We thank Dr. Christian Rickert for critical reading of the manuscript. This work was supported by a grant from the National Heart Lung and Blood Institute (R01-HL088427) to CP. EJS was supported by 5T32-AG000279 from the National Institute on Aging. The content is solely the responsibility of the authors and does not necessarily represent the official views of the National Institutes of Health.

모든 동물의 절차는 콜로라도 앤 슈츠 의료 캠퍼스의 대학 기관 동물 관리 및 사용위원회에 의해 승인 된 프로토콜에 따라 수행 하였다. 표준 프로토콜은 다음과 나이 2 ~ 3 개월 남성 C57BL / 6J 마우스를 사용하여 최적화되었습니다. 1. 실험의 사전에 솔루션 주식 ​​및 용품 준비 참고 : 필요한 장비 및 소모품에 대한 자료 표를 참조하십시오. <ol><li> 전체 타이로드의, 저 칼슘 / 마그네슘 2+ 타이로드의, 수정 크래프트 - Brühe (KB) 솔루션 및 소 혈청 알부민 (BSA) 해결 방법 : 표 1에 나타낸 바와 같이 1 L 다음 솔루션의 각을 준비합니다. 사용 초순수 모든 솔루션을 탈 이온수를 여과 하였다. 최대 6 개월 동안 20 ° C에서 각각 50 ㎖ 씩에 솔루션 및 저장소를 나눈다. 바로 실험을하기 전에 각각의 분취 량을 해동, 1 주일에 최대 4에 대한 저장6; C. </li><li> 초순수 여과 탈 이온수 (표 1)에 염화나트륨과 염화칼슘이 용해 된 10 mM의 NaCl과 1.8 mM의 CaCl2를 적응 용액 50 ㎖를 준비합니다. 최대 6 개월 동안 실온에서 보관하십시오. </li><li> 의 microfuge 튜브에 피펫 팅에 의해 엘라 스타 제의 4.75 효소 활성 단위 (U) 분취 량을 준비합니다. 최대 세 달 동안 4 ° C에서 보관하십시오. </li><li> 의 microfuge 튜브에 피펫 팅에 의해 콜라게나 프로테아제 효소 블렌드 (초순수 H 2 O)에 375 μg의 분취 량을 준비합니다. 최대 3 개월 -20 ° C에서 보관. </li><li> (도 1Aiv 그림 1C ~ 1.5 mm 최종 개구 직경)과 해리 하나 (1 ~ 2 mm 직경도 1Aiii 그림 1C)이 화재 - 광택 파스퇴르 피펫, 조직 전송을 위해 하나를 준비합니다. <ol><li> 점수 파스퇴르 유리 커터 피펫 및 원하는 크기보다 약간 큰 개구를 생성하기 위해 상기 점수를 따라 스냅. 불두꺼운 벽 연마 원하는 직경의 개구를 생성하는 분젠 버너의 화염이 낮은 이상 ~ 30 ~ 60 초 동안 각각의 피펫의 절단 단부 -polish. 화재 연마 개방 균열이나 거친 가장자리 무료입니다 확인합니다. </li></ol></li><li> 추가하여 두 해부 요리를 준비 ~ 25 ml의 실리콘 엘라스토머 각각 100mm 페트리 접시에 제조업체의 방향 (그림 1Ai 및 그림 1B)에 따라 혼합. 48 시간 동안 실온에서 치료 할 수 있습니다. </li><li> 문화에만 : ml의 25-50을 준비 각각의 도금 중간 및 표 2에 따라 문화 매체 스토어 2 주까지에서 4 ℃로합니다.. </li></ol> 2. 준비 솔루션은 세포 분리의 날에 사용되는 주 : 다음 금액은 한 마우스에서 동방 근육 세포의 분리를위한 것입니다. <ol><li> 추가 2.5 낮은 칼슘 ml의 2 + 세 개의 작은, 둥근 바닥 문화 튜브의 각 / 마그네슘 2+ 타이로드의 (PH 6.9)에스. 35 ± 1 ° C의 물을 욕조에 넣어 튜브. </li><li> 저 칼슘 / 마그네슘 2+ 타이로드의 하나의 큰 둥근 바닥 문화 튜브의 2.5 ML을 추가합니다. 이 튜브에, 1 분취 (4.75 U) 엘라 스타 제와 하나의 나누어지는 (375 μg의) 콜라게나 프로테아제 효소의 조화를 추가합니다. 혼합 소용돌이 친다. 35 ± 1 ° C의 물을 욕조에 넣어 튜브. </li><li> 세 개의 추가 작은 둥근 바닥 문화 튜브와 하나의 추가 크고 둥근 바닥 문화 튜브에 KB 매체의 2.5 ML을 추가합니다. 35 ± 1 ° C의 물을 욕조에 넣어 튜브. </li><li> 하나의 큰 바닥이 문화 튜브에 BSA 용액 ~ 7 ML을 추가합니다. 실온에서이 튜브를 유지합니다. </li><li> 50 비이커 (그림 1Aii)에 완료 타이로드의 솔루션의 20 ~ 40 ml에 놓습니다. 혼합 10 USP / ㎖ 헤파린, 소용돌이를 추가하고 35 ± 1 ° C의 물을 욕조에 비커를 놓습니다. </li></ol> 배양 된 세포는 (급성 고립 된 세포에 대해이 단계를 건너 뛰기) 3. 추가 솔루션 및 재료 준비 <ol><li>무균 조직 배양 후드에서 24 웰 플레이트의 각 우물에 마우스 당 두 개의 12mm 라운드 커버 글라스를 배치합니다. 참고 : 우물 후속 바이러스 감염의 볼륨을 제한하는 역할을 편리한 크기 때문에 24 웰 플레이트가 사용됩니다. </li><li> 피펫 각 커버 슬립 위에 멸균 인산 완충 식염수 (PBS)에 희석 마우스 라미닌의 100 NG / ㎖ 용액 약 200 μL. </li><li> 37 ° C의 배양기에서 분리 (적어도 1 시간)의 기간 동안 라미닌 커버 슬립을 부화. </li><li> 사전 따뜻한 도금 매체와 문화 매체 37 ° C에 (단계 1.7 표 3에서). </li></ol> 4. 동방 노드 격리 <ol><li> 화학 퓸 후드에서, 두 챔버 박스의 챔버 내에 마우스를 배치하고, 다른 챔버에 면봉을 통해 도입 ~ 200 ㎕의 액체를 이소 플루 란 마취. 발가락 핀치와 (보통 30 ~ 60 초 ~ 이내) 마취를 확인합니다. 안락사자궁 경부 전위로 마우스. 