Name: a drosophila in vivo injury model for studying neuroregeneration in the peripheral and central nervous system
Uploaded: 2018-05-05T14:30:00.000+00:00
Duration: 9 min 55 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about A Drosophila In Vivo Injury Model for Studying Neuroregeneration in the Peripheral and Central Nervous System at JoVE.com

우리는 기술 지원에 대 한 제시카 Goldshteyn 감사합니다. 노래 랩에서 일 NIH 그랜트 R00NS088211, 그리고 지적 및 발달 장애 연구 센터 (IDDRC) 새로운 프로그램 개발 수상에 의해 자금이 다.

1입니다. 문화 접시와 병의 준비
<ol><li>포도 주스 한 천 배지 준비<ol>
<li>비 커와 일시적으로 agar 완전히 녹아 때까지 저 어 약 4-5 분 동안 전자 레인지에 한 천 분말, 200ml 포도 주스와 192 mL ddH2O 10 g를 추가 합니다.</li>
		<li>약 60 ° c 솔루션 진정 연기 후드, 4.2 mL 95% 에탄올과 4.0 mL 빙 초 산을 추가 합니다. 잘 ddH2오 믹스 400 mL에 솔루션의 전체 볼륨을 조정 합니다.</li>
		<li>각 35 m m 플레이트에 대 한 솔루션의 약 2-3 mL를 추가 합니다. 400 mL 포도 주스 한 천 해결책의 총 약 120-150 번호판을 확인 합니다.</li>
		<li>진정 하 판이 고 공고히 한 솔루션 10 분 기다립니다. 한 천 배지 각자 밀봉된 애 가방에 포도 주스를 포장 하 고 나중에 사용할 4 ° C에서 저장.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Drosophila 문화 병의 준비<ol>
<li>블레이드를 사용 하 여 초파리 문화 병의 1 개의 벽에 1.5 c m 측면 길이 삼각 구멍 펀치와 환기에 대 한 면의 2-2.5 cm 직경 공 구멍을 채우십시오.</li>
		<li>효 모 반죽의 0.5 c m3 에 대 한 보충 포도 주스 한 천 배지와 병을 연결 합니다.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2입니다. 초파리 애벌레의 수집
<ol><li>성인 파리의 십자가를 설정합니다<ol>
<li>장소 10 처녀 암컷과 5 남성 성인 문화 병 포도 주스 한 천 배지와 연결에 함께 난다.</li>
		<li>병 바닥까지 25 ° C에서 되도록 놓습니다 포도 주스 한 접시에 알을 낳는 것 이다 파리. 하루에 적어도 한 번 효 모 반죽과 접시를 변경 합니다. 균질 성 발달 단계의 애벌레의 수확을 허용, 2-h 컬렉션 기간에 대 한 20 개 이상의 처녀 여성 및 10 남성 2.1.1 단계에서 시작 합니다.</li>
		<li>0.5% 프로 산 성 솔루션에 배어와 젖은 조직, 예를 들어 60 mm 페 트리 접시에 25 ° C에서 격판덮개 문화. 산소 흐름을 차단 하지 않습니다 있도록 조직 정렬. 참고: 프로 산 솔루션 접시에 습도 유지 하 고 곰 팡이의 성장을 피하기 위해 사용 됩니다.</li>
	</ol>
</li>
	<li>특정 나이의 애벌레를 수확<ol>
<li>효 모 반죽 없이 새로운 포도 주스 한 접시에 원하는 단계, 예를 들어 2nd 3rd 탈피 애벌레 (AEL) 누워 계란 후 48-72 h에 애벌레를 전송 집게의 쌍을 사용 합니다.</li>
		<li>누 룩에서에서 제거 애벌레의 피부 하 여 레이저 axotomy 및 이미징 효 잠재적인 방해에서 방지 하기 위해 새로운 접시에 주변 탐색 합니다. 또는, PBS의 접시에 그들을 세척 하 고 티슈 페이퍼의 조각에 잠시 건조 하 여 애벌레 청소 철저 하 게.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. 2-광자 부상과 Confocal 영상
<ol><li>현미경 설치 참고: 두 광자 레이저 스캔 현미경 confocal 레이저는이 실험을 위해 사용 되었다 하지만 해당 설치 다른 시스템도 충분 합니다. 두 광자 레이저 (930 nm) 부상과 아르곤 레이저를 전달 하기 위해 사용 되었다 (488 nm) GFP의 confocal 영상을 위해 사용 되었다.<ol>
<li>각 세션의 시작 부분에서 2 광자 레이저 / confocal laser(s)와 현미경 설정. 이미징 소프트웨어를 엽니다.</li>
		<li>930에서 2 광자 레이저 GFP를 이미징에 대 한 다음 매개 변수를 설정 하는 2 광자 부상, nm (1950 mW).<ol>
<li>라인 스캔 모드를 선택 합니다. 줄곧 pinhole을 엽니다. ~ 20%에 레이저 강도 증가 (390 mW).</li>
			<li>프레임 스캔으로 512 x 512를 선택 합니다. 최대 스캐닝 속도 (일반적으로 0.77 µs에 픽셀 유지 시간)를 사용 합니다. 평균 수는 1 비트 깊이 8 비트 확인 합니다.</li>
			<li>하 ~ 750, 고 0 오프셋 설정된 얻을.</li>
			<li>2 P GFP 930 제거를 쉽게 허용으로 실험 프로토콜 재사용 미래에이 사전 설정 저장 실험.</li>
		</ol>
</li>
