. </li><li> EXA içinFarklı salgılayan uçucular için nüfus yanıtları mayın, önce, 3 sn örnekleme penceresi üzerinden 1.5 sn bireysel birimlerin ateşleme hızı yanıtları entegre ve 1,5 saniye sonra, bir retansiyon zamanı uçucu (Şekil 3). Bu süre GC uçucu bir salınımlı süreleri tipik bir örneğidir. Ve (sütunlar) GC atık için topluluk yanıtı temsil eden her satırında bir etkinlik matrisi olarak düzenlenmesi (; Biz göre renk kodlama onları (mavi düşük bir yanıttır kırmızı bir yüksek atış hızı yanıtı) birimlerinin hızı yanıtları ateş göster Şekil 3). </li></ol>

<ol>
	<li>Hildebrand, J. G., Shepherd, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanisms+of+olfactory:+converging+evidence+for+common+principles+across+phyla.">Mechanisms of olfactory: converging evidence for common principles across phyla.</a> Annual Review of Neuroscience. 20, 595-631 (1997).</li><li>Reisenman, C. E., Riffell, J. A., Bernays, E. A., Hildebrand, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Antagonistic+effects+of+floral+scent+in+an+insect-plant+interaction.">Antagonistic effects of floral scent in an insect-plant interaction.</a> Proceedings of the Royal Society B: Biological Sciences. 277, 2371-2379 (2010).</li><li>Reisenman, C. E., Riffell, J. A., Hildebrand, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> International Symposium on Olfaction and Taste. 1170, 462-467 (2009).</li><li>Alarc&#243;n, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Congruence+between+visitation+and+pollen-transport+networks+in+a+California+plant-pollinator+community.">Congruence between visitation and pollen-transport networks in a California plant-pollinator community.</a> Oikos. 119, 35-44 (2010).</li><li>Alarc&#243;n, R., Waser, N. M., Ollerton, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Year-to-year+variation+in+the+topology+of+a+plant-pollinator+interaction+network.">Year-to-year variation in the topology of a plant-pollinator interaction network.</a> Oikos. 117, 1796-1807 (2008).</li><li>Riffell, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Behavioral+consequences+of+innate+preferences+and+olfactory+learning+in+hawkmoth-flower+interactions.">Behavioral consequences of innate preferences and olfactory learning in hawkmoth-flower interactions.</a> P. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 105, 3404-3409 (2008).</li><li>De Moraes, C. M., Lewis, W. J., Pare, P. W., Alborn, H. T., Tumlinson, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Herbivore-infested+plants+selectively+attract+parasitoids.">Herbivore-infested plants selectively attract parasitoids.</a> Nature. 393, 570 (1998).</li><li>Carey, A. F., Wang, G., Su, C. -. Y., Zwiebel, L. J., Carlson, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Odorant+reception+in+the+malaria+mosquito+Anopheles+gambiae.">Odorant reception in the malaria mosquito Anopheles gambiae.</a> Nature. 464, 66-71 (2010).</li><li>Turner, S. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ultra-prolonged+activation+of+CO2-sensing+neurons+disorients+mosquitoes.">Ultra-prolonged activation of CO2-sensing neurons disorients mosquitoes.</a> Nature. 474, 87-91 (2011).</li><li>Pellegrino, M., Nakagawa, T., Vosshall, L. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Single+sensillum+recordings+in+the+insects+Drosophila+melanogaster+and+Anopheles+gambiae.">Single sensillum recordings in the insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae.</a> J Vis Exp. (36), e1725 (2010).</li><li>Syed, Z., Leal, W. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrophysiological+measurements+from+a+moth+olfactory+system.">Electrophysiological measurements from a moth olfactory system.</a> J. Vis. Exp. (49), e2489 (2011).</li><li>Roelofs, W. L., Comeau, A., Hill, A., Milicevic, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sex+attractant+of+the+codling+moth:+characterization+with+electroantennogram+technique.">Sex attractant of the codling moth: characterization with electroantennogram technique.</a> Science. 174, 297-299 (1971).</li><li>Riffell, J. A., Lei, H., Christensen, T. A., Hildebrand, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+and+coding+of+behaviorally+significant+odor+mixtures.">Characterization and coding of behaviorally significant odor mixtures.</a> Current Biology. 19, 335-340 .</li><li>Riffell, J. A., Lei, H., Hildebrand, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neural+correlates+of+behavior+in+the+moth+Manduca+sexta+in+response+to+complex+odors.">Neural correlates of behavior in the moth Manduca sexta in response to complex odors.