Somos gratos a Lonza Group Ltd. por patrocinar esta publicação, cobrindo os custos de publicação. Agradecemos a Deutsche Infarktforschungshilfe, Wilhelm-Vaillant-Stiftung, Ernest Solvay--Stiftung, eo Thüringer Ministerium für Bildung, Wissenschaft und Kultur de apoio financeiro para SL.

1. Predifferentiation de THP-1 macrófagos <ol><li> Cultivar células THP-1 em meio RPMI-1640 suplementado com 10% (v / v) de soro fetal de vitelo (FCS) e 1% (v / v) de penicilina / estreptomicina / L-glutamina (PSG) num CO 2 (5% ) incubadora a 37 ° C. </li><li> Antes de transfecção, as células dividir e transferi-los para o meio RPMI fresca como antes. Cultivar células durante 24 h. </li><li> Semente de 1,0-1,5 x 10 7 células para um balão de cultura de tecidos de 75 cm ² ou 2,5 x 10 7 células para um frasco de cultura de tecido de 150 cm ² em meio RPMI-1640 e adicionar 10% (v / v) de FCS, 1% (v / v) PSG, 1% (v / v), piruvato de sódio, 1% (v / v) de aminoácidos não essenciais, 10 ng / ml de PMA e 50 uM β-mercaptoetanol durante 48 h. </li></ol> 2 Preparação de Nucleofection <ol><li> Coloque Accutase eu e todas as mídias em banho de água a 37 ° C. </li><li> Aspirar meio de cultura de balão e substituir com 6 ml (frasco de 75 cm ²) ou 12 ml (frasco de 150 cm ²) deAccutase I e incubar durante 30 min a 37 ° C durante descolamento total de células. Observar a morfologia das células após tratamento Accutase I para assegurar que as células têm uma aparência redonda. Se algumas células ainda parecem estar ligados, lavar cuidadosamente o frasco com uma micropipeta ou bata suavemente-lo para completar o desapego. Não use raspadores de células, já que isso terá um efeito negativo sobre a vitalidade das células. Transferir a suspensão de células para um tubo de 15 ml. </li><li> Durante Accutase I tratamento, prepare as seguintes mídias: <ol><li> Preparar meio de transfecção: suplemento de meio de cultura de células com 1% (v / v) PSG, 1% (v / v) de ácidos aminados não essenciais, 1% (v / v), piruvato de sódio e 5% (v / v) de soro humano (por siRNA) ou 20% (v / v) de soro humano (para o ADN do plasmídeo); preparar um volume final de 3 mL ou / amostra para uma placa de 6 poços ou de 4 ml / amostra para duas placas de 12 poços. </li><li> Preparar meio de cultura: meio de cultura com suplemento de 1% (v / v) PSG, 1% (v / v) de aminoácidos não essenciais, 1% (v / v), piruvato de sódio, e 5% (v / v) de huhomem de soro (por siRNA) ou 20% (v / v) de soro humano (do plasmídeo), 2,5 ng / ml de PMA e 50 uM β-mercaptoetanol; preparar um volume final de 3 mL ou / amostra para uma placa de 6 poços ou de 4 ml / amostra para duas placas de 12 poços. </li></ol></li><li> Centrifugar a suspensão de células durante 5 min a 300 xg à temperatura ambiente. </li><li> Aspirar Accutase células I e ressuspender em 1 ml de meio RPMI pré-aquecido a 37 ° C; contagem de células para determinar o número de células. NOTA: Quando rápidos procedimentos de contagem de células automático são utilizados, os passos 2.4 e 2.5 podem ser omitidos e as células podem ser contadas imediatamente depois da separação, desde que a exposição prolongada a Accutase I é evitado. </li><li> Para cada amostra de transfecção preparar alíquotas em tubos de centrífuga contendo 2,0-2,5 x 10 6 células. </li></ol> 3. Nucleofection de THP-1 macrófagos <ol><li> Centrifugar todos os alíquotas de 10 min a 250 xg à temperatura ambiente. </li><li> Dilui-se o DNA de plasmídeo ou de siRNA em livre de nucleaseágua ou uma solução tampão apropriada. Manter o volume necessário de DNA de plasmídeo ou siRNA tão pequena quanto possível. </li><li> Prepare uma cuvete Nucleofector com 1 ug de siRNA ou 0,5 ug de ADN de plasmídeo para cada transfecção. </li><li> Execute uma transfecção de cada vez. Aspirar o sobrenadante dos aliquota de células. </li><li> Ressuspender as células peletizadas em solução Nucleofector para se obter um volume total de 100 ul de ADN / siRNA e solução Nucleofector. Manter o tempo de exposição à solução de Nucleofector puro para uma mínima e garantir que o tempo de exposição não superior a 15 min. </li><li> Misture células ressuspenso e de DNA / siRNA em Nucleofector tina agitando ligeiramente. </li><li> Células transfecção através da realização de programa de Y-001 no dispositivo 2b Nucleofector. </li><li> Transferir as células transfectadas para um frasco de reacção, utilizando pipetas de Pasteur de plástico descartável. </li><li> Imediatamente adicionar 500 mL de meio de transfecção preparado. </li><li> Repita os passos de 3,4-3,9 para cada amostra de transfecção. </li></ol><ol><li> Prepare ou 6 poços ou 12 poços de placas de células transfectadas. Pipetar 2,5 ml de meio de transfecção para cada poço de uma placa de 6 poços (1 poço / transfecção) ou 1,75 ml de meio de transfecção para cada poço de uma placa de 12 poços (poços 2 / transfecção). </li><li> Mistura de suspensões de células cuidadosamente com uma micropipeta. </li><li> Transferir as células transfectadas nas cavidades preparados (ou um poço numa placa de 6 poços ou dois numa placa de 12 poços). </li><li> Incubar as placas durante 4 horas numa incubadora humidificada (5% de CO2, 37 ° C). </li><li> Confira o reatamento das células ao microscópio. NOTA: A maioria das células deve ser aderente novamente. Ocasionalmente, o prolongamento do período de incubação de 1 hora aumenta o número de células aderentes em caso de religação insuficiente. </li><li> Aspirar cuidadosamente meio de transfecção com uma micropipeta e substitua com uma quantidade igual de meio de cultura. Aspirar apenas um poço de cada vez. </li> &lt;li&gt; Incubar as células para o período de tempo necessário para o efeito máximo de plasmídeo ou siRNA (24-72 hr). Se ultrapassar períodos de incubação de 48 horas, substitua meio após 48 horas. </li><li> Para o tratamento adicional com efectores (por ex., Citoquinas, agonistas, antagonistas e inibidores) utilizar meio isento de soro sem PMA e β-mercaptoetanol. Tempo ao fim do período de incubação do efector com o tempo do efeito máximo do plasmídeo ou siRNA e planear a troca do meio e adição de efector em conformidade. Não manter as células em condições isentas de soro durante mais tempo do que 24 horas. </li></ol>