		<li>488에 아르곤 레이저 GFP를 이미징에 대 한 다음 매개 변수를 설정 하는 confocal 영상, 대 한 뉴 멕시코:<ol>
<li>인수 탭 그리고 Z-스택을 선택 합니다.</li>
			<li>"레이저"에서 488 nm의 아르곤 레이저의 전원을 켭니다.</li>
			<li>채널선택 488 m m 레이저, 레이저 파워 5-10%를 증가 이동 합니다. Pinhole에 대 한 1-2 공기 단위 (AU)를 사용 합니다. 650에 이득을 조정 합니다.</li>
			<li>획득 모드에서 프레임 스캔으로 1024 x 1024를 선택, 최대 검색 속도, 2의 평균 수 8 비트의 비트 심도 사용 하 여.</li>
			<li>GFP 이미징이 미리 설정된 실험 프로토콜을 저장 합니다.</li>
		</ol>
</li>
	</ol></li>
	<li>애벌레 마 취 diethyl 에테르와 장착<ol>
<li>증기 두건에서 15 cm 플라스틱 페 트리 접시에에서 60-m m 유리 접시를 놓습니다. 배 고 누워 유리 접시의 바닥에 휴지 조각 다음 조직에 포도 주스 한 접시를 놓습니다. 유리 그릇에 휴지가 젖 었는 접시에 남아 있는 액체 에테르의 레이어는 포인트 diethyl 에테르를 추가 합니다. 항상 뚜껑을 유지.</li>
		<li>준비 halocarbon의 한 방울을 유리 슬라이드 중앙에 27 오일. 4 관광 명소는 coverslip 지원 슬라이드의 네 모퉁이에 진공 그리스의 추가 합니다.</li>
		<li>집게를 사용 하 여 청소 유 충 데리 러와 60 m m 유리 접시에 한 접시에 그것을 배치. 유리 접시의 뚜껑을 커버 하 고 유 충 이동 중지 될 때까지 기다립니다. PNS 부상/이미징, 유 충을 꺼내 꼬리 중지 꿈 틀 자 마자. CNS에 대 한 전체 애벌레 움직이지 않는, 될 때까지 기다릴 특히 머리 세그먼트. 참고: 에테르 노출의 타이밍은 중요 합니다. 토론을 참조 하십시오.</li>
		<li>신중 하 게 마 취 유 충을 선택 하 고 슬라이드에 halocarbon 오일 방울 머리 똑바로 장소. 슬라이드 위에 coverslip을 추가 합니다. 부드러운 압력을 사용 하 여 때까지 유 충 (그림 1A)를만 지는 coverslip에 밀어.</li>
		<li>그는 신경/축 삭/모 수석의 현미경 렌즈에 가까운 위쪽에 왼쪽 이나 오른쪽, 애벌레를 향해 coverslip을 부드럽게 눌러 유 충의 위치를 조정 합니다.</li>
		<li>모두는 tracheas 표시 되도록 PNS 부상, 유 충 등 사이드를 탑재 합니다. 다음 클래스 III 다 신경 축 삭 (그림 1B 및 1 C), 클래스 4 다 신경 축 삭 (그림 1B , 1E), 부상에 대 한 90도 또는 ~ 30 클래스 IV 다 신경 모 수석 (부상도 부상에 대 한 왼쪽 유 충 ~ 30도 롤 그림 2A)입니다.</li>
		<li>CNS 상해에 대 한 관심의 영역이 z-평면에서 현미경 렌즈에 가장 가까운 되도록 완벽 하 게 복 부 쪽 (그림 3A), 수 유 충을 놓습니다.</li>
	</ol></li>
	<li>두 광자 레이저에 의해 부상<ol>
<li>현미경 애벌레와 슬라이드를 놓고 무대에서 슬라이드 홀더를 가진 장소에서 안전 합니다. 유 충을 찾을 수 (0.3 없음) X 10 사용 하 여 목적.</li>
		<li>coverslip에 객관적인 오일 1 방울을 추가, (1.3 없음) X 40으로 전환 목표는 초점을 조정 하 고.</li>
		<li>스캔 모드를 전환 하 고 실험 프로토콜 2 P GFP 930 절제를 다시 사용 합니다. Pinhole 줄곧 열 다는 것을 확인 하십시오. 참고: 구성 해야 최적화 개별 시스템에 기반으로 합니다.</li>
		<li>(ROI), 관심 영역을 찾으려고 라이브 모드를 시작 하 고 적절 한 확대와 좋은 이미지 품질을 달성 하기 위해 설정을 세부적으로 조정할. 참고:이 단계의 목적은 최고의 품질의 이미지를 복용 하는 것 보다는 신경/축 삭/모 수석, 다치게 하 찾는 것입니다. 따라서, 최소한의 설정 대상 영역을 시각화 하기 위해 충분 한를 사용 하 여 노출 과도 또는 photobleaching를 피하기 위하여.</li>
		<li>자르기 단추를 사용할 수 있게 됩니다 있도록 라이브 검색을 중지 합니다. 스틸 이미지는 로드맵 역할을 하자. 자르기 기능을 선택 하 고 스캔 창 부상 될 대상에 초점을 조정 합니다.</li>
		<li>상해의 예비 사이트의 크기를 투자 수익을 줄일 수 있습니다. 예를 들어 그냥 축 삭 또는 상해의 정밀도 보장 하 고 주변 조직에 손상을 줄일 수 있는 모 수석의 폭을 커버. 필요한 경우 확대 투자 수익에 자르기 전에 더 정확한 부상에 대 한 허용 합니다.</li>
		<li>새로운 이미징 창을 엽니다. 스캔 속도 감소 시키고 레이저 강도 증가 한다. 라이브 모드에서 스캔 조직 형광 신호에 따라 레이저 강도 증가 결정 합니다.</li>
		<li>일반적으로, PNS 부상에 대 한 25% 및 VNC 부상에 대 한 50-100%에서 시작 하는 2 광자 레이저 강도 설정 합니다. PNS 축 삭 상해에 대 한 레이저 강도 ~ 480 mW 및 픽셀 인지 확인 유지 시간 8.19 μ s 이다. VNC 축 삭 상해에 대 한 레이저의 강도 및 픽셀 유지 시간은 일반적으로 965-1930 년 mW 8.19 32.77 µs, 각각 확인 합니다.</li>
		<li>연속 스캔을 시작 합니다. 연속 단추를 가리키면 커서를 둡니다. 이미지에 주의깊게 감시 하 고 형광에 있는 급격 한 증가 관찰 하자마자 검사를 중지 합니다. 참고: 형광 스파이크의 모양을 부상 사이트에 자동 형광 때문 이다.</li>
