이 연구는 캐나다 보건 연구소 (Canadian Institute of Health Research and Natural Sciences)의 지원을 받았다.

모든 절차는 McGill 대학 동물 관리위원회 및 동물 관리에 관한 캐나다위원회에서 승인 한 지침 및 지침에 따라 수행되었습니다. 1. 급성 해마 in vitro 준비 참고 : 손상되지 않은 해마 준비를 분리하는 것은 (1) 솔루션 및 장비 준비, (2) 해마 해부 및 (3) 본질적인 세타 진동 생성에 필요한 빠른 관류 속도 시스템 설정. 이 프로토콜에서 해부에서 기록에 이르기까지 적시에 수행되는 절차는 격리 된 해마가 밀도가 높지만 섬세한 준비를 이루기 때문에 중요합니다. 즉, 생체 외 구조의 기능적 연결성을 유지하는 데는 많은주의가 필요합니다. 모든 것을 사전에 준비하면 세포 d를 최소화하기 위해 적절한 수준의 재관류를 가능한 한 빨리 사용할 수 있습니다.생리 기능을 상실하고 유지하십시오. <ol><li> 자당 기반의 인공 척수액 (aCSF) 용액 <ol><li> 해부 및 해부 후 부화에 사용되는 1X 주식 자당 솔루션을 준비합니다. 표 1에 열거 된 모든 성분을 CaCl 2를 제외하고 1L의 탈 이온수에 넣고 4 ℃에서 2 주 동안 보관한다. </li></ol></li><li> 표준 aCSF 솔루션 <ol><li> electrophysiological 녹음 동안 격리 해마의 높은 유속 관류에 대한 표준 aCSF를 준비합니다. 농축 (5X) 스톡 aCSF를 만들기 위해서는 탈 이온수 2 L에 CaCl 2를 제외한 표 2에 열거 된 모든 성분을 녹이고 4 ° C에서 보관하십시오. </li></ol></li><li> 장비 준비 <ol><li> 해부를 시작하기 전에 얼음으로 채워진 플라스틱 트레이 (30 x 20 x 5cm), 카보 겐 연결 튜브 라인 및 three 유리 페트리 접시 (10 x 2 cm) ( 그림 1 참조). </li><li> carbogen (95 % O 2, 5 % CO 2)과 칼슘을 추가 2+ [1.2 mm]가 함께, 500㎖의 비커에 거품을 수크로오스 용액 300 ㎖ (1X 스톡)를 추가한다. </li><li> 이 페로쉬 액 60mL를 유리 배양 접시에 옮기고 실온에서 방치한다. 나머지를 4 ° C의 냉동고에 10-15 분 동안 놓습니다. </li><li> 해부를 통해 carbogen과 얼음 차가운 자당 솔루션을 버블 링하십시오. </li><li> 두 번째 페트리 접시 (차가운 체임 챔버)를 자당 용액 (4 ° C)으로 채우고 얼음에 보관하십시오. </li><li> 빙 냉한 자당 용액 30 mL를 50 mL 비커에 넣는다. </li></ol></li></ol> 2. 전 해마 해부 참고 : 격리 된 해마를 해부하는 방법을 개발하는 것과 본질적으로 동일하며 원래 22 만 체육에 대한 자세한 내용 및 변경 설명rfusion 속도 및 녹음 기술. <ol><li> 뇌 절개 <ol><li> 바구니에 추가되는 이소 플루 란 (100 %) 1 ML로 담가 작은 종이 타월로 퓸 후드 아래 마우스 (P20 - 35) 마취. </li><li> 마취 된 마우스를 처치하고 얼음으로 찬 자당 용액 (50 mL 비이커, 약 5 초)에서 머리를 빠르게 담그십시오. 종이 타월로 옮깁니다. </li><li> 메스를 사용하여 내측 피부 절개를하고 (옆구리에 꼬리 쪽) 피부를 양쪽으로 밀어서 두개골을 노출시킵니다. </li><li> 작은 가위로 두개골을 열어 주걱을 사용하여 신속하게 두뇌를 추출하고 얼음 차가운 자당 솔루션을 포함하는 페트리 접시에 놓습니다. 두뇌가 식을 때까지 1-2 분 정도 기다리십시오. </li><li> 두뇌가 회복하는 동안, 얼음에 렌즈 종이 덮여 페트리 (해부) 요리에 2 - 3 ML 자당 솔루션을 추가합니다. </li></ol></li><li> 해마 분리 <ol><li> 똑바로 positio에 해부 접시에 두뇌를 놓으십시오엔. </li><li> 면도날로 소뇌와 전두엽 피질을 제거하십시오. midsagittal 비행기를 따라 반으로 뇌를 잘라내고 두 격리 반구를 들고 챔버로 반환합니다. 회복을위한 추가 1 ~ 2 분을 허용하십시오. </li><li> 단일 hemisected 두뇌를 해부 접시에 똑바로 놓습니다. </li><li> midsagittal 구조가 관찰자와 마주 치게 될 때까지 접시를 회전시키고 중격 복합물의 삽입 된 윤곽이 시상선 앞쪽에 얇은 배 모양의 조직으로 보입니다. </li><li> hemi - sected 두뇌를 microspatula로 고정하고 polyptetrafluoroethylene (PTFE) 코팅 된 주걱의 작은 끝을 septal 영역 바로 뒤에 (caudal) 놓습니다. </li><li> 중격 아래에 코팅 된 주걱을 삽입하고 해부 접시에 도달 할 때까지 팁을 아래로 이동하십시오. septal 영역을 연결하는 섬유를 절단합니다. 중격의 앞쪽 가장자리를 따라 동일한 작업을 반복하고 두뇌의 정면 부분에 연결하는 섬유를 잘라. </li><li> 주걱으로 직립 위치에 해마 바로 위의 피질의 안쪽 부분을 가볍게 잡고, 시상 하부, 시상 하부 및 남아있는 뇌간 핵을 조심스럽게 내려 오기 위해 미세 주걱을 사용하십시오. 뽑아 낸 티슈를 잘라내어 제거하려면 주걱을 사용하십시오. </li><li> 고립 된 반구를 돌려서 해마의 윤곽을 확인하십시오. </li><li> 코팅 된 주걱을 등쪽 해마의 주둥이 끝 부분 아래쪽 측면 심실에 삽입합니다. </li><li> 주걱을 hemi - sected 두뇌의 midsagittal 비행기와 수평으로 정렬 잡고 팁이 꼬리로 나타날 때까지 심실 벽의 부드러운 윤곽을 통해 밀어. </li><li> 해마 아래의 주걱을 잡고 해마가 위에있는 피질과 결합하는 내부 층을 따라 연결 섬유 위로 가볍게 누르십시오. 이 층의 외부면에 미세 주걱을 바르고 코팅 된 주걱에 대해 슬라이드시켜 연결하는 fi맥주. </li><li> 추출을 완료하려면 해부 접시를 회전하고 복부 해마 아래에 코팅 된 주걱을 삽입합니다. 피질 주름의 내부를 주걱으로 가볍게 잡고 미세 주걱에 대한 슬라이싱 동작을 사용하여 엔도르린 연결부를 절단합니다. 