Name: uncontrolled hemorrhagic shock modeled via liver laceration in mice with real time hemodynamic monitoring
Uploaded: 2017-05-21T13:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 11 s
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O trabalho deste manuscrito foi financiado pelo Dr. Neal pelo Programa Piloto do Instituto de Medicina Vascular em Hemostasia e Biologia Vascular (P3HVB) e pela AAST Research Fellowship. Este trabalho é apoiado por US National Institutes of Health concede 1 R35 GM119526-01 e UM1HL120877-01.

Os murganhos foram alojados de acordo com as orientações de cuidados com animais da Universidade de Pittsburgh (Pittsburgh, PA, EUA) e National Institutes of Health (NIH, Bethesda, MD, EUA) em condições livres de agentes patogénicos com ciclos claro-escuro de 12 h e livre acesso a Alimentação padrão e água. Todos os experimentos com animais foram aprovados e conduzidos de acordo com as diretrizes estabelecidas pelo Animal Research and Care Committee da Universidade de Pittsburgh. 1. Campo Cirúrgico e Configuração do Instrumento <ol><li> Esterilize todos os instrumentos cirúrgicos, sutura, gaze, aplicadores de ponta de algodão, tubulação e conectores de tubulação antes do procedimento. <ol><li> Esterilizar instrumentos cirúrgicos, sutura, gaze e aplicadores de ponta de algodão em uma autoclave. Esterilizar os conectores da tubulação e da tubulação com óxido de etileno. </li></ol></li><li> Campo cirúrgico <ol><li> Ligue uma almofada de aquecimento de circulação de água e ajuste para 37 ° C. Coloque um surgiCal azul pad em cima dela e, em seguida, um drapeado estéril em cima da almofada azul cirúrgica. </li><li> Abra todos os instrumentos esterilizados sobre a cortina estéril. Use luvas estéreis para evitar quebrar a esterilidade durante esta etapa. </li><li> Encha uma tigela de aço inoxidável com etanol a 70% e reserve. Isto será usado para limpar instrumentos entre animais. </li><li> Ligue o esterilizador de micro bolas e deixe aquecer até 150 ° C. Isto também será usado para limpar instrumentos entre animais. Se realizar a cirurgia em mais de 5 ratos, certifique-se de mudar os instrumentos para um novo conjunto estéril. </li></ol></li><li> Configuração do Transdutor <ol><li> Conecte um transdutor estéril, tubulação PE-50, duas agulhas 23G e macho-macho luer, e uma torneira de três vias. 6 </li><li> Calibrar e zerar o transdutor de acordo com as instruções do fabricante. </li></ol></li></ol> 2. Procedimento Cirúrgico de Laceração do Fígado <ol><li> Indução e posicionamento da anestesia <li> Injectar pentobarbital sódico por via intraperitoneal à dose de 70 mg / kg. A anestesia deve ter efeito entre 5-10 min; Avaliar a profundidade da anestesia com uma pitada de dedo do pé. Se o rato tiver resposta ao pinçamento do dedo do pé, é necessário tempo adicional ou anestesia. Se for necessária anestesia adicional durante o procedimento, suplementar pentobarbital de sódio. Não administrar suplementos em quantidades maiores do que 0,05 mL para evitar a sobredosagem. </li><li> Depois que o mouse está completamente sob anestesia, posicione o mouse em posição supina em uma placa cirúrgica. Segure os quatro membros do mouse na placa com fita adesiva. </li><li> Raspar o abdômen e as virilhas bilaterais com uma navalha. </li><li> Embeber gaze estéril com betadine e aplicar no abdómen e virilhas bilaterais para a cirurgia. Para experimentos de sobrevivência, prepare o abdómen e as virilhas com betadina seguido de etanol para um total de três ciclos de preparação. </li><li> Insira uma sonda de temperatura retal para monitorar a temperatura do núcleo durante todo o procedimento. Mantenha o cTemperatura entre 35-37 ° C. </li></ol></li><li> Artéria femoral e cânula venosa <ol><li> Para instalação de cateter venoso: preencher a tubagem de PE-10, uma agulha de 30 G e uma torneira de três vias com solução de Ringer lactato de um saco IV. </li><li> Para instalação do cateter arterial: preencher a tubagem de PE-10 e agulha 30G com solução salina heparinizada (diluição 1:10 de 1.000 U de heparina). Heparina-salina é necessária para evitar a coagulação. </li><li> Coloque o mouse sob um microscópio de dissecação. </li><li> Faça uma incisão longitudinal de 4-5 mm sobre o músculo da virilha usando tesoura de íris cirúrgica. Usando pinças Dumont agarrar o tecido adiposo conectado ao músculo adutor e puxar lateralmente para uma exposição limpa do feixe femoral. Não dissecar através do tecido adiposo, pois isso levará a lesão vascular. </li><li> Cuidadosamente dissecar o nervo longe da artéria e veia com a pinça Dumont. Há um bloco de gordura adjacente ao nervo. Pegue isso com um Dumont forcep umD puxar lateralmente; Isso puxa o nervo longe da artéria criando um plano para dissecção. Com outros Dumont forcep dissecar sem rodeios o