The work was supported in part by funding from Alberta Livestock and Meat Agency and Natural Science and Research Council Discovery grant to S. D. Proctor.

Todos os procedimentos em animais experimentais descritas, tanto no vídeo e manuscrito foram aprovados pelo Comitê Cuidado e Uso Institucional Animal e seguiu as orientações estabelecidas pelo Conselho Canadense de Animal Care. 1. anestesia cirúrgica e preparo cirúrgico do Pigs Neonatais <ol><li> Em uma antecâmara separada, premedicate 25 kg porcos perto da base do pescoço, com um cocktail de drogas sedativo-anestésico intramuscular contendo: azaperona (0,3 mg / kg), cloridrato de cetamina (10 mg / kg), a dexmedetomidina (15 ug / kg). Nota: Adicionar buprenorfina (0,005-0,02 mg / kg) no coquetel de drogas pré-anestésica para maior controle da dor intra-operatória. </li><li> Anestesiar os porcos com gás para inalação de isoflurano inalado (4-5% de isoflurano em 500 ml-1000 ml / min O 2) usando uma máscara facial. Visualizar as cordas vocais usando um espaço da laringe veterinário (lâmina reta 17-25 cm de comprimento), e aplicar tópica 10% spay lidocaína ao vocalcabos. Permitir que o spray de lidocaína a contactar as cordas vocais 30-60 seg antes da intubação para reduzir a possibilidade de espasmo das cordas vocais e obstrução das vias aéreas. </li><li> Entubar os porcos por meio de um tubo endotraqueal (5,0-7,0 mm de diâmetro interno (ID)) entre as cordas vocais e manter a anestesia com isoflurano gás (0,5-2,0% de isoflurano em 1.000-2.000 ml / min de O2) usando um fechada circuito de reinalação sistema anestésico durante toda a cirurgia. Avaliar o nível de anestesia pelo tom mandíbula, e ambas as respostas reflexas dos pedais e da pálpebra. gás anestésico expirado é eliminado e ventilado fora do centro cirúrgico. </li><li> Limpar a superfície exterior da orelha com uma solução de limpeza cirúrgica 2,0% de clorexidina seguido por uma lavagem com álcool isopropílico a 70%. Com um cateter intravenoso 20 L, catheterize uma veia da orelha para fornecer fluidos intravenosos (solução de lactato de Ringer; 5-10 ml / kg / hr) durante a cirurgia. Garantir um oxímetro de pulso à superfície da mucosa da língua, com medfita iCal para monitorar a frequência cardíaca ea saturação de oxigenação do sangue periférico (SpO2). </li><li> Coloque o porco anestesiado em uma posição reclinada dorsal e raspar o abdômen ventral a partir de meados do tórax caudalmente ao aspecto ventral do púbis. Limpar esta área com os dois alternando 2,0% clorexidina cirúrgico esfrega e lavagens de água estéril. </li><li> Transferir o porco anestesiados ao centro cirúrgico e aplicar a paramentação final de 70% lavagem de álcool isopropílico, deixe-a secar, e depois armar o animal. </li><li> Insira uma sonda de temperatura rectal cerca de 2-4 cm no recto para monitorizar a temperatura do corpo. Coloque os suínos de uma almofada de aquecimento de recirculação de água para manter a temperatura corporal normal (38-40 ° C) durante o procedimento cirúrgico. </li><li> Armar o porco com quatro toalhas cortinas colocadas em um padrão quadrante sobreposta em torno do abdômen. Coloque a primeira cortina em todo processo xifóide do esterno, a segunda cortina junto aspecto lateral do abdômen cerca de 5 cm lateral à linha média abdominal. Coloque a terceira cortina entre a crista do íleo da pelve e a quarta cortina, como a segunda cortina (embora no lado oposto), é colocada ao longo da face lateral do abdómen cerca de 5 cm lateralmente à linha média abdominal. </li><li> Coloque uma grande cortina de mesa, com uma fenda de abertura permitindo o acesso ao local da cirurgia, sobre as cortinas toalha subjacentes e cubra o porco e toda mesa cirúrgica. A cortina final é um Steri-cortina descartável colocado sobre a grande cortina mesa. </li></ol> 2. Cirurgia Abdominal e cateterismo do Tronco linfático intestinal <ol><li> Faça uma incisão na pele 20 cm, com uma lâmina de bisturi para expor os músculos abdominais subjacentes. Inciso as camadas musculares abdominais com electrocauterização mono-polar (20 configuração Watts) para expor o peritoneu parietal. Abra um segmento linear 20 cm de peritônio parietal com uma tesoura Metzenbaum para acessar as vísceras abdominais e vasos linfáticos. </li><li&gt; Coloque um retractor na face craniana da incisão cirúrgica para manter a cavidade abdominal aberta para a duração da cirurgia. </li><li> Humedecer todos os tecidos com água morna (37 ° C) de soro fisiológico estéril por todo o procedimento cirúrgico. Levante cuidadosamente um grande segmento do intestino incluindo o de cólon, ceco, íleo e jejuno da cavidade abdominal e exteriorizar-lo para o flanco esquerdo do porco para acessar a parte superior do abdome, fígado e vasos linfáticos. Fixe o intestino exteriorizado na posição com cortinas toalhas adicionais para formar um estilingue para apoiar delicadamente o intestino. </li><li> Localize o vaso linfático, estabelece aproximadamente 4 cm crânio-medial da veia renal direita, 6 cm ventral caudal-medial- dos capatazes cava e sob o aspecto visceral do lobo direito do fígado perto do pâncreas 22,36,37. Identificar o vaso linfático como uma estrutura transparente justaposto ao segmento ventral direito da veia porta 36,37. </li><li> Separe o Vess linfáticael dos fascia em torno suavemente provocando afastado o tecido anexado com aplicadores Q-tip. Uma vez que os aspectos laterais do recipiente são separados a partir do