주 : 빈 1 ml의 피펫 팁 박스는 2 챔버 박스를 형성하는데 사용될 수있다; 직접 접촉 마우스를 방지하기 위해 이소 플루 란에 대한 별도의 구획을 만들기 위해 상자에 거꾸로 랙을 켭니다. </li><li> 외부 조직 포셉 (그림 1Aviii) 및 해부 가위 (그림 1Avix)를 사용하여 흉강을 노출 가위 및 횡단면 리브 케이지 가슴에서 모피를 제거합니다. ~ 2 ml의 헤파린이 전송 피펫을 이용하여 완전한 타이로드의 가온과 흉강을 목욕. 참고 : 필요한 경우 준비가 건조하는 것을 허용하지 않습니다, 목욕 흉강을 계속합니다. </li><li> 해부 현미경 하에서 조심스럽게 폐를 제거하고 내부 가위 (그림 1Avi) 및 해부 포셉 (그림 1Avii)를 사용하여 흉선. </li><li> 부드럽게 내부 해부 집게로 마음의 정점을 잡고 조심스럽게 하대 정맥하고 A 컷내부 가위로 오르타는 흉강의 심장을 제거합니다. 실리콘 해부 요리 중 하나에 마음을 전송하고 ~ 4 ml를 완료 타이로드의가 전송 피펫을 사용하여 헤파린 따뜻해진와 목욕. </li><li> 동양 심장 등의 후방 선박이 표시 및 실험자의 왼쪽에있는 동물의 실험자의 오른쪽 우심방과 좌심방으로,이 위를 향하도록되어있다. 지향되면, 실리콘 해부 접시에 정점을 고정하여 마음을 고정. </li><li> 심실과 심방 (심실 위의 맑은 링) 사이의 홈을 찾습니다. </li><li> 내부 해부 가위를 사용하여 심방보다 심실에 가까운 유지 홈에 절개를합니다. 추가 따뜻하게 헤파린 완료 타이로드가 같은 심방과 밸브의 밝은 전망을 허용하는 데 필요한의로 홈과 절개를 플래시합니다. 심실에서 심방을 분리 홈을 따라 절단 계속합니다. </li><li>두 번째 실리콘 해부 접시에 심방 조직을 전송하고 ~ 3ml를 완료 타이로드의를 헤파린 따뜻해진와 목욕. </li><li> 오리엔트 동물의 우심방는 실험자의 왼쪽 이제 조직이되도록, 및 좌심방이 오른쪽이다. 참고 : 좌심방이 어두운 붉은 톤 이상을 보유하고있는 동안 우심방이 더 투명합니다. </li><li> 조심스럽게 준비 스트레칭, 하부 우수한 대정 cavae 오른쪽과 왼쪽 심방 부속을 통해 조직을 고정. 준비 (동방 노드가 아주 섬세하고 쉽게 손상 될 수있는, 심방 벽에 절단되지 않도록주의)을 명확하게 볼 수 있도록 남아있는 지방이나 기타 조직을 제거합니다. </li><li> 대정맥을 통해 절단에 의해 심방의 앞쪽 벽을 엽니 다. 심방 중격를 시각화하기 위해 필요에 따라 핀을 다시하는 것은-놓습니다. </li><li> 좌심방을 제거하기 위해 심방 중격을 따라 잘라. 부드럽게 스트레칭, 준비를 다시하는 것은-핀. </li><li> t을 제거우심방 부속 그와 심방 부속 경계 어두운 오렌지 행진으로 나타나는의 cristae의 terminalis을 따라 절단하여 동방 노드를 무료로 제공됩니다. </li><li> 마디 조직을 다시 핀과 세 개의 동일한 크기의 스트립을 생성합니다 (crista의 terminalis에 수직) 옆으로 잘라. </li></ol> 5. 동방 노드 소화 <ol><li> 좁은 불을 광택 피펫 (그림 1Aiv)를 사용하여, 저 칼슘 2.5 ml에 포함 된 세 개의 작은, 둥근 바닥 튜브의 첫 번째로 동방 노드 조직의 세 개의 스트립을 전송 2+ / 마그네슘 2+ 타이로드의 35 ± 1 °의 C 물 목욕. 5 분 동안 품어. </li><li> 2.5 ml의 낮은 칼슘이 포함 된 두 번째 작은 둥근 바닥 튜브로 전송 조직 스트립 2+ 같은 좁은 피펫을 사용하여 / 마그네슘 2+ 타이로드의 35 ± 1 ° C의 물을 욕조에. 부드러운가 튜브를 소용돌이 또는 부드럽게 좁은 피펫 피펫 팅하여 조직 스트립을 씻으십시오. 안 인버튜브에서 t. </li><li> 2.5 ml의 낮은 칼슘을 함유하는 제 작고 둥근 바닥 튜브에 전송 조직 스트립 2+ ㎎ / 2+의 타이로드하고, 단계 5.2에 기재된 세정 공정을 반복한다. </li><li> 저 칼슘 2.5 ml에 포함 된 큰 둥근 바닥 튜브에 전송 스트립 2+ / 마그네슘 2+ 타이로드의 35 ° C의 물을 욕조에있는 효소 (엘라 스타 플러스 콜라게나 - 단백질 분해 효소 혼합)와 함께. 세 조직 스트립이 있는지 확인합니다. 35 ± 1 ℃에서 10 ~ 15 분 동안 품어. 부드럽게 튜브를 소용돌이에 의해 매 5 분을 섞는다. 튜브를 반전하지 마십시오. </li></ol> 6. 동방 노드 심근 해리 <ol><li> 효소 분해 후, 온화하게 35 ± 1 ℃에서 2.5 ml의 KB 용액을 포함하는 제 작고 둥근 바닥 튜브에 조직 스트립 전송 좁은 화재 연마 피펫을 사용한다. 부드럽게 튜브를 소용돌이로 조직을 씻으십시오. 참고 : 조직 스트립이 약간 반투명 나타나고 번째에서 함께 응집 할 수있다포인트입니다. 세포 손실을 방지하는 효소 소화 한 후 매우 부드럽게 처리합니다. </li><li> 35 ± 1 ℃에서 2.5 ml의 KB를 함유하는 제 2 미소 둥근 바닥 튜브에 조직을 옮긴다. 씻어 부드럽게 소용돌이. </li><li> 35 ± 1 ℃에서 2.5 ml의 KB 함유 세번째 작은 둥근 바닥 튜브에 조직을 옮긴다. 씻어 부드럽게 소용돌이. </li><li> 35 ± 1 ℃에서 2.5 ml의 KB 함유 큰 둥근 바닥 튜브에 조직을 옮긴다. </li><li> 돌보는, 약 0.5 Hz에서 5 ~ 10 분 동안 일정하게 분쇄하여 큰 둥근 바닥 튜브에 세포를 떼어 놓다, 더 큰 화재 연마 피펫 (그림 1Aiii 그림 1C)를 사용하면에 잠긴 해리 튜브를 유지하는 35 ± 1 ° C의 물을 욕조 및 솔루션에 거품을 도입 피하기 위해. 참고 : 분쇄 시간은 해리 피펫의 직경과 피펫의 힘에 따라 달라집니다. 조직 조각을 t로 남아 있도록 시간 조정되어야그는 해리의 끝은 얇고 투명하고 전경이 나타납니다. 조직이 어떤 색깔을 유지하는 경우, 분리가 불완전 할 가능성이 높습니다. 