tecido conjuntivo entre o nervo ea artéria. <ol><li> Não agarre o nervo durante esta parte da dissecção. </li></ol></li><li> Loop três suturas de seda 6-0 em torno da artéria e veia proximal ao femoral profunda decolar. <ol><li> Coloque a sutura 1 mais proximalmente e deixe solta. </li><li> Coloque a sutura 2 mais distalmente e amarre imediatamente. </li><li> Coloque a sutura 3 entre a sutura 1 e 2 e deixe solta. </li></ol></li><li> Faça uma arteriotomia na superfície ventral do vaso. O uso de tesoura microvascular é recomendado para fazer a arteriotomia para evitar a transecção do vaso. </li><li> Insira o cateter de três vias na artéria. Imediatamente amarrar Sutura 1 e 2 para fixar o cateter no lugar. </li><li> Conecte o cateter de três vias ao transdutor e colete os dados da pressão arterial basal. </li><li> Repita os passos 2.2.4 - 2.2.6 na virilha oposta. Canular a veia femoral de forma semelhante à artéria. Realizar uma venotomia na superfície ventral do vaso seguido de inserção do cateter. Este cateter pode ser utilizado para administração de fluido ou fármaco. </li></ol></li><li> Laceração do fígado <ol><li> Pré-pesar um tubo contendo 0,5 mL de PBS, três triângulos de absorção e um barco de pesagem por mouse. </li><li> Faça uma incisão da laparotomia da linha média ventral começando no processo xifóide e estendendo-se caudalmente para permitir a exposição do fígado completamente. </li><li> Insira um triângulo de absorção no abdômen contra a parede abdominal direita. Repita no lado esquerdo. <ol><li> Certifique-se que o triângulo de absorção está longe do fígado para evitar um efeito hemostático de embalagem após o fígado ser lacerado. </li></ol></li><li> Cuidadosamente pegue o lobo meio-esquerdo do fígado e lacerar 75% do lobo com uma tesoura de íris cirúrgica. Coloque o laceradoD num tubo contendo PBS. </li><li> Feche a parede abdominal com agrafos através de um aplicador de grampos. Segure a pele eo músculo em conjunto e disparar o grampo. Faça isso o mais rápido possível após a laceração do fígado para evitar a perda de sangue fora do abdômen. Em experimentos de sobrevivência, o abdômen é fechado em duas camadas. Uma sutura absorvível corrente para o músculo seguida por uma camada em execução de sutura não absorvível para a pele proporciona um fecho adequado. </li><li> Para ratinhos que sejam para tempos de sobrevivência superiores a 30 minutos, os cateteres femorais devem ser removidos, a artéria ea veia amarradas com a sutura 3 do passo 2.2.6. As virilhas bilaterais são então fechadas em duas camadas como descrito no passo anterior. </li><li> Após um período específico de interesse para hemorragia (30 min até 72 h), retire os grampos. Remova os triângulos de absorção e coloque em pesados ​​pesados ​​pré-pesados ​​correspondentes. Use triângulos de absorção adicionais para absorver qualquer sangue não absorvido. </li><li&gt; Pesar filtros de absorção para calcular a perda total de sangue. </li></ol></li><li> Cuidados pós-operatórios <ol><li> Deixar os ratos que devem ser sacrificados aos 30 min na placa cirúrgica e sob monitoração constante e sob anestesia completa até o momento do sacrifício. Os ratinhos são eutanasiados com uma combinação de punção cardíaca e uma sobredosagem de isoflurano inalado. </li><li> Coloque camundongos que são para pontos de tempo de sobrevivência mais longa em uma gaiola de recuperação em cima de uma almofada de aquecimento de circulação de água. Constantemente monitorar os ratos durante a recuperação e não deixar sem vigilância até que recuperar a consciência para manter a recumbência esternal. Retornar o mouse para gaiola espaço com outros ratos apenas uma vez que se recuperou da anestesia. </li><li> Administrar analgesia pós-operatória com 0,1 mg / kg de buprenex via injeção subcutânea uma vez acordado da anestesia e a cada 12 h após até o momento do sacrifício. </li><li> Permitir aos ratos acesso livre a comida e água depois de serem devolvidos aos seusGaiolas normais pós-operatórias. </li><li> No momento do sacrifício para ratinhos de sobrevivência, a anestesia é realizada com isoflurano inalado. Uma vez sob anestesia, o sangue é recolhido através de uma punção cardíaca direita, a perda de sangue é registada como descrito acima e finalmente a eutanásia é segurada com uma sobredosagem de isoflurano. </li></ol></li></ol>

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L., Sen Gupta, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vitro+and+in+vivo+hemostatic+capabilities+of+a+functionally+integrated+platelet-mimetic+liposomal+nanoconstruct.">In vitro and in vivo hemostatic capabilities of a functionally integrated platelet-mimetic liposomal nanoconstruct.</a> Biomaterials. 34 (12), 3031-3041 (2013).</li></ol>

Os autores não têm interesses financeiros concorrentes para declarar.