tecido circundante, criar uma abertura &quot;túnel&quot; debaixo do navio com excelentes sem corte com ponta fórceps. </li><li> Passe três 2-0 suturas de seda por baixo do vaso linfático com uma pinça fina. Ligadura da sutura mais caudal primeira para ocluir, dilatar e encher o recipiente com linfa. Propositadamente deixar as extremidades deste fio de sutura relativamente longo (4 cm), para fixar o cateter para o vaso linfático. Colocar duas outras suturas separadas de 1,0 cm um do outro e são de aproximadamente 1,0-1,5 cm cranianos à sutura caudal garantido. Deixar estas duas suturas com um &quot;laço solto ligadura único&quot; para permitir a fixação mais rápido do cateter para dentro do vaso. Nota: O segmento do vaso linfático localizado entre o fio de sutura ligaï¿½o da sutura e mais caudal do meio (de as duas suturas cranianas) é o local para a cateterização. Em relação sumaterial de ture, poliglactina 2-0 sutura pode substituir o fio de seda 2-0, se necessário. </li><li> Corte um pequeno buraco dentro do vaso com íris tesouras e dilatar o vaso com uma pinça sem corte finas. Inserção de aproximadamente 1,0-1,5 cm de tubo de cateter especializado (4,06 Diâmetro exterior (OD) X 2,31 milímetros ID) com uma extremidade chanfrada para dentro do vaso e amarrar as duas suturas cranianas para fixar o cateter no lugar. Use as extremidades longas de sutura da sutura de caudal para fixar o cateter para o recipiente. </li><li> Lave o intestino exteriorizado com grandes quantidades de solução salina quente e devolvê-lo suavemente para a cavidade abdominal garantindo posicionamento anatômico correto do intestino. </li><li> Exteriorizar o cateter no flanco meados esquerda (5-10 cm ventral da fossa paralombar). Adicione uma incisão na pele com um bisturi e passar um trocarte a partir da cavidade abdominal para a superfície da pele para criar uma abertura para a exteriorização do cateter. Use um grande fórceps de Kelly para exteriorizar o cateter da cav abdominaldade através da abertura trocar. </li><li> Fechar o peritônio parietal com um padrão de sutura simples contínua de poliglactina 2-0 sutura com uma agulha rodada (cônico). Feche as camadas musculares abdominais com um padrão de sutura simples interrompido com uma sutura de poliglactina 2-0 em uma agulha rodada. </li><li> Feche a pele em um padrão subcuticular com poliglactina 2-0 sutura em uma agulha de corte. Fixe o cateter exteriorizada na pele com um padrão de sutura em bolsa e uma sutura 2-0 nylon em uma agulha de corte. </li><li> Coloque um revestimento especializado no porco enquanto ainda anestesiados para facilitar sua colocação e reduzir o estresse do porco durante a recuperação. </li></ol> Recuperação 3. pós-cirúrgica e Cobrança A linfa <ol><li> Cerca de 10 minutos antes da interrupção da anestesia inalatória, administrar bupenorphine (0,1 mg / kg) por via intramuscular para fornecer imediato analgesia pós-cirurgia. Continuar bupenorphine (0,1 mg / kg) a cada 12 h durante 24-48 h, para manteranalgesia pós-cirurgia. </li><li> Monitorar os porcos para complicações pós-cirúrgicas a cada 8-12 horas, por um período de 7 dias. </li><li> Recolha a linfa em 500 ml de frascos de lavagem de polipropileno, revestido com ácido etilenodiamina tetraacético (EDTA), e suplementado com antibióticos; penicilina (6000 UI), estreptomicina (6 mg) e anfotericina B (3 mg) a cada 12 h durante um período de 7 dias. </li></ol> 4. Quantificação de Lipoproteína apoB48, triglicerídeos, colesterol e proteína total arrecadado de linfa <ol><li> Centrifugar a amostra de linfa a 1.800 xg durante 5 min a 4 ° C. Recolhe-se o sobrenadante e usá-lo para a quantificação de triglicéridos, colesterol e proteína total. </li><li> Divide-se o sobrenadante em três amostras: uma amostra não diluída, uma amostra diluída 1:20 água destilada e uma amostra final foi diluído 1: 100 com água destilada. </li><li> Utilizar o sobrenadante não diluído para medir os níveis de colesterol, com um kit disponível comercialmente. </li><li> Use a 1:20 e 1:100 amostras diluídas para medir triglicérido e os níveis totais de proteína com um kit comercialmente disponível e o ensaio de proteína total de ácido bicinconínico respectivamente. </li></ol> 5. Quantificação de Lipoproteína apoB48, coletados a partir de linfa 38 <ol><li> Determinar a concentração de lipoproteína de apoB48 com um método imunológico Ocidental adaptado Blotting 38. linfa total de separada, com 3-8% de dodecil sulfato de sódio a electroforese em gel de poliacrilamida Tris-etilo-(SDS-PAGE). </li><li> Transferir as proteínas separadas para uma membrana de fluoreto de polivinilideno (0,45 um) e incube-as com um anticorpo policlonal de cabra para a ApoB (1: 4000), então ligá-lo com um anticorpo secundário anti-cabra. </li><li> Quantificar a lipoproteína apoB48 com quimiluminescência usando uma comparação densitométrica linear com padrão de proteína apoB48 purificado roedor. </li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Coleta de linfa intestinal é um excelente método para investigar mecanismos envolvidos na lipídico 8-12 e 13-15 de drogas metabolismo, a metástase do câncer 16,17, o tráfico de celular e função imunológica 18-26, em vários modelos animais experimentais. Com efeito, a capacidade de colher grandes quantidades de um ou outro periférico (aferente) e central (eferente e grandes vasos do tronco) linfa durante um período prolongado tem sido particularmente importante para...