주파수 (0.5 Hz에서) 손에 의해 결정된다. </li><li> 수조로부터 해리 된 SAM을 함유하는 둥근 바닥 튜브를 제거하고 실온에서 5 분간 평형화. </li></ol> 제 동방 노드 칼슘 재 적응 (상온에서) 참고 : SAM을 문화 실험을 향하는를 들어, 다음 항목의 절차는 무균 조직 배양 후드에서 수행해야합니다. SAM을 급성 실험에 사용되는 경우, 무균 환경에서 이러한 단계를 수행 할 필요가 없다. <ol><li> 염화나트륨 / 염화칼슘이 적응 용액 (표 2)의 75 μl를 추가합니다. 혼합 5 분 동안 품어 부드럽게 소용돌이. </li><li> 염화나트륨 / 염화칼슘이 적응 용액 160 μl를 추가합니다. 혼합 5 분 동안 품어 부드럽게 소용돌이. </li><li> BSA 졸의 390 μl를 추가의 ution (표 2). 혼합 4 분 동안 품어 부드럽게 소용돌이. </li><li> BSA 용액의 1.25 ML을 추가합니다. 혼합 4 분 동안 품어 부드럽게 소용돌이. </li><li> BSA 용액의 4.37 ML을 추가합니다. 혼합 4 분 동안 품어 부드럽게 소용돌이. 참고 : 칼슘의 최종 농도가 1.8 mM의 것입니다. </li><li> 칼슘 재 적응 후, 3 분 ~ 2000 XG에 10 분 ~ 또는 원심 분리하여 중력에 의해 정착 할 수 있도록하여 SAM에를 수집합니다. <ol><li> 급성 고립 셀 부드럽게 ~ 2 ㎖를 세포 남겨 제거하고 유리 파스퇴르 피펫을 이용하여 상층 액의 약 5 mL를 버린다. 패치 클램프 녹음 최대 8 ~에 시간 동안 실온에서이 세포를 저장합니다. </li><li> 배양 된 세포를 들어, 멸균 유리 파스퇴르 피펫을 사용하여 가능한 한 상등액의 정도를 제거합니다. 미리 예열 한 용액에 재현 탁 세포 펠렛 (37 ° C) 도금 중간 (표 2). </li></ol></li></ol> 동방 묘 8. 도금 및 문화cytes (급성 고립 세포에 대한 건너 뛰기) <ol><li> 파스퇴르 피펫 단계 3.3에서 커버 슬립에서 라미닌 솔루션을 제거합니다. 즉시 (3 단계) 각 라미닌 - 코팅 커버 슬립 상에 500 μl를 (~ 50 ~ 100 셀) 시드. 참고 : 수축 억제제 2,3- 부탄 monoxime (BDM)은 셀 (9)의 마찰이 발생 수축을 방지하기 위해 도금과 문화 미디어에 포함되어 있습니다. </li><li> 인큐베이터를 새로 접종 된 SAM을 포함하는 24 웰 플레이트를 돌려 95 % 공기 / 5 % CO 2 분위기하에 37 ℃에서 유지한다. 세포가 도금 미디어에서 4-6 시간 (표 2)에 대한 커버 슬립을 준수 할 수 있습니다. </li><li> 부드럽게 멸균 파스퇴르 피펫을 사용하여 도금 매체를 제거합니다. 미리 예열 (37 ° C) 문화 매체의 잘 당 500 μL (표 2)로 교체하십시오. </li></ol> 성인 동방 심근 문화의 9 아데노 바이러스 형질 도입 (급성 고립 된 세포에 대한 건너 뛰기) <ol><li> 가전의 수를 예측즉시 배율 조정, 현미경 시야에서 세포를 계수하여 아데노 바이러스를 적용하기 전에 커버 슬립 당 LLS. 모든 셀뿐만 아니라 SAM에를 계산합니다. </li><li> 보통 199에서 아데노 바이러스를 희석하고 1-10 μL의 응용 프로그램이 셀 당 100 바이러스 단위의 감염의 최종 다양성 (MOI)를 달성하기 위해 필요하므로 바이러스 역가의 희석을 조정합니다. 직접 도금 SAM을 상에 적하 방식으로 아데노 바이러스 솔루션을 추가합니다. </li><li> 바이러스 함유 배지 하룻밤 (~ 12 ~ 14 시간)와 세포를 품어. 그리고 신선한 배지로 교환합니다. 목적 단백질의 발현이 얻어 질 때까지, 배양 배지를 매 48 시간을 변경 배양기에서 세포를 유지한다. </li></ol> 급성 격리 또는 배양 SAM을 10. 기능 평가 참고 : 다음 프로토콜은 자연 AP와 나는 모두를 기록하는 천공 패치 기술을 암포 테리를 사용하여 격리 된 SAM의 기능 평가의 예입니다 <sub&gt; 동일한 셀로부터 F (참고 9 참조). <ol><li> 표 3에 기록 된 바와 같이 용액을 준비한다. </li><li> 녹화 일 신선한 DMSO에 20 ㎎ / ㎖의 암포 테리 신 B-원액을 준비한다. 실온에서 재고를 유지하고 빛으로부터 보호합니다. 200 UG의 최종 농도로 세포 내 용액에 암포 테리 신-B 주식을 희석는 / 그냥 사용하기 전에 ml로. 얼음에 최종 피펫 솔루션을 유지하고 빛으로부터 보호합니다. 참고 실험의 암포 테리 신 - 함유 피펫 용액은 적어도 1 분 동안 세포 용액 텍싱로 원액의 분취 액을 희석하여 신선한 시간당 제조되어야한다. </li><li> 의 분취 이동시켜 급성 SAM의 세포 현탁액을 35 ± 1 ℃에서의 타이로드 용액을 함유하는 기록 챔버로 배양 SAM에 담지 된 유리 커버 슬립의 단편 해리. 적어도 2 분 전에 전기 생리 recordin에 대한 타이로드의 솔루션 세포를 관류GS는 문화 매체에 남아있는 잔류 BDM를 제거합니다. 주 : 자발적인 수축 즉시 타이로드의 솔루션에 전송에 분명해야합니다. 기록 된 SAM 자발적인 수축 활성 특징 형태 (예.,도 2), 줄무늬 부족 HCN4 단백질의 발현, I f를 현재 존재 멤브레인 용량 &lt;50 pF의, 자발적 AP를 포함하여 기능의 조합에 의해 식별 될 수있다 확장기 탈분극 상과 느린 상향 행정을 포함 파형과 함께. </li><li> 1.5-3.0 MΩ의 저항과 붕규산 유리 피펫을 사용하여, 세포 내 용액으로 끝을 작성은 10-30 초 동안 침지하여 암포 테리 부족. 그런 다음, 암포 테리 신 함유 용액에 피펫을 다시 채우기. GΩ 세포 부착 밀봉 가능한 한 신속하게 얻을 수 있습니다. 시일 형성이 곤란한 경우, 팁 - 충전 시간을 증가시킨다. 주 : 액세스 저항은 계속되어야한다셀에 연결된 실의 형성 다음 모니터링 및 녹음은 &lt;10 MΩ의 안정된 접속 저항을 획득 한 후 시작해야합니다. </li><li> 자연 AP를 기록하려면, 전류가 주입 빠른 전류 클램프 모드로 앰프를 전환합니다. 주 : 앞서 열을보고, 연소율을 안정화 AP를 기록 할 때 1 나노 이소은 타이로드의 세포 외 용액에 포함된다. </li></ol>