참고 : 전체 septohippocampal 복잡한은 전체 해마 아래에 코팅 된 주걱을 배치하고 아래에서 나머지 뇌 조직을 꺼내 제거 할 수 있습니다. </li><li> 일단 고립이 완료되면, 해마를 접시에 휴식을 유지하고 차가운 유지하기 위해 얼음 차가운 자당 솔루션의 방울을 추가합니다. 조심스럽게 남은 피질과 섬유를 잘라내어 면도날을 천천히 가해 중격에서 해마를 분리합니다. 참고 : 패치 클램프 녹음이 피라미드 세포 (4.6 절 참조)에서 수행되어야하는 경우 격리 된 해마는 CA1의 피라미드 층을 노출시키기 위해 45 ° 각도로 횡 방향으로 절단 될 수 있습니다 ( &quot;angle- 컷 &quot;준비) 해마의 나머지 부분에서 로컬 네트워크 회로를 손상시키지 않습니다. </li><li> 제제를 상온의 자당 용액에 옮기고 15 ~ 30 분간 회복시켜 녹음 챔버로 옮긴다. </li></ol></li></ol> 3. 격리 된 해마 기록을위한 빠른 관류 설정 <ol><li> 20 - 25 mL / min에서 산소가 공급 된 aCSF를 연속적으로 고속 유입 할 수 있도록 중력 식 관류 시스템을 설치하십시오. <ol><li> 미리 aCSF (1X) 플라스크를 준비하고 실험 시작 15 분 전에 예열 욕조 (~ 30 ° C)에 담그십시오. 인라인 용액 히터 시스템을 켜십시오 (30 ° C). </li><li> 실험 전반에 걸쳐 aCSF에 산소를 공급하는 카보 겐 탱크에 연결된 수족관 버블 러와 튜빙 라인을 사용하고 재관류 시작 전에 CaCl 2 [2 mM]를 첨가하십시오. </li><li> aCSF 흐름을 중지하고 와이드를 사용하여 기록 챔버에 해마를 전송유리 피펫의 끝입니다. 자당 포화 제제가 침전되어 바닥에 침전되도록하십시오. </li><li> CA1과 SUB의 매끄러운 표면을 맨 위에 놓고 녹음 챔버의 중심에 (입구 - 출구 축과 일치하여) 준비물을 놓습니다. septal과 temporal extremes에서 작은 무게로 해마를 안정화시키고 aCSF flow를 다시 시작하십시오. </li></ol></li></ol> 고립 해마에서의 전기 생리학 <ol><li> 생체 외 hippocampal 쎄타 발현의 세포 외 기록 <ol><li> LVD (Local Field Potential) 또는 체외 격리 된 해마로부터의 단일 단위 활동의 ​​세포 외 모니터링을 위해 aCSF로 채워진 유리 마이크로 피펫 (1 - 3 MΩ)을 사용하십시오. 이득 x1000의 패치 클램프 증폭기, 온라인 대역 통과 필터링 0.1 - 500 Hz 및 5-20 kHz의 샘플링 속도로 저잡음 AC 결합 필드 전위 신호를 기록하십시오. 참고 :이 프로토콜에 사용되는 맞춤형 현미경는 해마의 저배율보기를위한 저배율 (2.5X) 및 고배율 (40X) 대 상뿐만 아니라 단일 셀 인식을위한 적외선 비디오 현미경 및 후광 형광을 갖추고 있습니다. 이 시스템의 구성 요소로는 직립 형광 현미경, 형광 필터 큐브, 이미징 소프트웨어가있는 아날로그 비디오 카메라 및 디지털 프레임 그래버, 단계별 사용자 지정 관류 챔버 ( 그림 2A , 삽입 된 i) 및 연결 기록 용 고정밀 미세 조절기 및 광섬유 배치. </li><li> 현미경에 장착 된 카메라를 사용하고 컴퓨터 디스플레이에 연결하여 저배율 (2.5 배)에서 해마 준비를 검사하고 언더컷이 없거나 외부 표면이 손상되지 않았는지 신속하게 확인합니다. CA1의 매끄러운 표면을 따라 대각선 방향으로 배치 된 새우 섬유 배열은 해마 (hippocam)를 통해 투과 된 빛을 비출 때 가시적이어야한다 ( 그림 2A , 삽입 2)고름. </li><li> 격리 된 해마와 특정 기록 위치에 LFP 전극을 배치하려면 저배율 와이드 필드 대물 렌즈를 사용하십시오. 참고 : 서로 다른 녹음 위치에 배치 된 여러 개의 전극이있는 격리 된 해마 준비의 레이아웃이 그림 2A에 나와 있습니다. </li><li> CA1 영역의 표면 (alveus)에 닿을 때까지 LFP 전극을 조에 넣으십시오. 참고 : 이것은 일반적으로 전극이 기록 매체에 닿으면 발생하는 것과 유사한 AC 결합 기록에서 빠른 과도 현상을 일으 킵니다. 오디오 모니터는이 단계 후에 LFP 채널 신호를 청취하는 데 유용 할 수 있습니다. 참고 : 종종 활동의 초기 징후는 10-15 분 후에 만 ​​나타나므로 준비 단계로 빨리 넘어 가지 않는 것이 중요합니다. 이 기간이 지난 후에도 표면 LFP 전극이 여전히 활동을 포착하지 못하면 지층 oriens를 조금 더 아래로 전진하십시오주요 셀 레이어에 접근하는 동안 어떤 형태의 활동이 발생하는지 주기적으로 확인하십시오. 5 ~ 10 분 후에 아무 것도 감지되지 않으면 조심스럽게 전극을 집어 넣고 같은 지역의 다른 곳에 두십시오. </li><li> 피라미드 층을 통해 LFP 전극을 전진시킵니다. 개별 뉴런 (주로 피라미드 및 억제 성 바스켓 세포)으로부터의 단일 단위 방출이 검출됨에 따라 세포 외 스파이크 활동이 초기에 증가하는 것을 관찰하십시오. 전극을 더 낮추고 팁이 방사선에 교차하면서 스파이크가 다시 흐려지기 시작합니다. 시타 - 주파수 범위 (4 - 12 Hz)에서 명확하게 보이는 네트워크 발진이 분명 해지고 방사 위치를 통해 방사 크기가 낮아짐에 따라 최대 진폭 (~ 100 - 300 μV)에 도달한다는 것을 관찰하십시오. </li></ol></li><li> 단일 영역의 세타 진동 <ol><li> CA1 영역에서 자발적인 세타 진동의 공간 특성을 시험하기 위해 팁중앙 CA1 부위 (길이 방향의 중격 - 측두 축을 따라 중간에 위치)에서 LFP 전극을 참조하고 이전에 설명한대로 방사체로 내립니다. </li><li> 두 번째 LFP 전극을 CA1 사이트 (200 - 800 μm septal 또는 첫 번째 LFP에서 일시적)에 배치하고 CA1 쎄타 진동이 비교적 큰 거리에서 동기화 될 수 있음을 관찰합니다. </li></ol></li><li> 레이어를 통한 쎄타 진동 <ol><li> 해마 층의 세타 진동의 특성을 시험하기 위해 CA1 라지 타텀 사이트에 기준 LFP 전극을 남겨 둡니다. 지층 oriens 바로 위에서 시작하여 두 번째 전극을 피라미드 세포층으로 내리고 radiatum을 통과시킵니다. 