우리는 재닌 베커, 캐롤라인 비켈만와 루스 니클스의 우수한 기술 지원을 감사하고 있습니다. (- 독일 연구 재단 DFG) - LA 2682 / 7-1 본 연구는 독일 Forschungsgemeinschaft의 연구비 지원을 받았다.

모든 절차는 실험 동물의 사용을위한 건강 지침의 국립 연구소에 따라 수행 및 제도적 지침 (Landesamt 대 Soziales, 어디 아퍼? 싶게 Verbraucherschutz,의 Abt. Lebensmittel- 싶게 Veterinärwesen, Zentralstelle, 자르브뤼켄, 독일)을 추적 관찰 하였다. 수술 도구 (1)의 제조 <ol><li> 10 % 소 태아 혈청 (FCS), 100 U / ㎖ 페니실린, 0.1 ㎎ / ㎖ 스트렙토 마이신, 준비 절개 위 수술 집게, 소규모 제조 위 미세 겸자 15ml의 둘 베코 변형 이글 배지 (DMEM으로 무균 페트리 접시에 보관 ) 부고환 지방 패드를 수확합니다. </li><li> 5 분간 소독 용액에 노출 수술 도구. 대안 적으로, (증기 멸균을 121 ° C, 20 분)들을 소독. </li></ol> 2. 동물 및 마취 <ol><li> 연구 및 적응증으로 조심스럽게 쥐의 변형을 선택<html> 조사중인 될 수 있습니다. 참고 :이 연구에서 우리는 부고환 지방의 수확을위한 기증자로 남성 야생 형 C57BL / 6 마우스를 사용했다. 관심, 광고 MVF는 유전자 변형 녹색 형광 단백질 (GFP) 양성 기증자 동물 (C57BL / 6-Tg는 (CAG-EGFP) 1Osb / J) (22)로부터 분리 될 수있다. 이 단편은 GFP 음성 야생형 마우스 (14)에 주입 한 후 GFP의 면역 조직 화학 염색에 의해 쉽게 검출 할 수있는 큰 이점을 맺는다. </li><li> 자일 라진 (15 ㎎ / ㎏) 및 케타민 (/ kg 75 mg)을 복강 내 주사하여 동물을 마취. 동물 깊이 만 응답이 발가락 핀치를 수행하여 마취되어 있는지 확인합니다. 기증자 동물은 지방 수확 후 희생으로 눈 윤활제는 표시되지 않습니다. 참고 : 진통 및 수술 불임이 실험을 계획하는 국가 및 기관의 각각의 가이드 라인과 일치 있는지 확인합니다. </li></ol>부고환 지방 패드의 제작 &quot;&gt; 3. 수확 <ol><li> 작업 테이블에 동물을 전송합니다. 수술 실체 현미경 하에서 앙와위에서 동물을 배치하고 발가락 핀치를 사용하여 깊은 마취를 확인합니다. </li><li> 수술 용 드레이프에 테이핑하여 발을 고정 및 솔루션을 소독으로 복부를 소독. </li><li> 해부 가위로 기본 근육 층의 무료 복부 피부를 분리합니다. </li><li> 해부 가위 정중선 개복술을 수행하고 옆으로 복부 벽의 플랩을 전개. </li><li> 양측 고환, 부고환 및 미세 집게 (그림 1)를 사용하여 부고환 지방 패드를 식별합니다. 지방 패드의 분변 오염을 방지하기 위해 장 구조를 손상시키지 마십시오. </li><li> 실체 현미경 아래에있는 작은 준비 가위 및 미세 집게로 부고환 지방 패드를 수확. 부고환과 지방을 사이에 몇 mm의 안전 마진을 유지실수로 부고환 수확의 위험을 줄일 수 있습니다. 참고 :이 절차는 또한 실체없이 수행 할 수 있습니다. 그러나이 더 부고환 및 정삭의 사고 부상의 위험을 증가시킬 수 있습니다. </li><li> DMEM 15 mL를 함유하는 페트리 접시로 부고환 지방 패드를 이동시켜 세포 기관에 반송하여 37 ℃에서 사전 - 가열 하였다. </li><li> 복부 대동맥 경부 전위의 절개에 의해 동물을 희생. </li></ol> 광고 MVF 4. 분리 <ol><li> (15) 인산 완충 식염수 용액 (PBS), 멸균 수 14 ㎖의 폴리 프로필렌 (PP) 튜브, 멸균 된 50 mL의 삼각 플라스크에, 멸균 1.5 ㎖의 원추형 마이크로 원심 튜브 멸균 미세 위 세 멸균 페트리 접시를 준비한다. </li><li> 층류 후드 아래에 PBS의 15 mL의 페트리 접시에 세 번 지방 패드를 씻으십시오. </li><li> 14 mL의 PP 튜브에 지방을 전송합니다. t를 이용하여 (ML)에서 수확 된 지방 조직의 부피를 결정그는 튜브 규모. 조직 균질 현탁액이 얻어 질 때까지 미세 가위 기계적으로 지방 조직을 잘게. </li><li> 피펫을 측정 10 mL를 이용하여 50 mL의 삼각 플라스크에 NB4G 콜라게나 제 (0.5 U / ㎖ PBS)의 두 개의 볼륨으로 다진 조직을 옮긴다. 총 부피는 단계 4.3에서 측정 된 지방 조직의 체적 배로된다. 37 ℃에서 5 % CO 2의 가습 대기 조건 : 자동 교반기 (25mm 자기 교반 막대의 크기)을 이용하여 격렬한 교반하에 10 분 동안 항온 조직 분해를 수행한다. </li><li> 소화를 중지 할 수 있는지 여부를 판단하기 위해 현미경으로 소화 조직의 작은 부분 (10 μL)을 관찰한다. 효소 소화 과정 (그림 2)를 중지하는 적절한 시점을 나타내는 다 이제 주로 다음 하나의 셀에 &quot;무료&quot;광고 MVF 포함되어 있음을 확인. 참고 :이 단계는 절차에 경험을 필요로하며, 품질에 대한 중요의 광고 MVF을 격리합니다. 광고 MVF없이 단일 세포 현탁액 지방 소화 결과를 장시간. </li><li> PBS / 20 % FCS의 두 개의 볼륨으로 효소를 중화. 총 부피는 단계 4.4에서 세포 현탁액 용기의 용적 배로된다. PP 새로운 튜브에 다시 세포 현탁액 용기 전송. </li><li> 중력에 의해 지방 잔류 광고 MVF 별도 37 ° C에서 5 분 동안 현탁액을 인큐베이션. 그런 다음 조심스럽게 1 mL를 정밀 피펫 주요 지방 상층 액을 제거합니다. 서스펜션은 지방이없는 것으로 나타날 때까지 100 μL 정밀 피펫이 사이클을 여러 번 반복합니다. </li><li> 50ml의 원추형 원심 분리 튜브 위에 500 ㎛의 필터를 넣어. 지방 덩어리 나머지 제거하는 여과막에 14 mL의 PP 튜브에서 10 mL로 측정 피펫으로 셀 용기 현탁액을 전송. 개별 광고 MVF의 개수에 따라 새로운 14 mL의 PP 관으로 현탁액을 여과로 이동하면 계획된 실험 분리. 참고 : 대한의 vitr미세 혈관 망 형성을 중심 O의 분석은, 더 나아가 현미경 분석시 이미지 품질을 개선하기 위해 혈관 세포 현탁액을 정화하는 것이 유리할 수있다. 이를 위해, 현탁액을 추가로 필터에 수집 된 광고 MVF으로부터 단일 세포를 제거하기 위해 20 ㎛의 필터로 여과 한 번 할 수있다. </li><li> 광고 MVF를 함유하는 펠렛을 얻기 위해 세포 현탁액을 용기 (600 XG, 5 분, 실온)를 원심 분리기. </li><li> 원심 분리 후, 용액이 남아 1까지 상청액을 제거한다. 이 1 ㎖의 광고 MVF와 펠렛을 재현 탁하고, 1.5 mL의 원추형 마이크로 원심 튜브에 현탁 옮긴다. </li><li> 펠렛을 얻기 위해 마이크로 원심 튜브 내의 광고 MVF 현탁액 (600 XG, 5 분) 원심 분리기. </li><li> PBS / 20 % FCS의 필요한 최종 부피 펠렛을 재현 탁하는 상청액을 제거한다. 참고 : 분리 당 광고 MVF의 수는 미세한 계산에 의해 평가 될 수있다. 최종 세포 vesse의 목적 들어 1/10L 현탁액을 PBS에 1:10으로 희석하고,이 희석액 100 ㎕를 96- 웰 플레이트의 웰에 전달된다. 선박과 같은 형태를 보이는 광고 MVF의 전체 수는 계산하고 전체 분리로 추정된다. 필요한 광고 MVF 농도 및 정제는 개별적으로 시험 관내 또는 광고 MVF 생체 응용에 각각에 적용될 수있다. 이것은 미세 혈관 망 형성의 시험 관내 분석하거나 조직 결함으로 생체 내 이식 용 지지체에 광고 MVF 시드의 콜라겐 겔에 MVF 광고의 삽입을 포함 할 수있다. </li></ol>