O modelo de laceração de fígado murino aqui descrito fornece um modelo confiável e consistente de hemorragia não controlada. Este modelo é simples de executar, mas há etapas importantes que exigem consideração meticulosa. A parte mais desafiadora tecnicamente do modelo é a canulação dos vasos femorais para monitorização hemodinâmica e administração de fluido / fármaco. Cuidado deve ser tomado durante a dissecção do nervo e da arteriotomia / venotomia. É importante não tocar o nervo durante a dissec...

O trauma é a principal causa de morte e incapacidade entre os jovens em todo o mundo. 1 A hemorragia não controlada continua a ser uma das principais causas de mortalidade entre os pacientes com traumatismos gravemente feridos. 2 O tratamento do paciente com trauma hemorrágico é duplo: controle do sangramento cirúrgico e ressuscitação e reposição do sangue perdido. Modelos animais de choque hemorrágico têm sido a pedra angular na pesquisa de trauma e podem ser utilizados na avaliação da fisiopatologia e tratamento de choque traumático / hemorrágico. 3 , 4 O choque em modelos animais pode ser conseguido amplamente por dois métodos: hemorragia controlada e hemorragia descontrolada. 5 , 6 A hemorragia controlada é realizada pela remoção de um volume fixo de sangue ou por remoção de sangue para atingir determinada pressão sanguínea (pressão fixa). Enquanto oOs modelos são úteis na avaliação dos mecanismos e das alterações imunes no choque hemorrágico, não são aplicáveis ​​ao teste de agentes hemostáticos e não imitam o cenário clínico de hemorragia após trauma. Nesse sentido, procurou-se desenvolver um modelo de hemorragia descontrolada que nos permitisse testar alterações hemostáticas e agentes pró-coagulantes em um modelo murino. O fígado é uma opção atraente para a hemorragia descontrolada, em parte por causa do fornecimento de sangue dupla para o fígado e é um dos mais comumente lesionado órgãos intrabdominais, tanto em trauma fechado e penetrante. Dada a alta relevância clínica, o fígado tem sido utilizado como um modelo de hemorragia não controlada, mais comumente em modelos de ratos e porcinos, mas recentemente também em primatas. 7 , 8 , 9 , 10 , 11 , 12 </suModelos murinos também incorporaram lesão hepática, como um modelo de esmagamento ou trauma fechado; Contudo, estes modelos não resultam em choque hemorrágico secundário à lesão hepática. 13 , 14 Os modelos de ratos e porcinos de hemorragia hepática descontrolada, embora valiosos na observação de práticas de ressuscitação e monitorização hemodinâmica, são menos vantajosos do que um modelo murino por várias razões, tais como custo, número de animais utilizados e, sobretudo, a falta relativa de linhas transgénicas disponíveis para análise De sinalização celular e molecular específica. O presente modelo de murino compartilha semelhanças importantes com modelos de hemorragia hepática existentes, incluindo laceração hepática padronizada, quantificação de perda de sangue, monitorização hemodinâmica e capacidade para realizar a análise de sobrevivência. Muitos modelos existentes incorporam apenas alguns destes aspectos, enquanto o nosso modelo foi desenvolvido para medir muitas das variações fisiológicasBles simultaneamente e em múltiplos ratos. Além disso, o desenvolvimento de um modelo murino abre a porta a investigações além da reanimação e a mecanismos fisiopatológicos maiores em hemorragia descontrolada com o potencial de um modelo de baixo custo e alto rendimento usando técnicas moleculares avançadas.