O sistema linfático é uma área pouco estudada da fisiologia. Modelos pré-clínicos de cateterismo linfático ocorrer em diferentes espécies animais e 1-8 são utilizados pelas indústrias farmacêuticas e instituições de investigação para investigar mecanismos envolvidos em lípidos 8-12 e 13-15 metabolismo da droga, metástase de câncer 16 com tratamento experimental 17, 18 e a função imunológica -26. Este estudo explora o uso de cateterismo intestinal tronco linfático em um modelo de porco doméstico para medir componentes do metabolismo de lipoproteínas. metabolismo das lipoproteínas está envolvido na produção e secreção de quilomicrons, bem como as alterações nos lípidos associados e proteína total. Essas considerações são importantes, pois há grandes diferenças no metabolismo lipídico entre modelos de roedores comumente usados ​​e os seres humanos e, como tal, empregando modelos de suínos para coletar linfa intestinal poderia fornecer informação mais comparável para o estudo de lipídios memetabolização em pessoas 27-31. Várias técnicas cirúrgicas são usados ​​para coletar a linfa intestinal em espécies de animais de grande porte: uma abordagem ombro cranial (ou seja, o cateterismo ducto torácico) 5, uma abordagem lateral superior flanco 32-34, e uma linha média ventral ou abordagem paramediana 22,35. Este vídeo descreve em detalhes o procedimento cirúrgico em suínos utilizando uma abordagem cirúrgica ventral para o cateterismo do tronco linfático intestinal. Cuidadosas autorizações técnicas cirúrgicas este método de cateterismo linfática para recolher grandes quantidades de linfa e dos seus componentes ao longo de períodos de tempo prolongados. Esta técnica abre uma miríade de aplicações para muitas disciplinas que examinam várias funções fisiológicas. Aplicações podem incluir, mas não estão limitados a, todo lipoproteína corpo e o metabolismo lipídico, imunovigilância, génese de tumores e metástases, função intestinal, e a development e progressão da doença inflamatória intestinal.