피라미드 층을 가로 지르는 LFP 신호의 점진적인 반전 (상대 위상 역전)을 관찰하십시오. 참고 : 이러한 유형의 활동에 대한 대표적인 예는 그림 2B를 참조하십시오. 층류 / 깊이 프로파일 및 전류 소스 밀도 (CSD) 분석기의 예고립 해마에서의 위상 반전 위치가 이전에 23 , 24 , 25 로 발표되었다. </li></ol></li><li> 손상되지 않은 해마에서 감마 진동과 theta-gamma 커플 링 <ol><li> 필드 전극을 CA1 / SUB 경계에 놓고 피라미드 층과 분자 층 사이의 계면에 위치 할 때까지 낮추십시오. 이 레벨에서 로컬 세타 리듬으로 위상 고정되는 진폭 변화로 명확한 감마 진동을 표시하는 필드 전위를 기록 할 수 있습니다 24 . 쎄타 - 감마 커플 링의 느린 시간 스케일을 관찰하기 위해 스케일링을 조정하십시오. 감마 버스트는 두 개의 다른 주파수 대역에서 발생하며 저속 (25 - 50 Hz) 및 빠른 감마 (150 - 250 Hz) 범위에서 진행중인 LFP 신호를 대역 통과 필터링하여 나타낼 수 있습니다 ( 그림 2C 참조) 흔적). </li></ol></li><li> 체외 hippocampal theta oscillations 동안 전체 세포 패치 클램프 녹음 참고 : 프로토콜의이 부분에서는 PV promoter (tdTomato)의 제어하에 형광 단백질 tdTomato를 발현하는 형질 전환 PV-TOM 마우스로부터 격리 된 해마에서 확인 된 신경 세포로부터 시각적으로 유도 된 전체 세포 패치 클램프 기록을 얻는 것이 목표입니다 자세한 내용은 참고 자료 및 참조 26 ). <ol><li> PV - TOM 마우스 ( 그림 3 )에서 hippocampal 준비 표면 근처에 tdTomato 긍정적 인 interneurons을 시각화하기 위해 낮은 (2.5X) 및 높은 전력 (40X) 확대와 형광 비디오 현미경을 사용하십시오. PV-TOM 뉴런은 알 부스 (최대 100 μm)를 통한 패치를 성공적으로 시각화하고 표적화 할 수 있지만, 해마가 앵글 컷 기술로 준비 될 때 비 형광성 피라미드 세포에 비교적 쉽게 도달 할 수 있음을 유의하십시오 (참조 섹션 2.2.14 주).</li><li> 해마의 낮은 배율보기에서 패치 클램프 실험을 준비하면서 세타 진동을 모니터링하기 위해 CA1 / SUB에 LFP 전극을 배치하십시오. </li><li> 배율을 40X로 전환하고 대상 영역에 목표물을 담그십시오. 상단 레이어가 보일 때까지 낮추십시오. 반대쪽에서 패치 피펫 접근을위한 충분한 오픈 액세스를 보장하기 위해 현미경의 위치를 ​​조작. </li><li> 형광 현미경 검사에서 형광 PV-TOM 세포를 선택하고 표준 세포 내 용액으로 채워진 패치 피펫 (2 - 3 MΩ)으로 접근하십시오. </li><li> 마우스 피스를 사용하여 가벼운 양의 압력을 피펫에 가하고 전극이 세포로 내려갈 때 저항을 모니터링합니다. 팁이 표적 세포를 만날 때, 피펫 저항이 증가하고 양성 압력이 막을 밀 때 명확한 딤플이 나타난다. 압력을 해제하고 씰이 형성되기 시작할 때 전류 펄스가 평평 해지는지 확인하십시오. 즉시 clamp에서 과분극 된 전위 (-70 mV)로 전환되고 GΩ 씰이 달성되면 피펫 홀더를 통해 가해지는 소량의 음압으로 세포막이 파열됩니다. </li><li> 일단 전체 세포 구성, 자발적인 해마 진동 ( 그림 3B ) 동안 식별 PV 세포의 생리 특성을 검사하십시오. </li><li> PV 세포에서 세포 내막 전위 기록은 진행중인 CA1 / SUB 쎄타 리듬과 동기화되는 빠른 전위 행동 및 파열 작용 전위를 특징으로한다는 것을 관찰하십시오. </li><li> 전압 클램프로 전환하고 본질의 리듬 활동에 의해 생성 된 흥분성 대 억제 성 시냅스 전류의 비율을 특성화하기 위해 세포를 다른 멤브레인 전위로 유지합니다. 비교를 위해 피라미드 셀로부터의 패치 클램프 기록의 예가 도 3a 에 도시되어있다. </li></ol></li><li> 격리 된 해마의 Optogenetic 제어 </strong&gt; 참고 : hippocampal 네트워크 활동의 optogenetic 제어 들어, 이러한 세포가 고립 된 해마 25 의 주요 세포 인구를 동기화에 중요한 역할을 것으로 나타 났습으로 PV 함유 GABAergic 세포의 리듬 활성화와 관련된 세포 유형의 구체적인 전략은 여기에 사용됩니다. PV 세포에서 흥분성 채널 루돕 신 -2 (ChR2)의 선택적 발현은 PV-Cre 마우스 라인을 ChR2 Cre 의존적으로 발현하는 마우스 (Ai32)와 교차시킴으로써 PV-ChY 마우스를 생성함으로써 달성된다. 또는 CA1 / SUB interneurons에서 흥분성 옵신의 발현을 유도하기 위해 PV-Cre 또는 PV-TOM 마우스 (P15-16)의 해마에 바이러스 벡터 구조물 ( 예 : AAVdj-ChETA-eYFP)을 주입 할 수 있습니다 ( 그림 4A ). 참고 :이 전략은 이전에 설명되었습니다 25 . <ol><li> CA1 / SUB 영역에 LFP 전극을 놓고 격리 된 hippoc에 인근 피라미드 셀을 패치하십시오PV 신경 세포에서 청색 빛 민감성 흥분성 옵신 ChR2를 발현하는 마우스의 ampus. </li><li> 광섬유 광 가이드 (직경 0.2 - 1mm)를 해마 제제 위에 놓고 기록 된 부위의 중앙에 놓습니다. 세타 주파수 (4 - 12 Hz)에서 전달되는 광 펄스 (트랜지스터 - 트랜지스터 논리 신호에 의해 트리거되는 10 - 20 ms) 또는 사인파 전압 명령으로 구성된 광 발생 자극을위한 LED 소스의 청색 빛 (473 nm)을 사용하십시오. 참고 : 사용자 정의 LED 기반 광 자극 어셈블리는 다른 곳에서 설명했습니다 25 . </li><li> 전류 클램프로 전환하고 자발적인 세타 진동 동안 피라미드의 활동을 특성화합니다. </li><li> 자극 프로토콜을 시작하고 빛의 반응을 기록합니다. 기록 된 신경 세포에서 현장 진동과 시냅스 활동이 광학 유전 자극 동안 점점 더 동기화되고 PV 세포의 리듬 페이싱이 두 주파수( 그림 4 ). </li></ol></li></ol>