<ol>
	<li>Langer, R., Vacanti, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tissue+engineering.">Tissue engineering.</a> Science. 260 (5110), 920-926 (1993).</li><li>Khademhosseini, A., Langer, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+decade+of+progress+in+tissue+engineering.">A decade of progress in tissue engineering.</a> Nat Protoc. 11 (10), 1775-1781 (2016).</li><li>Novosel, E. C., Kleinhans, C., Kluger, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Vascularization+is+the+key+challenge+in+tissue+engineering.">Vascularization is the key challenge in tissue engineering.</a> Adv Drug Deliv Rev. 63 (4-5), 300-311 (2011).</li><li>Rouwkema, J., Khademhosseini, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Vascularization+and+Angiogenesis+in+Tissue+Engineering:+Beyond+Creating+Static+Networks.">Vascularization and Angiogenesis in Tissue Engineering: Beyond Creating Static Networks.</a> Trends Biotechnol. 34 (9), 733-745 (2016).</li><li>Laschke, M. W., Menger, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Vascularization+in+tissue+engineering:+angiogenesis+versus+inosculation.">Vascularization in tissue engineering: angiogenesis versus inosculation.</a> Eur Surg Res. 48 (2), 85-92 (2012).</li><li>Sarker, M., Chen, X. B., Schreyer, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Experimental+approaches+to+vascularisation+within+tissue+engineering+constructs.">Experimental approaches to vascularisation within tissue engineering constructs.</a> J Biomater Sci Polym Ed. 26 (12), 683-734 (2015).</li><li>Frueh, F. S., Menger, M. D., Lindenblatt, N., Giovanoli, P., Laschke, M. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Current+and+emerging+vascularization+strategies+in+skin+tissue+engineering.">Current and emerging vascularization strategies in skin tissue engineering.</a> Crit Rev Biotechnol. 20, 1-13 (2016).</li><li>Utzinger, U., Baggett, B., Weiss, J. A., Hoying, J. B., Edgar, L. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Large-scale+time+series+microscopy+of+neovessel+growth+during+angiogenesis.">Large-scale time series microscopy of neovessel growth during angiogenesis.</a> Angiogenesis. 18 (3), 219-232 (2015).</li><li>Laschke, M. W., Menger, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Prevascularization+in+tissue+engineering:+Current+concepts+and+future+directions.">Prevascularization in tissue engineering: Current concepts and future directions.</a> Biotechnol Adv. 34 (2), 112-121 (2016).</li><li>Baiguera, S., Ribatti, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Endothelialization+approaches+for+viable+engineered+tissues.">Endothelialization approaches for viable engineered tissues.</a> Angiogenesis. 16 (1), 1-14 (2013).</li><li>Wagner, R. C., Kreiner, P., Barrnett, R. J., Bitensky, M. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biochemical+characterization+and+cytochemical+localization+of+a+catecholamine-sensitive+adenylate+cyclase+in+isolated+capillary+endothelium.">Biochemical characterization and cytochemical localization of a catecholamine-sensitive adenylate cyclase in isolated capillary endothelium.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 69 (11), 3175-3179 (1972).</li><li>Wagner, R. C., Matthews, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+isolation+and+culture+of+capillary+endothelium+from+epididymal+fat.">The isolation and culture of capillary endothelium from epididymal fat.</a> Microvasc Res. 10 (3), 286-297 (1975).</li><li>Laschke, M. W., Menger, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Adipose+tissue-derived+microvascular+fragments:+natural+vascularization+units+for+regenerative+medicine.">Adipose tissue-derived microvascular fragments: natural vascularization units for regenerative medicine.</a> Trends Biotechnol. 33 (8), 442-448 (2015).</li><li>Laschke, M. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Vascularisation+of+porous+scaffolds+is+improved+by+incorporation+of+adipose+tissue-derived+microvascular+fragments.">Vascularisation of porous scaffolds is improved by incorporation of adipose tissue-derived microvascular fragments.</a> Eur Cell Mater. 24, 266-277 (2012).</li><li>Frueh, F. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Adipose+tissue-derived+microvascular+fragments+improve+vascularization,+lymphangiogenesis+and+integration+of+dermal+skin+substitutes.">Adipose tissue-derived microvascular fragments improve vascularization, lymphangiogenesis and integration of dermal skin substitutes.</a> J Invest Dermatol. 137 (1), 217-227 (2017).</li><li>McDaniel, J. S., Pilia, M., Ward, C. L., Pollot, B. E., Rathbone, C. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+and+multilineage+potential+of+cells+derived+from+isolated+microvascular+fragments.">Characterization and multilineage potential of cells derived from isolated microvascular fragments.