		<li>설정을 다시 사용 하 여 라이브 모드로 다시 전환 합니다. 그냥 초점을 조정 하 여 대상 관심 영역을 찾아. 참고: 성공적인 상해의 좋은 표시는 작은 분화구, 고리 모양의 구조, 또는 부상 사이트에서 지역화 된 파편의 외관 이다.</li>
		<li>다음 뉴런에 이동 하 고 반복 단계 3.3.5, 하나의 동물에 여러 신경 손상에서. 또는 점차적으로 증가 하는 힘 및 초기 부상 충분 하지 않은 경우 검사 속도 줄이는 동안 3.3.5 단계를 반복 합니다. 참고: 경우에는 레이저 파워는 너무 높은, 큰 손상된 영역 표시 됩니다 후 부상 라이브 스캔 이미지에. 너무 많은 부상 유 충의 죽음을 일으킬 수 있습니다.</li>
		<li>신중 하 게 제거 하는 coverslip 고 부상된 유 충 효 모 반죽과 새로운 접시에 전송 유 충을 복구 합니다. 집게;와 한 접시에 여러 동굴을도 랑 또는, 전체 접시 접시 밖으로 크롤 링 하는 유 충의 가능성을 줄이기 위해 사용 하는 대신 접시에 한 천의 섬을 확인 합니다.</li>
		<li>젖은 조직 (0.5% 프로 산 솔루션 젖 었)와 문화 실내 온도 또는 25 ° C에서 60 mm 페 트리 접시에 접시를 넣어 참고: 유 충 약 25 ° c.에에 비해 실 온 (22 ° C)에서 추가 일에 대 한 애벌레 단계에 유지 됩니다.</li>
	</ol></li>
	<li>이후 부상 confocal 영상<ol>
<li>이미지 마 취와 다음 confocal 레이저 이미징 단계 3.2에서 장착의 동일한 절차를 사용 하 여 유 충을 준비 하 여 원하는 시간 지점에서 부상된 유 충. 참고: 이미지 확인 axonal 상해 상해 (AI) 후 24 시간 및 48 h AI (클래스 4 다 신경) 또는 72 h 재생을 평가 하기 위해 AI (클래스 III 다 신경) 유 충.</li>
		<li>10 X 목표를 사용 하 여 유 충을 찾아 (0.8 없음) X 25로 전환 후 목표. GFP 이미징실험 프로토콜을 다시 사용 합니다.</li>
		<li>라이브 버튼을 클릭 하 고 이전 부상 같은 뉴런을 찾을.</li>
		<li>라이브 검색 창에서 첫 번째 및 마지막 Z 위치를 설정 합니다. 중지를 Z 스택 이미지를 얻으려고 시작 실험 을 클릭 합니다. 참고: 재생의 정량화가 가능한 이미지를 캡처할 때 정규화 지점 (축 삭 수렴 지점) 포함 되어 있는지 확인 (그림 1D, 1 층)-이 설명 데이터 분석 섹션에서 추가.</li>
		<li>전환 이미지 처리하, 촬영, 이미지를 선택 하 고 최대 강도 투영을 생성. Z-스택 및 최대 강도 프로젝션 이미지를 저장 합니다.</li>
	</ol></li>
</ol>4. 데이터 분석
<ol><li>처리 하 고 이미징 소프트웨어 또는 ImageJ를 사용 하 여 이미지를 계량.</li>
	<li>PNS에서 축 삭 재생의 정량화<ol>
<li>재생 비율, lesioned 했다 모든 axons 중 축 삭 재생의 %는 계산 합니다. 으로 부상 사이트 넘어 regrows 재생성으로 축 삭을 점수.</li>
		<li>측정 재생 길이, 축 삭 길이 증가입니다. ImageJ로 측정, 세그먼트 선 도구를 사용 하 여 재생성 된 축 삭을 추적 하 고 분석 메뉴에서 측정값 을 사용 하 여 재생성 된 축 삭을 대표 하는 라인의 길이.</li>
		<li>정규화 된 축 삭 길이 증가 재생 지를 계산 합니다. 참고: 축 삭 길이 셀 바디와 수렴 하는 지점 (DCAC)-축 삭 길이/DCAC (그림 1D 및 1F) 축 삭 사이의 거리에 의해 정규화 됩니다. 이 값 애벌레 스케일링은 어떤 axonal 성장에 대 한 계정을 수 있습니다. 양수 값 재생, 0 의 값은 아무 재생 나타내고 음수 값은 철회.</li>
	</ol>
</li>
	<li>모 수석 중생의 정량화<ol>
<li>재생 비율, 다 신경 절단 하는 모든 사람들 사이에서 %는 분명 모 수석 자라나 표시를 계산 합니다. 참고: 모 수석 자라나는 경우 새로운 긍정적인 dendrites 철회 수지상 줄기에서 및 부상 사이트 넘어 밖으로 regrow로 점수입니다. 부상 사이트 결정 랜드마크로 그리고 어떤 경우에, 잔여 상해 유도 autofluorescence 쉽게 표시.</li>
		<li>지 포인트의 증가, 부상 후 새로운 모 수석 분기 포인트의 추가 계산 계산 합니다.</li>
		<li>총 모 수석 길이 증가, 부상 후 추가 된 모든 새로운 모 수석의 누적 길이 계산 합니다.</li>
	</ol>
</li>
	<li>CNS 축 삭 재생의 정량화 참고: 병 변 사이트는 처음으로 지점 몇 군데 (그림 3B)에 변성을 보여줍니다, 그것은 재생 길이 속도의 분석에서 포함 될 것입니다.<ol>
<li>측정 재생 길이regrowing 축 삭의 길이입니다. 참고: 단일 병 변 사이트의 regrowing 축 삭 부상 전에 원래 축 삭 경로 원본으로 식별 됩니다.</li>
		<li>Normalized 재생 길이, 재생 길이 commissure 세그먼트-commissures ("Y" 그림 3A 와 3B) 사이의 경도 거리의 길이를 정규화를 계산 합니다. 참고:이 값 애벌레 크기 차이의 효과 대 한 올바른 수 있습니다.</li>
		<li>재생 속도, 재생 했다 lesioned, 특정 유전자 형의 재생 능력을 반영 하기 위해 모든 세그먼트 사이 세그먼트의 %를 계산 합니다.</li>
	</ol>
</li>
</ol>