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D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Complete+atrial-specific+knockout+of+sodium-calcium+exchange+eliminates+sinoatrial+node+pacemaker+activity.">Complete atrial-specific knockout of sodium-calcium exchange eliminates sinoatrial node pacemaker activity.</a> PloS ONE. 8 (11), e81633 (2013).</li><li>Torrente, A. G., Zhang, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Burst+pacemaker+activity+of+the+sinoatrial+node+in+sodium-calcium+exchanger+knockout+mice.">Burst pacemaker activity of the sinoatrial node in sodium-calcium exchanger knockout mice.</a> Proc Nat Acad Sci USA. 112 (31), 9769-9774 (2015).</li><li>Denyer, J. C., Brown, H. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rabbit+sino-atrial+node+cells:+isolation+and+electrophysiological+properties.">Rabbit sino-atrial node cells: isolation and electrophysiological properties.</a> J Physiol. 428 (1), 405-424 (1990).</li><li>Thum, T., Borlak, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Butanedione+monoxime+increases+the+viability+and+yield+of+adult+cardiomyocytes+in+primary+cultures.">Butanedione monoxime increases the viability and yield of adult cardiomyocytes in primary cultures.</a> Cardiovasc Toxicol. 1 (1), 61-72 (2001).</li><li>Borlak, J., Zwadlo, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+myosin+ATPase+inhibitor+2,3-butanedione+monoxime+dictates+transcriptional+activation+of+ion+channels+and+Ca(2+)-handling+proteins.">The myosin ATPase inhibitor 2,3-butanedione monoxime dictates transcriptional activation of ion channels and Ca(2+)-handling proteins.</a> Molec Pharmacol. 66 (3), 708-717 (2004).</li></ol>