</a> J Surg Res. 192 (1), 214-222 (2014).</li><li>Nakano, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effect+of+autotransplantation+of+microvessel+fragments+on+experimental+random-pattern+flaps+in+the+rat.">Effect of autotransplantation of microvessel fragments on experimental random-pattern flaps in the rat.</a> Eur Surg Res. 30 (3), 149-160 (1998).</li><li>Nakano, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Successful+autotransplantation+of+microvessel+fragments+into+the+rat+heart.">Successful autotransplantation of microvessel fragments into the rat heart.</a> Eur Surg Res. 31 (3), 240-248 (1999).</li><li>Shepherd, B. R., Hoying, J. B., Williams, S. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microvascular+transplantation+after+acute+myocardial+infarction.">Microvascular transplantation after acute myocardial infarction.</a> Tissue Eng. 13 (12), 2871-2879 (2007).</li><li>Pilia, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transplantation+and+perfusion+of+microvascular+fragments+in+a+rodent+model+of+volumetric+muscle+loss+injury.">Transplantation and perfusion of microvascular fragments in a rodent model of volumetric muscle loss injury.</a> Eur Cell Mater. 28, 11-23 (2014).</li><li>Laschke, M. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Adipose+tissue-derived+microvascular+fragments+from+aged+donors+exhibit+an+impaired+vascularisation+capacity.">Adipose tissue-derived microvascular fragments from aged donors exhibit an impaired vascularisation capacity.</a> Eur Cell Mater. 28, 287-298 (2015).</li><li>Okabe, M., Ikawa, M., Kominami, K., Nakanishi, T., Nishimune, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term='Green+mice'+as+a+source+of+ubiquitous+green+cells.">'Green mice' as a source of ubiquitous green cells.</a> FEBS Lett. 407 (3), 313-319 (1997).</li><li>Honek, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modulation+of+age-related+insulin+sensitivity+by+VEGF-dependent+vascular+plasticity+in+adipose+tissues.">Modulation of age-related insulin sensitivity by VEGF-dependent vascular plasticity in adipose tissues.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 111 (41), 14906-14911 (2014).</li><li>Cho, C. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Angiogenic+role+of+LYVE-1-positive+macrophages+in+adipose+tissue.">Angiogenic role of LYVE-1-positive macrophages in adipose tissue.</a> Circ Res. 100 (4), e47-e57 (2007).</li><li>Han, S., Sun, H. M., Hwang, K. C., Kim, S. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Adipose-Derived+Stromal+Vascular+Fraction+Cells:+Update+on+Clinical+Utility+and+Efficacy.">Adipose-Derived Stromal Vascular Fraction Cells: Update on Clinical Utility and Efficacy.</a> Crit Rev Eukaryot Gene Expr. 25 (2), 145-152 (2015).</li><li>Chen, Y. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Isolation+and+Differentiation+of+Adipose-Derived+Stem+Cells+from+Porcine+Subcutaneous+Adipose+Tissues.">Isolation and Differentiation of Adipose-Derived Stem Cells from Porcine Subcutaneous Adipose Tissues.</a> J Vis Exp. (109), e53886 (2016).</li><li>Guillaume-Jugnot, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Autologous+adipose-derived+stromal+vascular+fraction+in+patients+with+systemic+sclerosis:+12-month+follow-up.">Autologous adipose-derived stromal vascular fraction in patients with systemic sclerosis: 12-month follow-up.</a> Rheumatology (Oxford). 55 (2), 301-306 (2016).</li><li>Tissiani, L. A., Alonso, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Prospective+and+Controlled+Clinical+Trial+on+Stromal+Vascular+Fraction+Enriched+Fat+Grafts+in+Secondary+Breast+Reconstruction.">A Prospective and Controlled Clinical Trial on Stromal Vascular Fraction Enriched Fat Grafts in Secondary Breast Reconstruction.</a> Stem Cells Int. , 2636454 (2016).</li><li>Calcagni, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+novel+treatment+of+SVF-enriched+fat+grafting+for+painful+end-neuromas+of+superficial+radial+nerve.">The novel treatment of SVF-enriched fat grafting for painful end-neuromas of superficial radial nerve.</a> Microsurgery. , (2016).</li><li>Hoying, J. B., Boswell, C. A., Williams, S. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Angiogenic+potential+of+microvessel+fragments+established+in+three-dimensional+collagen+gels.">Angiogenic potential of microvessel fragments established in three-dimensional collagen gels.</a> In Vitro Cell Dev Biol Anim. 32 (7), 409-419 (1996).</li><li>Kirkpatrick, N. D., Andreou, S., Hoying, J. B., Utzinger, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Live+imaging+of+collagen+remodeling+during+angiogenesis.">Live imaging of collagen remodeling during angiogenesis.</a> Am J Physiol Heart Circ Physiol. 292 (6), H3198-H3206 (2007).</li></ol>