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O protocolo descrito aqui apresenta uma maneira confiável e eficiente para transf THP-1 macrófagos, que são geralmente bastante difícil para transf. A transfecção pode ser conseguida com a eficiência de transfecção de 90% para acima de siRNA, sem redução significativa da vitalidade celular. Eficiências de plasmídeos pode ser menor devido ao seu tamanho, mas de transfecção eficiência de cerca de 70% podem ser normalmente alcançados. A eficiência de knockdown mediada por siARN pode atingir 80 a 90%, dependendo do siRNA aplicada. Uma grande vantagem deste protocolo é que ele não interfira com a diferenciação celular. Após transfecção as células ainda responder normalmente a diferenciação agente PMA (Figura 1A a 1B e Figura 4) 12. Além polarização celular por estímulos de citocinas, tais como IL-10 ou com LPS / IFN-y não é afectada de 12, embora este também depende fortemente do meio seleccionada para cultura após a transfecção de ums mostrado na Figura 4. Existem várias opções dentro do procedimento que pode ser modificado, a fim de adaptar o protocolo para requisitos específicos. Como mostrado na Figura 4, as células de reagir de forma diferente ao mesmo estímulo IL10, dependendo do meio de cultura seleccionado após a transfecção. Isto indica que a composição do meio tem uma forte influência sobre o comportamento celular. Como o efeito impostas pelo meio pode ser diferente para diferentes estímulos experimentais, é possível que a forma optimizada pode mudar e, por conseguinte, há uma necessidade de se verificar a adequação do meio de diferentes experiências de forma independente. No entanto, o meio RPMI-1640, que é a forma padrão usada para cultivo de células THP-1, tem provado ser pouco adequado para o cultivo após transfecção como observou-se uma significativa perda de vitalidade das células. Além disso, o protocolo pode também ser aplicado para monócitos THP-1 sem diferenciação induzida por PMA antes deste,obviamente, elimina a necessidade de separação de células durante o processo, mas todos os passos restantes não têm de ser ajustados. Os monócitos THP-1 podem ser diferenciadas em seguida, se necessário. Os elementos mais críticos do protocolo são, em primeiro lugar o desapego e em segundo lugar o tempo necessário para a transfecção. A separação deve ser realizada o mais suavemente possível, a fim de manter a viabilidade celular elevada. Portanto, recomendamos o desprendimento enzimática relativamente leve por Accutase I em relação aos métodos bastante agressivos, como tripsinização. Outros métodos, tais como descolamento de tratamento com Lidocain ou raspagem foi encontrado para ser um pouco prejudicial e não deve ser utilizada. No caso de que 30 minutos de tratamento Accutase I não deve ser suficiente para retirar todas as células propriamente este geralmente é uma indicação de uma solução armazenada de forma incorrecta ou expirou Accutase I ou de vários ciclos de congelamento-descongelamento. Temos obtido bons resultados, armazenando pequenas alíquotas de Accutase I a -20 °C para reduzir o número de ciclos de congelamento e descongelamento. No entanto, quando existe descolamento insuficiente ou substituir Accutase I com Accutase fresco ou aumentar o tempo de incubação de até 1 h. Além toque suave ou a lavagem do frasco ou placa pode ajudar descolamento. No que diz respeito ao tempo necessário para a transfecção o tempo de exposição das células à solução de Nucleofector puro tem grande impacto na sobrevivência celular e, assim, deverá ser tão curto quanto possível. A melhor maneira de conseguir isso é a realização de cada transfecção de cada vez (Passos 2,10-2,15) e não vários transfections em paralelo. Se a eficiência knockdown é baixo, o que normalmente não é causada por uma baixa eficiência de transfecção, mas isto pode ser facilmente verificado através de citometria de fluxo ou microscopia de fluorescência e de siARN marcado com fluorescência ou um plasmídeo que codifica a GFP. Principalmente a causa é um siRNA ou plasmídeo de DNA ineficiente. Sob estas circunstâncias deve considerar-se a aumentar a quantidade de siRNA (até 2-3 ug) ouo plasmídeo de ADN (até 1-2 mg) ou a utilização de um siRNA ou vector de expressão diferente, se disponível. Alternativamente, os resultados satisfatórios podem também ser conseguido através da utilização de uma associação de várias diferentes siRNAs dirigidos contra o mesmo alvo. Além disso, as experiências de cursos de tempo pode ser necessário determinar com precisão o período de efeito máximo, o qual é geralmente atingido após 24 a 72 h após a transfecção. Para além da transfecção por electroporação, existem ainda as técnicas bem estabelecidas para a transfecção de células de mamíferos. Frequentemente são utilizados sistemas de agentes de transfecção químicas que podem formar complexos com o ácido nucleico de carga e, em seguida, facilitar o transporte para as células. Os reagentes mais usados ​​são ou baseados em diferentes espécies de lípidos, ou pode ser escolhido a partir de um número de polímeros catiónicos 3. Para tanto se aproxima de uma variada seleção está disponível comercialmente. Estes reagentes de transfecção oferecem a vantagem de que eles são geralmenteé fácil de usar, não exigem muito tempo, e trabalhar com células aderentes, bem como, eliminando assim a necessidade de destacamento. Infelizmente, os macrófagos são bastante difíceis de transfectar por estes métodos como eles não proliferam significativamente in vitro e possuem mecanismos de defesa contra ADN citosólica externa 13-15. Assim, as abordagens química transfecção resultam frequentemente numa diminuição acentuada da viabilidade celular. No entanto, como mostrado na Figura 2, há agentes de transfecção químicos que podem ser transferidos com sucesso siRNA em macrófagos, mas como citometria de fluxo (Figura 2A) e de microscopia de fluorescência (Figura 2B) as análises indicam que eles não conseguem atingir a mesma distribuição homogénea de siRNA dentro das células como obtido por Nucleofection. Na verdade, os dados de citometria de fluxo indicam que duas populações diferentes de células transfectadas ocorrer, em primeiro lugar, com uma população semelhante de fluorescência que as células após Nucleofection é detectado e em segundo lugar, há uma população com mais intensa fluorescência. Confirmação definitiva ainda é necessário, mas supõe-se que a primeira população é na microscopia de fluorescência idênticas às células que apresentam uma distribuição homogénea de siRNA fluorescente dentro do citoplasma, enquanto a segunda população susceptível corresponde às células com aglomerados muito brilhantes. Os dados da citometria de fluxo mostrado na Figura 2A resultados sugerem que Nucleofection em menos de siRNA por célula do que a abordagem alternativa lipofecção. No entanto, os dados da Figura 3 mostra que, mesmo a quantidade comparativamente pequena de siRNA incorporada por Nucleofection já é suficiente para 80 a 90% knockdown do gene alvo. Portanto, o montante adicional de siRNA incorporado pela segunda população após transfecção química é muito provável excedente e é, portanto, mais propensos a causar efeitos colaterais indesejáveis ​​do que para aumentar ainda mais a eficiência knockdown. Além de queformação de aglomerados intracelulares já é em si mesmo indesejável uma vez que estas moléculas não são siRNA provavelmente funcional ou, pelo menos, menos eficiente do que as moléculas de siRNA livres e pode causar efeitos fora do alvo. Além disso, a verdadeira natureza destes aglomerados ainda não está clara. É possível que estes pontos brilhantes representam endossomas, indicando que o siARN foi internalizada pelas células mas, subsequentemente, soltar a partir dos endossomas falhou e o siRNA permanece presa e, por conseguinte, ineficazes. Em alternativa, os pontos podem ser aglomerados que são formadas intracelularmente. Avaliações funcionais da transfecção química estão pendentes, portanto, não há indicações definitivas sobre a eficiência knockdown pode ser feito, no entanto, ainda a existência de duas populações distintas já é desfavorável, pois isso significa que todos os resultados descrevem a média de ambas as populações, este, portanto, não corresponde à quer das populações. Por essa razão é Nucleofection a abordagem superior. <p class = &quot;jove_content&quot;&gt; No entanto, há também limitações ao processo de transfecção descrito aqui. Uma vez que as células têm que estar em suspensão em células aderentes Nucleofection precisa ser desmontada, o que apresenta um factor de stress adicional para as células. Além disso, todo o protocolo é bastante moroso. Desde transfecções não podem ser realizadas simultaneamente, mas tem que ser realizada rapidamente, a fim de evitar os danos celulares, o número de amostras seja limitada a cerca de 8-10 por experiência. Assim, esse protocolo não é adequado para projetos de rastreio de elevada capacidade. Para aplicações de alto rendimento diferentes sistemas Nucleofector estão disponíveis. Em primeiro lugar, existe o sistema 4D-Nucleofector que proporciona um formato de tira 16 bem. Para ainda maior rendimento, há o sistema de transporte de 96 poços e 384 poços sistema HT Nucleofector. No entanto, como estes sistemas mais recentes trabalham com eletrodos de Polímeros Condutores em vez de alumínio e, portanto, condições elétricas, ou seja, programas e composition de solução Nucleofector, ter mudado de acordo, ele precisa ser determinado se o nosso protocolo pode ser transferida para esses sistemas. No entanto, apesar destas limitações do protocolo apresentado aqui se obter uma transfecção eficaz e fiável de células THP-1, que é superior a todas as outras abordagens não virais. Este protocolo permite a investigação dos efeitos de expressão genética alterada, em células THP-1, que em todos os outros aspectos diferenciam e segregam, normalmente e, portanto, mostram como pequenos efeitos secundários de transfecção quanto possível.