이 논문은 성인 쥐에서 완전히 차별화 된 동방 노드 근육 세포의 분리 및 문화에 대한 상세한 프로토콜을 제공합니다. 분리 프로토콜은 안정적으로 즉시 전기 생리 분석 또는 후속 문화 중 하나에 적합한 자연 활성 마우스 SAM에 생성됩니다. 유사한 프로토콜 (예를 들어, 참조 11,12,10,13-17 참조) 많은 다른 그룹에 의해보고되었다. 그러나, 체외에서 성인 마우스 SAM을 유지를위한 우리?...

페이스 메이커의 심장의 동방 노드에서 근육 세포 (동방 근육 세포는, &quot;SAM을&quot;)는 각각의 심장 박동을 시작 심근 통해 전파 자연, 리듬 활동 전위 (APS)를 생성합니다. 많은 종에서 급격하게 격리 된 SAM을 사용하여 실험 맥박 조정기 활동의 발생에 기여하는 메커니즘을 해명 필수적이었다. SAM을는 형태, 기능 및 단백질 발현의 관점에서, 심방 및 심실의 심근의 해당 실질적으로 상이 고도로 전문화 심근이다. SAM을 자발적 액세스 포인트들의 특징은 다음 AP 1,2 트리거 임계 막 전위를 구동 이완기 자발적인 탈분극이다. 이러한 &quot;심박 전위&quot;많은 상이한 &quot;재미 전류&quot;(I의 F)을 포함하여 막 전류 T- 및 L 형 칼슘 전류와 나트륨 - 칼슘 교환기 CURR의 활성에 따라 조정근질 세망 3,4에서 칼슘 방출에 의해 구동되는 엔트 (I NCX). 급성 고립 된 마우스 SAM을가 심장 박동의 연구에 필수적인 실험 준비를하는 동안 마우스 SAN의 불명료 한 해부학과 작은 크기가 미묘한 미세 절제와 결합 된 효소 및 기계를 필요로하기 때문에, 마우스에서 SAM을의 분리 채택하기 어려운 방법이 될 수 있습니다 세포의 분리주의 최적화가 필요합니다. 우리는 여기에 성공적으로 패치 클램프 녹음 5-8을위한 성인 마우스에서 SAM을 격리하는 데 사용 된 프로토콜의 상세한 비디오 데모를 제공합니다. 우리의 지식에, 다른 소스에서 사용 가능한 시각적 데모가 없습니다. 또한, 새로운 방법이 설명된다되는 성인 마우스로부터함으로써 유전자의 단백질의 도입을 허용하는, 수 일간 시험관 내에서 유지 될 수있는 SAM을 격리아데노 바이러스 감염 (9)을 통해 기자 분자 또는 RNAi의.