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M., Sejnowski, T. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cholinergic+induction+of+oscillations+in+the+hippocampal+slice+in+the+slow+(0.5-2+Hz),+theta+(5-12+Hz),+and+gamma+(35-70+Hz)+bands.">Cholinergic induction of oscillations in the hippocampal slice in the slow (0.5-2 Hz), theta (5-12 Hz), and gamma (35-70 Hz) bands.</a> Hippocampus. 10 (2), 187-197 (2000).</li><li>Gillies, M. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+model+of+atropine-resistant+theta+oscillations+in+rat+hippocampal+area+CA1.">A model of atropine-resistant theta oscillations in rat hippocampal area CA1.</a> J Physiol. 543 (Pt 3), 779-793 (2002).</li><li>Gloveli, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Orthogonal+arrangement+of+rhythm-generating+microcircuits+in+the+hippocampus.">Orthogonal arrangement of rhythm-generating microcircuits in the hippocampus.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 102 (37), 13295-13300 (2005).</li><li>Konopacki, J., Eckersdorf, B., Kowalczyk, T., Golebiewski, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Firing+cell+repertoire+during+carbachol-induced+theta+rhythm+in+rat+hippocampal+formation+slices.">Firing cell repertoire during carbachol-induced theta rhythm in rat hippocampal formation slices.</a> Eur J Neurosci. 23 (7), 1811-1818 (2006).</li><li>Hajos, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Maintaining+network+activity+in+submerged+hippocampal+slices:+importance+of+oxygen+supply.">Maintaining network activity in submerged hippocampal slices: importance of oxygen supply.</a> Eur J Neurosci. 29 (2), 319-327 (2009).</li><li>Manseau, F., Goutagny, R., Danik, M., Williams, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+hippocamposeptal+pathway+generates+rhythmic+firing+of+GABAergic+neurons+in+the+medial+septum+and+diagonal+bands:+an+investigation+using+a+complete+septohippocampal+preparation+in+vitro.">The hippocamposeptal pathway generates rhythmic firing of GABAergic neurons in the medial septum and diagonal bands: an investigation using a complete septohippocampal preparation in vitro.</a> J Neurosci. 28 (15), 4096-4107 (2008).</li><li>Goutagny, R., Jackson, J., Williams, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Self-generated+theta+oscillations+in+the+hippocampus.">Self-generated theta oscillations in the hippocampus.</a> Nat Neurosci. 12 (12), 1491-1493 (2009).</li><li>Jackson, J., Goutagny, R., Williams, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fast+and+slow+gamma+rhythms+are+intrinsically+and+independently+generated+in+the+subiculum.">Fast and slow gamma rhythms are intrinsically and independently generated in the subiculum.</a> J Neurosci. 31 (34), 12104-12117 (2011).</li><li>Amilhon, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Parvalbumin+Interneurons+of+Hippocampus+Tune+Population+Activity+at+Theta+Frequency.">Parvalbumin Interneurons of Hippocampus Tune Population Activity at Theta Frequency.</a> Neuron. 86 (5), 1277-1289 (2015).</li><li>Huh, C. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Excitatory+Inputs+Determine+Phase-Locking+Strength+and+Spike-Timing+of+CA1+Stratum+Oriens/Alveus+Parvalbumin+and+Somatostatin+Interneurons+during+Intrinsically+Generated+Hippocampal+Theta+Rhythm.">Excitatory Inputs Determine Phase-Locking Strength and Spike-Timing of CA1 Stratum Oriens/Alveus Parvalbumin and Somatostatin Interneurons during Intrinsically Generated Hippocampal Theta Rhythm.</a> J Neurosci. 36 (25), 6605-6622 (2016).</li><li>Gu, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=NMDA-dependent+phase+synchronization+between+septal+and+temporal+CA3+hippocampal+networks.">NMDA-dependent phase synchronization between septal and temporal CA3 hippocampal networks.</a> J Neurosci. 33 (19), 8276-8287 (2013).</li><li>Jackson, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reversal+of+theta+rhythm+flow+through+intact+hippocampal+circuits.">Reversal of theta rhythm flow through intact hippocampal circuits.</a> Nat Neurosci. 17 (10), 1362-1370 (2014).</li><li>Gonzalez-Burgos, G., Lewis, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=GABA+neurons+and+the+mechanisms+of+network+oscillations:+implications+for+understanding+cortical+dysfunction+in+schizophrenia.">GABA neurons and the mechanisms of network oscillations: implications for understanding cortical dysfunction in schizophrenia.</a> Schizophr Bull. 34 (5), 944-961 (2008).</li></ol>