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the U.S.A. 106, 19219-19226 (2009).</li><li>Raguso, R. A., Pellmyr, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dynamic+headspace+analysis+of+floral+volatiles:+a+comparison+of+methods.">Dynamic headspace analysis of floral volatiles: a comparison of methods.</a> Oikos. 81, 238-254 (1998).</li><li>Rodriguez-Saona, C. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Herbivore-induced+blueberry+volatiles+and+intra-plant+signaling.">Herbivore-induced blueberry volatiles and intra-plant signaling.</a> J Vis Exp. , e3440 (2011).</li><li>Nguyen, D. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Micro-drive+array+for+chronic+in+vivo+recording:+tetrode+assembly.">Micro-drive array for chronic in vivo recording: tetrode assembly.</a> J Vis Exp. , e1098 (2009).</li><li>Schjetnan, A. G. P., Luczak, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Recording+large-scale+neuronal+ensembles+with+silicon+probes+in+the+anesthetized+rat.">Recording large-scale neuronal ensembles with silicon probes in the anesthetized rat.</a> J Vis Exp. , e3282 (2011).</li><li>Deisig, N., Giurfa, M., Lachnit, H., Sandoz, J. -. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neural+representation+of+olfactory+mixtures+in+the+honeybee+antennal+lobe.">Neural representation of olfactory mixtures in the honeybee antennal lobe.</a> European Journal of Neuroscience. 24, 1161-1174 (2006).</li><li>St&#246;kl, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+deceptive+pollination+system+targeting+drosophilids+through+olfactory+mimicry+of+yeast.">A deceptive pollination system targeting drosophilids through olfactory mimicry of yeast.</a> Current Biology. 20, 1846-1852 (2010).</li><li>Schneider, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Elektrophysiologische+untersuchungen+von+chemo-+und+mechanorezeptoren+der+antenne+des+seidenspinners+Bombyx+mori+L.">Elektrophysiologische untersuchungen von chemo- und mechanorezeptoren der antenne des seidenspinners Bombyx mori L.</a> Journal of Comparative Physiology A: Neuroethology, Sensory, Neural, and Behavioral Physiology. 40, 8-41 (1957).</li><li>Arn, H., St&#228;dler, E., Rauscher, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+electroantennographic+detector:+a+selective+and+senstitive+tool+in+the+gas+chromatographic+analysis+of+insect+pheromones.">The electroantennographic detector: a selective and senstitive tool in the gas chromatographic analysis of insect pheromones.</a> Zeitschrift f&#252;r Naturforschung. 30c, 722-725 (1975).</li><li>Schneider, D., Boeckh, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rezeptorpotential+und+nervenimpulse+einzelner+olfaktorischer+sensillen+der+insektenantenne.">Rezeptorpotential und nervenimpulse einzelner olfaktorischer sensillen der insektenantenne.</a> Journal of Comparative Physiology A: Neuroethology, Sensory, Neural, and Behavioral Physiology. 45, 405-412 (1962).</li><li>Blight, M. M., Pickett, J. A., Wadhams, L. J., Woodcock, C. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Antennal+perception+of+oilseed+rape+Brassica+napus+(Brassicaceae)+volatiles+by+the+cabbage+seed+weevil+Ceutorhynchus+assimilis+(Coleoptera,+Curculionidae).">Antennal perception of oilseed rape Brassica napus (Brassicaceae) volatiles by the cabbage seed weevil Ceutorhynchus assimilis (Coleoptera, Curculionidae).</a> Journal of Chemical Ecology. 21, 1649-1664 (1995).</li><li>Lin, D. Y., Shea, S. D., Katz, L. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Representation+of+natural+stimuli+in+the+rodent+main+olfactory+bulb.">Representation of natural stimuli in the rodent main olfactory bulb.</a> Neuron. 50, 937-949 (2006).</li><li>Lei, H., Reisenman, C. E., Wilson, C. H., Gabbur, P., Hildebrand, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spiking+patterns+and+their+functional+implications+in+the+antennal+lobe+of+the+tobacco+hornworm+Manduca+sexta.">Spiking patterns and their functional implications in the antennal lobe of the tobacco hornworm Manduca sexta.</a> PLoS ONE. 6, e23382 (2011).</li><li>Syed, Z., Leal, W. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Acute+olfactory+response+of+Culex+mosquitoes+to+a+human-+and+bird-derived+attractant.">Acute olfactory response of Culex mosquitoes to a human- and bird-derived attractant.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences. 106, 18803-18808 (2009).</li></ol>

Çıkar çatışması ilan etti.