<table><tbody><tr><td>Miller laryngoscope blade</td><td>Welch Allyn</td><td>68044</td><td>182 mm length</td></tr><tr><td>Surgivet advisor: Vital signs monitor</td><td>Surgivet</td><td>V9203</td><td></td></tr><tr><td>Rectal temperature probe</td><td>Surgivet</td><td>V3417</td><td></td></tr><tr><td>Mono-polar electrosurgery generator</td><td>Valley Lab</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Metzenbaum scissors</td><td>Fine Science</td><td>14518-18</td><td></td></tr><tr><td>Tuffier retractor</td><td>Stevens</td><td>162-11-676</td><td></td></tr><tr><td>Mosquito forceps</td><td>Stevens</td><td>162-7-10</td><td></td></tr><tr><td>Kelly forceps-curved (14cm)</td><td>Stevens</td><td>162-7-38</td><td></td></tr><tr><td>Allis tissue forceps</td><td>Stevens</td><td>162-7-38</td><td></td></tr><tr><td>Forceps dressing-eye (10.2cm)</td><td>Stevens</td><td>162-18-780</td><td></td></tr><tr><td>Forceps dressing-Adison (12.1cm)</td><td>Stevens</td><td>162-17-2510</td><td></td></tr><tr><td>Needle Drivers</td><td>Stevens</td><td>162-V98-42</td><td></td></tr><tr><td>Iris scissors</td><td>Fine science</td><td>14058-11</td><td></td></tr><tr><td>Circulating water pump</td><td>Jorvet</td><td>J-783X</td><td></td></tr><tr><td>Maxitherm-Vinyl blanket</td><td>Jorvet</td><td>J-784C</td><td></td></tr><tr><td>Q tip applicators</td><td>Fisher Scientific</td><td>22-037-960</td><td></td></tr><tr><td>Catheterization&amp;nbsp; tubing (4.06 OD X 2.31 ID)</td><td>Braintree Scientific Inc.</td><td>MRE-160</td><td>Micro-Renethane implantation tubing</td></tr><tr><td>2-0 silk suture</td><td>Ethicon</td><td>LA556</td><td></td></tr><tr><td>2-0 polyglactin suture</td><td>Ethicon</td><td>J443H</td><td>2-0 vicryl</td></tr><tr><td>Large animal jacket</td><td>Lomir Biomedical Inc.</td><td>SSJ2YC</td><td></td></tr><tr><td>Polypropylene wash bottles</td><td>Fisher Scientific</td><td>03-409-22C</td><td>500 ml</td></tr><tr><td>Penicillin-Streptomycin</td><td>Sigma Aldrich</td><td>D4333</td><td></td></tr><tr><td>EDTA</td><td>Sigma Aldrich</td><td>60-00-4</td><td></td></tr><tr><td>Amphotericin B</td><td>Sigma Aldrich</td><td>A2411</td><td></td></tr><tr><td>Azaperone</td><td>Elanco Animal Health</td><td></td><td>Stresnil</td></tr><tr><td>Dexmedetomidine hydrochloride</td><td>Zoetis</td><td>6295</td><td>Dexdomitor</td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Abbott Animal&amp;nbsp; Health</td><td>05260-5</td><td>IsoFlo</td></tr><tr><td>Ketamine hydrochloride</td><td>Zoetis</td><td>2626</td><td>Ketaset</td></tr><tr><td>Bupenorphine hydrochloride</td><td>Champion Alstoe Animal Health</td><td></td><td>DIN:02347510</td></tr><tr><td>6 mm Endotracheal tube</td><td>Jorvet</td><td>J-165d</td><td></td></tr><tr><td>10% Lidocaine spray</td><td>AstraZeneca</td><td></td><td>DIN:02003767</td></tr><tr><td>4 % Chlorhexidine surgical scrub</td><td>Partnar Animal Health</td><td>PCH-011</td><td>Diluted: 2.0% solution</td></tr><tr><td>3M Surgical steri- drape</td><td>3M Health Care</td><td>1040</td><td></td></tr><tr><td>SDS page gel</td><td>Invitrogen</td><td>EA0375BOX</td><td>3-8 % tris acetate</td></tr><tr><td>Polyvinylidene fluoride membrane</td><td>Millipore</td><td>IPVH00010</td><td>0.45 &amp;mu;m pore size</td></tr><tr><td>ApoB antibody&amp;nbsp;</td><td>EMD Millipore</td><td>AB742</td><td>1:4000 dilution</td></tr><tr><td>Donkey anti-goat IgG-HRP</td><td>Santa Cruz Biotechnology</td><td>Sc-2304</td><td></td></tr><tr><td>ECL Prime Western Blotting Reagent</td><td>GE Healthcare LifeSciences</td><td>RPN2232&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Triglyceride Kit</td><td>Wako Pure Chemicals</td><td>998-40391/994-40491</td><td></td></tr><tr><td>Total Cholesterol Kit</td><td>Wako Pure Chemicals</td><td>439-17501</td><td></td></tr><tr><td>Total Protein</td><td>&amp;nbsp;Pierce&amp;nbsp;</td><td>23225</td><td>Bicinchoninic Acid Assay</td></tr></tbody></table>