저자는 상업적 또는 재정적 이해 관계가 없다고 선언합니다.

급성 hippocampal 조각에서 electrophysiological 녹음은 표준 체외 기술을 구성하는 동안, 여기에 제시된 방법은 고전적인 접근 방식과 크게 다릅니다. 특정 세포 층이 표면에서 볼 수 있고 직접 검사 할 수있는 얇은 슬라이스 준비와 달리 손상되지 않은 해마 준비물은 개별 층을 통과하면서 전극을 대상 뇌 영역으로 낮추는 생체 내 구성과 유사합니다. 해마의 무결성은 기능적 연결성 및 국?...

Hippocampal theta oscillations (4 - 12 Hz)는 포유 동물의 뇌에서 가장 두드러진 리듬 활동 중 하나이며, 시공간 정보의 처리 및 일란성 기억 1 , 2 , 3의 형성과 같은인지 기능에서 중요한 역할을한다고 여겨집니다. 공간 탐색 및 병변 연구와 함께 theta-modulated place-cell의 관계를 강조하는 몇 가지 생체 내 연구와 임상 증거는 hippocampal theta oscillations이 기억 형성 4 , 5 , 6에 관여한다는 견해를 뒷받침한다. 해마 생성의 세타 진동은 아직 완전히 이해되지 않았다. 초기 생체 내 조사는 세타 활성이 외인성 발진기, 특히 리듬 입력에 주로 의존한다고 제안했다중격과 entorhinal 피질 같은 구 심성 뇌 구조에서 7 , 8 , 9 , 10 . 내인성 요인 - 해마 신경 세포의 내부 연결성과 해마 뉴런의 성질 -은 시험관 내 관찰 11 , 12 , 13 , 14 , 15 , 16 , 17 , 18에 근거하여 가정되었다. 그러나 몇 가지 획기적인 연구 19 , 20 , 21 을 제외하고 간단한 체외 조각 준비에서 생리적으로 현실적인 인구 활동을 복제 할 수있는 접근법을 개발하는 데 어려움이 있습니다오랫동안 해마와 그 주변의 본질적인 능력을 세타 진동을 스스로 발생시키는 데 더 상세한 실험적 검사를 지연시켰다. 체외의 얇은 슬라이스 실험 환경 에서 표준의 중요한 단점은 뇌 구조의 3D 세포 및 시냅스 조직이 일반적으로 손상된다는 것입니다. 즉, 공간적으로 분산 된 세포 어셈블리를 기반으로하는 여러 형태의 협동 네트워크 활동이 하나 이상의 뇌 영역 (&gt; 1mm)에 걸쳐있는 국소 그룹 (반경 ≤1mm)에서 뉴런 인구에 이르기까지 지원 될 수 없습니다. 이러한 고려 사항을 감안할 때, 세타 진동이 해마에서 어떻게 나타나고 관련 피질 및 피질 하부 구조로 전파되는지 연구하는 데는 다른 유형의 접근법이 필요했습니다. 최근 몇 년 동안 양방향 intera를 검사하기위한 &quot;완전한 septo-hippocampal&quot;준비의 초기 개발두 구조물 (22) 및 「격리 해마 &quot;제제 계속되는 진화 ctions는 고유 진동 세타 리듬 외부 입력 (23)이 결여 된 해마에서 자발적으로 발생하는 것으로 밝혀졌다. 이러한 접근법의 값은 이들 영역의 전체 기능 구성이 체외 (22)에서의 세타 리듬 발전기로서 작동하기 위해 유지했다 초기 통찰력에 놓여있다.

<table><tbody><tr><td>&lt;strong&gt;Reagents&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sodium Chloride</td><td>Sigma Aldrich</td><td>S9625</td><td></td></tr><tr><td>Sucrose</td><td>Sigma Aldrich</td><td>S9378</td><td></td></tr><tr><td>Sodium Bicarbonate</td><td>Sigma Aldrich</td><td>S5761</td><td></td></tr><tr><td>NaH&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;PO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt; - sodium phosphate monobasic</td><td>Sigma Aldrich</td><td>S8282</td><td></td></tr><tr><td>Magnesium sulfate</td><td>Sigma Aldrich</td><td>M7506</td><td></td></tr><tr><td>Potassium Chloride</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P3911</td><td></td></tr><tr><td>D-(+)-Glucose</td><td>Sigma Aldrich</td><td>G7528</td><td></td></tr><tr><td>Calcium chloride dihydrate</td><td>Sigma Aldrich</td><td>C5080</td><td></td></tr><tr><td>Sodium Ascorbate</td><td>Sigma Aldrich</td><td>A7631-25G</td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Name&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Company&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Catalog Number&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Comments&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Equipment&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Standard Dissecting Scissors</td><td>Fisher Scientific</td><td>08-951-25</td><td>brain extraction</td></tr><tr><td>Scalpel Handle #4, 14 cm</td><td>WPI</td><td>500237</td><td>brain extraction</td></tr><tr><td>Filter forceps, flat jaws, straight (11 cm)</td><td>WPI</td><td>500456</td><td>brain extraction</td></tr><tr><td>Paragon Stainless Steel Scalpel Blades #20</td><td>Ultident</td><td>02-90010-20</td><td>brain extraction</td></tr><tr><td>Fine Point Curved Dissecting Scissors</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>711999</td><td>brain extraction</td></tr><tr><td>Teflon (PTFE) -coated thin spatula</td><td>VWR</td><td>82027-534</td><td>hippocampal preparation</td></tr><tr><td>Hayman Style Microspatula</td><td>Fisher Scientific</td><td>21-401-25A</td><td>hippocampal preparation</td></tr><tr><td>Lab spoon</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-375-20</td><td>hippocampal preparation</td></tr><tr><td>Borosilicate Glass Pasteur Pipets</td><td>Fisher Scientific</td><td>13-678-20A</td><td>hippocampal preparation</td></tr><tr><td>Droper</td><td>Fisher Scientific</td><td></td><td>hippocampal preparation</td></tr><tr><td>Razor blades Single edged</td><td>VWR</td><td>55411-055</td><td>hippocampal preparation</td></tr><tr><td>Lens paper (4 x 6&quot;)</td><td>VWR</td><td>52846-001</td><td>hippocampal preparation</td></tr><tr><td>Glass petri dishes (100 x 20 mm)</td><td>VWR</td><td>25354-080</td><td>hippocampal preparation</td></tr><tr><td>Plastic tray for ice; size 30 x 20 x 5 cm</td><td>n.a.</td><td>n.a.</td><td>hippocampal preparation</td></tr><tr><td>Single Inline Solution Heater</td><td>Warner Instruments</td><td>SH-27B</td><td>perfusion system</td></tr><tr><td>Aquarium air stones for bubbling</td><td>n.a.</td><td>n.a.</td><td>perfusion system</td></tr><tr><td>Tygon E-3603 tubing (ID 1/16 OD 1/8)</td><td>Fisherbrand</td><td>14-171-129</td><td>perfusion system</td></tr><tr><td>Electric Skillet</td><td>Black &amp;amp; Decker</td><td>n.a.</td><td>perfusion system</td></tr><tr><td>95% O&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;/5% CO&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt; gas mixture (carbogen)&amp;nbsp;</td><td>Vitalaire</td><td>SG466204A</td><td>perfusion system</td></tr><tr><td>Glass bottles/flasks (4 x 1 L)</td><td>n.a.</td><td>n.a.</td><td>perfusion system</td></tr><tr><td>Submerged recording Chamber</td><td>custom design (FM)</td><td>n.a.</td><td>Commercial alternative may be used</td></tr><tr><td>Glass pipettes (1.5/0.84 OD/ID (mm) )</td><td>WPI</td><td>1B150F-4</td><td>electrophysiology</td></tr><tr><td>Hum Bug 50/60 Hz Noise Eliminator</td><td>Quest Scientific</td><td>Q-Humbug</td><td>electrophysiology</td></tr><tr><td>Multiclamp 700B patch-clamp amplifier</td><td>Molecular devices</td><td>MULTICLAMP</td><td>electrophysiology</td></tr><tr><td>Multiclamp 700B Commander Program</td><td>Molecular devices</td><td>MULTICLAMP</td><td>electrophysiology</td></tr><tr><td>Digital/Analogue converter</td><td>Molecular devices</td><td>DDI440</td><td>electrophysiology</td></tr><tr><td>PCLAMP10</td><td>Molecular devices</td><td>PCLAMP10</td><td>electrophysiology</td></tr><tr><td>Vibration isolation table&amp;nbsp;</td><td>Newport</td><td>n.a.</td><td>electrophysiology</td></tr><tr><td>Micromanipulators (manually operated )</td><td>Siskiyou&amp;nbsp;</td><td>MX130</td><td>electrophysiology (LFP)</td></tr><tr><td>Micromanipulators (automated)</td><td>Siskiyou&amp;nbsp;</td><td>MC1000e</td><td>electrophysiology (patch)</td></tr><tr><td>Audio monitor&amp;nbsp;</td><td>A-M Systems</td><td>Model 3300</td><td>electrophysiology</td></tr><tr><td>Micropipette/Patch pipette puller</td><td>Sutter</td><td>P-97</td><td>electrophysiology</td></tr><tr><td>Custom-built upright fluorescence microscope</td><td>Siskiyou</td><td>n.a.</td><td>Imaging</td></tr><tr><td>Analogue video camera</td><td>COHU</td><td>4912-2000/0000</td><td>Imaging</td></tr><tr><td>Digital frame grabber with imaging software</td><td>EPIX, Inc</td><td>PIXCI-SV7</td><td>Imaging</td></tr><tr><td>Olympus 2.5X objective</td><td>Olympus</td><td>MPLFLN</td><td>Imaging</td></tr><tr><td>Olympus 40X water immersion objective</td><td>Olympus</td><td>UIS2 LUMPLFLN</td><td>Imaging</td></tr><tr><td>Custom-made Light-Emitting Diode (LED) system&amp;nbsp;</td><td>custom</td><td>n.a.</td><td>optogenetic stimulation (Amhilon et al., 2015)</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Name&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Company&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Catalog Number&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Comments&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Animals&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>PV::Cre (KI) mice</td><td>Jackson Laboratory</td><td>stock number 008069</td><td>Allow&amp;nbsp; Cre-directed gene expression in PV interneurons</td></tr><tr><td>Constitutive-conditional Ai9 mice (R26-lox-stop-lox-tdTomato (KI))</td><td>Jackson Laboratory</td><td>stock number 007905</td><td>Express TdTomato following Cre-mediated recombination</td></tr><tr><td>Ai32 mice (R26-lox-stop-lox-ChR2(H134R)-EYFP</td><td>Jackson Laboratory</td><td>stock&lt;br/&gt; number 012569</td><td>Express the improved channelrhodopsin-2/EYFP fusion protein following exposure to Cre recombinase</td></tr><tr><td>PVChY mice</td><td>In house breeding</td><td>n.a.</td><td>Offspring obtained from cross-breeding the PV-Cre line with Ai32 mice (R26-lox-stop-lox-ChR2(H134R)-EYFP</td></tr></tbody></table>