<table><tbody><tr><td>Sylgruard/Elastomer Kit</td><td>Dow Corning</td><td>184 SIL ELAST KIT 0.5KG</td><td></td></tr><tr><td>Borosilicate 9&quot; pasteur pipettes</td><td>Fisher Scientific</td><td>13-678-20C</td><td></td></tr><tr><td>Small, round bottomed culture tubes</td><td>Fisher Scientific</td><td>352059</td><td></td></tr><tr><td>Large, round bottomed culture tubes</td><td>Corning</td><td>14-959-11B</td><td></td></tr><tr><td>Elastase</td><td>Worthington Biochemical</td><td>LS002279</td><td></td></tr><tr><td>Liberase TM</td><td>Roche</td><td>5401119001</td><td>Tissue dissociation solution</td></tr><tr><td>Heparin</td><td>SAGENT Pharmaceuticals&amp;nbsp;</td><td>NDC 25021-400-10</td><td></td></tr><tr><td>Mouse Laminin</td><td>Corning</td><td>CB-354232</td><td></td></tr><tr><td>12 mm round glass coverslips</td><td>Fisher&amp;nbsp;</td><td>12-545-80</td><td></td></tr><tr><td>24-well culture plate</td><td>Fisher</td><td>08-772-1</td><td></td></tr><tr><td>Ad-mCherry</td><td>Vector Biolabs</td><td>1767</td><td></td></tr><tr><td>Ad-eGFP</td><td>Vector Biolabs</td><td>1060</td><td></td></tr><tr><td>Plastic, disposable transfer pipette</td><td>Fisher Scientific</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Micro scissors</td><td>Fisher Scientific</td><td>17-467-496</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #4 Forceps</td><td>Roboz Instruments</td><td>RS-4904</td><td></td></tr><tr><td>Tissue Forceps</td><td>Roboz Instruments</td><td>RS-8164</td><td></td></tr><tr><td>Dissecting Iris Scissors</td><td>WPI, Inc.</td><td>501264</td><td></td></tr><tr><td>Dissecting Pins</td><td>Fine Science Tools</td><td>26002-20</td><td></td></tr><tr><td>NaCl</td><td>Sigma</td><td>71376</td><td></td></tr><tr><td>KCl</td><td>Sigma</td><td>60128</td><td></td></tr><tr><td>KH&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;PO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;</td><td>Sigma</td><td>60353</td><td></td></tr><tr><td>HEPES</td><td>Sigma</td><td>54457</td><td></td></tr><tr><td>glucose</td><td>Sigma</td><td>G0350500</td><td></td></tr><tr><td>MgCl&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;</td><td>Sigma</td><td>M8266</td><td></td></tr><tr><td>CaCl&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;</td><td>Sigma</td><td>C1016</td><td></td></tr><tr><td>taurine</td><td>Sigma</td><td>T0625</td><td></td></tr><tr><td>BSA</td><td>Sigma</td><td>A2153</td><td></td></tr><tr><td>K-glutamate</td><td>Sigma</td><td>G1501</td><td></td></tr><tr><td>K-aspartate</td><td>Sigma</td><td>A6558</td><td></td></tr><tr><td>MgSO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;</td><td>Sigma</td><td>M7506</td><td></td></tr><tr><td>creatine</td><td>Sigma</td><td>C0780</td><td></td></tr><tr><td>EGTA</td><td>Sigma</td><td>E3889</td><td></td></tr><tr><td>Mg-ATP</td><td>Sigma</td><td>A9187</td><td></td></tr><tr><td>Amphotericin-B</td><td>Fisher Scientific</td><td>1397-89-3</td><td></td></tr><tr><td>Isoproterenol</td><td>Calbiochem</td><td>420355</td><td></td></tr><tr><td>Media199</td><td>Sigma</td><td>M4530</td><td></td></tr><tr><td>2,3-butanedione monoxime (BDM)</td><td>Sigma</td><td>B0753</td><td></td></tr><tr><td>Fetal Bovine Serum (FBS)</td><td>Sigma</td><td>SH30071</td><td></td></tr><tr><td>Bovine Serum Albumin (BSA)</td><td>Sigma</td><td>A5611</td><td></td></tr><tr><td>Insulin&amp;nbsp;&amp;nbsp;</td><td>Sigma</td><td>I3146</td><td></td></tr><tr><td>Transferrin</td><td>Sigma</td><td>I3146</td><td></td></tr><tr><td>Selenium</td><td>Sigma</td><td>I3146</td><td></td></tr><tr><td>Penicillin</td><td>GE Healthcare</td><td>SV30010</td><td></td></tr><tr><td>Streptomycin</td><td>Hyclone</td><td>SV30010</td><td></td></tr></tbody></table>