long-term catheterization of the intestinal lymph trunk and collection of lymph in neonatal pigs

Catheterization of the intestinal lymph trunk in neonatal pigs is a technique allowing for the long-term collection of large quantities of intestinal (central) efferent lymph. Importantly, the collection of central lymph from the intestine enables researchers to study both the mechanisms and lipid constitutes associated with lipid metabolism, intestinal inflammation and cancer metastasis, as well as cells involved in immune function and immunosurveillance. A ventral mid-line surgical approach permits excellent surgical exposure to the cranial abdomen and relatively easy access to the intestinal lymph trunk vessel that lies near the pancreas and the right ventral segment of the portal vein underneath the visceral aspect of the right liver lobe. The vessel is meticulously dissected and released from the surrounding fascia and then dilated with sutures allowing for insertion and subsequent securing of the catheter into the vessel. The catheter is exteriorized and approximately 1 L/24 hr of lymph is collected over a 7 day period. While this technique enables the collection of large quantities of central lymph over an extended period of time, the success depends on careful surgical dissection, tissue handling and close attention to proper surgical technique. This is particularly important with surgeries in young animals as the lymph vessels can easily tear, potentially leading to surgical and experimental failure. The video demonstrates an excellent surgical technique for the collection of intestinal lymph.

<html> cateterismo linfática do tronco linfático intestinal de suínos neonatal permite a coleta de cerca de 1 L / 24 hr da linfa centro durante um período de 7 dias. A linfa recolhida neste experiências continha componentes do metabolismo de lípidos, proteínas ou seja total de linfa, apoB48 lipoproteína, triglicéridos, proteína total, e colesterol. Tabela 1 destaca valores representativos destes componentes lipídicos de amostras linfáticos agrupados de três porcos. Notavelmen...

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Long-Term Catheterization of the Intestinal Lymph Trunk and Collection of Lymph in Neonatal Pigs

We present a surgical procedure to catheterize the intestinal lymph trunk in neonatal pigs to collect large quantities of lipid metabolism components from efferent lymph.

Long-Term Cateterismo do tronco linfa intestinal e Recolha de linfa no Neonatais Pigs

Catheterization of the intestinal lymph trunk in neonatal pigs is a technique allowing for the long-term collection of large quantities of intestinal ...

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Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Medicine

9.3K visualizações.  University of Alberta. We present a surgical procedure to catheterize the intestinal lymph trunk in neonatal pigs to collect large quantities of lipid metabolism components from efferent lymph.