<table><tbody><tr><td>SS/45 dumonts</td><td>Fine Science Tools</td><td>11203-25</td><td></td></tr><tr><td>surgical scissors</td><td>Fine Science Tools</td><td>14068-12</td><td></td></tr><tr><td>hemostats</td><td>Fine Science Tools</td><td>13009-12</td><td></td></tr><tr><td>microscissors</td><td>Fine Science Tools</td><td>15000-08</td><td></td></tr><tr><td>0.8 mm curved forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11009-13</td><td></td></tr><tr><td>suture reel 6-0</td><td>Fine Science Tools</td><td>18020-60</td><td></td></tr><tr><td>suture 4-0 silk w/ needle</td><td>Owens Minor</td><td>K188H</td><td></td></tr><tr><td>gauze 4 x 4</td><td>can be purchased through any global vendor</td><td></td><td></td></tr><tr><td>cotton-tip applicator</td><td>can be purchased through any global vendor</td><td></td><td></td></tr><tr><td>30 G needle</td><td>can be purchased through any global vendor</td><td></td><td></td></tr><tr><td>23 G needle</td><td>can be purchased through any global vendor</td><td></td><td></td></tr><tr><td>10 cc syringe</td><td>can be purchased through any global vendor</td><td></td><td></td></tr><tr><td>50 cc conical tube</td><td>can be purchased through any global vendor</td><td></td><td></td></tr><tr><td>1 cc syringe w/ 25G needle</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-826-88</td><td></td></tr><tr><td>Polyethylene 10 tubing 100`(PE-10)</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-170-12P</td><td></td></tr><tr><td>Polyethylene 50 tubing 100`(PE-50)</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-170-12B</td><td></td></tr><tr><td>3-way stopcock</td><td>Fisher Scientific</td><td>NC9779127</td><td></td></tr><tr><td>surgical blue pad</td><td>Fisher Scientific</td><td>50-7105</td><td></td></tr><tr><td>Sterile Field dressings</td><td>Fisher Scientific</td><td>NC9517505</td><td></td></tr><tr><td>tape rolls 1&quot;</td><td>Corporate Express</td><td>MMM26001</td><td></td></tr><tr><td>straight side wide mouth jars</td><td>VWR</td><td>159000-058</td><td></td></tr><tr><td>stainless steel tray 8&quot; x 11&quot;</td><td>VWR</td><td>62687-049</td><td></td></tr><tr><td>male-male leur lock 3-way</td><td>VWR</td><td>20068-909</td><td></td></tr><tr><td>sterilization pouch 3&quot; x 8&quot;</td><td>VWR</td><td>24008</td><td></td></tr><tr><td>sterilization pouch 5&quot; x 10&quot;</td><td>VWR</td><td>24010</td><td></td></tr><tr><td>absorption triangles</td><td>Fine Science Tools</td><td>18105-03</td><td></td></tr><tr><td>7 mm wound clip applier</td><td>Fisher Scientific</td><td>E0522687</td><td></td></tr><tr><td>1,000 7 mm wound clips</td><td>Fisher Scientific</td><td>E0522687</td><td></td></tr><tr><td>betadine (4 oz)</td><td>can be purchased through any global vendor</td><td></td><td></td></tr><tr><td>sterile gloves</td><td>can be purchased through any global vendor</td><td></td><td></td></tr><tr><td>eppendorfs&amp;nbsp;</td><td>can be purchased through any global vendor</td><td></td><td></td></tr><tr><td>1/2 cc Lo-Dose insulin syringe</td><td>Fisher Scientific</td><td>12-826-79</td><td></td></tr><tr><td>small weigh boat</td><td>can be purchased through any global vendor</td><td></td><td></td></tr><tr><td>lactated ringers</td><td>can be purchased through any global vendor</td><td></td><td></td></tr><tr><td>hepranized saline solution (.1 &amp;microL; hep + 9.9 &amp;microL; NaCl)</td><td>can be purchased through any global vendor</td><td></td><td></td></tr><tr><td>phosphate buffered saline&amp;nbsp;</td><td>can be purchased through any global vendor</td><td></td><td></td></tr><tr><td>pentobarbital&amp;nbsp;</td><td>can be purchased through any global vendor</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Wild M650 microscope w/ boom stand</td><td>Leica</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Digi-Med BPA-400 analyzer &amp;amp; systems integrator</td><td>Micro-Med</td><td>SYS-400</td><td></td></tr><tr><td>TXD-310 (Digi-Med Transducer)&amp;nbsp;</td><td>Micro-Med</td><td>TXD-300</td><td></td></tr><tr><td>Computer</td><td>Dell</td><td></td><td></td></tr><tr><td>microbead instrument sterilizer</td><td>VWR</td><td>11156-002</td><td></td></tr><tr><td>Oster A5 clippers w. size 40 blade</td><td>VWR</td><td>10749-020</td><td></td></tr><tr><td>circulating heating pad 18 x 26</td><td>Harvard</td><td>py872-5272</td><td></td></tr><tr><td>rectal thermometer</td><td>Kent Scientific</td><td>RET-3</td><td></td></tr></tbody></table>

uncontrolled hemorrhagic shock modeled via liver laceration in mice with real time hemodynamic monitoring

A hemorragia não controlada é uma causa importante de óbitos evitáveis ​​entre pacientes com trauma. Desenvolvemos um modelo murino de hemorragia descontrolada através de uma lacera- ção hepática que resulta em perda sanguínea consistente, alterações hemodinâmicas e sobrevida. Os ratos sofrem uma ressecção padronizada do lobo médio esquerdo do fígado. Eles são autorizados a sangrar sem intervenção mecânica. Os agentes hemostáticos podem ser administrados como terapia de pré-tratamento ou de resgate, dependendo do interesse do investigador. Durante o tempo de hemorragia, é realizada monitorização hemodinâmica em tempo real através de uma linha arterial femoral esquerda. Os ratinhos são então sacrificados, a perda de sangue é quantificada, o sangue é recolhido para análise posterior e os órgãos são colhidos para análise da lesão. O desenho experimental é descrito para permitir o teste simultâneo de múltiplos animais. Hemorragia hepática como modelo de hemorragia não controlada existeNa literatura, principalmente em modelos de ratos e suínos. Alguns destes modelos utilizam monitorização hemodinâmica ou quantificam a perda de sangue mas não têm consistência. O presente modelo incorpora a quantificação de perda sangüínea, monitoramento hemodinâmico em tempo real em um modelo murino que oferece a vantagem de usar linhas transgênicas e um mecanismo de alto rendimento para investigar os mecanismos fisiopatológicos em hemorragia não controlada.