Entre os componentes celulares do sistema imunitário humano, os macrófagos são de grande importância para a resposta imune inata. Suas tarefas são diversas; eles estão envolvidos na fagocitose de agentes patogénicos e material necrótico, estes desempenham um papel importante na homeostase de tecido e produzem e segregam um grande número de citocinas para regular e orquestrar a resposta imune 1. Portanto, os macrófagos são integralmente envolvido em muitos processos fisiológicos e condições fisiopatológicas. Devido à diversidade das suas tarefas, os macrófagos são um tipo de célula muito heterogênea e multifacetada. Isto é conseguido por diferentes polarizações; dependendo macrófagos estímulos externos podem se desenvolver em diferentes fenótipos 2. Variabilidade e o impacto dos macrófagos na resposta imune torná-los objeto de pesquisa muito interessante. A fim de elucidar seu metabólica complexa e funções de regulação, macrófagos apropriado modelos in vitro são required que refletem corretamente heterogeneidade macrófagos e variabilidade. A transfecção de células com vectores de DNA plasmídeo ou pequenos RNAs de interferência (siRNAs), a fim de alterar a expressão genética celular tornou-se uma ferramenta amplamente utilizada e poderosa em biologia celular para investigar tanto a regulação gênica e função do gene. Atualmente existe uma grande variedade de diferentes ferramentas disponíveis para a transfecção de células eucarióticas. Estas ferramentas incluem a aplicação de vectores virais, métodos mecânicos (tais como pistolas de genes), as abordagens químicas (que dependem de polímeros ou lípidos que podem formar complexos com os ácidos nucleicos), e electroporação de células 3. Todas estas abordagens têm as suas vantagens e desvantagens e escolher o mais adequado a partir desta matriz ampla para um tipo específico de célula e de aplicação pode ser um processo difícil e de consumir tempo. Os macrófagos são notoriamente difíceis de transfectar transfe como quase todos bem estabelecidaabordagens ction reduzir drasticamente viabilidade &#39;macrófagos ou interferir com o seu comportamento, ou seja, a diferenciação e em particular de polarização. Portanto, apresentamos aqui um protocolo eficiente, não-viral para transf humanos THP-1 macrófagos utilizando a tecnologia Nucleofector baseada em eletroporação, o que representa uma abordagem eletroporação otimizado exigindo quantidades reduzidas de DNA. Nucleofection é bem adequado para as células sensíveis, tais como monócitos e macrófagos. Este protocolo é uma adaptação de versões publicadas anteriormente 4,5. Em resumo, de forbol 12-miristato 13-acetato (PMA) é utilizada para diferenciar humanos Monócitos THP-1 durante 48 horas em macrófagos prematuros antes da transfecção com DNA de plasmídeo ou de siRNA. Para a transfecção os macrófagos predifferentiated são separadas enzimaticamente por tratamento Accutase eu. A transfecção é realizada usando um dispositivo Nucleofector 2b para electroporação das células. Após a transfecção, diferemciação é continuada durante mais de 24 a 48 horas, conforme necessário. Finalmente, os macrófagos maduros transfectadas são incubadas com diferentes tipos de compostos para estudos funcionais. Esta abordagem permite a transfecção de linhas de células humanas, tais como THP-1, monócitos e macrófagos, e tem sido aplicada com êxito no passado 6-10. Em contraste com a maioria dos métodos de transfecção química, o nosso procedimento Nucleofection modificada usando macrófagos prematura produz altas eficiências de transfecção em combinação com a viabilidade das células intactas, sem a necessidade de utilizar vectores virais ou adicionar novos compostos veiculares com efeitos secundários desconhecidos. Além disso, os macrófagos retêm o seu potencial para a diferenciação assim como a polarização, permitindo, assim, as investigações funcionais desimpedidos 11 a seguir à transfecção. Além disso, o meio de cultura de células aplicado após Nucleofection influencia fortemente estudos funcionais seguinte transfection; em particular, a capacidade dos macrófagos para a polarização pode ser influenciada pelo tipo de meio de cultura aplicadas. Aqui quatro diferentes tipos de meios de cultura celular (IMDM, X-VIVO 20, LGM3 e do rato T celular médio Nucleofector) foram testados em condições desativando usando interleucina (IL) 10 Usando THP-1 macrófagos, observamos que a resposta das células de IL10 é mais forte quando o meio celular Nucleofector rato T é utilizado em comparação com os outros meios de cultura acima mencionados. Estes resultados demonstram que a optimização adequada de todas as condições de cultura de células é essencial para a transfecção bem sucedida de estudos funcionais subsequentes und como estas podem melhorar significativamente os resultados experimentais. Como os macrófagos estão envolvidos em várias doenças humanas, muita pesquisa está focada em elucidar o comportamento dos macrófagos, bem como mecanismos reguladores que influenciam macrófagos ou por sua vez controlados por macrófagos. Portanto, este protocolo é de relevância emmuitas áreas de investigação diferentes.