저자는 더 경쟁 재정적 이해 관계가 없음을 선언합니다.

이 연구에서 우리는 광고 MVF의 절연을위한 잘 확립 된 프로토콜을 제시한다. 쥐의 지방 조직에서 광고 MVF을 얻는 것은 몇 가지 중요한 단계를 간단한 절차입니다. 마우스는 다른 피하 및 복강 내 지방 예금을 나타낸다. 이전에 래트에 대해 기재된 바와 같이, 광고 MVF의 분리를위한 가장 적합한 지방 원 인해 큰 혈관 (11) 크기, 균일 한 구조와 최소한의 오염 (1...

조직 공학에서는 생체 대응 1, 2에서 불가능한 기능을 복원하거나 보강 조직 및 장기를 유지한다 대체품의 제조에 초점을 맞추고있다. 조직 공학 구조물의 운명은 결정적 적절한 혈관 3에 의존한다. 이러한 구조 내에서 미세 혈관 네트워크는 계층 적으로받는 사람의 혈관 4 inosculation 후 효율적인 혈액 관류를 허용하는 소동맥, 모세 혈관과 정맥으로 구성되어야한다. 이러한 네트워크의 생성은 조직 공학의 주요 과제 중 하나입니다. 이를 위해 실험 혈관 전략의 폭 넓은 스펙트럼은 지난 20 년 5, 6을 통해 소개되었다. 혈관 접근 방식은 설계, 담배 마는으로받는 미세 혈관의 증식을 자극이러한 성장의 혼입 7 요인 구조적 또는 물리 골격 변형 수단에 의해 단말. 그러나 대형 입체 구조의 혈관에 대한 혈관 신생에 의존하는 전략은 크게 미세 혈관 (8) 개발의 느린 성장 속도에 의해 제한됩니다. 조직들은 주입하기 전에 9 내에 구축 반대로 prevascularization의 개념은 네트워크 기능 미세 혈관의 생성을 목적으로한다. 종래 prevascularization는 골격 내의 내피 세포 벽화 세포 또는 줄기 세포 (10)와 같은 혈관 형성 세포의 공동 배양을 포함한다. 미세 혈관 망 형성 후 prevascularized 구조이어서 조직 결함을 주입 할 수있다. 이 복잡하고 시간이 많이 소요되는 체외 기반으로하기 때문에 주목,이 prevascularization 접근 방식은 임상에 적용하기 어려운 &lt;/ EM&gt; 주요 규제 장애물 (9)에 의해 제한되는 절차. 따라서, 폭 넓은 임상 응용 프로그램에 더 적합한 새로운 prevascularization 전략의 개발에 대한 필요성이 여전히 존재한다. 이러한 prevascularization 전략은 지방 조직 유래의 미세 혈관 단편 (AD-MVF)을 적용 할 수있다. 광고 MVF 쥐 (11), (12)와 마우스 (13)의 지방 조직에서 다량으로 수확 할 수있는 강력한 혈관 단위를 나타냅니다. 그들은 세동맥, 모세 혈관 및 루멘 생리 미세 혈관 형태를 나타내는 세정맥 용기 세그먼트 및 안정화 혈관 주위 세포를 14, 15로 구성된다. 이 독특한 기능은 precultivation없이 조직 결함에 광고 MVF 시드 발판의 즉각적인 이식을 할 수 있습니다. 이 광고-MVF 빠르게에서 재 조립기능성 미세 혈관 네트워크. 또한, 광고 MVF은 또한 자신의 놀라운 재생 능력에 기여할 수 중간 엽 줄기 세포 (16)의 풍부한 소스를 나타냅니다. 따라서, 광고 MVF 점점 조직 공학 14, 15, 17, 18, 19, 20, 21의 다양한 분야에서 사용된다. 광고 MVF의 분리는 원래 12 쥐 11 년에 설립되었습니다. 여기서, 우리는 부고환 지방 패드에서 쥐의 광고 MVF의 표준화 분리를 허용하는 프로토콜을 설명합니다. 이 형질 전환 마우스 모델을 사용하여 광고 MVF 기능을 기본 분자 메커니즘에 더 많은 통찰력을 제공 할 수있다.