O modelo de laceração hepática resulta em perda de sangue reproduzível e consistente em ratos. A Figura 1A demonstra o peso consistente de fígado lacerado que pode ser obtido com um desvio padrão de apenas 0,02 g. Esta consistência no peso de fígado lacerado permite a capacidade de reproduzir o modelo entre camundongos e em diferentes configurações experimentais, tais como diferentes protocolos de ressuscitação. Além disso, o peso reproduzível do fígado la...

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Uncontrolled Hemorrhagic Shock Modeled via Liver Laceration in Mice with Real Time Hemodynamic Monitoring

A hemorragia descontrolada, uma importante causa de mortalidade entre os pacientes com trauma, pode ser modelada utilizando uma laceração hepática padrão em um modelo murino. Este modelo resulta em perda de sangue consistente, sobrevivência e permite o teste de agentes hemostáticos. Este artigo fornece o processo passo a passo para executar este modelo valioso.

Choque hemorrágico não controlado modelado via laceração hepática em ratos com monitorização hemodinâmica em tempo real

Uncontrolled hemorrhage is an important cause of preventable deaths among trauma patients. We have developed a murine model of uncontrolled hemorrhage via ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

8.5K visualizações.  University of Pittsburgh.  A hemorragia descontrolada, uma importante causa de mortalidade entre os pacientes com trauma, pode ser modelada utilizando uma laceração hepática padrão em um modelo murino. Este modelo resulta em perda de sangue consistente, sobrevivência e permite o teste de agentes hemostáticos. Este artigo fornece o processo passo a passo para executar este modelo valioso. 

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Fixed Volume or Fixed Pressure: A Murine Model of Hemorrhagic Shock

It is common knowledge that severe blood loss and traumatic injury can lead to a cascade of detrimental signaling events often resulting in mortality. 1, 2, 3, 4, 5 These signaling events can also lead to sepsis and/or multiple organ dysfunction (MOD). 6, 7, 8, 9 It is critical then to investigate the causes of suppressed immune function and detrimental signaling cascades in order to develop more effective ways to help patients who suffer from traumatic injuries. 10 This fixed pressure Hemorrhagic Shock (HS) procedure, although technically challenging, is an excellent resource for investigation of these pathophysiologic conditions. 11, 12, 13 Advances in the assessment of biological systems, i.e. Systems Biology have enabled the scientific community to further understand complex physiologic networks and cellular communication patterns. 14 Hemorrhagic Shock has proven to be a vital tool for unveiling these cellular communication patterns as they relate to immune function. 15, 16, 17, 18 This procedure can be mastered! This procedure can also be used as either a fixed volume or fixed pressure approach. We adapted this technique in the murine model to enhance research in innate and adaptive immune function. 19, 20, 21 Due to their small size HS in mice presents unique challenges. However due to the many available mouse strains, this species represents an unparalleled resource for the study of the biologic responses. The HS model is an important model for studying cellular communication patterns and the responses of systems such as hormonal and inflammatory mediator systems, and danger signals, i.e. DAMP and PAMP upregulation as it elicits distinct responses that differ from other forms of shock. 22, 23, 24, 25 The development of transgenic murine strains and the induction of biologic agents to inhibit specific signaling have presented valuable opportunities to further elucidate our understanding of the up and down regulation of signal transduction after severe blood loss, i.e. HS and trauma 26, 27, 28, 29, 30. 
There are numerous resuscitation methods (R) in association with HS and trauma. 31, 32, 33, 34 A fixed volume resuscitation method of solely lactated ringer solution (LR), equal to three times the shed blood volume, is used in this model to study endogenous mechanisms such as remote organ injury and systemic inflammation. 35, 36, 38 This method of resuscitation is proven to be effective in evaluating the effects of HS and trauma 38, 39.

The Hemorrhagic Shock model has been a reliable and reproducible resource facilitating the identification and understanding of signaling cascades associated with inflammation and end-organ damage after trauma. This article provides a step-by-step description of surgical and mechanical aspects associated with the Hemorrhagic Shock experimental procedure in mice.

Volume fixo ou de pressão fixa: um modelo murino de choque hemorrágico

It is common knowledge that severe blood loss and traumatic injury can lead to a cascade of detrimental signaling events often resulting in mortality. 1, ...