<ol>
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W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Motor+axon+regeneration+and+muscle+reinnervation+in+young+adult+and+aged+animals.">Motor axon regeneration and muscle reinnervation in young adult and aged animals.</a> J Neurosci. 33, 19480-19491 (2013).</li><li>Duan, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Subtype-specific+regeneration+of+retinal+ganglion+cells+following+axotomy:+effects+of+osteopontin+and+mTOR+signaling.">Subtype-specific regeneration of retinal ganglion cells following axotomy: effects of osteopontin and mTOR signaling.</a> Neuron. 85, 1244-1256 (2015).</li><li>Lee, T., Luo, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mosaic+analysis+with+a+repressible+cell+marker+for+studies+of+gene+function+in+neuronal+morphogenesis.">Mosaic analysis with a repressible cell marker for studies of gene function in neuronal morphogenesis.</a> Neuron. 22, 451-461 (1999).</li><li>Grueber, W. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Projections+of+Drosophila+multidendritic+neurons+in+the+central+nervous+system:+links+with+peripheral+dendrite+morphology.">Projections of Drosophila multidendritic neurons in the central nervous system: links with peripheral dendrite morphology.</a> Development. 134, 55-64 (2007).</li><li>Buss, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=NG2+and+phosphacan+are+present+in+the+astroglial+scar+after+human+traumatic+spinal+cord+injury.">NG2 and phosphacan are present in the astroglial scar after human traumatic spinal cord injury.</a> BMC Neurol. 9, 32 (2009).</li><li>McKeon, R. J., Jurynec, M. J., Buck, C. 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S., Ma, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Plasma+and+cavitation+dynamics+during+pulsed+laser+microsurgery+in+vivo.">Plasma and cavitation dynamics during pulsed laser microsurgery in vivo.</a> Phys Rev Lett. 99, 158104 (2007).</li><li>Venugopalan, V., Guerra, A., Nahen, K., Vogel, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Role+of+laser-induced+plasma+formation+in+pulsed+cellular+microsurgery+and+micromanipulation.">Role of laser-induced plasma formation in pulsed cellular microsurgery and micromanipulation.</a> Phys Rev Lett. 88, 078103 (2002).</li><li>Bourgeois, F., Ben-Yakar, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Femtosecond+laser+nanoaxotomy+properties+and+their+effect+on+axonal+recovery+in+C.+elegans.">Femtosecond laser nanoaxotomy properties and their effect on axonal recovery in C. elegans.</a> Opt Express. 16, 5963 (2008).</li><li>O'Brien, G. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Two-photon+axotomy+and+time-lapse+confocal+imaging+in+live+zebrafish+embryos.">Two-photon axotomy and time-lapse confocal imaging in live zebrafish embryos.</a> J Vis Exp. , (2009).</li><li>Tsai, P. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Plasma-mediated+ablation:+an+optical+tool+for+submicrometer+surgery+on+neuronal+and+vascular+systems.">Plasma-mediated ablation: an optical tool for submicrometer surgery on neuronal and vascular systems.</a> Curr Opin Biotechnol. 20, 90-99 (2009).</li><li>Chung, S. H., Clark, D. A., Gabel, C. V., Mazur, E., Samuel, A. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+role+of+the+AFD+neuron+in+C.+elegans+thermotaxis+analyzed+using+femtosecond+laser+ablation.">The role of the AFD neuron in C. elegans thermotaxis analyzed using femtosecond laser ablation.</a> BMC Neurosci. 7, 30 (2006).</li><li>Williams, W., Nix, P., Bastiani, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Constructing+a+low-budget+laser+axotomy+system+to+study+axon+regeneration+in+C.+elegans.">Constructing a low-budget laser axotomy system to study axon regeneration in C. elegans.</a> J Vis Exp. , (2011).</li></ol>