<table><tbody><tr><td>1.5-mL conical microcentrifuge tube</td><td>VWR, Kelsterbach, Germany</td><td>700-5239</td><td></td></tr><tr><td>100-&amp;micro;L precision pipette</td><td>Eppendorf, Hamburg, Germany</td><td>4920000059</td><td></td></tr><tr><td>10-mL measuring pipette</td><td>Costar, Corning Inc., New York, USA</td><td>4488</td><td></td></tr><tr><td>14-mL PP tubes</td><td>Greiner bio-one, Frickenhausen, Germany</td><td>187261</td><td></td></tr><tr><td>1-mL precision pipette</td><td>Eppendorf, Hamburg, Germany</td><td>4920000083</td><td></td></tr><tr><td>500-&amp;micro;m filter (pluriStrainer 500 &amp;micro;m)</td><td>HISS Diagnostics, Freiburg, Germany</td><td>43-50500-03</td><td></td></tr><tr><td>50-mL conical centrifuge tube</td><td>Greiner bio-one, Frickenhausen, Germany</td><td>227261</td><td></td></tr><tr><td>50-mL Erlenmeyer flask</td><td>VWR, Kelsterbach, Germany</td><td>214-0211</td><td></td></tr><tr><td>96-well plate</td><td>Greiner bio-one, Frickenhausen, Germany</td><td>65518</td><td></td></tr><tr><td>cell detachment solution (Accutase)</td><td>eBioscience, San Diego, CA USA</td><td>00-4555-56</td><td></td></tr><tr><td>C57BL/6 mice</td><td>Charles River, Cologne, Germany</td><td>027</td><td></td></tr><tr><td>C57BL/6-Tg(CAG-EGFP)1Osb/J mice</td><td>The Jackson Laboratory, Bar Harbor, USA</td><td>003291</td><td></td></tr><tr><td>CD117-FITC</td><td>BD Biosciences, Heidelberg, Germany</td><td>553373</td><td></td></tr><tr><td>CD31-PE</td><td>BD Biosciences, Heidelberg, Germany</td><td>553354</td><td></td></tr><tr><td>Collagenase NB4G&amp;nbsp;</td><td>Serva Electrophoresis GmbH, Heidelberg, Germany</td><td>17465.02</td><td>Lot tested by manufacturer for enzymatic activity</td></tr><tr><td>Dissection scissors</td><td>Braun Aesculap AG &amp;amp;CoKG, Melsungen, Germany</td><td>BC 601</td><td></td></tr><tr><td>DNA-binding dye (Bisbenzimide H33342)</td><td>Sigma-Aldrich, Taufkirchen, Germany</td><td>B2261</td><td></td></tr><tr><td>Dulbecco&#039;s modified Eagle medium (DMEM)&amp;nbsp;</td><td>PAN Biotech, Rickenbach, Germany</td><td>P04-03600</td><td></td></tr><tr><td>Fetal calf serum (FCS)</td><td>Biochrom GmbH, Berlin, Germany</td><td>S0615</td><td></td></tr><tr><td>Fine forceps</td><td>S&amp;amp;T AG, Neuhausen, Switzerland</td><td>FRS-15 RM-8</td><td></td></tr><tr><td>Fine scissors</td><td>World Precision Instrumets, Sarasota, FL, USA</td><td>503261</td><td></td></tr><tr><td>Dermal skin substitute (Integra)</td><td>Integra Life Sciences, Sain Priest, France</td><td>62021</td><td></td></tr><tr><td>Ketamine&amp;nbsp;</td><td>Serumwerk Bernburg AG, Bernburg, Germany</td><td>7005294</td><td></td></tr><tr><td>M-IgG2akAL488&amp;nbsp;&amp;nbsp;</td><td>eBioscience, San Diego, CA USA</td><td>53-4724-80</td><td></td></tr><tr><td>Octeniderm (disinfecting solution)</td><td>Sch&amp;uuml;lke &amp;amp; Mayer, Norderstedt, Germany</td><td>118211</td><td></td></tr><tr><td>Penicillin/Streptomycin</td><td>Biochrom, Berlin, Germany</td><td>A2213</td><td></td></tr><tr><td>Petri dish</td><td>Greiner bio-one, Frickenhausen, Germany</td><td>664160</td><td></td></tr><tr><td>Phosphate-buffered saline (PBS)</td><td>Lonza Group, Basel, Switzerland</td><td>17-516F</td><td></td></tr><tr><td>pluriStrainer 20-&amp;micro;m (20 &amp;micro;m filter)</td><td>HISS Diagnostics, Freiburg, Germany</td><td>43-50020-03</td><td></td></tr><tr><td>Rat-IgG2akFITC</td><td>BD Biosciences, Heidelberg, Germany</td><td>553988</td><td></td></tr><tr><td>Rat-IgG2akPE</td><td>BD Biosciences, Heidelberg, Germany</td><td>553930</td><td></td></tr><tr><td>Small preparation scissors</td><td>S&amp;amp;T AG, Neuhausen, Switzerland</td><td>SDC-15 R-8S</td><td></td></tr><tr><td>Surgical forceps</td><td>Braun Aesculap AG &amp;amp;CoKG, Melsungen, Germany</td><td>BD510R</td><td></td></tr><tr><td>Tape (Heftpflaster Seide) 1.25 cm</td><td>Fink &amp;amp; Walter GmbH, Mechweiler, Germany</td><td>1671801</td><td></td></tr><tr><td>Xylazine&amp;nbsp;</td><td>Bayer Vital GmbH, Leverkusen, Germany</td><td>1320422</td><td></td></tr><tr><td>&amp;alpha;-SMA-AL488</td><td>eBioscience, San Diego, CA USA</td><td>53-9760-82</td><td>Intracellular labeling additionally requires Cytofix/Cytoperm (BD Biosciences, Heidelberg, Germany; #554722)</td></tr></tbody></table>

isolation of murine adipose tissue-derived microvascular fragments as vascularization units for tissue engineering

기능성 미세 혈관 네트워크는 생존과 설계 조직 구조의 통합을위한 중요한 중요하다. 이러한 목적을 위해, 여러 혈관 및 prevascularization 전략이 수립되었다. 그러나, 대부분의 셀 기반 접근 방식은 미세 혈관 네트워크의 형성에 시간이 많이 소요되는 체외 단계를 포함한다. 따라서, 그들은 수술 한 단계 절차에 적합하지 않다. 지방 조직 유래 미세 혈관 조각 (광고 MVF)는 유망 혈관 단위를 나타냅니다. 그들은 쉽게 지방 조직에서 분리 및 기능성 미세 혈관의 형태를 나타낼 수 있습니다. 또한, 이들은 생체 빠르게 주입 후 새로운 미세 혈관 망으로 조립. 또한, 광고 MVF은 림프관을 유도하는 것으로 나타났다. 마지막으로, 그들은 더 높은 혈관 잠재력에 기여할 수 중간 엽 줄기 세포의 풍부한 소스. 이전의 연구에서 우리는 놀라운 vascularizati을 증명하고있다설계 뼈와 피부 대체에 광고 MVF의 용량에. 본 연구에서 우리는 쥐의 지방 조직에서 광고 MVF의 효소 분리를위한 표준화 된 프로토콜에보고한다.