Medicina

Controlled Cervical Laceration Injury in Mice

Use of genetically modified mice enhances our understanding of molecular mechanisms underlying several neurological disorders such as a spinal cord injury (SCI). Freehand manual control used to produce a laceration model of SCI creates inconsistent injuries often associated with a crush or contusion component and, therefore, a novel technique was developed. Our model of cervical laceration SCI has resolved inherent difficulties with the freehand method by incorporating 1) cervical vertebral stabilization by vertebral facet fixation, 2) enhanced spinal cord exposure, and 3) creation of a reproducible laceration of the spinal cord using an oscillating blade with an accuracy of &plusmn;0.01 mm in depth without associated contusion. Compared to the standard methods of creating a SCI laceration such as freehand use of a scalpel or scissors, our method has produced a consistent lesion. This method is useful for studies on axonal regeneration of corticospinal, rubrospinal, and dorsal ascending tracts.

A novel technique to create a reproducible in vivo model of cervical spinal cord laceration injury in the mouse is described. This technique is based on spine stabilization by fixation of the cervical facets and laceration of the spinal cord using an oscillating blade with an accuracy of &plusmn;0.01 mm.

Controlada por laceração do colo do útero em camundongos

Use of genetically modified mice enhances our  understanding of molecular mechanisms underlying several neurological disorders  such as a spinal cord ...

A Murine Model of Subarachnoid Hemorrhage

In this video publication a standardized mouse model of subarachnoid hemorrhage (SAH) is presented. Bleeding is induced by endovascular Circle of Willis perforation (CWp) and proven by intracranial pressure (ICP) monitoring. Thereby a homogenous blood distribution in subarachnoid spaces surrounding the arterial circulation and cerebellar fissures is achieved. Animal physiology is maintained by intubation, mechanical ventilation, and continuous on-line monitoring of various physiological and cardiovascular parameters: body temperature, systemic blood pressure, heart rate, and hemoglobin saturation. Thereby the cerebral perfusion pressure can be tightly monitored resulting in a less variable volume of extravasated blood. This allows a better standardization of endovascular filament perforation in mice and makes the whole model highly reproducible. Thus it is readily available for pharmacological and pathophysiological studies in wild type and genetically altered mice.

A standardized mouse model of subarachnoid hemorrhage by intraluminal Circle of Willis perforation is described. Vessel perforation and subarachnoid bleeding are monitored by intracranial pressure monitoring. In addition various vital parameters are recorded and controlled to maintain physiologic conditions.

Um modelo murino de hemorragia subaracnóide

In this video publication a standardized mouse model of subarachnoid  hemorrhage (SAH) is presented. Bleeding is induced by endovascular Circle of  Willis ...

Monitoring of Systemic and Hepatic Hemodynamic Parameters in Mice

The use of mouse models in experimental research is of enormous importance for the study of hepatic physiology and pathophysiological disturbances. However, due to the small size of the mouse, technical details of the intraoperative monitoring procedure suitable for the mouse were rarely described. Previously we have reported a monitoring procedure to obtain hemodynamic parameters for rats. Now, we adapted the procedure to acquire systemic and hepatic hemodynamic parameters in mice, a species ten-fold smaller than rats. This film demonstrates the instrumentation of the animals as well as the data acquisition process needed to assess systemic and hepatic hemodynamics in mice. Vital parameters, including body temperature, respiratory&#160;rate&#160;and heart&#160;rate were recorded throughout the whole procedure. Systemic hemodynamic parameters consist of carotid artery pressure (CAP) and central venous pressure (CVP). Hepatic perfusion parameters include portal vein pressure (PVP), portal flow rate as well as the flow rate of the common hepatic artery (table 1). Instrumentation and data acquisition to record the normal values was completed within 1.5 h. Systemic and hepatic hemodynamic parameters remained within normal ranges during this procedure.
This procedure is challenging but feasible. We have already applied this procedure to assess hepatic hemodynamics in normal mice as well as during 70% partial hepatectomy and in liver lobe clamping experiments. Mean PVP after resection (n= 20), was 11.41&#177;2.94 cmH2O which was significantly higher (P&#60;0.05) than before resection (6.87&#177;2.39 cmH2O). The results of liver lobe clamping experiment indicated that this monitoring procedure is sensitive and suitable for detecting small changes in portal pressure and portal flow rate. In conclusion, this procedure is reliable in the hands of an experienced micro-surgeon but should be limited to experiments where mice are absolutely needed.

This film demonstrates how to acquire systemic and hepatic hemodynamics in mice. The whole monitoring includes acquisition of vital parameters, systemic blood pressure, central venous pressure, common hepatic artery flow rate, and portal vein pressure as well as the portal flow rate in mice.

Monitoramento da sistêmicas e hepática Hemodinâmica em Ratos

The use of mouse models in experimental research is of enormous importance for the study of hepatic physiology and pathophysiological disturbances. ...