tuning in the hippocampal theta band in vitro: methodologies for recording from the isolated rodent septohippocampal circuit

이 프로토콜은 세타 진동의 연구를위한 방법론 및 응용 프로그램의 최근 개선과 함께 고립 된 전체 해마, WT 및 유전자 변형 생쥐에서 준비하고 녹음 절차를 설명합니다. 고립 해마 준비의 간단한 특성 분석을 통해 내부 hippocampal theta 발진기와의 관계를 cornum ammonis-1 (CA1) 및 subiculum (SUB) 영역의 피라미드 세포 및 GABA 신경계 인터페론의 활성과 함께 검사합니다. 전반적으로, 우리는 고립 된 해마가 체외에서 본질적인 세타 진동 을 생성 할 수 있으며, 해마 내에 생성 된 리듬이 parvalbumin 양성 (PV) 신경 세포의 광학 유전 자극에 의해 정확하게 조작 될 수 있음을 보여줍니다. 시험관에서 분리 된 해마 제제는 시각적으로 확인 된 neu에서 동시에 현장 및 세포 내 패치 클램프 기록을 사용할 수있는 독특한 기회를 제공합니다theta 리듬 세대의 기본 메커니즘을 더 잘 이해할 수 있습니다.

<html> 이 섹션 은 체외에서 마우스 격리 hippocampal 준비 에 세타 진동을 공부하여 얻을 수있는 결과의 예를 보여줍니다. 분리 된 해마를 추출하기위한 해부 절차는 그림 1에 설명되어 있습니다. 이 준비를 사용하여 내장 된 세타 진동은 여러 필드 전극을 배치하는 동안 검사 할 수 있으며 전반적인 활동을 기록하고 격리 된 해마의 여러 ​?...

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Tuning in the Hippocampal Theta Band In Vitro: Methodologies for Recording from the Isolated Rodent Septohippocampal Circuit

여기에서, 우리는 격리 된 전체 해마 제조물로부터 리듬 뉴런 네트워크 세타 및 감마 진동을 기록하기위한 프로토콜을 제시한다. 우리는 해마 추출에서 현장, 단일 및 전체 세포 패치 클램프 녹음뿐만 아니라 theta 리듬의 광 발생기 페이싱에 이르기까지의 실험 단계를 설명합니다.

Hippocampal 쎄타 밴드의 튜닝<em&gt; 체외에서</em&gt; : 격리 된 설치류 Septohippocampal Circuit에서 기록하는 방법론

This protocol outlines the procedures for preparing and recording from the isolated whole hippocampus, of WT and transgenic mice, along with recent ...

tuning-hippocampal-theta-band-vitro-methodologies-for-recording-from

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Tuning in the Hippocampal Theta Band In Vitro: Methodologies for Recording from the Isolated Rodent Septohippocampal Circuit

9.7K 조회수.  McGill University.  여기에서, 우리는 격리 된 전체 해마 제조물로부터 리듬 뉴런 네트워크 세타 및 감마 진동을 기록하기위한 프로토콜을 제시한다. 우리는 해마 추출에서 현장, 단일 및 전체 세포 패치 클램프 녹음뿐만 아니라 theta 리듬의 광 발생기 페이싱에 이르기까지의 실험 단계를 설명합니다. 