Böcek koku-aracılı davranışları üreme, ana-yer seçimi ve uygun gıda kaynaklarının belirlenmesi dahil olmak üzere birçok farklı süreçler, sürücü. Bu süreçlerin çalışma kaynak yanı sıra, davranışları aracılık eden, bu bileşiklerin teşhis etme yeteneği yayılan uçucu maddeler belirlemek için yeteneğini gerektirir. Konularda karmaşık kokular birlikte, tek tek bileşenlerin 6,7,13,19,20 farklı algılanan bir tek koku oluşturmak tek tek bileşiklerin yüz on oluşmaktadır o...

<table border="1"><tbody><tr><td> Öğenin ismi </td><td> Şirket </td><td> Katalog Numarası </td><td> Yorumlar </td></tr><tr><td> Porapak Tip Q 80-100 örgü </td><td> Waters </td><td> WAT027060 </td><td></td></tr><tr><td> Reynolds Fırın Çanta </td><td> Reynolds </td><td></td><td></td></tr><tr><td> GC </td><td> Agilent </td><td> 7820A </td><td></td></tr><tr><td> GC sütunu </td><td> J &amp; W Scientific, Folsom, CA, USA </td><td> DB-5 (30 m, 0.25 mm, 0.25 mikron) </td><td></td></tr><tr><td> Analitik helyum taşıyıcı gaz </td><td> Praxair </td><td> HE K </td><td> 1 cc / dk </td></tr><tr><td> 16 kanallı silikon elektrot </td><td> NeuroNexus Technologies </td><td> a4x4-3mm50-177 </td><td></td></tr><tr><td> İnce tel NiCr, 0.012 mm çapında) </td><td> Sandvik Kanthal HP Reid </td><td> PX000004 </td><td> Özel tetrodes ve stereotrodes yapmak için </td></tr><tr><td> Pre-amplifikatör </td><td> Tucker-Davis Sistemi </td><td> PZ-2 </td><td></td></tr><tr><td> Amplifikatör </td><td> Tucker-Davis Sistemi </td><td> RZ-2 </td><td></td></tr><tr><td> Veri toplama sistemi - OpenEx suite </td><td> Tucker-Davis Sistemi </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Çevrimiçi başak-sıralama yazılımı - SpikePac </td><td> Tucker-Davis Sistemi </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Çevrimdışı başak-sıralama yazılımı - Mclust Spike-sorting araç </td><td> David Redish, Nörobilim, Üniversite BölümüMinnesota </td><td> Az Bedava indir <a href="http://redishlab.neuroscience.umn.edu/MClust/MClust.html" target="_blank">http://redishlab.neuroscience.umn.edu/MClust/MClust.html</a> </td><td> MATLAB toolbox </td></tr></tbody></table>

identification of olfactory volatiles using gas chromatography-multi-unit recordings (gcmr) in the insect antennal lobe