<table><tbody><tr><td>Accutase I</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A6964</td><td></td></tr><tr><td>Amino acids, nonessential</td><td>PAA</td><td>M11-003</td><td></td></tr><tr><td>Centrifuge tubes (15 ml)</td><td>TPP</td><td>TPP91015</td><td></td></tr><tr><td>Fetal calf serum (FCS gold)</td><td>PAA</td><td>A15-151</td><td></td></tr><tr><td>Human Monocyte Nucleofector Kit</td><td>Lonza</td><td>VPA-1007</td><td>Contains Nucleofector Solution, cuvettes, and Pasteur pipettes</td></tr><tr><td>Human serum off the clot</td><td>Lonza</td><td>C11-020</td><td></td></tr><tr><td>Isove&#039;s Modified Dulbecco&#039;s Medium (IMDM) with 25 mM HEPES and 25 mM L-glutamine</td><td>Lonza</td><td>12-722F</td><td></td></tr><tr><td>Lymphocyte Growth Medium 3 (LGM3)</td><td>Lonza</td><td>CC-3211</td><td></td></tr><tr><td>Mouse T Cell Nucleofector Medium</td><td>Lonza</td><td>VZB-1001</td><td></td></tr><tr><td>Nucleofector 2b</td><td>Lonza</td><td>AAD-1001</td><td></td></tr><tr><td>Penicillin / streptomycin / L-glutamine (100x)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>G1146</td><td></td></tr><tr><td>Phorbol 12-myristate 13-acetate (PMA)</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP685</td><td></td></tr><tr><td>Roswell Park Memorial Institute 1640 Medium (RPMI 1640)</td><td>PAA</td><td>E15-840</td><td></td></tr><tr><td>siRNA / plasmid</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sodium pyruvate (100 mM)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S8636</td><td></td></tr><tr><td>THP-1 human leukemia monocytes</td><td>CLS</td><td>300356</td><td></td></tr><tr><td>Tissue culture flasks (75 cm&amp;sup2;; 150 cm&amp;sup2;)</td><td>TPP</td><td>TPP90076/TPP90151</td><td></td></tr><tr><td>Tissue culture plates (6-well; 12-well)</td><td>TPP</td><td>TPP92406/TPP92012</td><td></td></tr><tr><td>Tubes (1.5 ml)</td><td>StarLab</td><td>S 1615-5500</td><td></td></tr><tr><td>Water (nuclease-free) or appropriate siRNA/plasmid buffer</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>X-Vivo 20 with gentamycin</td><td>Lonza</td><td>BE04-448Q</td><td></td></tr><tr><td>&amp;beta;-Mercaptoethanol</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>M3148</td><td></td></tr></tbody></table>

highly efficient transfection of human thp-1 macrophages by nucleofection

Os macrófagos, como os jogadores-chave da resposta imune inata, estão no foco da pesquisa lidando com homeostase do tecido ou várias patologias. A transfecção com siRNA e DNA plasmídeo é uma ferramenta eficiente para o estudo de sua função, mas a transfecção de macrófagos não é uma questão trivial. Embora muitas abordagens diferentes para a transfecção de células eucarióticas estão disponíveis, apenas alguns permitem transfecção eficiente e confiável de macrófagos, mas reduziu a vitalidade celular e comportamento das células severamente alterada como capacidade diminuída para a diferenciação ou polarização são freqüentemente observadas. Por conseguinte, um protocolo de transfecção é exigido que seja capaz de transferir siRNA e o DNA de plasmídeo em macrófagos, sem causar efeitos secundários graves, permitindo, assim, a investigação do efeito do siRNA ou plasmídeo no contexto do comportamento celular normal. O protocolo aqui apresentado fornece um método para a transfecção de forma fiável e eficiente humanos THP-1 e macrófagos monocytes com vitalidade celular elevada, alta eficiência de transfecção, e efeitos mínimos sobre o comportamento das células. Esta abordagem baseia-se Nucleofection eo protocolo foi otimizado para manter a capacidade máxima para a ativação de células após a transfecção. O protocolo é adequado para células aderentes após a separação, bem como células em suspensão, e pode ser usado para pequenas e médias números de amostra. Assim, o presente método é útil para investigar os efeitos reguladores do gene durante a diferenciação de macrófagos e de polarização. Além de apresentar os resultados que caracterizam macrófagos transfectados acordo com este protocolo, em comparação com um método químico alternativo, o impacto da cultura de células de seleção médio após transfecção no comportamento das células também é discutida. Os dados apresentados indicam a importância de validar a selecção de diferentes configurações experimentais.