저자는 공개 없다.

플라이를 설정 넘어, 여성 및 남성 사용의 수는 genotypes 및 특정 실험에 필요한 애벌레의 수에 따라 달라질 수 있습니다. WT 파리에 대 한 일반적인 크로스 10 여성 5 남성을 사용합니다. 컬렉션 창 애벌레 나이 요구의 정확도 따라 축소 수 있습니다. 예를 들어 2-h 컬렉션 기간 더 균질 인구의 애벌레를 얻을 것입니다. 이 경우에, 20 또는 더 처녀 여성을 사용 하 여 십자가를 설정 도움이 됩니다 충분 한...

후 중앙 신경 시스템 (CNS)에 부상 환자, 영구 장애 발생할 수 있습니다 및 또한 신경 퇴행 성 질환1,2에에서 돌이킬 수 없는 신경학 상 적자에 역할을 다시 생성 하는 축 삭의 무 능력 ,3,,45. CNS 환경 뿐만 아니라 본질적인 성장 능력 뉴런의 축 삭 외상 후 재생성 수 있습니다 여부를 결정 합니다. 세포 외 요인 oligodendrocyte, astroglial, 및 fibroblastic 소스에서 신경 성장4,6,7,8, 하지만 이러한 분자의 제거를 방해 하 보였다 만 제한5돋 아 수 있습니다. 본질적인 재생 신호 재생 성공5,9 에 영향을 미칠 수 있습니다 잠재적인 치료 목표를 대표 하지만 이러한 프로세스는 분자 수준에서 아직도 분명 하지. 영양 요소 신호 또는10Pten 인산 가수분해 효소 등 생 브레이크의 제거 증가 axonal 재생 특정 상황에서 발생할 수 있습니다. 개별적으로 효과적인 것으로 발견 하는 다른 방법의 조합 또한만11,12,,1314날짜 제한 전체 복구를 제공 합니다. 따라서, 타겟된 치료에 대 한 추가 경로 식별 하는 절망적 인 필요가 있다. 뿐만 아니라 자라나는 축 삭의 개시 여부와 축 삭 다시 올바른 대상, 개혁 시 냅 스 특이성, 와이어 및 달성 하는 방법 기능 복구 중요 한 의문점이 있습니다.
요약에서 기계 지시 된 축 삭 재생의 현재 이해는 매우 단편적인 여전히. 문제의 일부는 축 삭의 기술적인 어려움 포유류 실시간 재생, 소모, 비용과 수행 대규모 유전 스크린에 도전 하는 방식. 초파리 melanogaster, 다른 한편으로, 복잡 한 생물 학적 질문의 연구에 대 한 매우 강력한 시스템을 입증 했다. 과일 파리 유전자를 정의 하 고 신호 통로 기 막히게 인간에서 보존 하는 수단이 되었으며 인간의 조건, 광대 한 분자 유전학 도구를 통해 신경 퇴행 성 질환 등의 연구에 대 한 성공적인 모델 되었습니다. 유전자 기능15조작에 사용할 수 있습니다. 특히, 초파리 신경 상해 및 자라나15,16에 관련 된 유전자의 발견에 대 한 이상적인 도구가 될 여겨진다. 성인 머리 또는 애벌레 복 부 신경 코드 (VNC) 찌르는 바늘, 애벌레 VNC 또는 집게, 애벌레 신경 레이저 axotomy, 후 각 수용 체 신경 제거, 뇌 explants 부상, 신경 호감을 포함 한 몇 가지 비행 신경 상해 모델 개발 되었습니다. 그리고 날개 퇴직금15,17,18,19,20,21,,2223여 주변 신경 병 변. 최근 작품 활용 초파리 부상 모델 excitingly, 세포와 유전자 경로 일부는 포유류24에에서 보존 될 표시 되었습니다 신경 부상에 대응 하는 신 경계에 의해 사용에 대 한 우리의 이해 고급 ,25. 다시,이 신경 선의 소설 메커니즘을 식별에 대 한이 모델 생물의 유틸리티를 강조 한다.
여기에 설명 된 2-광자 초파리 애벌레 감각 신경 상해 레이저 기반 모델이 이다. 두 광자 레이저 zebrafish에서 vivo에서 200326에 축 삭을 처음 사용 되었다. 같은 해, 첫 번째 레이저 dendriotomy 초파리 27펄스 질소 레이저 사용 하 여 수행 했습니다. 잠시 후, 여러 선 충 C. 실험실 축 삭 재생28의 모델을 확립 펨 레이저를 사용 합니다. 2007 년, 우 동료 비교 및 선 충 C. 레이저29의 다양 한 종류에 의해 유도 된에서 레이저 부상 간의 차이점을 보고. 2010 년에 축 삭 재생 레이저 axotomy 후 처음 초파리30에 표시 했다. 이 광범위 한 레이저 부상 문학에 건물, 우리는 개발 조직 이웃의 최소한의 섭 동으로 대상된 사이트에 상해의 정확한 유도 허용, 2-광자 레이저를 사용 하 여 비행 신경 상해 모델 상대적으로 깨끗 한 제공 단일 셀 해상도와 neuroregeneration의 기본 및 외부 속성을 공부 하는 시스템. 특히, 우리 모두는 말 초 신 경계 (PNS)에서 수지상 arborization (다) 감각 신경에 대 한 부상 메서드의 집합 설정한 및 CNS. 다 신경 그들의 모 수석 분기 복잡성에 의해 주로 구별 4 가지 종류로 분류 될 수 있다: 431종류 I. 우리의 출판된 일 다 신경 재생 phenotypic 및 분자 수준에서 포유류 부상 모델 유사한 보여준다: 다 신경 클래스 4와 클래스 특정 재생 속성을 표시 하지만 나 III 다 신경 재생을 전시 하지 클래스는 PNS; 클래스 4 다 신경 축 삭 주변에 견고 하 게 다시 생성 하지만 그들의 재생 잠재력은 따라서 닮은 포유류; 지 루트 신경 절 (DRG) 신경, CNS에서 극적으로 감소 Pten 통해 mTOR 활동 강화 삭제 또는 Akt overexpression 비행19CNS 축 삭 재생 향상. 이 부상 모델을 활용 하 여 우리 유전 스크린을 수행 되 고 있다 식별 RNA 가공 효소 Rtca 축 삭 재생을 위한 진화론 보존된 억제 요인으로 세포 스트레스 및 RNA 수정20 축 삭 상해를 연결 .
제시 패러다임에서 부상 애벌레 클래스 IV 또는 III 다 신경, ppk 권총-CD4-tdGFP 또는 19-12-Gal4, UAS-CD4-tdGFP, repo-Gal80에 의해 표시 된 각각의 레이저 axotomy/dendriotomy를 통해 유도 된다. 부상 (h AEL) 누워 계란 후 약 48-72 h에 3rd 탈피 애벌레를 2nd 에 수행 됩니다. PNS에 대 한 axotomy 병 변 세포 체, CNS axotomy ~ 20 µ m 직경, VNC에 commissure에의 지역 및 기본 수지상 브랜치 포인트에 dendriotomy에서 축 삭 ~ 20-50 µ m의 섹션 타겟팅 됩니다. 같은 신경은 부상 (AI) 완전 한 transection, 확인 후 8-24 h 고 48-72 h 재생을 평가 하기 위해 AI에서 몇 군데. 시간 경과 confocal 영상 통해 변성 및 부상 vivo에서 개별 axons/dendrites의 재생 시간이 지남에 모니터링할 수 있습니다.

<table><tbody><tr><td>Diethyl ether, ACS reagent, anhydrous</td><td>Acros Organics</td><td>AC615080010</td><td></td></tr><tr><td>Halocarbon 27 Oil</td><td>Genesee Scientific</td><td>59-133</td><td></td></tr><tr><td>Phosphate buffered saline (PBS), 20x Concentrate, pH 7.5, supplier # E703-1L</td><td>VWR</td><td>97062-948&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Agar powder, Alfa Aesar, 500GM</td><td>VWR</td><td>AAA10752-36</td><td></td></tr><tr><td>Grape juice</td><td>Welch&amp;rsquo;s</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ethanol 95% (Reagent Alcohol 95%)</td><td>VWR</td><td>64-17-5</td><td></td></tr><tr><td>Acetic acid</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A6283</td><td></td></tr><tr><td>Propionic Acid</td><td>J.T.Baker</td><td>U33007</td><td></td></tr><tr><td>Cover Glasses: Rectangles</td><td>Fisher Scientific</td><td>12-544-D</td><td>50 mm X 22 mm</td></tr><tr><td>Zeiss LSM 880 laser scanning microscope</td><td>Zeiss</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Zen software</td><td>Zeiss</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Chameleon Ultra II</td><td>Coherent</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

a drosophila in vivo injury model for studying neuroregeneration in the peripheral and central nervous system

손상 된 신경의 재 성장을 용량 신 경계 외상 후 neuroregeneration 및 복구 기능을 제어합니다. 지난 몇 년간 다양 한 내부 및 외부 억제 요인 축 삭 재생의 제한에 관련 된 발견 되었습니다. 그러나,이 금지 신호를 단순히 제거 추가 규제의 존재를 나타내는 성공적인 재생에 대 한 충분 하지 않습니다. 초파리 melanogaster, 과일 파리, 척추 동물, 인간을 포함 한와 진화론 보존된 유전자와 신호 경로 공유 합니다. 파리의 강력한 유전자 도구 상자를 결합 하 여 두 광자 레이저 axotomy/dendriotomy와 함께, 우리는 설명 여기 초파리 감각 신경-체계적으로 소설에 대 한 심사를 위한 플랫폼으로 수지상 arborization (다) 신경 상해 모델 재생 레 귤 레이 터. 간단히,이 패러다임) dendrite(s) 또는 axon(s) 2 광자 레이저, c) 라이브 confocal 영상 포스트 상해 및 d) 데이터 분석을 사용 하 여 애벌레, b) 병 변 유도의 준비를 포함 한다. 우리의 모델에는 단일 레이블된 뉴런, 축 삭, 및 주변 및 중앙 신경 시스템에의 잘 정의 된 신경 하위의 dendrites의 높은 재현성 부상 수 있습니다.