Tüm organizmalar çevreleriyle kendi davranışsal ve fizyolojik yanıtı belirlemek uyarıcılardır dolu bir dünya yaşamaktadır. Koklama yanıt, ve aralarında, karmaşık koku uyaranlara ayrımcılık onların koku sistemleri kullanmak böcekler, özellikle önemlidir. Bu kokular gibi üreme ve yaşam alanı seçimi 1-3 gibi süreçlerin aracılık davranışları ortaya çıkarmak. Ayrıca, tozlanma 4-6, gıda bitkileri 7 otyeme, ve hastalık 8,9 iletim dahil olmak üzere, tarım ve insan sağlığı açısından son derece önemli olan böcekler aracılık davranışları ile kimyasal algılama. Koku sinyalleri ve böcek davranışları rollerinin tanımlanması ekolojik süreçleri ve insan gıda kaynakları ve refahı hem de anlamak için bu nedenle önemlidir. Bugüne kadar, böcek davranış sürücü Uçucu maddelerin tanımlanması zor ve yorucu sık sık olmuştur. Güncel tekniklergaz kromatografisi-çiftli electroantennogram kayıt (GC-EAG), ve gaz tek sensillum kayıtları (GC-SSR) 10-12 kromatografisi-birleştiğinde. Bu teknikler, biyoaktif bileşiklerin saptanmasında önemli olduğu kanıtlanmıştır. 13,14; Biz anten lobdaki nöronların (böcek birincil koku merkezi AL) gelen çok kanallı elektrofizyolojik kayıtlar (&#39;GCMR&#39; olarak adlandırılır) bağlanmıştır gaz kromatografi kullanan bir yöntem geliştirdik. Bu state-of-the-art tekniği bize koku bilgilerin böcek beyinde nasıl temsil edildiğini soruşturma için izin verir. Olfaktör işleme bu düzeyde kokulara sinir tepkiler AL nöronlarca anten reseptör nöronları yakınsama derecesi duyarlı nedeniyle çünkü Ayrıca, AL kayıtları doğal kokuları verimli ve yüksek hassasiyet ile aktif bileşenlerin tespiti sağlayacaktır. Burada GCMR açıklamak ve onun kullanımıyla ilgili bir örnek vermek. Birkaç genel adımlar invol vardırBiyolojik olarak aktif böcek ve uçucular tepki tespit fraksiyonel. Uçucu ilk faiz kaynaklardan toplanan (bu örnekte biz cinsinin Mimulus (Phyrmaceae) çiçek kullanın) ve standart GC-MS teknikleri 14-16 kullanılarak gerektiğinde karakterize gerekir. Böcekler bir kayıt elektrot sinir kayıt başlar anten lob ve multi-kanal içine yerleştirilir, bunun ardından, en az diseksiyon kullanılarak çalışma için hazırlanmıştır. Nöral verilerin post-processing ardından özellikle koku böcek sinir sistemi tarafından ciddi nöral yanıtların neden olduğu görülmektedir. Burada mevcut örnek, tozlaşma çalışmalar için belirli olsa da, GCMR çalışma organizmalar ve uçucu kaynaklardan geniş bir şekilde genişletilebilir. Örneğin, bu yöntem, koku maddesi vektör böcek ve bitki haşere kovucu çekme ya da tanımlanmasında kullanılabilir. Ayrıca, aynı zamanda, GCMR po olarak yararlı böceklere için cezbedici belirlemek için kullanılabilirllinators. Tekniği yanı olmayan böcek konulara genişletilebilir.

M. kullanılarak GCMR tahlilinde lewisii çiçek kokusu, biz GC özü 3 ul enjekte. GC ile akıtılarak Uçucu toplam sayısı genellikle 60-70 uçucu olduğunu. M. kokusu lewisii ağırlıklı altı karbonlu, örneğin 2-heksanol gibi uçucu maddeler, ve tepe boşluğunun, &lt;% 1 ihtiva seskuiterpenoidler oluşan koku geri kalanı ile, β-mirsen (asiklik) ve α-pinen de dahil olmak üzere, monoterpenoids oluşur. GCMR anten lob nöronla...

Watch this Scientific Journal Video about Identification of Olfactory Volatiles using Gas Chromatography-Multi-unit Recordings GCMR in the Insect Antennal Lobe at JoVE.com

Identification of Olfactory Volatiles using Gas Chromatography-Multi-unit Recordings GCMR in the Insect Antennal Lobe

Olfaktör ipuçları böcekler birçok farklı davranışlar arabuluculuk, bileşikler ve uçucu yüzlerce onlarca oluşan genellikle kompleks karışımlarıdır. Böcek anten lob çok kanallı bir kayıt ile gaz kromatografisi kullanarak, biyolojik olarak aktif bileşiklerin belirlenmesi için bir yöntem açıklanmaktadır.

Böcek antennal Lob Gaz Kromatografisi-Multi-ünite Recordings (GCMR) kullanarak Olfaktör Uçuculuk tanımlanması

All  organisms inhabit a world full of sensory stimuli that determine their  behavioral and physiological response to their environment. Olfaction is ...

identification-olfactory-volatiles-using-gas-chromatography-multi

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Identification of Olfactory Volatiles using Gas Chromatography-Multi-unit Recordings (GCMR) in the Insect Antennal Lobe

14.2K Görüntüleme.  University of Washington. Olfaktör ipuçları böcekler birçok farklı davranışlar arabuluculuk, bileşikler ve uçucu yüzlerce onlarca oluşan genellikle kompleks karışımlarıdır. Böcek anten lob çok kanallı bir kayıt ile gaz kromatografisi kullanarak, biyolojik olarak aktif bileşiklerin belirlenmesi için bir yöntem açıklanmaktadır.