Vídeo: Long-Term Catheterization of the Intestinal Lymph Trunk and Collection of Lymph in Neonatal Pigs

Measurement of Cytosolic Ca2+ in Isolated Contractile Lymphatics

Lymphatic vessels comprise a multifunctional transport system that maintains fluid homeostasis, delivers lipids to the central circulation, and acts as a surveillance system for potentially harmful antigens, optimizing mucosal immunity and adaptive immune responses1. Lymph is formed from interstitial fluid that enters blind-ended initial lymphatics, and then is transported against a pressure gradient in larger collecting lymphatics. Each collecting lymphatic is made up of a series of segments called lymphangions, separated by bicuspid valves that prevent backflow. Each lymphangion possesses a contractile cycle that propels lymph against a pressure gradient toward the central circulation2. This phasic contractile pattern is analogous to the cardiac cycle, with systolic and diastolic phases, and with a lower contraction frequency4. In addition, lymphatic smooth muscle generates tone and displays myogenic constriction and dilation in response to increases and decreases in luminal pressure, respectively5. A hybrid of molecular mechanisms that support both the phasic and tonic contractility of lymphatics are thus proposed.
Contraction of smooth muscle is generally regulated by the cytosolic Ca2+ concentration ([Ca2+]i) plus sensitivity to Ca2+, of the contractile elements in response to changes in the environment surrounding the cell6. [Ca2+]i is determined by the combination of the movement of Ca2+ through plasma membrane ligand or voltage gated Ca2+ channels and the release and uptake of Ca2+ from internal stores. Cytosolic Ca2+ binds to calmodulin and activates enzymes such as myosin light chain (MLC) kinase (MLCK), which in turn phosphorylates MLC leading to actin-myosin-mediated contraction8. However, the sensitivity of this pathway to Ca2+ can be regulated by the MLC phosphatase (MLCP)9. MLCP activity is regulated by Rho kinase (ROCK) and the myosin phosphatase inhibitor protein CPI-17.
Here, we present a method to evaluate changes in [Ca2+]i over time in isolated, perfused lymphatics in order to study Ca2+-dependent and Ca2+-sensitizing mechanisms of lymphatic smooth muscle contraction. Using isolated rat mesenteric collecting lymphatics we studied stretch-induced changes in [Ca2+]i and contractile activity. The isolated lymphatic model offers the advantage that pressure, flow, and the chemical composition of the bath solution can be tightly controlled. [Ca2+]i was determined by loading lymphatics with the ratiometric, Ca2+-binding dye Fura-2. These studies will provide a new approach to the broader problem of studying the different molecular mechanisms that regulate phasic contractions versus tonic constriction in lymphatic smooth muscle.

Measurement of Cytosolic Ca2+ in Isolated Contractile Lymphatics

We introduce an approach to evaluate the cytosolic Ca2+ concentration in isolated lymphatics to study Ca2+-dependent and Ca2+-sensitizing mechanisms of lymphatic smooth muscle contraction.

Medição do Ca citosólico 2 + Em Isolated linfáticos contráteis

Lymphatic vessels comprise a multifunctional transport system that maintains fluid homeostasis, delivers lipids to the central circulation, and acts as a ...

Imunologia e Infecção

Catheterization of Intestinal Loops in Ruminants

The intestine is a complex structure that is involved not only in absorption of nutrients, but also acts as a barrier between the individual and the outside world. As such, the intestine plays a pivotal role in immunosurveillance and protection from enteric pathogens. Investigating intestinal physiology and immunology commonly employs 'intestinal loops' as an experimental model. The majority of these loop models are non-recovery surgical procedures that study short-term (&lt;24 hr) changes in the intestine (1-3). We previously created a recovery intestinal loop model to specifically measure long-term (&lt;6 mo) immunological changes in the intestine of sheep following exposure to vaccines, adjuvants, and viruses (4). This procedure localized treatments to a specific 'loop', allowing us to sample this area of the intestine. A significant drawback of this method is the single window of opportunity to administer treatments (i.e. at the time of surgery). Furthermore, samples of both the intestinal mucosa and luminal contents can only be taken at the termination of the project. Other salient limitations of the above model are that the surgical manipulation and requisite post-operative measures (e.g. administration of antibiotics and analgesics) can directly affect the treatment itself and/or alter immune function, thereby confounding results. Therefore, we modified our intestinal loop model by inserting long-term catheters into the loops. Sheep recover fully from the procedure, and are unaffected by the exteriorized catheters. Notably, the establishment of catheters in loops allows us to introduce multiple treatments over an extended interval, following recovery from surgery and clearance of drugs administered during surgery and the post-operative period.