비디오: Tuning in the Hippocampal Theta Band In Vitro: Methodologies for Recording from the Isolated Rodent Septohippocampal Circuit

Automatic Detection of Highly Organized Theta Oscillations in the Murine EEG

Theta activity is generated in the septohippocampal system and can be recorded using deep intrahippocampal electrodes and implantable electroencephalography (EEG) radiotelemetry or tether system approaches. Pharmacologically, hippocampal theta is heterogeneous (see dualistic theory) and can be differentiated into type I and type II theta. These individual EEG subtypes are related to specific cognitive and behavioral states, such as arousal, exploration, learning and memory, higher integrative functions, etc. In neurodegenerative diseases such as Alzheimer&#39;s, structural and functional alterations of the septohippocampal system can result in impaired theta activity/oscillations. A standard quantitative analysis of the hippocampal EEG includes a Fast-Fourier-Transformation (FFT)-based frequency analysis. However, this procedure does not provide details about theta activity in general and highly-organized theta oscillations in particular. In order to obtain detailed information on highly-organized theta oscillations in the hippocampus, we have developed a new analytical approach. This approach allows for time- and cost-effective quantification of the duration of highly-organized theta oscillations and their frequency characteristics.

Theta activity in the hippocampus is related to specific cognitive and behavioral stages. Here, we describe an analytical method to detect highly-organized theta oscillations within the hippocampus using a time-frequency (i.e., wavelet analysis)-based approach.

쥐 EEG에서 매우 조직 된 세타 진동의 자동 감지

Theta activity is generated in the septohippocampal system and can be recorded using deep intrahippocampal electrodes and implantable ...

연구

행동분석학

Dual Electrophysiological Recordings of Synaptically-evoked Astroglial and Neuronal Responses in Acute Hippocampal Slices

Astrocytes form together with neurons tripartite synapses, where they integrate and modulate neuronal activity. Indeed, astrocytes sense neuronal inputs through activation of their ion channels and neurotransmitter receptors, and process information in part through activity-dependent release of gliotransmitters. Furthermore, astrocytes constitute the main uptake system for glutamate, contribute to potassium spatial buffering, as well as to GABA clearance. These cells therefore constantly monitor synaptic activity, and are thereby sensitive indicators for alterations in synaptically-released glutamate, GABA and extracellular potassium levels. Additionally, alterations in astroglial uptake activity or buffering capacity can have severe effects on neuronal functions, and might be overlooked when characterizing physiopathological situations or knockout mice. Dual recording of neuronal and astroglial activities is therefore an important method to study alterations in synaptic strength associated to concomitant changes in astroglial uptake and buffering capacities. Here we describe how to prepare hippocampal slices, how to identify stratum radiatum astrocytes, and how to record simultaneously neuronal and astroglial electrophysiological responses. Furthermore, we describe how to isolate pharmacologically the synaptically-evoked astroglial currents.

The preparation of acute brain slices from isolated hippocampi, as well as the simultaneous electrophysiological recordings of astrocytes and neurons in stratum radiatum during stimulation of schaffer collaterals is described. The pharmacological isolation of astroglial potassium and glutamate transporter currents is demonstrated.

급성 Hippocampal 슬라이스에 Synaptically-evoked Astroglial와 Neuronal 응답의 듀얼 Electrophysiological 레코딩

Astrocytes form together with neurons tripartite synapses, where they integrate and modulate neuronal activity. Indeed, astrocytes sense neuronal inputs ...

신경과학

Improved Preparation and Preservation of Hippocampal Mouse Slices for a Very Stable and Reproducible Recording of Long-term Potentiation

Long-term potentiation (LTP) is a type of synaptic plasticity characterized by an increase in synaptic strength and believed to be involved in memory encoding. LTP elicited in the CA1 region of acute hippocampal slices has been extensively studied. However the molecular mechanisms underlying the maintenance phase of this phenomenon are still poorly understood. This could be partly due to the various experimental conditions used by different laboratories. Indeed, the maintenance phase of LTP is strongly dependent on external parameters like oxygenation, temperature and humidity. It is also dependent on internal parameters like orientation of the slicing plane and slice viability after dissection.
The optimization of all these parameters enables the induction of a very reproducible and very stable long-term potentiation. This methodology offers the possibility to further explore the molecular mechanisms involved in the stable increase in synaptic strength in hippocampal slices. It also highlights the importance of experimental conditions in in vitro investigation of neurophysiological phenomena.

This paper presents a complete methodology to prepare and preserve in vitro acute hippocampal slices from adult mice. This protocol allows the recording of very stable long-lasting long-term potentiation (LTP) for more than 8 hours with a success rate of 95%.

장기 상승 작용으로 매우 안정하고 재현성 기록을위한 향상된 준비 및 해마 마우스 조각의 보존

Long-term potentiation (LTP) is a type of synaptic plasticity characterized by an increase in synaptic strength and believed to be involved in memory ...

Whole-cell Patch-clamp Recordings from Morphologically- and Neurochemically-identified Hippocampal Interneurons

GABAergic inhibitory interneurons play a central role within neuronal circuits of the brain. Interneurons comprise a small subset of the neuronal population (10-20%), but show a high level of physiological, morphological, and neurochemical heterogeneity, reflecting their diverse functions. Therefore, investigation of interneurons provides important insights into the organization principles and function of neuronal circuits. This, however, requires an integrated physiological and neuroanatomical approach for the selection and identification of individual interneuron types. Whole-cell patch-clamp recording from acute brain slices of transgenic animals, expressing fluorescent proteins under the promoters of interneuron-specific markers, provides an efficient method to target and electrophysiologically characterize intrinsic and synaptic properties of specific interneuron types. Combined with intracellular dye labeling, this approach can be extended with post-hoc morphological and immunocytochemical analysis, enabling systematic identification of recorded neurons. These methods can be tailored to suit a broad range of scientific questions regarding functional properties of diverse types of cortical neurons.

Cortical networks are controlled by a small, but diverse set of inhibitory interneurons. Functional investigation of interneurons therefore requires targeted recording and rigorous identification. Described here is a combined approach involving whole-cell recordings from single or synaptically-coupled pairs of neurons with intracellular labeling, post-hoc morphological and immunocytochemical analysis.

Morphologically- 및 Neurochemically 확인 된 해마의 interneurons에서 전체 세포 패치 클램프 녹음

GABAergic inhibitory interneurons play a central role within neuronal circuits of the brain. Interneurons comprise a small subset of the neuronal ...

Optogenetic Entrainment of Hippocampal Theta Oscillations in Behaving Mice

Extensive data on relationships of neural network oscillations to behavior and organization of neuronal discharge across brain regions call for new tools to selectively manipulate brain rhythms. Here we describe an approach combining projection-specific optogenetics with extracellular electrophysiology for high-fidelity control of hippocampal theta oscillations (5-10 Hz) in behaving mice. The specificity of the optogenetic entrainment is achieved by targeting channelrhodopsin-2 (ChR2) to the GABAergic population of medial septal cells, crucially involved in the generation of hippocampal theta oscillations, and a local synchronized activation of a subset of inhibitory septal afferents in the hippocampus. The efficacy of the optogenetic rhythm control is verified by a simultaneous monitoring of the local field potential (LFP) across lamina of the CA1 area and/or of neuronal discharge. Using this readily implementable preparation we show efficacy of various optogenetic stimulation protocols for induction of theta oscillations and for the manipulation of their frequency and regularity. Finally, a combination of the theta rhythm control with projection-specific inhibition addresses the readout of particular aspects of the hippocampal synchronization by efferent regions.