Video: Identification of Olfactory Volatiles using Gas Chromatography-Multi-unit Recordings GCMR in the Insect Antennal Lobe

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed in sensory hairs called sensilla, which cover the surface of olfactory organs. The surface of each sensillum is covered with tiny pores, through which odorants pass and dissolve in a fluid called sensillum lymph, which bathes the sensory dendrites of the OSNs housed in a given sensillum. The OSN dendrites express odorant receptor (OR) proteins, which in insects function as odor-gated ion channels4, 5. The interaction of odorants with ORs either increases or decreases the basal firing rate of the OSN. This neuronal activity in the form of action potentials embodies the first representation of the quality, intensity, and temporal characteristics of the odorant6, 7.
Given the easy access to these sensory hairs, it is possible to perform extracellular recordings from single OSNs by introducing a recording electrode into the sensillum lymph, while the reference electrode is placed in the lymph of the eye or body of the insect. In Drosophila, sensilla house between one and four OSNs, but each OSN typically displays a characteristic spike amplitude. Spike sorting techniques make it possible to assign spiking responses to individual OSNs. This single sensillum recording (SSR) technique monitors the difference in potential between the sensillum lymph and the reference electrode as electrical spikes that are generated by the receptor activity on OSNs1, 2, 8. Changes in the number of spikes in response to the odorant represent the cellular basis of odor coding in insects. Here, we describe the preparation method currently used in our lab to perform SSR on Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae, and show representative traces induced by the odorants in a sensillum-specific manner.

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

Electrophysiological responses of olfactory sensory neurons to odorants can be measured in insects using single sensillum recordings. In this video article we will demonstrate how to perform single sensillum recordings in the antennae of the vinegar fly (Drosophila melanogaster) and the maxillary palps of the malaria mosquito (Anopheles gambiae).

Böcekler Tek Sensillum Kayıtlar Drosophila melanogaster Ve Anofel gambiae</em

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed ...

Nörobilim

Electrophysiological Measurements from a Moth Olfactory System

Insect olfactory systems provide unique opportunities for recording odorant-induced responses in the forms of electroantennograms (EAG) and single sensillum recordings (SSR), which are summed responses from all odorant receptor neurons (ORNs) located on the antenna and from those housed in individual sensilla, respectively. These approaches have been exploited for getting a better understanding of insect chemical communication. The identified stimuli can then be used as either attractants or repellents in management strategies for insect pests.

Insect olfactory systems provide unique opportunities for recording odorant-induced responses in the forms of electroantennograms (EAG) and single sensillum recordings (SSR), which are summed responses from all odorant receptor neurons (ORNs) located on the antenna and from those housed in individual sensilla, respectively.

Güve Koku Sistemi Elektrofizyolojik Ölçümler

Insect olfactory systems provide unique opportunities for recording odorant-induced responses in the forms of electroantennograms (EAG) and single ...

Rapid Collection of Floral Fragrance Volatiles using a Headspace Volatile Collection Technique for GC-MS Thermal Desorption Sampling

Fragrances of many flower families have been sampled and the volatiles analyzed. Knowing the compounds that make up the fragrances can be an important step to conservation of flowers that are threatened or endangered. Because floral fragrance is critical for attracting pollinators, this method could be used to better understand or even enhance pollination. We present a protocol using a portable charcoal air filter and vacuum to collect floral fragrance volatiles, which are then analyzed by a GC-MS. By using this method, fragrance volatiles can be sampled using a non-destructive method with a machine that is easily transported. This methodology uses a rapid sampling procedure, cutting sampling time down from 2-3 hours to approximately 10 minutes. Using GC-MS, the fragrance compounds can be identified individually, based on authentic standards. The steps used for collecting fragrance and control data are presented, from material setup to collecting the data output.

Here, we present a protocol for collecting the floral fragrance volatiles from blooming flowers, using a non-destructive sampling procedure.

GC-MS Termal Desorpsiyon Örneklemesi için Headspace Uçucu Toplama Tekniği kullanılarak Çiçek Kokusu Volatiles Hızlı Toplama

Fragrances of many flower families have been sampled and the volatiles analyzed. Knowing the compounds that make up the fragrances can be an important ...