We describe a novel surgical method for catheterizing 'intestinal loops' within the ileum of sheep. Once animals have recovered from surgery and have cleared antibiotics and analgesics, multiple treatments can be deposited directly in loops via the catheters.

Cateterização de alças intestinais em Ruminantes

The intestine is a complex structure that is involved not only in absorption of nutrients, but also acts as a barrier between the individual and the ...

Biologia

The Mesenteric Lymph Duct Cannulated Rat Model: Application to the Assessment of Intestinal Lymphatic Drug Transport

The intestinal lymphatic system plays key roles in fluid transport, lipid absorption and immune function. Lymph flows directly from the small intestine via a series of lymphatic vessels and nodes that converge at the superior mesenteric lymph duct. Cannulation of the mesenteric lymph duct thus enables the collection of mesenteric lymph flowing from the intestine. Mesenteric lymph consists of a cellular fraction of immune cells (99% lymphocytes), aqueous fraction (fluid, peptides and proteins such as cytokines and gut hormones) and lipoprotein fraction (lipids, lipophilic molecules and apo-proteins). The mesenteric lymph duct cannulation model can therefore be used to measure the concentration and rate of transport of a range of factors from the intestine via the lymphatic system. Changes to these factors in response to different challenges (e.g., diets, antigens, drugs) and in disease (e.g., inflammatory bowel disease, HIV, diabetes) can also be determined. An area of expanding interest is the role of lymphatic transport in the absorption of orally administered lipophilic drugs and prodrugs that associate with intestinal lipid absorption pathways. Here we describe, in detail, a mesenteric lymph duct cannulated rat model which enables evaluation of the rate and extent of lipid and drug transport via the lymphatic system for several hours following intestinal delivery. The method is easily adaptable to the measurement of other parameters in lymph. We provide detailed descriptions of the difficulties that may be encountered when establishing this complex surgical method, as well as representative data from failed and successful experiments to provide instruction on how to confirm experimental success and interpret the data obtained.

Here we describe a technique to cannulate the mesenteric lymph duct in rats which enables quantification of lipid and drug transport via the lymphatic system following intestinal delivery. The technique can be adapted to assess mesenteric lymph concentrations and/or transport of fluid, immune cells, peptides, proteins and lipophilic molecules.

A linfa mesentérica Duct canulada Rat Modelo: Aplicação para a Avaliação de Intestinal Linfática transporte da droga

The intestinal lymphatic system plays key roles in fluid transport, lipid absorption and immune function. Lymph flows directly from the small intestine ...

Microscopic Observation of Lymphocyte Dynamics in Rat Peyer's Patches

Na&#239;ve lymphocytes recirculate from the blood to the lymphoid tissues under physiological condition and it is commonly recognized as an important phenomenon in the gut immunity. The stroma of secondary lymphoid organs, such as Peyer&#8217;s patches (PPs) or mesenteric lymph nodes, are where na&#239;ve lymphocytes sense antigens. Na&#239;ve lymphocytes circulate through the bloodstream to reach high endothelial venules, the portal of entry into PPs. Some immunomodulators are estimated to influence lymphocyte migration, but the precise evaluation of microcirculation dynamics is very difficult, and establishing a method to observe lymphocyte migration in vivo can contribute to the clarification of the precise mechanisms. We refined the method of collecting lymphocytes from the lymph duct and observing the detailed dynamics of gut-tropic lymphocytes in rat PPs. We chose confocal laser scanning microscopy to observe rat PPs in vivo and recorded it using time-lapse photography. We can now obtain clear images that can contribute to the analysis of lymphocyte dynamics.

Here, we describe a precise method for collecting thoracic duct lymphocytes and observing the migration of gut-tropic lymphocytes in rat Peyer&#8217;s patches for 3 hours using time-lapse photography. This technique can clarify how the dynamics of lymphocytes are affected under inflammatory conditions.

Observação microscópica da Dinâmica do Linfócito em Patches de Rat Peyer

Na&#239;ve lymphocytes recirculate from the blood to the lymphoid tissues under physiological condition and it is commonly recognized as an important ...