We describe the use of optogenetics and electrophysiological recordings for selective manipulations of hippocampal theta oscillations (5-10 Hz) in behaving mice. The efficacy of the rhythm entrainment is monitored using local field potential. A combination of opto- and pharmacogenetic inhibition addresses the efferent readout of hippocampal synchronization.

Optogenetic 쥐 행동에 Hippocampal 세타 진동의 유입

Extensive data on relationships of neural network oscillations to behavior and organization of neuronal discharge across brain regions call for new tools ...

Recording and Modulation of Epileptiform Activity in Rodent Brain Slices Coupled to Microelectrode Arrays

Temporal lobe epilepsy (TLE) is the most common partial complex epileptic syndrome and the least responsive to medications. Deep brain stimulation (DBS) is a promising approach when pharmacological treatment fails or neurosurgery is not recommended. Acute brain slices coupled to microelectrode arrays (MEAs) represent a valuable tool to study neuronal network interactions and their modulation by electrical stimulation. As compared to conventional extracellular recording techniques, they provide the added advantages of a greater number of observation points and a known inter-electrode distance, which allow studying the propagation path and speed of electrophysiological signals. However, tissue oxygenation may be greatly impaired during MEA recording, requiring a high perfusion rate, which comes at the cost of decreased signal-to-noise ratio and higher oscillations in the experimental temperature. Electrical stimulation further stresses the brain tissue, making it difficult to pursue prolonged recording/stimulation epochs. Moreover, electrical modulation of brain slice activity needs to target specific structures/pathways within the brain slice, requiring that electrode mapping be easily and quickly performed live during the experiment. Here, we illustrate how to perform the recording and electrical modulation of 4-aminopyridine (4AP)-induced epileptiform activity in rodent brain slices using planar MEAs. We show that the brain tissue obtained from mice outperforms rat brain tissue and is thus better suited for MEA experiments. This protocol guarantees the generation and maintenance of a stable epileptiform pattern that faithfully reproduces the electrophysiological features observed with conventional field potential recording, persists for several hours, and outlasts sustained electrical stimulation for prolonged epochs. Tissue viability throughout the experiment is achieved thanks to the use of a small-volume custom recording chamber allowing for laminar flow and quick solution exchange even at low (1 mL/min) perfusion rates. Quick MEA mapping for real-time monitoring and selection of stimulating electrodes is performed by a custom graphic user interface (GUI).

We illustrate how to perform recording and electrical modulation of 4-aminopyridine-induced epileptiform activity in rodent brain slices using microelectrode arrays. A custom recording chamber maintains tissue viability throughout prolonged experimental sessions. Live electrode mapping and selection of stimulating pairs are performed by a custom graphical user interface.

녹음 및 Microelectrode 배열에 결합 하는 설치류 뇌 조각에 Epileptiform 활동의 변조

Temporal lobe epilepsy (TLE) is the most common partial complex epileptic syndrome and the least responsive to medications. Deep brain stimulation (DBS) ...

Recording Spatially Restricted Oscillations in the Hippocampus of Behaving Mice

The local field potential (LFP) emerges from ion movements across neural membranes. Since the voltage recorded by LFP electrodes reflects the summed electrical field of a large volume of brain tissue, extracting information about local activity is challenging. Studying neuronal microcircuits, however, requires a reliable distinction between truly local events and volume-conducted signals originating in distant brain areas. Current source density (CSD) analysis offers a solution for this problem by providing information about current sinks and sources in the vicinity of the electrodes. In brain areas with laminar cytoarchitecture such as the hippocampus, one-dimensional CSD can be obtained by estimating the second spatial derivative of the LFP. Here, we describe a method to record multilaminar LFPs using linear silicon probes implanted into the dorsal hippocampus. CSD traces are computed along individual shanks of the probe. This protocol thus describes a procedure to resolve spatially restricted neuronal network oscillations in the hippocampus of freely moving mice.

This protocol describes the recording of local field potentials with multi-shank linear silicon probes. Conversion of the signals using current source density analysis allows the reconstruction of local electrical activity in the mouse hippocampus. With this technique, spatially restricted brain oscillations can be studied in freely moving mice.

행동 하는 쥐의 해 마에서 진동 제한 공간 기록

The local field potential (LFP) emerges from ion movements across neural membranes. Since the voltage recorded by LFP electrodes reflects the summed ...

Selective Manipulation of Theta Oscillations in a Mouse Model

Source: Bender, F. et al., <a href="https://appjove.unicartagenaproxy.elogim.com/v/57349">Optogenetic Entrainment of Hippocampal Theta Oscillations in Behaving Mice.</a> J. Vis. Exp (2018)
This video demonstrates a protocol to modulate theta oscillations in a genetically engineered mouse model with light-sensitive ion channels in its GABAergic medial septum neurons. By delivering light pulses to the hippocampus, the protocol aims to synchronize neuronal activity and generate theta oscillations, which are recorded as local field potentials.

마우스 모델에서 Theta Oscillations의 선택적 조작

All procedures involving animal models have been reviewed by the local institutional animal care committee and the JoVE veterinary review board.
PV-Cre ...

JoVE Encyclopedia of Experiments

Neurophysiology

Stimulation and Modulation Techniques

Optogenetic Control of Hippocampal Network Dynamics

Source: Manseau, F., et al. <a href="https://appjove.unicartagenaproxy.elogim.com/v/55851">Tuning in the Hippocampal Theta Band In Vitro: Methodologies for Recording from the Isolated Rodent Septohippocampal Circuit.</a> J. Vis. Exp. (2017)
This video demonstrates the method to use optogenetics to modulate hippocampal network dynamics by activating genetically modified light-sensitive interneurons in a mouse brain slice, enhancing theta oscillation synchronization and studying neural circuit behavior.

해마 네트워크 역학의 광유전학적 제어

All procedures involving animal samples have been reviewed and approved by the appropriate animal ethical review committee.

	Optogenetic control in the ...

In Vitro Recording of Theta Oscillations in the Mouse Hippocampus

Source: Manseau, F., et.al. <a href="https://appjove.unicartagenaproxy.elogim.com/v/55851">Tuning in the Hippocampal Theta Band In Vitro: Methodologies for Recording from the Isolated Rodent Septohippocampal Circuit.</a> J. Vis. Exp. (2017).
This video demonstrates the recording of rhythmic neuronal network activity, also known as theta oscillations, in an isolated hippocampus. Electrodes are inserted into various layers and spatial positions to detect and analyze theta oscillations. This shows the unique neuronal compositions and the connectivity of the neuronal network across different layers of the hippocampus.

Hippocampal 쎄타 밴드의 튜닝

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