Biyokimya

Multi-unit Recording Methods to Characterize Neural Activity in the Locust (Schistocerca Americana) Olfactory Circuits

Detection and interpretation of olfactory cues are critical for the survival of many organisms. Remarkably, species across phyla have strikingly similar olfactory systems suggesting that the biological approach to chemical sensing has been optimized over evolutionary time1. In the insect olfactory system, odorants are transduced by olfactory receptor neurons (ORN) in the antenna, which convert chemical stimuli into trains of action potentials. Sensory input from the ORNs is then relayed to the antennal lobe (AL; a structure analogous to the vertebrate olfactory bulb). In the AL, neural representations for odors take the form of spatiotemporal firing patterns distributed across ensembles of principal neurons (PNs; also referred to as projection neurons)2,3. The AL output is subsequently processed by Kenyon cells (KCs) in the downstream mushroom body (MB), a structure associated with olfactory memory and learning4,5. Here, we present electrophysiological recording techniques to monitor odor-evoked neural responses in these olfactory circuits.
First, we present a single sensillum recording method to study odor-evoked responses at the level of populations of ORNs6,7. We discuss the use of saline filled sharpened glass pipettes as electrodes to extracellularly monitor ORN responses. Next, we present a method to extracellularly monitor PN responses using a commercial 16-channel electrode3. A similar approach using a custom-made 8-channel twisted wire tetrode is demonstrated for Kenyon cell recordings8. We provide details of our experimental setup and present representative recording traces for each of these techniques.

Multi-unit Recording Methods to Characterize Neural Activity in the Locust Schistocerca Americana Olfactory Circuits

We demonstrate variations of the extracellular multi-unit recording technique to characterize odor-evoked responses in the first three stages of the invertebrate olfactory pathway. These techniques can easily be adapted to examine ensemble activity in other neural systems as well.

Locust Sinir Aktivitesi Karakterize Multi-ünite Kayıt Yöntemleri (<em&gt; Schistocerca Americana</em&gt;) Olfaktör Devreler

Detection and interpretation of olfactory cues are critical for the survival  of many organisms. Remarkably, species across phyla have strikingly similar ...

Vertical T-maze Choice Assay for Arthropod Response to Odorants

Given the economic importance of insects and arachnids as pests of agricultural crops, urban environments or as vectors of plant and human diseases, various technologies are being developed as control tools. A subset of these tools focuses on modifying the behavior of arthropods by attraction or repulsion. Therefore, arthropods are often the focus of behavioral investigations. Various tools have been developed to measure arthropod behavior, including wind tunnels, flight mills, servospheres, and various types of olfactometers. The purpose of these tools is to measure insect or arachnid response to visual or more often olfactory cues. The vertical T-maze oflactometer described here measures choices performed by insects in response to attractants or repellents. It is a high throughput assay device that takes advantage of the positive phototaxis (attraction to light) and negative geotaxis (tendency to walk or fly upward) exhibited by many arthropods. The olfactometer consists of a 30 cm glass tube that is divided in half with a Teflon strip forming a T-maze. Each half serves as an arm of the olfactometer enabling the test subjects to make a choice between two potential odor fields in assays involving attractants. In assays involving repellents, lack of normal response to known attractants can also be measured as a third variable.

A vertical, T-maze olfactometer is described for assaying the behavioral response of arthropods. The olfactometer allows the experimenter to measure choices performed by test subjects when subjected to two potential odor fields. Both attraction to and repulsion from odorants can be measured with this device.

Koku için Arthropod Tepki için Dikey T-labirent Seçim Testi

Given the economic importance of insects and arachnids as pests of agricultural crops, urban environments or as vectors of plant and human diseases, ...

Using Insect Electroantennogram Sensors on Autonomous Robots for Olfactory Searches

Robots designed to track chemical leaks in hazardous industrial facilities1 or explosive traces in landmine fields2 face the same problem as insects foraging for food or searching for mates3: the olfactory search is constrained by the physics of turbulent transport4. The concentration landscape of wind borne odors is discontinuous and consists of sporadically located patches. A pre-requisite to olfactory search is that intermittent odor patches are detected. Because of its high speed and sensitivity5-6, the olfactory organ of insects provides a unique opportunity for detection. Insect antennae have been used in the past to detect not only sex pheromones7 but also chemicals that are relevant to humans, e.g., volatile compounds emanating from cancer cells8 or toxic and illicit substances9-11. We describe here a protocol for using insect antennae on autonomous robots and present a proof of concept for tracking odor plumes to their source. The global response of olfactory neurons is recorded in situ in the form of electroantennograms (EAGs). Our experimental design, based on a whole insect preparation, allows stable recordings within a working day. In comparison, EAGs on excised antennae have a lifetime of 2 hr. A custom hardware/software interface was developed between the EAG electrodes and a robot. The measurement system resolves individual odor patches up to 10 Hz, which exceeds the time scale of artificial chemical sensors12. The efficiency of EAG sensors for olfactory searches is further demonstrated in driving the robot toward a source of pheromone. By using identical olfactory stimuli and sensors as in real animals, our robotic platform provides a direct means for testing biological hypotheses about olfactory coding and search strategies13. It may also prove beneficial for detecting other odorants of interests by combining EAGs from different insect species in a bioelectronic nose configuration14 or using nanostructured gas sensors that mimic insect antennae15.