Usando este protocolo para a transfecção de células THP-1 com ARNsi macrófagos normalmente atingir taxas de transfecção de 90% acima sem redução significativa da vitalidade celular. Figura 1 mostra os dados representativos que caracterizam o estado das células 24 horas após a transfecção com siARN marcado com fluorescência contra o não-transfectadas controle, que não foram tratados com reagentes Nucleofection e pulso ou siRNA, mas recebeu todas as mudanças de meios de cultura como amostras transfectadas. Na Figura 1A a morfologia celular é mostrada de acordo com a medição de citometria de fluxo. As imagens microscópicas são mostrados na Figura 1B Figuras 1C e 1D representam as baixas taxas de apoptose (controle: 1,5%; Nucleofection: 5,4%). E necrose (controle: 2,0%; Nucleofection: 3,2%), indicando a vitalidade das células afetadas. Necrose e apoptose são ligeiramente mais elevada para a amostra transfectadas como transfectadas células THP-1 são mais macrófagosdifícil de separar do que as células não transfectadas, assim, a probabilidade de danos às células durante aumentos de descolamento. Finalmente a eficiência de transfecção é apresentada na Figura 1E. Como toda a população transfectada é deslocada contra o controlo, isso indica que todas as células são transfectadas que é confirmado por imagens microscópicas de fluorescência (Figura 2B). Ambos os dados de citometria de fluxo, bem como as imagens microscópicas de fluorescência indica que todas as células são transfectadas de forma consistente com a distribuição homogénea de siRNA entre células, bem como no interior das células. Isto está em contraste com muitos reagentes de transfecção químicos, para comparação Figuras 2A e 2B mostram os respectivos dados de citometria de fluxo de fluorescência e imagens microscópicas de um agente químico de transfecção usando uma abordagem baseada em lípidos. Estes dados mostram que duas populações distintas de células transfectadas pode ser detectada. A primeira população é semelhante à das células transfectadas seguinasa Nucleofection. Eles são caracterizados por uma baixa fluorescência global e da distribuição homogénea de siRNA dentro das células. A segunda população é marcada por uma fluorescência mais intensa que se origina a partir de aglomerados intracelulares muito brilhantes de siRNA. A morfologia celular permanece inalterada para ambas as abordagens de transfecção como mostrado por contraste de interferência diferencial na Figura 2C. As transfecções usando o DNA de plasmídeo de forma eficaz o rendimento resultados semelhantes, para exemplos, consulte Robenek et al. (2009) 9 ou Xie et al. (2006) 7. A escolha do meio de cultura de células após a transfecção é de grande importância; Por conseguinte, diferentes meios de cultura de células foram testadas em comparação. Os meios de comunicação selecionados são adequados para o cultivo de células THP-1 e foram escolhidos de acordo com as recomendações da Lonza como mídia aplicável para pós-Nucleofection cultivo. Figura 3 representa o MEDIAT siRNAed knockdown eficiência usando um siRNA dirigido contra IL10RB (interleucina 10 do receptor de cadeia β) mRNA. Para todos os meios testados a expressão de IL10RB foi significativamente reduzido para cerca de 10 a 20% do nível de controlo (Figura 3). No entanto, as células transfectadas são diferentes dependendo do meio de cultura no seu potencial de polarização. THP-1 transfectadas com os macrófagos ou siRNA de controlo ou inespecífica IL10RB específicos siRNA foram cultivadas em diferentes meios, após a transfecção e tratados com IL-10. Subsequentemente, os níveis da SOCS3 gene induzida por IL-10 (supressor de sinalização citocina 3) no nível de expressão de ARNm foi medido por RT-qPCR. As diferenças entre o meio de cultura ocorre em relação à extensão da indução da expressão de mRNA SOCS3 (Figura 4), ​​as induções para cada um dos meios testados rato T celular Nucleofector Médio, LGM3, X-VIVO 20 e IMDM foram de 19,5 [17,7-21,5 ], 11,5 [8,5-15,7], 8,0 [4,6-14,2] e 7,2 [5,6-9,5] vezes, respectivamente. Aaplicação Refore do meio Nucleofector Rato T celular é vital. Além disso, as diferenças no efeito do knockdown de IL10RB na expressão SOCS3 após o tratamento de IL-10 eram observáveis, os níveis de expressão de mRNA SOCS3 foram reduzidos para 9,5 [8,8-10,3] dobra na célula do rato T médio Nucleofector, 2,1 [1,1-4,1] dobrar em LGM3, 4,8 [3,2-7,2] vezes em X-VIVO 20 e 3,3 [2,7-3,9] dobrar em IMDM. Estes valores correspondem a uma redução de expressão SOCS3 na mídia diferente a 49%, 18%, 60% e 45%, respectivamente. Redução da expressão de IL-SOCS3 induzida por 10, após a transfecção de IL10RB siRNA confirma a regulação negativa sucedida de IL10RB pela transfecção. <img alt="Figura 1" fo:content-width="3in" src="/files/ftp_upload/51960/51960fig1highres.jpg" width="300" /> Figura 1 Caracterização de THP-1 transfectadas macrófagos. O estado característico das células é afectado, como revelado por microscopia de luz e análise de citometria de fluxo de co transfectadasntrol contra células THP-1 transfectadas com os macrófagos de acordo com o protocolo apresentado. THP-1, macrófagos foram diferenciadas com 10 ng / ml de PMA durante 48 horas e transfectadas com marcado por fluorescência (Alexa 488) de controlo não específico de siRNA. 24 h depois da transfecção, quer imagens de células vivas foram tomadas (B), ou as células foram descoladas por tratamento Accutase I e analisadas por citometria de fluxo (A). A apoptose e necrose de coloração foi realizada utilizando anexina V-ficoeritrina (PE) (C) e 7-aminoactinomycin (7-AAD) (D). A eficiência de transfecção (E) foi determinada por citometria de fluxo utilizando a etiqueta fluorescente ligado ao siRNA. O sinal de fluorescência das células transfectadas (preto) é mostrado contra o sinal de controle (cinza). <a href="https://jove.unicartagenaproxy.elogim.com/files/ftp_upload/51960/51960fig1highres.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <img alt="Figura 2" fo:content-width = src &quot;4 pol&quot; = &quot;/ files / ftp_upload / 51960 / 51960fig2highres.jpg&quot; width = &quot;400&quot; /&gt; Figura 2 Comparação da distribuição intracelular de siRNA após Nucleofection contra lipofecï¿½o THP-1. Células foram diferenciadas para 48 horas de acordo com este protocolo e, em seguida transfectadas quer por Nucleofection ou por lipofecï¿½o. Os resultados apresentados foram obtidos a lipofecção, utilizando o kit Xtremegene siRNA de acordo com as recomendações do fabricante, com uma razão de carga de reagente de siRNA de 4: 1. 24 horas após a transfecção as células foram ou isolada com Accutase I para análise por citometria de fluxo ou avaliados microscopicamente com células vivas. (A) A eficiência de transfecção e da distribuição de siRNA por célula dentro da população foi determinada por citometria de fluxo utilizando a etiqueta fluorescente ligado ao siRNA, controlos sem siARN transfectadas são mostradas a cinzento, amostras transfectadas com siARN são mostrados em preto. (B) A microscopia de fluorescênciaas imagens que mostram a distribuição intracelular de siARN marcado com fluorescência (Alexa Fluor 488); a barra da escala representa 40 um. Imagem de contraste de interferência diferencial correspondente à imagem de fluorescência (C); a barra de escala representa 40 m. <a href="https://jove.unicartagenaproxy.elogim.com/files/ftp_upload/51960/51960fig2highres.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <img alt="Figura 3" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51960/51960fig3highres.jpg" width="500" /> Knockdown de IL10RB Figura 3 siRNA mediada em células THP-1 transfectadas macrófagos. THP-1 foram transfectadas com os macrófagos de acordo com o protocolo estabelecido. Após transfecção as células foram cultivadas em quatro meios de cultura, ou seja, do rato T celular médio Nucleofector (A), IMDM (B), LGM3 (C), e X-Vivo 20 (D), suplementado, tal como descrito na secção de Protocolo. Cvaras ou foram transfectadas com o controlo não específico siRNA (Ctrl) ou IL10RB específica siRNA (IL10RB). Como controles adicionais as seguintes amostras foram incluídos: controle de impulsos, ou seja. As células que sofreram transfecção na ausência de siRNA (Pulso), e um meio de controlo, ou seja. células que receberam apenas as mudanças de meios de cultura, mas permaneceu, se não tratada. 24 horas após a transfecção as células foram incubadas em meio livre de soro com ou sem 50 ng / ml de IL-10 por mais 24 horas. Expressão IL10RB foi medido por RT-qPCR; diagramas mostram a média de três experiências independentes, as barras de erro representam o erro padrão da média; * P &lt;0,05; ** P &lt;0,01; *** P &lt;0,001 vs Ctrl. <a href="https://jove.unicartagenaproxy.elogim.com/files/ftp_upload/51960/51960fig3highres.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <img alt="Figura 4" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51960/51960fig4highres.jpg" width= &quot;500&quot; /&gt; Figura 4.-dependente IL10 regulação de SOCS3 após knockdown de IL10RB transfectadas em células THP-1 macrófagos. THP-1 foram transfectadas com os macrófagos de acordo com o protocolo descrito. Após transfecção as células foram cultivadas em quatro diferentes meios de cultura de células T do rato meio Nucleofector (A), IMDM (B), LGM3 (C) e X-Vivo 20 (D) suplementado, tal como descrito na secção de Protocolo. As células foram transfectadas, quer com o controlo não específico siRNA (Ctrl) ou IL10RB específica siRNA (IL10RB). Como controlos adicionais, as seguintes amostras foram incluídos: o controlo de impulsos, isto é, as células que sofreram transfecção na ausência de siNRA (Pulso), e um meio de controlo, ou seja. células que receberam apenas as mudanças de meios de cultura, mas permaneceu, se não tratada. 24 horas após a transfecção as células foram incubadas em meio livre de soro com ou sem 50 ng / ml de IL-10 por mais 24 horas. SOCS3 expression foi medido por RT-qPCR; diagramas mostram a média de três experiências independentes, as barras de erro representam o erro padrão da média; *, # P &lt;0,05; **, ## P &lt;0,01; ***, ### P &lt;0,001 vs Ctrl e vs. Ctrl + IL-10, respectivamente. <a href="https://jove.unicartagenaproxy.elogim.com/files/ftp_upload/51960/51960fig4highres.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>