methods for the isolation, culture, and functional characterization of sinoatrial node myocytes from adult mice

자발적인 활동 전위 (APS)를 생성하여 이길 각각의 마음을 개시 마음의 자연 페이스 메이커로 동방 노드 근육 세포 (SAM을) 행위. 이 페이스 메이커 AP는 다수의 막 전류와 세포 내 칼슘 자전거의 조정 활동을 반영합니다. 그러나 SAM을에서 자연 페이스 메이커 활동을 구동하는 정확한 메커니즘은 애매 남아있다. 급성 고립 된 SAM은 실험 심장 심장 박동의 분자 기초를 해부하기위한 필수적인 준비합니다. 그러나, 불명료 한 해부학, 복잡한 미세 절제, 그리고 몹시 신경을 쓰는 효소 소화 조건은 급성 고립 된 SAM의 광범위한 사용을 방지했다. 또한, 방법은 단백질 발현 연구에 SAM에의 장기 문화를 허용하는 최근까지 사용할 수 없었다. 여기에서 우리는 성인 쥐에서 SAM을의 분리를위한 단계별 프로토콜 및 비디오 데모를 제공합니다. 방법은 또한 시험 관내 및 expressi 위해 성체 마우스의 SAMs 유지를위한 입증되고아데노 바이러스 감염을 통해 외래 단백질에. 급성 격리 및이 방법에 의해 제조 배양 된 SAM은 전기 생리 및 이미징 연구의 다양한 적합하다.

여기에 설명 된 프로토콜은 이전에 다른 패치 클램프 실험 5-8 다양한 적합한 성인 마우스로부터 자발적 활성 SAM을 분리하기 위해 사용되어왔다. 또한, 프로토콜 최대 1 주 동안 배양 유지할 수있다 절연 SAM을 허용한다. 배양 된 세포로의 유전자 전달은 아데노 바이러스 감염 9를 통해 달성 될 수있다. 이 절에서 제시된 결과는 이전 연구에서 파생과 급성 분...