We describe a protocol for using insect antennae in the form of electroantennograms (EAGs) on autonomous robots. Our experimental design allows stable recordings within a day and resolves individual odor patches up to 10 Hz. The efficiency of EAG sensors for olfactory searches is demonstrated in driving a robot toward an odor source.

Koku Aramalar için Otonom Robotlar Böcek elektroantenogram Sensörleri kullanarak

Robots designed to track chemical leaks in hazardous industrial facilities1 or explosive traces in landmine fields2 face the same problem as insects ...

Electrophysiological Recording from Drosophila Trichoid Sensilla in Response to Odorants of Low Volatility

Insects rely on their sense of smell to guide a wide range of behaviors that are critical for their survival, such as food-seeking, predator avoidance, oviposition, and mating. Myriad chemicals of varying volatilities have been identified as natural odorants that activate insect Olfactory Receptor Neurons (ORNs). However, studying the olfactory responses to low-volatility odorants has been hampered by an inability to effectively present such stimuli using conventional odor-delivery methods. Here, we describe a procedure that permits the effective presentation of low-volatility odorants for in vivo Single-Sensillum Recording (SSR). By minimizing the distance between the odor source and the target tissue, this method allows for the application of biologically salient but hitherto inaccessible odorants, including palmitoleic acid, a stimulatory pheromone with a demonstrated effect on ORNs involved in courtship and mating behavior1. Our procedure thus affords a new avenue to assay a host of low-volatility odorants for the study of insect olfaction and pheromone communication.

Electrophysiological Recording from Drosophila Trichoid Sensilla in Response to Odorants of Low Volatility

The overall goal of this protocol is to demonstrate how to present odorants of low volatility for single-sensillum recording from Drosophila olfactory receptor neurons that respond to long-chain cuticular pheromones.

Elektrofizyolojik Kayıt<em&gt; Drosophila</em&gt; Düşük Volatilite Kokularına Karşı Trikoid Sensilla

Insects rely on their sense of smell to guide a wide range of behaviors that are critical for their survival, such as food-seeking, predator avoidance, ...

Electroantennographic Bioassay as a Screening Tool for Host Plant Volatiles

Plant volatiles play an important role in plant-insect interactions. Herbivorous insects use plant volatiles, known as kairomones, to locate their host plant.1,2 When a host plant is an important agronomic commodity feeding damage by insect pests can inflict serious economic losses to growers. Accordingly, kairomones can be used as attractants to lure or confuse these insects and, thus, offer an environmentally friendly alternative to pesticides for insect control.3 Unfortunately, plants can emit a vast number volatiles with varying compositions and ratios of emissions dependent upon the phenology of the commodity or the time of day. This makes identification of biologically active components or blends of volatile components an arduous process. To help identify the bioactive components of host plant volatile emissions we employ the laboratory-based screening bioassay electroantennography (EAG). EAG is an effective tool to evaluate and record electrophysiologically the olfactory responses of an insect via their antennal receptors. The EAG screening process can help reduce the number of volatiles tested to identify promising bioactive components. However, EAG bioassays only provide information about activation of receptors. It does not provide information about the type of insect behavior the compound elicits; which could be as an attractant, repellent or other type of behavioral response. Volatiles eliciting a significant response by EAG, relative to an appropriate positive control, are typically taken on to further testing of behavioral responses of the insect pest. The experimental design presented will detail the methodology employed to screen almond-based host plant volatiles4,5 by measurement of the electrophysiological antennal responses of an adult insect pest navel orangeworm (Amyelois transitella) to single components and simple blends of components via EAG bioassay. The method utilizes two excised antennae placed across a "fork" electrode holder. The protocol demonstrated here presents a rapid, high-throughput standardized method for screening volatiles. Each volatile is at a set, constant amount as to standardize the stimulus level and thus allow antennal responses to be indicative of the relative chemoreceptivity. The negative control helps eliminate the electrophysiological response to both residual solvent and mechanical force of the puff. The positive control (in this instance acetophenone) is a single compound that has elicited a consistent response from male and female navel orangeworm (NOW) moth. An additional semiochemical standard that provides consistent response and is used for bioassay studies with the male NOW moth is (Z,Z)-11,13-hexdecadienal, an aldehyde component from the female-produced sex pheromone.6-8