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Highly Efficient Transfection of Human THP-1 Macrophages by Nucleofection

Este protocolo apresenta um método eficaz e fiável para transfectar humanos THP-1, macrófagos com siRNA ou de ADN de plasmídeo por electroporação com alta eficiência de transfecção elevada, mantendo a vitalidade celular e capacidade total de diferenciação de macrófagos e de polarização.

A transfecção altamente eficiente de THP-1 por macrófagos humanos Nucleofection

Macrophages, as key players of the innate immune response, are at the focus of research dealing with tissue homeostasis or various pathologies. ...

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Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

46.7K visualizações.  Friedrich Schiller University Jena.  Este protocolo apresenta um método eficaz e fiável para transfectar humanos THP-1, macrófagos com siRNA ou de ADN de plasmídeo por electroporação com alta eficiência de transfecção elevada, mantendo a vitalidade celular e capacidade total de diferenciação de macrófagos e de polarização. 

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Optimized Protocol for Efficient Transfection of Dendritic Cells without Cell Maturation

Dendritic cells (DCs) can be considered sentinels of the immune system which play a critical role in its initiation and response to infection1. Detection of pathogenic antigen by na&iuml;ve DCs is through pattern recognition receptors (PRRs) which are able to recognize specific conserved structures referred to as pathogen-associated molecular patterns (PAMPS). Detection of PAMPs by DCs triggers an intracellular signaling cascade resulting in their activation and transformation to mature DCs. This process is typically characterized by production of type 1 interferon along with other proinflammatory cytokines, upregulation of cell surface markers such as MHCII and CD86 and migration of the mature DC to draining lymph nodes, where interaction with T cells initiates the adaptive immune response2,3. Thus, DCs link the innate and adaptive immune systems. 
The ability to dissect the molecular networks underlying DC response to various pathogens is crucial to a better understanding of the regulation of these signaling pathways and their induced genes. It should also help facilitate the development of DC-based vaccines against infectious diseases and tumors. However, this line of research has been severely impeded by the difficulty of transfecting primary DCs4.
Virus transduction methods, such as the lentiviral system, are typically used, but carry many limitations such as complexity and bio-hazardous risk (with the associated costs)5,6,7,8. Additionally, the delivery of viral gene products increases the immunogenicity of those transduced DCs9,10,11,12. Electroporation has been used with mixed results13,14,15, but we are the first to report the use of a high-throughput transfection protocol and conclusively demonstrate its utility.
In this report we summarize an optimized commercial protocol for high-throughput transfection of human primary DCs, with limited cell toxicity and an absence of DC maturation16. Transfection efficiency (of GFP plasmid) and cell viability were more than 50% and 70% respectively. FACS analysis established the absence of increase in expression of the maturation markers CD86 and MHCII in transfected cells, while qRT-PCR demonstrated no upregulation of IFN&beta;. Using this electroporation protocol, we provide evidence for successful transfection of DCs with siRNA and effective knock down of targeted gene RIG-I, a key viral recognition receptor16,17, at both the mRNA and protein levels.

We present our optimized high-throughput nucleofection protocol as an efficient way of transfecting primary human monocyte-derived dendritic cells with either plasmid DNA or siRNA without causing cell maturation. We further provide evidence for successful siRNA silencing of targeted gene RIG-I at both the mRNA and protein levels.

Protocolo otimizado para transfecção eficiente de células dendríticas, sem maturação das células

Dendritic cells (DCs) can be considered sentinels of the immune system which play a critical role in its initiation and response to infection1. Detection ...

Imunologia e Infecção

A TIRF Microscopy Technique for Real-time, Simultaneous Imaging of the TCR and its Associated Signaling Proteins

Signaling is initiated through the T Cell Receptor (TCR) when it is engaged by antigenic peptide fragments bound by Major Histocompatibility Complex (pMHC) proteins expressed on the surface of antigen presenting cells (APCs). The TCR complex is composed of the ligand binding TCR&alpha;&beta; heterodimer that associates non-covalently with CD3 dimers (the &#949;&delta; and &#949;&gamma; heterodimers and the &zeta;&zeta; homodimer)1. Upon engagement of the receptor, the CD3 &zeta; chains are phosphorylated by the Src family kinase, Lck. This leads to the recruitment of the Syk family kinase, Zap70, which is then phosphorylated and activated by Lck. After that, Zap70 phosphorylates the adapter proteins LAT and SLP76, initiating the formation of the proximal signaling complex containing a large number of different signaling molecules2. 
The formation of this complex eventually results in calcium and Ras-dependent transcription factor activation and the consequent initiation of a complex series of gene expression programs that give rise to T cell differentiation2. TCR signals (and the resulting state of differentiation) are modulated by many other factors, including antigen potency and crosstalk with co-stimulatory/co-inhibitory, chemokine, and cytokine receptors 3-4. Studying the spatial and temporal organization of the proximal signaling complex under various stimulation conditions is, therefore, key to understanding the TCR signaling pathway as well as its regulation by other signaling pathways.
One very useful model system to study signaling initiated by the TCR at the plasma membrane in T cells is glass-supported lipid bilayers, as described previously5-6. They can be utilized to present antigenic pMHC complexes, adhesion, and co-stimulatory molecules to T cells-serving as artificial APCs. By imaging the T cells interacting with the lipid bilayer using total internal reflection fluorescence microscopy (TIRFM), we can restrict the excitation to within 100 nm of the space between the glass and the cell surface 7-8. This allows us to image primarily the signaling events occurring at the plasma membrane. As we are interested in imaging the recruitment of signaling proteins to the TCR complex, we describe a two-camera TIRF imaging system wherein the TCR, labeled with fluorescent Fab (fragment antigen binding) fragments of the H57 antibody (purified from hybridoma H57-597, ATCC, ATCC Number:HB-218) which is specific for TCR&beta;, and signaling proteins, tagged with GFP, may be imaged simultaneously and in real time. This strategy is necessary due to the highly dynamic nature of both the T cells and of the signaling events that are occurring at the TCR. This imaging modality has allowed researchers to image single ligands 9-11 as well as recruitment of signaling molecules to activated receptors and is an excellent system to study biochemistry in-situ12-16.