다 신경 클래스 특이성 뿐 아니라 주변 및 중앙 신경 조직 사이 잠재적인 차동 재생을 보여줍니다. 이 축 삭 재생 (를 사용 하 여 클래스 IV PNS 부상)로 (클래스 IV CNS 상해와 클래스 III PNS 부상) 재생에 대 한 금지는 그에 필요한 새로운 요소에 대 한 화면에 독특한 기회를 제공 합니다.
PNS에서 축 삭 재생
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A Drosophila In Vivo Injury Model for Studying Neuroregeneration in the Peripheral and Central Nervous System

여기, 우리로 초파리 감각 신경- vivo에서 결합 하는 수지상 arborization (다) 신경 부상 모델, 라이브 영상, 2 광자 레이저 axotomy/dendriotomy, 그리고 강력한 비행 유전 도구 상자, 를 사용 하 여 프로토콜을 제시 잠재적인 발기인 및 neuroregeneration의 억제제 상영을 위한 플랫폼.

주변에 Neuroregeneration 중앙 신 경계를 연구 하 고 대 한 Vivo에서 초파리 부상 모델

The regrowth capacity of damaged neurons governs neuroregeneration and functional recovery after nervous system trauma. Over the past few decades, various ...

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A Drosophila In Vivo Injury Model for Studying Neuroregeneration in the Peripheral and Central Nervous System

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9.7K 조회수.  The Children's Hospital of Philadelphia. 여기, 우리로 초파리 감각 신경- vivo에서 결합 하는 수지상 arborization (다) 신경 부상 모델, 라이브 영상, 2 광자 레이저 axotomy/dendriotomy, 그리고 강력한 비행 유전 도구 상자, 를 사용 하 여 프로토콜을 제시 잠재적인 발기인 및 neuroregeneration의 억제제 상영을 위한 플랫폼.

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Single Drosophila Ommatidium Dissection and Imaging

The fruit fly Drosophila melanogaster has made invaluable contributions to neuroscience research and has been used widely as a model for neurodegenerative diseases because of its powerful genetics1. The fly eye in particular has been the organ of choice for neurodegeneration research, being the most accessible and life-dispensable part of the Drosophila nervous system. However the major caveat of intact eyes is the difficulty, because of the intense autofluorescence of the pigment, in imaging intracellular events, such as autophagy dynamics2, which are paramount to understanding of neurodegeneration.
We have recently used the dissection and culture of single ommatidia3 that has been essential for our understanding of autophagic dysfunctions in a fly model of Dentatorubro-Pallidoluysian Atrophy (DRPLA)3, 4.
We now report a comprehensive description of this technique (Fig. 1), adapted from electrophysiological studies5, which is likely to expand dramatically the possibility of fly models for neurodegeneration. This method can be adapted to image live subcellular events and to monitor effective drug administration onto photoreceptor cells (Fig. 2). If used in combination with mosaic techniques6-8, the responses of genetically different cells can be assayed in parallel (Fig. 2).

Single Drosophila Ommatidium Dissection and Imaging

The limiting factor in the use of the adult Drosophila eye to study neurodegeneration and cell biology is the difficult imaging of intracellular processes. We describe the dissection of single ommatidia to generate a bona-fide primary neuronal cell culture, which can be subject to drug treatment and advanced imaging.

단일 Drosophila Ommatidium의 해부 및 이미징

The fruit fly Drosophila melanogaster has made invaluable contributions to neuroscience research and has been used widely as a model for neurodegenerative ...

연구

신경과학

Using Microfluidics Chips for Live Imaging and Study of Injury Responses in Drosophila Larvae

Live imaging is an important technique for studying cell biological processes, however this can be challenging in live animals. The translucent cuticle of the Drosophila larva makes it an attractive model organism for live imaging studies. However, an important challenge for live imaging techniques is to noninvasively immobilize and position an animal on the microscope. This protocol presents a simple and easy to use method for immobilizing and imaging Drosophila larvae on a polydimethylsiloxane (PDMS) microfluidic device, which we call the 'larva chip'. The larva chip is comprised of a snug-fitting PDMS microchamber that is attached to a thin glass coverslip, which, upon application of a vacuum via a syringe, immobilizes the animal and brings ventral structures such as the nerve cord, segmental nerves, and body wall muscles, within close proximity to the coverslip. This allows for high-resolution imaging, and importantly, avoids the use of anesthetics and chemicals, which facilitates the study of a broad range of physiological processes. Since larvae recover easily from the immobilization, they can be readily subjected to multiple imaging sessions. This allows for longitudinal studies over time courses ranging from hours to days. This protocol describes step-by-step how to prepare the chip and how to utilize the chip for live imaging of neuronal events in 3rd instar larvae. These events include the rapid transport of organelles in axons, calcium responses to injury, and time-lapse studies of the trafficking of photo-convertible proteins over long distances and time scales. Another application of the chip is to study regenerative and degenerative responses to axonal injury, so the second part of this protocol describes a new and simple procedure for injuring axons within peripheral nerves by a segmental nerve crush.

Using Microfluidics Chips for Live Imaging and Study of Injury Responses in Drosophila Larvae

Drosophila larvae are an attractive model system for live imaging due to their translucent cuticle and powerful genetics. This protocol describes how to utilize a single-layer PDMS device, called the &#39;larva chip&#39; for live imaging of cellular processes within neurons of 3rd instar Drosophila larvae.

라이브 이미징 및 상해 응답의 연구에 대한 마이크로 유체 칩을 사용<em&gt; 초파리</em&gt; 애벌레

Live imaging is an important technique for studying cell biological processes, however this can be challenging in live animals. The translucent cuticle of ...