A method to rapidly screen host plant volatiles by measurement of the electrophysiological response of adult navel orangeworm (Amyelois transitella) antennae to single components and blends via electroantennographic analysis is demonstrated.

Konak Bitki uçucu için bir tarama aracı olarak Electroantennographic Biyoassay

Plant volatiles play an important role in plant-insect interactions. Herbivorous insects use plant volatiles, known as kairomones, to locate their host ...

Biyoloji

Single Sensillum Recordings for Locust Palp Sensilla Basiconica

The palps of locust mouthparts are considered to be conventional gustatory organs that play an important role in a locust&#39;s food selection, especially for the detection of non-volatile chemical cues through sensilla chaetica (previously named terminal sensilla or crested sensilla). There is now increasing evidence that these palps also have an olfactory function. An odorant receptor (LmigOR2) and an odorant-binding protein (LmigOBP1) have been localized in the neurons and accessory cells, respectively, in the sensilla basiconica of the palps. Single sensillum recording (SSR) is used for recording the responses of odorant receptor neurons, which is an effective method for screening active ligands on specific odorant receptors. SSR is used in functional studies of odorant receptors in palp sensilla. The structure of the sensilla basiconica located on the dome of the palps differs somewhat from the structure of those on the antennae. Therefore, when performing an SSR elicited by odorants, some specific advice may be helpful for obtaining optimum results. In this paper, a detailed and highly effective protocol for an SSR from insect palp sensilla basiconica is introduced.

This paper describes a detailed and highly effective protocol for single sensillum recordings from the sensilla basiconica on the palps of insect mouthparts.

Tek Sensillum kayıtları Locust Palp Sensilla Basiconica için

The palps of locust mouthparts are considered to be conventional gustatory organs that play an important role in a locust&#39;s food selection, especially ...

Real-time In Vitro Monitoring of Odorant Receptor Activation by an Odorant in the Vapor Phase

Olfactory perception begins with the interaction of odorants with odorant receptors (OR) expressed by olfactory sensory neurons (OSN). Odor recognition follows a combinatorial coding scheme, where one OR can be activated by a set of odorants and one odorant can activate a combination of ORs. Through such combinatorial coding, organisms can detect and discriminate between a myriad of volatile odor molecules. Thus, an odor at a given concentration can be described by an activation pattern of ORs, which is specific to each odor. In that sense, cracking the mechanisms that the brain uses to perceive odor requires the understanding odorant-OR interactions. This is why the olfaction community is committed to &#34;de-orphanize&#34;&#160;these receptors. Conventional in vitro systems used to identify odorant-OR interactions have utilized incubating cell media with odorant, which is distinct from the natural detection of odors via vapor odorants dissolution into nasal mucosa before interacting with ORs. Here, we describe a new method that allows for real-time monitoring of OR activation via vapor-phase odorants. Our method relies on measuring cAMP release by luminescence using the Glosensor assay. It bridges current gaps between in vivo and in vitro approaches and provides a basis for a biomimetic volatile chemical sensor.

Physiologically, odorant receptors are activated by odorant molecules inhaled in the vapor phase. However, most in vitro systems utilize liquid phase odorant stimulation. Here, we present a method that allows real-time in vitro monitoring of odorant receptor activation upon odorant stimulation in vapor phase.

Gerçek zamanlı olarak buharı aşamasında propil reseptör etkinleştirme bir propil tarafından in Vitro izlenmesi

Olfactory perception begins with the interaction of odorants with odorant receptors (OR) expressed by olfactory sensory neurons (OSN). Odor recognition ...

Böcek antennal Lob Gaz Kromatografisi-Multi-ünite Recordings (GCMR) kullanarak Olfaktör Uçuculuk tanımlanması

Özet

Daha Fazla Video Keşfet

Bu videodaki bölümler

Böcekler Tek Sensillum Kayıtlar Drosophila melanogaster Ve Anofel gambiae