The compartmentalization of proteins either within the plasma membrane or into intracellular locations is one regulatory mechanism that can greatly influence signaling outcomes; hence, to understand signaling it is important to study the spatial and temporal behavior of the proteins involved. We describe here a TIRF microscopy based system to study signal transduction in T cells, but is broadly applicable.

A técnica de microscopia TIRF para imagens em tempo real, simultâneo da TCR e seus associados proteínas sinalizadoras

Signaling is initiated through the T Cell Receptor (TCR) when it is engaged by antigenic peptide fragments bound by Major Histocompatibility Complex ...

piggyBac Transposon System Modification of Primary Human T Cells

The piggyBac transposon system is naturally active, originally derived from the cabbage looper moth1,2. This non-viral system is plasmid based, most commonly utilizing two plasmids with one expressing the piggyBac transposase enzyme and a transposon plasmid harboring the gene(s) of interest between inverted repeat elements which are required for gene transfer activity. PiggyBac mediates gene transfer through a "cut and paste" mechanism whereby the transposase integrates the transposon segment into the genome of the target cell(s) of interest. PiggyBac has demonstrated efficient gene delivery activity in a wide variety of insect1,2, mammalian3-5, and human cells6 including primary human T cells7,8. Recently, a hyperactive piggyBac transposase was generated improving gene transfer efficiency9,10.
Human T lymphocytes are of clinical interest for adoptive immunotherapy of cancer11. Of note, the first clinical trial involving transposon modification of human T cells using the Sleeping beauty transposon system has been approved12. We have previously evaluated the utility of piggyBac as a non-viral methodology for genetic modification of human T cells. We found piggyBac to be efficient in genetic modification of human T cells with a reporter gene and a non-immunogenic inducible suicide gene7. Analysis of genomic integration sites revealed a lack of preference for integration into or near known proto-oncogenes13. We used piggyBac to gene-modify cytotoxic T lymphocytes to carry a chimeric antigen receptor directed against the tumor antigen HER2, and found that gene-modified T cells mediated targeted killing of HER2-positive tumor cells in vitro and in vivo in an orthotopic mouse model14. We have also used piggyBac to generate human T cells resistant to rapamycin, which should be useful in cancer therapies where rapamycin is utilized15.
Herein, we describe a method for using piggyBac to genetically modify primary human T cells. This includes isolation of peripheral blood mononuclear cells (PBMCs) from human blood followed by culture, gene modification, and activation of T cells. For the purpose of this report, T cells were modified with a reporter gene (eGFP) for analysis and quantification of gene expression by flow cytometry.
PiggyBac can be used to modify human T cells with a variety of genes of interest. Although we have used piggyBac to direct T cells to tumor antigens14, we have also used piggyBac to add an inducible safety switch in order to eliminate gene modified cells if needed7. The large cargo capacity of piggyBac has also enabled gene transfer of a large rapamycin resistant mTOR molecule (15 kb)15. Therefore, we present a non-viral methodology for stable gene-modification of primary human T cells for a wide variety of purposes.

piggyBac Transposon System Modification of Primary Human T Cells

We describe a method to genetically modify primary human T cells with a transgene using the non-viral piggyBac transposon system. T cells modified to using the piggyBac transposon system exhibit stable transgene expression.

piggyBac modificação do sistema Transposon de células T primárias Humanos

The piggyBac transposon system is naturally active, originally derived from the cabbage looper moth1,2. This non-viral system is plasmid based, most ...

Using RNA-interference to Investigate the Innate Immune Response in Mouse Macrophages

Macrophages are key phagocytic innate immune cells. When macrophages encounter a pathogen, they produce antimicrobial proteins and compounds to kill the pathogen, produce various cytokines and chemokines to recruit and stimulate other immune cells, and present antigens to stimulate the adaptive immune response. Thus, being able to efficiently manipulate macrophages with techniques such as RNA-interference (RNAi) is critical to our ability to investigate this important innate immune cell. However, macrophages can be technically challenging to transfect and can exhibit inefficient RNAi-induced gene knockdown. In this protocol, we describe methods to efficiently transfect two mouse macrophage cell lines (RAW264.7 and J774A.1) with siRNA using the Amaxa Nucleofector 96-well Shuttle System and describe procedures to maximize the effect of siRNA on gene knockdown. Moreover, the described methods are adapted to work in 96-well format, allowing for medium and high-throughput studies. To demonstrate the utility of this approach, we describe experiments that utilize RNAi to inhibit genes that regulate lipopolysaccharide (LPS)-induced cytokine production.

In this protocol, we describe methods to efficiently transfect murine macrophage cell lines with siRNAs using the Amaxa Nucleofector 96-well Shuttle System, stimulate the macrophages with lipopolysaccharide, and monitor the effects on inflammatory cytokine production.

Usando RNA-interferência para investigar a imunitário inatas de resposta em macrófagos

Macrophages are key phagocytic innate immune cells.  When macrophages encounter a pathogen, they produce antimicrobial proteins and compounds to kill the ...

Small RNA Transfection in Primary Human Th17 Cells by Next Generation Electroporation

CD4+ T cells can differentiate into several subsets of effector T helper cells depending on the surrounding cytokine milieu. Th17 cells can be generated from na&#239;ve CD4+ T cells in vitro by activating them in the presence of the polarizing cytokines IL-1&#946;, IL-6, IL-23, and TGF&#946;. Th17 cells orchestrate immunity against extracellular bacteria and fungi, but their aberrant activity has also been associated with several autoimmune and inflammatory diseases. Th17 cells are identified by the chemokine receptor CCR6 and defined by their master transcription factor, ROR&#947;t, and characteristic effector cytokine, IL-17A. Optimized culture conditions for Th17 cell differentiation facilitate mechanistic studies of human T cell biology in a controlled environment. They also provide a setting for studying the importance of specific genes and gene expression programs through RNA interference or the introduction of microRNA (miRNA) mimics or inhibitors. This protocol provides an easy to use, reproducible, and highly efficient method for transient transfection of differentiating primary human Th17 cells with small RNAs using a next generation electroporation device.

Next generation electroporation is an efficient method for transfecting human Th17 cells with small RNAs to alter gene expression and cell behavior.

RNA pequeno Transfecção em células primárias Th17 humano por Next Generation electroporação

CD4+ T cells can differentiate into several subsets of effector T helper cells depending on the surrounding cytokine milieu. Th17 cells can be generated ...