Noninvasive and Invasive Renal Hypoxia Monitoring in a Porcine Model of Hemorrhagic Shock

Up to 50% of patients with trauma develop acute kidney injury (AKI), in part due to poor renal perfusion after severe blood loss. AKI is currently diagnosed based on a change in serum creatinine concentration from baseline or prolonged periods of decreased urine output. Unfortunately, baseline serum creatinine concentration data is unavailable in most patients with trauma, and current estimation methods are inaccurate. In addition, serum creatinine concentration may not change until 24-48 h after the injury. Lastly, oliguria must persist for a minimum of 6 h to diagnose AKI, making it impractical for early diagnosis. AKI diagnostic approaches available today are not useful for predicting risk during the resuscitation of patients with trauma. Studies suggest that urinary partial pressure of oxygen (PuO2) may be useful for assessing renal hypoxia. A monitor that connects the urinary catheter and the urine collection bag was developed to measure PuO2 noninvasively. The device incorporates an optical oxygen sensor that estimates PuO2 based on luminescence quenching principles. In addition, the device measures urinary flow and temperature, the latter to adjust for confounding effects of temperature changes. Urinary flow is measured to compensate for the effects of oxygen ingress during periods of low urine flow. This article describes a porcine model of hemorrhagic shock to study the relationship between noninvasive PuO2, renal hypoxia, and AKI development. A key element of the model is the ultrasound-guided surgical placement in the renal medulla of an oxygen probe, which is based on an unsheathed optical microfiber. PuO2 will also be measured in the bladder and compared to the kidney and noninvasive PuO2 measurements. This model can be used to test PuO2 as an early marker of AKI and assess PuO2 as a resuscitative endpoint after hemorrhage that is indicative of end-organ rather than systemic oxygenation.

Presented here is a protocol to measure renal oxygenation in the medulla and noninvasive urine oxygen partial pressure in a hemorrhagic shock porcine model to establish urine oxygen partial pressure as an early indicator of acute kidney injury (AKI) and a novel resuscitative endpoint.

Monitorização não invasiva e invasiva da hipóxia renal em modelo porcino de choque hemorrágico

Up to 50% of patients with trauma develop acute kidney injury (AKI), in part due to poor renal perfusion after severe blood loss. AKI is currently ...

Bioengenharia

Complete and Partial Aortic Occlusion for the Treatment of Hemorrhagic Shock in Swine

Hemorrhage remains the leading cause of preventable deaths in trauma. Endovascular management of non-compressible torso hemorrhage has been at the forefront of trauma care in recent years. Since complete aortic occlusion presents serious concerns, the concept of partial aortic occlusion has gained a growing attention. Here, we present a large animal model of hemorrhagic shock to investigate the effects of a novel partial aortic balloon occlusion catheter and compare it with a catheter that works on the principles of complete aortic occlusion. Swine are anesthetized and instrumented in order to conduct controlled fixed-volume hemorrhage, and hemodynamic and physiological parameters are monitored. Following hemorrhage, aortic balloon occlusion catheters are inserted and inflated in the supraceliac aorta for 60 min, during which the animals receive whole-blood resuscitation as 20% of the total blood volume (TBV). Following balloon deflation, the animals are monitored in a critical care setting for 4 h, during which they receive fluid resuscitation and vasopressors as needed. The partial aortic balloon occlusion demonstrated improved distal mean arterial pressures (MAPs) during the balloon inflation, decreased markers of ischemia, and decreased fluid resuscitation and vasopressor use. As swine physiology and homeostatic responses following hemorrhage have been well-documented and are like those in humans, a swine hemorrhagic shock model can be used to test various treatment strategies. In addition to treating hemorrhage, aortic balloon occlusion catheters have become popular for their role in cardiac arrest, cardiac and vascular surgery, and other high-risk elective surgical procedures.

Here, we present a protocol demonstrating a hemorrhagic shock model in swine that uses aortic occlusion as a bridge to definitive care in trauma. This model has application in testing a wide range of surgical and pharmacological therapeutic strategies.

Oclusão da aorta total e parcial para o tratamento do choque hemorrágico em suínos

Hemorrhage remains the leading cause of preventable deaths in trauma. Endovascular management of non-compressible torso hemorrhage has been at the ...

Standardized Hemorrhagic Shock Induction Guided by Cerebral Oximetry and Extended Hemodynamic Monitoring in Pigs

Hemorrhagic shock ranks among the main reasons for severe injury-related death. The loss of circulatory volume and oxygen carriers can lead to an insufficient oxygen supply and irreversible organ failure. The brain exerts only limited compensation capacities and is particularly at high risk of severe hypoxic damage.This article demonstrates the reproducible induction of life-threatening hemorrhagic shock in a porcine model by means of calculated blood withdrawal. We titrate shock induction guided by near-infrared spectroscopy&#160;and extended hemodynamic monitoring to display systemic circulatory failure, as well as cerebral microcirculatory oxygen depletion. In comparison to similar models that primarily focus on predefined removal volumes for shock induction, this approach highlights a titration by means of the resulting failure of macro- and microcirculation.

Hemorrhagic shock is a severe complication in seriously injured patients, which leads to life-threatening oxygen undersupply. We present a standardized method to induce hemorrhagic shock via blood withdrawal in pigs that is guided by hemodynamics and microcirculatory cerebral oxygenation.