Medicina

Intubation, Central Venous Catheter, and Arterial Line Placement in Swine for Translational Research in Abdominal Transplantation Surgery

Translational surgical research models in swine are crucial for developing safe preclinical protocols. However, the success of the experimental surgeries does not solely rely on the research team's surgical skills; perioperative care and management procedures, like intubation, central venous line, and arterial line placement, are necessary and of the utmost importance for favorable experiment results. As it is uncommon for research teams to have anesthesiologists or any other staff other than the surgical team, the surgical team involved in translational research must acquire and/or develop the skills to perform the perioperative care. The purpose of this paper is to show the techniques of intubation, central venous catheter, and arterial line placement used and perfected at the Toronto Organ Preservation Laboratory over the last 10 years, to be used as a reference for future researchers joining either this team or any other lab performing translational research protocols in swine and/or abdominal transplantation.

<meta charset="utf8"></head><body>Intubação, Cateter Venoso Central e Colocação de Linha Arterial em Suínos para Pesquisa Translacional em Cirurgia de Transplante Abdominal

To obtain the best possible results, surgeons performing translational research experiments should be proficient at intubation and vascular line placement. This paper describes the techniques used by the Toronto Organ Preservation Laboratory to perform these procedures.

Intubação, Cateter Venoso Central e Colocação de Linha Arterial em Suínos para Pesquisa Translacional em Cirurgia de Transplante Abdominal

Translational surgical research models in swine are crucial for developing safe preclinical protocols. However, the success of the experimental surgeries ...

Cateter de Hickman para acesso vascular de longo prazo em suínos

Hickman Catheter Use for Long-Term Vascular Access in a Preclinical Swine Model

Central venous catheters (CVCs) are invaluable devices in large animal research as they facilitate a wide range of medical applications, including blood monitoring and reliable intravenous fluid and drug administration. Specifically, the tunneled multi-lumen Hickman catheter (HC) is commonly used in swine models due to its lower extrication and complication rates. Despite fewer complications relative to other CVCs, HC-related morbidity presents a significant challenge, as it can significantly delay or otherwise negatively impact ongoing studies. The proper insertion and maintenance of HCs is paramount in preventing these complications, but there is no consensus on best practices. The purpose of this protocol is to comprehensively describe an approach for the insertion and maintenance of a tunneled HC in swine that mitigates HC-related complications and morbidity. The use of these techniques in &gt;100 swine has resulted in complication-free patent lines up to 8 months and no catheter-related mortality or infection of the ventral surgical site. This protocol offers a method to optimize the lifespan of the HC and guidance for approaching issues during use.

Autor em destaque: Uso do cateter de Hickman para acesso vascular de longo prazo em um modelo suíno pré-clínico  

A reliable and reproducible approach for the insertion and maintenance of a tunneled Hickman catheter for long-term vascular access in swine is described. Placement of a central venous catheter allows for convenient daily sampling of whole blood from awake animals and intravenous administration of medication and fluids.

Uso do cateter de Hickman para acesso vascular de longa permanência em modelo pré-clínico de suínos

Central venous catheters (CVCs) are invaluable devices in large animal research as they facilitate a wide range of medical applications, including blood ...

Surgical Technique for Lumbar Spinal Catheter Insertion in Pigs Enabling Continuous Access to the Thecal Sac in a Terminal Setup

Pigs are increasingly used as a large animal model for pharmacologic CNS research due to the anatomical and physiological similarities between the porcine and human central nervous systems (CNS). However, accessing the cerebrospinal fluid (CSF) in larger pig breeds by conventional lumbar puncture techniques can be challenging due to an oblique orientation of the spinal spinous processes and a limited interlaminar space. Accordingly, an open surgical procedure for inserting a lumbar spinal catheter for continuous CSF sampling at the L4/L5 level in pigs is thoroughly described in this work. After positioning the pig and identifying the anatomical landmarks, a dorsal midline surgical incision is made to expose the spinous processes. By advancing the introducer needle, the spinal catheter is inserted inside the thecal sac of the spinal canal while leaving the bone structures of the spine intact. This method allows continuous infusion into or sampling from the porcine thecal sac with minimal bleeding or CSF leakage. The procedure is simple, time-efficient, and reproducible across different experimental setups, offering significant potential for various pre-clinical studies, including pharmacokinetic research, surgical training, and spinal cord injury models.

We present a technique for inserting a lumbar spinal catheter at the L4-L5 level in a 3-month-old Danish Landrace pig as part of a terminal research protocol, enabling continuous infusion or CSF sampling from the thecal sac.

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Resumo

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