Highly Efficient Transfection of Primary Macrophages with In Vitro Transcribed mRNA

Macrophages are phagocytic cells specialized in detecting molecules of non-self origin. To this end, they are equipped with a large array of pattern recognition receptors (PRRs). Unfortunately, this also makes macrophages particularly challenging to transfect as the transfection reagent and the transfected nucleic acids are often recognized by the PRRs as non-self. Therefore, transfection often results in macrophage activation and degradation of the transfected nucleic acids or even in suicide of the macrophages. Here, we describe a protocol that allows highly efficient transfection of murine primary macrophages such as peritoneal macrophages (PM) and bone marrow-derived macrophages (BMDM) with mRNA in vitro transcribed from DNA templates such as plasmids. With this simple protocol, transfection rates of about 50-65% for PM and about 85% for BMDM are achieved without cytotoxicity or immunogenicity observed. We describe in detail the generation of mRNA for transfection from DNA constructs such as plasmids and the transfection procedure.

Macrophages, especially primary macrophages, are challenging to transfect as they specialize in detecting molecules of non-self origin. We describe a protocol that allows highly efficient transfection of primary macrophages with mRNA generated from DNA templates such as plasmids.

Transfecção altamente eficiente de macrófagos primários com mRNA Transcrito in vitro

Macrophages are phagocytic cells specialized in detecting molecules of non-self origin. To this end, they are equipped with a large array of pattern ...

Transfecting RAW264.7 Cells with a Luciferase Reporter Gene

Transfection of desired genetic materials into cells is an inevitable procedure in biomedical research studies. While numerous methods have been described, certain types of cells are resistant to many of these methods and yield low transfection efficiency1, potentially hindering research in those cell types. In this protocol, we present an optimized transfection procedure to introduce luciferase reporter genes as a plasmid DNA into the RAW264.7 macrophage cell line. Two different types of transfection reagents (lipid-based and polyamine-based) are described, and important notes are given throughout the protocol to ensure that the RAW264.7 cells are minimally altered by the transfection procedure and any experimental data obtained are the direct results of the experimental treatment. While transfection efficiency may not be higher compared to other transfection methods, the described procedure is robust enough for detecting luciferase signal in RAW264.7 without changing the physiological response of the cells to stimuli.

Transfection into the macrophage cell line, RAW264.7, is difficult due to the cell&#8217;s natural response against foreign materials. We described here a gentle yet robust procedure for transfecting luciferase reporter genes into RAW264.7 cells.

RAW264.7 transfecção de células com um gene repórter de luciferase

Transfection of desired genetic materials into cells is an inevitable procedure in biomedical research studies. While numerous methods have been ...

Biologia

Electroporation-Based CRISPR-Cas9-Mediated Gene Knockout in THP-1 Cells and Single-Cell Clone Isolation

The human acute monocytic leukemia (AML) THP-1 cell line is widely used as a model to study the functions of human monocyte-derived macrophages, including their interplay with significant human pathogens such as the human immunodeficiency virus (HIV). Compared to other immortalized cell lines of myeloid origin, THP-1 cells retain many intact inflammatory signaling pathways and display phenotypic characteristics that more closely resemble those of primary monocytes, including the ability to differentiate into macrophages when treated with phorbol-12-myristate 13-acetate (PMA). The use of CRISPR-Cas9 technology to engineer THP-1 cells through targeted gene knockout (KO) provides a powerful approach to better characterize immune-related mechanisms, including virus-host interactions. This article describes a protocol for efficient CRISPR-Cas9-based engineering using electroporation to deliver pre-assembled Cas9:sgRNA ribonucleoproteins into the cell nucleus. Using multiple sgRNAs targeting the same locus at slightly different positions results in the deletion of large DNA fragments, thereby increasing editing efficiency, as assessed by the T7 endonuclease I assay. CRISPR-Cas9-mediated editing at the genetic level was validated by Sanger sequencing followed by Inference of CRISPR Edits (ICE) analysis. Protein depletion was confirmed by immunoblotting coupled with a functional assay. Using this protocol, up to 100% indels in the targeted locus and a decrease of over 95% in protein expression were achieved. The high editing efficiency makes it convenient to isolate single-cell clones by limiting dilution.

The THP-1 cell line is widely used as a model to investigate the functions of human monocytes/macrophages across various biology-related research areas. This article describes a protocol for efficient CRISPR-Cas9-based engineering and single-cell clone isolation, enabling the production of robust and reproducible phenotypic data.

Nocaute de gene mediado por CRISPR-Cas9 baseado em eletroporação em células THP-1 e isolamento de clone de célula única

The human acute monocytic leukemia (AML) THP-1 cell line is widely used as a model to study the functions of human monocyte-derived macrophages, including ...

Expression of Fluorescent Fusion Proteins in Murine Bone Marrow-derived Dendritic Cells and Macrophages

Dendritic cells and macrophages are crucial cells that form the first line of defense against pathogens. They also play important roles in the initiation of an adaptive immune response. Experimental work with these cells is rather challenging. Their abundance in organs and tissues is relatively low. As a result, they cannot be isolated in large numbers. They are also difficult to transfect with cDNA constructs. In the murine model, these problems can be partially overcome by in vitro differentiation from bone marrow progenitors in the presence of M-CSF for macrophages or GM-CSF for dendritic cells. In this way, it is possible to obtain large amounts of these cells from very few animals. Moreover, bone marrow progenitors can be transduced with retroviral vectors carrying cDNA constructs during early stages of cultivation prior to their differentiation into bone marrow derived dendritic cells and macrophages. Thus, retroviral transduction followed by differentiation in vitro can be used to express various cDNA constructs in these cells. The ability to express ectopic proteins substantially extends the range of experiments that can be performed on these cells, including live cell imaging of fluorescent proteins, tandem purifications for interactome analyses, structure-function analyses, monitoring of cellular functions with biosensors and many others. In this article, we describe a detailed protocol for retroviral transduction of murine bone marrow derived dendritic cells and macrophages with vectors coding for fluorescently-tagged proteins. On the example of two adaptor proteins, OPAL1 and PSTPIP2, we demonstrate its practical application in flow cytometry and microscopy. We also discuss the advantages and limitations of this approach.

In this article, we provide a detailed protocol for the expression of fluorescent fusion proteins in murine bone marrow derived dendritic cells and macrophages. The method is based on the transduction of bone marrow progenitors with retroviral constructs followed by differentiation into macrophages and dendritic cells in vitro.

Expressão de proteínas da fusão fluorescente em murino derivadas da medula óssea as células dendríticas e macrófagos

Dendritic cells and macrophages are crucial cells that form the first line of defense against pathogens. They also play important roles in the initiation ...

Transfecting Primary Macrophages with Modified mRNA

Source: Herb, M. et al., <a href="https://appjove.unicartagenaproxy.elogim.com/v/60143">Highly Efficient Transfection of Primary Macrophages with In Vitro Transcribed mRNA.</a> J. Vis. Exp. (2019)
This video demonstrates the process of transfecting primary macrophages with modified mRNA encoding green fluorescent protein. These modified mRNAs, designed to reduce immunogenicity and improve its stability, ensure the successful transfection and subsequent expression of green fluorescent proteins, which is confirmed through fluorescence microscopy.