생체공학

Dissection and Immunofluorescent Staining of Mushroom Body and Photoreceptor Neurons in Adult Drosophila melanogaster Brains

Nervous system development involves a sequential series of events that are coordinated by several signaling pathways and regulatory networks. Many of the proteins involved in these pathways are evolutionarily conserved between mammals and other eukaryotes, such as the fruit fly Drosophila melanogaster, suggesting that similar organizing principles exist during the development of these organisms. Importantly, Drosophila has been used extensively to identify cellular and molecular mechanisms regulating processes that are required in mammals including neurogenesis, differentiation, axonal guidance, and synaptogenesis. Flies have also been used successfully to model a variety of human neurodevelopmental diseases. Here we describe a protocol for the step-by-step microdissection, fixation, and immunofluorescent localization of proteins within the adult Drosophila brain. This protocol focuses on two example neuronal populations, mushroom body neurons and retinal photoreceptors, and includes optional steps to trace individual mushroom body neurons using Mosaic Analysis with a Repressible Cell Marker (MARCM) technique. Example data from both wild-type and mutant brains are shown along with a brief description of a scoring criteria for axonal guidance defects. While this protocol highlights two well-established antibodies for investigating the morphology of mushroom body and photoreceptor neurons, other Drosophila brain regions and the localization of proteins within other brain regions can also be investigated using this protocol.

Dissection and Immunofluorescent Staining of Mushroom Body and Photoreceptor Neurons in Adult Drosophila melanogaster Brains

This protocol describes the dissection and immunostaining of adult Drosophila melanogaster brain tissues. Specifically, this protocol highlights the use of Drosophila mushroom body and photoreceptor neurons as example neuronal subsets that can be accurately used to uncover general principles underlying many aspects of neuronal development.

해 부 및 Immunofluorescent 얼룩의 버섯 몸과 성인 초파리 melanogaster 두뇌 신경 세포 포토 리셉터

Nervous system development involves a sequential series of events that are coordinated by several signaling pathways and regulatory networks. Many of the ...

발생학

An Injury Paradigm to Investigate Central Nervous System Repair in Drosophila

An experimental method has been developed to investigate the cellular responses to central nervous system (CNS) injury using the fruit-fly Drosophila. Understanding repair and regeneration in animals is a key question in biology. The damaged human CNS does not regenerate, and understanding how to promote the regeneration is one of main goals of medical neuroscience. The powerful genetic toolkit of Drosophila can be used to tackle the problem of CNS regeneration.
A lesion to the CNS ventral nerve cord (VNC, equivalent to the vertebrate spinal cord) is applied manually with a tungsten needle. The VNC can subsequently be filmed in time-lapse using laser scanning confocal microscopy for up to 24 hr to follow the development of the lesion over time. Alternatively, it can be cultured, then fixed and stained using immunofluorescence to visualize neuron and glial cells with confocal microscopy. Using appropriate markers, changes in cell morphology and cell state as a result of injury can be visualized. With ImageJ and purposely developed plug-ins, quantitative and statistical analyses can be carried out to measure changes in wound size over time and the effects of injury in cell proliferation and cell death. These methods allow the analysis of large sample sizes. They can be combined with the powerful genetics of Drosophila to investigate the molecular mechanisms underlying CNS regeneration and repair.

An Injury Paradigm to Investigate Central Nervous System Repair in Drosophila

An injury paradigm using the Drosophila larval ventral nerve cord to investigate central nervous system regeneration and repair is described. Stabbing followed by laser scanning confocal microscopy in time-lapse and fixed specimens, combined with quantitative analysis with purposefully developed software and genetics, are used to investigate the molecular mechanisms of CNS regeneration and repair.

에 중추 신경 시스템 복구를 조사하기 위해 상해 패러다임<em&gt; Drosophila</em

An experimental method has been developed to investigate the cellular responses to central nervous system (CNS) injury using the fruit-fly Drosophila. ...

A Simple Neuronal Mechanical Injury Methodology to Study Drosophila Motor Neuron Degeneration

The degeneration of neurons occurs during normal development and in response to injury, stress, and disease. The cellular hallmarks of neuronal degeneration are remarkably similar in humans and invertebrates as are the molecular mechanisms that drive these processes. The fruit fly, Drosophila melanogaster, provides a powerful yet simple genetic model organism to study the cellular complexities of neurodegenerative diseases. In fact, approximately 70% of disease-associated human genes have a Drosophila homolog and a plethora of tools and assays have been described using flies to study human neurodegenerative diseases. More specifically the neuromuscular junction (NMJ) in Drosophila has proven to be an effective system to study neuromuscular diseases because of the ability to analyze the structural connections between the neuron and the muscle. Here, we report on an in vivo motor neuron injury assay in Drosophila, which reproducibly induces neurodegeneration at the NMJ by 24 h. Using this methodology, we have described a temporal sequence of cellular events resulting in motor neuron degeneration. The injury method has diverse applications and has also been utilized to identify specific genes required for neurodegeneration and to dissect transcriptional responses to neuronal injury.

A Simple Neuronal Mechanical Injury Methodology to Study Drosophila Motor Neuron Degeneration

Here we describe a simple and widely accessible method to injure segmental nerves in Drosophila larvae to visualize and quantify neurodegeneration of motor neurons at the neuromuscular junction (NMJ) of third instar larvae.

학습 할 간단한 신경계 상해 방법론<em&gt; Drosophila</em&gt; 모터 뉴런 변성

The degeneration of neurons occurs during normal development and in response to injury, stress, and disease. The cellular hallmarks of neuronal ...

Electrophysiological Recording of The Central Nervous System Activity of Third-Instar Drosophila Melanogaster

The majority of the currently available insecticides target the nervous system and genetic mutations of invertebrate neural proteins oftentimes yield deleterious consequences, yet the current methods for recording nervous system activity of an individual animal is costly and laborious. This suction electrode preparation of the third-instar larval central nervous system of Drosophila melanogaster, is a tractable system for testing the physiological effects of neuroactive agents, determining the physiological role of various neural pathways to CNS activity, as well as the influence of genetic mutations to neural function. This ex vivo preparation requires only moderate dissecting skill and electrophysiological expertise to generate reproducible recordings of insect neuronal activity. A wide variety of chemical modulators, including peptides, can then be applied directly to the nervous system in solution with the physiological saline to measure the influence on the CNS activity. Further, genetic technologies, such as the GAL4/UAS system, can be applied independently or in tandem with pharmacological agents to determine the role of specific ion channels, transporters, or receptors to arthropod CNS function. In this context, the assays described herein are of significant interest to insecticide toxicologists, insect physiologists, and developmental biologists for which D. melanogaster is an established model organism. The goal of this protocol is to describe an electrophysiological method to enable the measurement of electrogenesis of the central nervous system in the model insect, Drosophila melanogaster, which is useful for testing a diversity of scientific hypotheses.