Indução de choque hemorrágico padronizado guiada por oximetria cerebral e Monitorização hemodinâmica estendida em suínos

Hemorrhagic shock ranks among the main reasons for severe injury-related death. The loss of circulatory volume and oxygen carriers can lead to an ...

Description of a Swine Infant Model of Volume-Controlled Hemorrhagic Shock

Hemorrhagic shock is a leading cause of morbidity and mortality in pediatric patients. Interpretation of the clinical indicators validated in adults to guide resuscitation and comparison between different therapies is difficult in children due to the inherent heterogeneity of this population. As a result, compared to adults, appropriate management of pediatric hemorrhagic shock is still not well established. In addition, the scarcity of pediatric patients with hemorrhagic shock precludes the development of clinically relevant studies. For this reason, an experimental pediatric animal model is necessary to study the effects of hemorrhage in children as well as their response to different therapies. We present an infant animal model of volume-controlled hemorrhagic shock in anesthetized young pigs. Hemorrhage is induced by withdrawing a previously calculated blood volume, and the pig is subsequently monitored and resuscitated with different therapies. Here, we describe a precise and highly reproducible model of hemorrhagic shock in immature swine. The model yields hemodynamic data that characterizes compensatory mechanisms that are activated in response to severe hemorrhage.

This article aims to provide researchers with a detailed and accessible guide to set up an infant porcine model of hemorrhagic shock.

Descrição de um modelo de choque hemorrágico controlado por volume em suínos

Hemorrhagic shock is a leading cause of morbidity and mortality in pediatric patients. Interpretation of the clinical indicators validated in adults to ...

Canulação vascular com indução de choque hemorrágico em ratos

Developing a Clinically Relevant Hemorrhagic Shock Model in Rats

Over the recent decades, the development of animal models allowed us to better understand various pathologies and identify new treatments. Hemorrhagic shock, i.e., organ failure due to rapid loss of a large volume of blood, is associated with a highly complex pathophysiology involving several pathways. Numerous existing animal models of hemorrhagic shock strive to replicate what happens in humans, but these models have limits in terms of clinical relevance, reproducibility, or standardization. The aim of this study was to refine these models to develop a new model of hemorrhagic shock. Briefly, hemorrhagic shock was induced in male Wistar Han rats (11-13 weeks old) by a controlled exsanguination responsible for a drop in the mean arterial pressure. The next phase of 75 min was to maintain a low mean arterial blood pressure, between 32 mmHg and 38 mmHg, to trigger the pathophysiological pathways of hemorrhagic shock. The final phase of the protocol mimicked patient care with an administration of intravenous fluids, Ringer Lactate solution, to elevate the blood pressure. Lactate and behavioral scores were assessed 16 h after the protocol started, while hemodynamics parameters and plasmatic markers were evaluated 24 h after injury. Twenty-four hours post-hemorrhagic shock induction, the mean arterial and diastolic blood pressure were decreased in the hemorrhagic shock group (p&#160;&#60; 0.05). Heart rate and systolic blood pressure remained unchanged. All organ damage markers were increased with the hemorrhagic shock (p &#60; 0.05). The lactatemia and behavioral scores were increased compared to the sham group (p &#60; 0.05). In conclusion, we demonstrated that the protocol described here is a relevant model of hemorrhagic shock that can be used in subsequent studies, particularly to evaluate the therapeutic potential of new molecules.

Autor em destaque: Desenvolvendo estratégias terapêuticas inovadoras para pesquisa de choque hemorrágico

Hemorrhagic shock kills 1.9 million people worldwide every year. Small animals are frequently used as hemorrhagic shock models but are associated with issues of standardization, reproducibility, and clinical significance, thus limiting their relevance. This article describes developing a new clinically relevant hemorrhagic shock model in rats.

Desenvolvendo um modelo de choque hemorrágico clinicamente relevante em ratos

Over the recent decades, the development of animal models allowed us to better understand various pathologies and identify new treatments. Hemorrhagic ...

Choque hemorrágico não controlado modelado via laceração hepática em ratos com monitorização hemodinâmica em tempo real

Resumo

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Volume fixo ou de pressão fixa: um modelo murino de choque hemorrágico

Controlada por laceração do colo do útero em camundongos

Um modelo murino de hemorragia subaracnóide

Monitoramento da sistêmicas e hepática Hemodinâmica em Ratos

Monitorização não invasiva e invasiva da hipóxia renal em modelo porcino de choque hemorrágico

Oclusão da aorta total e parcial para o tratamento do choque hemorrágico em suínos

Indução de choque hemorrágico padronizado guiada por oximetria cerebral e Monitorização hemodinâmica estendida em suínos

Descrição de um modelo de choque hemorrágico controlado por volume em suínos

Desenvolvendo um modelo de choque hemorrágico clinicamente relevante em ratos

Desenvolvendo um modelo de choque hemorrágico clinicamente relevante em ratos