본 연구에서 우리는 12 개월 된 수컷 야생형 C57BL / 6 마우스 (35 ± 1g 체중을 의미)에 7-에서 지방 조직과 육 광고 MVF 분리 절차를 수행. 도 1은 후속 기계적 및 효소 광고 MVF 절연 및 뮤린 부고환 지방 패드의 채취를 나타낸다. 지방의 수확에 필요한 시간은 30 분이었고, 광고 MVF의 분리 120 분이었다. 전체적으로, 절차는 150 분 걸렸다. <p class="jove_content" fo:keep-toget...

Watch this Scientific Journal Video about Isolation of Murine Adipose Tissue-derived Microvascular Fragments as Vascularization Units for Tissue Engineering at JoVE.com

Isolation of Murine Adipose Tissue-derived Microvascular Fragments as Vascularization Units for Tissue Engineering

우리는 유망한 혈관 단위를 대표하는 지방 조직 유래 미세 혈관 조각을 분리하는 프로토콜을 제시한다. 이들은 신속 분리 될 수 있으며, 따라서, 조직 공학 분야의 다른 한 단계 prevascularization 위해 사용될 수 있고, 체외 처리에 필요로하지 않는다.

조직 공학 혈관 신생 단위로 쥐 지방 조직 유래 미세 혈관 조각의 분리

A functional microvascular network is of pivotal importance for the survival and integration of engineered tissue constructs. For this purpose, several ...

isolation-murine-adipose-tissue-derived-microvascular-fragments-as

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Bioengineering

12.4K 조회수.  Saarland University.  우리는 유망한 혈관 단위를 대표하는 지방 조직 유래 미세 혈관 조각을 분리하는 프로토콜을 제시한다. 이들은 신속 분리 될 수 있으며, 따라서, 조직 공학 분야의 다른 한 단계 prevascularization 위해 사용될 수 있고, 체외 처리에 필요로하지 않는다. 

비디오: Isolation of Murine Adipose Tissue-derived Microvascular Fragments as Vascularization Units for Tissue Engineering

Fabrication of Biologically Derived Injectable Materials for Myocardial Tissue Engineering

This protocol provides methods for the preparation of an injectable extracellular matrix (ECM) gel for myocardial tissue engineering applications. Briefly, decellularized tissue is lyophilized, milled, enzymatically digested, and then brought to physiological pH. The lyophilization removes all water content from the tissue, resulting in dry ECM that can be ground into a fine powder with a small mill. After milling, the ECM powder is digested with pepsin to form an injectable matrix. After adjustment to pH 7.4, the liquid matrix material can be injected into the myocardium. Results of previous characterization assays have shown that matrix gels produced from decellularized pericardial and myocardial tissue retain native ECM components, including diverse proteins, peptides and glycosaminoglycans. Given the use of this material for tissue engineering, in vivo characterization is especially useful; here, a method for performing an intramural injection into the left ventricular (LV) free wall is presented as a means of analyzing the host response to the matrix gel in a small animal model. Access to the chest cavity is gained through the diaphragm and the injection is made slightly above the apex in the LV free wall. The biologically derived scaffold can be visualized by biotin-labeling before injection and then staining tissue sections with a horse radish peroxidase-conjugated neutravidin and visualizing via diaminobenzidine (DAB) staining. Analysis of the injection region can also be done with histological and immunohistochemical staining. In this way, the previously examined pericardial and myocardial matrix gels were shown to form fibrous, porous networks and promote vessel formation within the injection region.

Methods for preparing an injectable matrix gel from decellularized tissue and injecting it into rat myocardium in vivo are described.

심근 조직 공학을위한 생물학 유래 주사용 재료의 제조

This protocol provides methods for the preparation of an injectable extracellular matrix (ECM) gel for myocardial tissue engineering applications.  ...

연구

생체공학

Postproduction Processing of Electrospun Fibres for Tissue Engineering

Electrospinning is a commonly used and versatile method to produce scaffolds (often biodegradable) for 3D tissue engineering.1, 2, 3 Many tissues in vivo undergo biaxial distension to varying extents such as skin, bladder, pelvic floor and even the hard palate as children grow. In producing scaffolds for these purposes there is a need to develop scaffolds of appropriate biomechanical properties (whether achieved without or with cells) and which are sterile for clinical use. The focus of this paper is not how to establish basic electrospinning parameters (as there is extensive literature on electrospinning) but on how to modify spun scaffolds post production to make them fit for tissue engineering purposes - here thickness, mechanical properties and sterilisation (required for clinical use) are considered and we also describe how cells can be cultured on scaffolds and subjected to biaxial strain to condition them for specific applications.
Electrospinning tends to produce thin sheets; as the electrospinning collector becomes coated with insulating fibres it becomes a poor conductor such that fibres no longer deposit on it. Hence we describe approaches to produce thicker structures by heat or vapour annealing increasing the strength of scaffolds but not necessarily the elasticity. Sequential spinning of scaffolds of different polymers to achieve complex scaffolds is also described. Sterilisation methodologies can adversely affect strength and elasticity of scaffolds. We compare three methods for their effects on the biomechanical properties on electrospun scaffolds of poly lactic-co-glycolic acid (PLGA).
Imaging of cells on scaffolds and assessment of production of extracellular matrix (ECM) proteins by cells on scaffolds is described. Culturing cells on scaffolds in vitro can improve scaffold strength and elasticity but the tissue engineering literature shows that cells often fail to produce appropriate ECM when cultured under static conditions. There are few commercial systems available that allow one to culture cells on scaffolds under dynamic conditioning regimes - one example is the Bose Electroforce 3100 which can be used to exert a conditioning programme on cells in scaffolds held using mechanical grips within a media filled chamber.4 An approach to a budget cell culture bioreactor for controlled distortion in 2 dimensions is described. We show that cells can be induced to produce elastin under these conditions. Finally assessment of the biomechanical properties of processed scaffolds cultured with or without cells is described.

Electrospun scaffolds can be processed post production for tissue engineering applications. Here we describe methods for spinning complex scaffolds (by consecutive spinning), for making thicker scaffolds (by multi-layering using heat or vapour annealing), for achieving sterility (aseptic production or sterilisation post production) and for achieving appropriate biomechanical properties.