Electrophysiological Recording of The Central Nervous System Activity of Third-Instar  Drosophila Melanogaster

This protocol describes a method to record the descending electrical activity of the Drosophila melanogaster central nervous system to enable the cost-efficient and convenient testing of pharmacological agents, genetic mutations of neural proteins, and/or the role of unexplored physiological pathways.

제 3-탈피 초파리 Melanogaster 의 중앙 신 경계 활동의 electrophysiological 녹음

The majority of the currently available insecticides target the nervous system and genetic mutations of invertebrate neural proteins oftentimes yield ...

Morphological and Functional Evaluation of Axons and their Synapses during Axon Death in Drosophila melanogaster

Axon degeneration is a shared feature in neurodegenerative disease and when nervous systems are challenged by mechanical or chemical forces. However, our understanding of the molecular mechanisms underlying axon degeneration remains limited. Injury-induced axon degeneration serves as a simple model to study how severed axons execute their own disassembly (axon death). Over recent years, an evolutionarily conserved axon death signaling cascade has been identified from flies to mammals, which is required for the separated axon to degenerate after injury. Conversely, attenuated axon death signaling results in morphological and functional preservation of severed axons and their synapses. Here, we present three simple and recently developed protocols that allow for the observation of axonal morphology, or axonal and synaptic function of severed axons that have been cut-off from the neuronal cell body, in the fruit fly Drosophila. Morphology can be observed in the wing, where a partial injury results in axon death side-by-side of uninjured control axons within the same nerve bundle. Alternatively, axonal morphology can also be observed in the brain, where the whole nerve bundle undergoes axon death triggered by antennal ablation. Functional preservation of severed axons and their synapses can be assessed by a simple optogenetic approach coupled with a post-synaptic grooming behavior. We present examples using a highwire loss-of-function mutation and by over-expressing dnmnat, both capable of delaying axon death for weeks to months. Importantly, these protocols can be used beyond injury; they facilitate the characterization of neuronal maintenance factors, axonal transport, and axonal mitochondria.

Morphological and Functional Evaluation of Axons and their Synapses during Axon Death in Drosophila melanogaster

Here, we provide protocols to perform three simple injury-induced axon degeneration (axon death) assays in Drosophila melanogaster to evaluate the morphological and functional preservation of severed axons and their synapses.

드로소필라 멜라노가스터에서 축사 사망 시축과 시냅스의 형태학적 및 기능적 평가

Axon degeneration is a shared feature in neurodegenerative disease and when nervous systems are challenged by mechanical or chemical forces. However, our ...

Stimulating and Analyzing Adult Neurogenesis in the Drosophila Central Brain

The molecular and cellular mechanisms underlying neurogenesis in response to disease or injury are not well understood. However, understanding these mechanisms is crucial for developing neural regenerative therapies. Drosophila melanogaster is a leading model for studies of neural development but historically has not been exploited to investigate adult brain regeneration. This is primarily because the adult brain exhibits very low mitotic activity. Nonetheless, penetrating traumatic brain injury (PTBI) to the adult Drosophila central brain triggers the generation of new neurons and new glia. The powerful genetic tools available in Drosophila combined with the simple but rigorous injury protocol described here now make adult Drosophila brain a robust model for neural regeneration research. Provided here are detailed instructions for (1) penetrating injuries to the adult central brain and (2) dissection, immunohistochemistry, and imaging post-injury. These protocols yield highly reproducible results and will facilitate additional studies to dissect mechanisms underlying neural regeneration.

Stimulating and Analyzing Adult Neurogenesis in the Drosophila Central Brain

This article provides detailed protocols for inflicting Penetrating Traumatic Brain Injury (PTBI) to adult Drosophila and examining the resulting neurogenesis.

Drosophila 중앙 두뇌에 있는 성인 신경 발생을 자극하고 분석합니다

The molecular and cellular mechanisms underlying neurogenesis in response to disease or injury are not well understood. However, understanding these ...

Two-Photon Laser-Induced Neural Injury: A Method to Observe Axon Degeneration and Regeneration in Drosophila Larvae

Source: Li, D., et al. <a href="https://jove.unicartagenaproxy.elogim.com/video/57557/" target="_blank">A Drosophila In Vivo Injury Model for Studying Neuroregeneration in the Peripheral and Central Nervous System</a>. J. Vis. Exp. (2018).
This video describes two-photon laser ablation of axons in a Drosophila melanogaster larva and an example protocol to induce injury and image the injury site.

Two-Photon Laser-Induced Neural Injury: A Method to Observation Axon Degeneration and Regeneration in Drosophila larvae (이광자 레이저 유도 신경 손상: 초파리 유충에서 축삭돌기 퇴행 및 재생을 관찰하는 방법)

Source: Li, D., et al. A Drosophila In Vivo Injury Model for Studying Neuroregeneration in the Peripheral and Central Nervous System. J. Vis. Exp. 
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JoVE Encyclopedia of Experiments

생물학

Drosophila melanogaster (fruit fly)

Larva

Inducing Targeted Neuronal Injury Using a High-Power Laser in a Drosophila Larva

Source: Li, D., Li, F., et al. <a href="https://appjove.unicartagenaproxy.elogim.com/v/57557">A Drosophila in vivo injury model for studying neuroregeneration in the peripheral and central nervous system.</a> J. Vis. Exp. (2018)
This video demonstrates a method for inducing targeted neuronal injury in Drosophila larvae using a high-power laser. After positioning the larva under a microscope, a low-power laser scans for fluorescent neurons, and then the laser power is increased to induce localized damage. The injury is confirmed by increased fluorescence and a crater at the injury site.

Source: Li, D., Li, F., et al. A Drosophila in vivo injury model for studying neuroregeneration in the peripheral and central nervous system. J. Vis. Exp. ...

주변에 Neuroregeneration 중앙 신 경계를 연구 하 고 대 한 Vivo에서 초파리 부상 모델

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