조직 공학을위한 Electrospun의 Fibres의 Postproduction 처리

Electrospinning is a commonly used and versatile method to produce  scaffolds (often biodegradable) for 3D tissue engineering.1, 2, 3 Many tissues in vivo ...

Three-Dimensional Culture of Vascularized Thermogenic Adipose Tissue from Microvascular Fragments

Engineering thermogenic adipose tissue (e.g., beige or brown adipose tissues) has been investigated as a potential therapy for metabolic diseases or for the design of personalized microtissues for health screening and drug testing. Current strategies are often quite complex and fail to accurately fully depict the multicellular and functional properties of thermogenic adipose tissue. Microvascular fragments, small intact microvessels comprised of arteriole, venules, and capillaries isolated from adipose tissue, serve as a single autologous source of cells that enable vascularization and adipose tissue formation. This article describes methods for optimizing culture conditions to enable the generation of three-dimensional, vascularized, and functional thermogenic adipose tissues from microvascular fragments, including protocols for isolating microvascular fragments from adipose tissue and culture conditions. Additionally, best practices are discussed, as are techniques for characterizing the engineered tissues, and sample results from both rodent and human microvascular fragments are provided. This approach has the potential to be utilized for the understanding and development of treatments for obesity and metabolic disease.

Here, we present a detailed protocol outlining the use of microvascular fragments isolated from rodent or human fat tissue as a straightforward approach to engineer functional, vascularized beige adipose tissue.

Microvascular Fragments에서 Vascularized Thermogenic Adipose Tissue의 3차원 배양

Engineering thermogenic adipose tissue (e.g., beige or brown adipose tissues) has been investigated as a potential therapy for metabolic diseases or for ...

Isolation of Adipogenic and Fibro-Inflammatory Stromal Cell Subpopulations from Murine Intra-Abdominal Adipose Depots

The stromal-vascular fraction (SVF) of white adipose tissue (WAT) is remarkably heterogeneous and consists of numerous cell types that contribute functionally to the expansion and remodeling of WAT in adulthood. A tremendous barrier to studying the implications of this cellular heterogeneity is the inability to readily isolate functionally distinct cell subpopulations from WAT SVF for in vitro and in vivo analyses. Single-cell sequencing technology has recently identified functionally distinct fibro-inflammatory and adipogenic PDGFR&#946;+ perivascular cell subpopulations in intra-abdominal WAT depots of adult mice. Fibro-inflammatory progenitors (termed, &#8220;FIPs&#8221;) are non-adipogenic collagen producing cells that can exert a pro-inflammatory phenotype. PDGFR&#946;+ adipocyte precursor cells (APCs) are highly adipogenic both in vitro and in vivo upon cell transplantation. Here, we describe multiple methods for the isolation of these stromal cell subpopulations from murine intra-abdominal WAT depots. FIPs and APCs can be isolated by fluorescence-activated cell sorting (FACS) or by taking advantage of biotinylated antibody-based immunomagnetic bead technology. Isolated cells can be used for molecular and functional analysis. Studying the functional properties of stromal cell subpopulation in isolation will expand our current knowledge of adipose tissue remodeling under physiological or pathological conditions on the cellular level.

This protocol describes the technical approach to isolate adipogenic and fibro-inflammatory stromal cell subpopulations from murine intra-abdominal white adipose tissue (WAT) depots by fluorescence-activated cell sorting or immunomagnetic bead separation.

The stromal-vascular fraction (SVF) of white adipose tissue (WAT) is remarkably heterogeneous and consists of numerous cell types that contribute ...

면역학 및 감염병학

Human Adipose Tissue Micro-fragmentation for Cell Phenotyping and Secretome Characterization

In the past decade, adipose tissue transplants have been widely used in plastic surgery and orthopaedics to enhance tissue repletion and/or regeneration. Accordingly, techniques for harvesting and processing human adipose tissue have evolved in order to quickly and efficiently obtain large amounts of tissue. Among these, the closed system technology represents an innovative and easy-to-use system to harvest, process, and re-inject refined fat tissue in a short time and in the same intervention (intra-operatively). Adipose tissue is collected by liposuction, washed, emulsified, rinsed and minced mechanically into cell clusters of 0.3 to 0.8 mm. Autologous transplantation of mechanically fragmented adipose tissue has shown remarkable efficacy in different therapeutic indications such as aesthetic medicine and surgery, orthopedic and general surgery. Characterization of micro-fragmented adipose tissue revealed the presence of intact small vessels within the adipocyte clusters; hence, the perivascular niche is left unperturbed. These clusters are enriched in perivascular cells (i.e., mesenchymal stem cell (MSC) ancestors) and in vitro analysis showed an increased release of growth factors and cytokines involved in tissue repair and regeneration, compared to enzymatically derived MSCs. This suggests that the superior therapeutic potential of microfragmented adipose tissue is explained by a higher frequency of presumptive MSCs and enhanced secretory activity. Whether these added pericytes directly contribute to higher growth factor and cytokine production is not known. This clinically approved procedure allows the transplantation of presumptive MSCs without the need for expansion and/or enzymatic treatment, thus bypassing the requirements of GMP guidelines, and reducing the costs for cell-based therapies.

Here, we present human adipose tissue enzyme-free micro-fragmentation using a closed system device. This new method allows the obtainment of sub-millimeter clusters of adipose tissue suitable for in vivo transplantation, in vitro culture, and further cell isolation and characterization.

세포 표현형 및 분비 특성화를 위한 인간 지방 조직 미세 단편화

In the past decade, adipose tissue transplants have been widely used in plastic surgery and orthopaedics to enhance tissue repletion and/or regeneration. ...

생물학

Isolation and Identification of Vascular Endothelial Cells from Distinct Adipose Depots for Downstream Applications

Vascular endothelial cells lining the wall of the vascular system play important roles in a variety of physiological processes, including vascular tone regulation, barrier functions, and angiogenesis. Endothelial cell dysfunction is a hallmark predictor and major driver for the progression of severe cardiovascular diseases, yet the underlying mechanisms remain poorly understood. The ability to isolate and perform analyses on endothelial cells from various vascular beds in their native form will give insight into the processes of cardiovascular disease. This protocol presents the procedure for the dissection of mouse subcutaneous and mesenteric adipose tissues, followed by isolation of their respective arterial vasculature. The isolated arteries are then digested using a specific cocktail of digestive enzymes focused on liberating functionally viable endothelial cells. The digested tissue is assessed by flow cytometry analysis using CD31+/CD45&#8722; cells as markers for positive endothelial cell identification. Cells can be sorted for immediate downstream functional assays or used to generate primary cell lines. The technique of isolating and digesting arteries from different vascular beds will provide options for researchers to evaluate freshly isolated vascular cells&#160;from arteries of interest and allow them to perform a wide range of functional tests on specific cell types.

This protocol details a method for the dissection of mouse adipose depots and the isolation and digestion of respective arteries to liberate and then identify the endothelial cell population. Freshly isolated cells used in downstream applications will advance the understanding of vascular cell biology and the mechanisms of vascular dysfunction.

다운스트림 적용을 위한 별개의 지방 저장소에서 혈관 내피 세포의 분리 및 식별

Vascular endothelial cells lining the wall of the vascular system play important roles in a variety of physiological processes, including vascular tone ...

murine white 지방 조직의 반자동 분리

Semi-Automated Isolation of the Stromal Vascular Fraction from Murine White Adipose Tissue Using a Tissue Dissociator

The in vitro study of white, brown, and beige adipocyte differentiation enables the investigation of cell-autonomous functions of adipocytes and their mechanisms. Immortalized white preadipocyte cell lines are publicly available and widely used. However, the emergence of beige adipocytes in white adipose tissue in response to external cues is difficult to recapitulate to the full extent using publicly available white adipocyte cell lines. Isolation of the stromal vascular fraction (SVF) from murine adipose tissue is commonly executed to obtain primary preadipocytes and perform adipocyte differentiation. However, mincing and collagenase digestion of adipose tissue by hand can result in experimental variation and is prone to contamination. Here, we present a modified semi-automated protocol that utilizes a tissue dissociator for collagenase digestion to achieve easier isolation of the SVF, with the aim of reducing experimental variation, reducing contamination, and increasing reproducibility. The obtained preadipocytes and differentiated adipocytes can be used for functional and mechanistic analyses.

저자 스포트라이트: 조직 해리제를 사용하여 Murine White 지방 조직에서 기질 혈관 분획의 반자동 분리  

This protocol describes the semi-automated isolation of the stromal vascular fraction (SVF) from murine adipose tissue to obtain preadipocytes and achieve adipocyte differentiation in vitro. Using a tissue dissociator for collagenase digestion reduces experimental variation and increases reproducibility.

조직 해리기를 사용하여 쥐 백색 지방 조직에서 기질 혈관 분획의 반자동 분리

The in vitro study of white, brown, and beige adipocyte differentiation enables the investigation of cell-autonomous functions of adipocytes and their ...

Murine Perivascular Adipose Tissue에서 분리된 지방세포(preadipocytes) 배양

Isolation, Culture, and Adipogenic Induction of Stromal Vascular Fraction-derived Preadipocytes from Mouse Periaortic Adipose Tissue

Perivascular adipose tissue (PVAT) is an adipose tissue depot that surrounds blood vessels and exhibits the phenotypes of white, beige, and brown adipocytes. Recent discoveries have shed light on the central role of PVAT in regulating vascular homeostasis and participating in the pathogenesis of cardiovascular diseases. A comprehensive understanding of PVAT properties and regulation is of great importance for the development of future therapies. Primary cultures of periaortic adipocytes are valuable for studying PVAT function and the crosstalk between periaortic adipocytes and vascular cells. This paper presents an economical and feasible protocol for the isolation, culture, and adipogenic induction of stromal vascular fraction-derived preadipocytes from mouse periaortic adipose tissue, which can be useful for modeling adipogenesis or lipogenesis in vitro. The protocol outlines tissue processing and cell differentiation for culturing periaortic adipocytes from young mice. This protocol will provide the technological cornerstone at the bench side for the investigation of PVAT function.

저자 스포트라이트: 마우스 혈관 주위 지방 조직에서 SVF 유래 지방세포의 분리, 배양 및 지방형성 유도의 중요성 

Here, we describe the isolation, culture, and adipogenic induction of stromal vascular fraction-derived preadipocytes from mouse periaortic adipose tissue, allowing for the study of perivascular adipose tissue function and its relationship with vascular cells.

Isolation, Culture, and Adipogenic Induction of Stromal Vascular Fraction-derived Preadipocytes from Mouse Periaortic Adipose Tissue(마우스 대동맥 주위 지방 조직에서 기질 혈관 분획 유래 지방세포의 분리, 배양 및 지방 유도)

조직 공학 혈관 신생 단위로 쥐 지방 조직 유래 미세 혈관 조각의 분리

요약

더 많은 비디오 탐색

이 비디오의 챕터

심근 조직 공학을위한 생물학 유래 주사용 재료의 제조

조직 공학을위한 Electrospun의 Fibres의 Postproduction 처리

Microvascular Fragments에서 Vascularized Thermogenic Adipose Tissue의 3차원 배양

Isolation of Adipogenic and Fibro-Inflammatory Stromal Cell Subpopulations from Murine Intra-Abdominal Adipose Depots

세포 표현형 및 분비 특성화를 위한 인간 지방 조직 미세 단편화

다운스트림 적용을 위한 별개의 지방 저장소에서 혈관 내피 세포의 분리 및 식별

조직 해리기를 사용하여 쥐 백색 지방 조직에서 기질 혈관 분획의 반자동 분리

조직 해리기를 사용하여 쥐 백색 지방 조직에서 기질 혈관 분획의 반자동 분리

조직 해리기를 사용하여 쥐 백색 지방 조직에서 기질 혈관 분획의 반자동 분리

Isolation, Culture, and Adipogenic Induction of Stromal Vascular Fraction-derived Preadipocytes from Mouse Periaortic Adipose Tissue(마우스 대동맥 주위 지방 조직에서 기질 혈관 분획 유래 지방세포의 분리, 배양 및 지방 유도)