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Methods for the Isolation, Culture, and Functional Characterization of Sinoatrial Node Myocytes from Adult Mice

방법은 패치 클램프 전기 생리학 또는 이미징 연구를위한 성인 마우스의 동방 노드 근육 세포 (SAM을)의 분리를 위해 증명된다. 분리 된 세포를 직접 사용할 수 또는 부호화 유전자 리포터로서 관심 단백질의 발현을 허용하는 배양에서 유지 될 수있다.

성인 마우스에서 동방 노드 근육 세포의 분리, 문화 및 기능 특성화하는 방법

Sinoatrial node myocytes (SAMs) act as the natural pacemakers of the heart, initiating each heart beat by generating spontaneous action potentials (APs). ...

methods-for-isolation-culture-functional-characterization-sinoatrial

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Biology

13.1K 조회수.  University of Colorado Anschutz Medical Campus.  방법은 패치 클램프 전기 생리학 또는 이미징 연구를위한 성인 마우스의 동방 노드 근육 세포 (SAM을)의 분리를 위해 증명된다. 분리 된 세포를 직접 사용할 수 또는 부호화 유전자 리포터로서 관심 단백질의 발현을 허용하는 배양에서 유지 될 수있다. 

비디오: Methods for the Isolation, Culture, and Functional Characterization of Sinoatrial Node Myocytes from Adult Mice

Isolation, Culture, and Functional Characterization of Adult Mouse Cardiomyoctyes

The use of primary cardiomyocytes (CMs) in culture has provided a powerful complement to murine models of heart disease in advancing our understanding of heart disease. In particular, the ability to study ion homeostasis, ion channel function, cellular excitability and excitation-contraction coupling and their alterations in diseased conditions and by disease-causing mutations have led to significant insights into cardiac diseases. Furthermore, the lack of an adequate immortalized cell line to mimic adult CMs, and the limitations of neonatal CMs (which lack many of the structural and functional biomechanics characteristic of adult CMs) in culture have hampered our understanding of the complex interplay between signaling pathways, ion channels and contractile properties in the adult heart strengthening the importance of studying adult isolated cardiomyocytes. Here, we present methods for the isolation, culture, manipulation of gene expression by adenoviral-expressed proteins, and subsequent functional analysis of cardiomyocytes from the adult mouse. The use of these techniques will help to develop mechanistic insight into signaling pathways that regulate cellular excitability, Ca2+ dynamics and contractility and provide a much more physiologically relevant characterization of cardiovascular disease.

Here we describe the isolation of adult mouse cardiomyoctyes using a Langendorff perfusion system. The resulting cells are Ca2+-tolerant, electrically quiescent and can be cultured and transfected with adeno- or lentiviruses to manipulate gene expression. Their functionality can also be analyzed using the MMSYS system and patch clamp techniques.

절연, 문화, 그리고 성인 마우스 된 심근의 기능적 특성

The use of primary cardiomyocytes (CMs) in culture has provided a powerful complement to murine models of heart disease in advancing our understanding of ...

연구

생물학

Isolation of Atrial Myocytes from Adult Mice

The electrophysiological properties of atrial myocytes importantly affect overall cardiac function. Alterations in the underlying ionic currents responsible for the action potential can cause pro-arrhythmic substrates that underlie arrhythmias, such as atrial fibrillation, which are highly prevalent in many conditions and disease states. Isolating adult mouse atrial cardiomyocytes for use in patch-clamp experiments has greatly advanced our knowledge and understanding of the cellular electrophysiology in the healthy atrial myocardium and in the setting of atrial pathophysiology. In addition, studies using genetic mouse models have elucidated the role of a vast array of proteins in regulating atrial electrophysiology. Here we provide a detailed protocol for the isolation of cardiomyocytes from the atrial appendages of adult mice using a combination of enzymatic digestion and mechanical dissociation of these tissues. This approach consistently and reliably yields isolated atrial cardiomyocytes that can then be used to characterize cellular electrophysiology by measuring action potentials and ionic currents in patch-clamp experiments under a number of experimental conditions.

This protocol is used to isolate single atrial cardiomyocytes from the adult mouse heart using a chunk digestion approach. This approach is used to isolate right or left atrial myocytes that can be used to characterize atrial myocyte electrophysiology in patch-clamp studies.

성인 마우스에서 심방 근세포의 격리

The electrophysiological properties of atrial myocytes importantly affect overall cardiac function. Alterations in the underlying ionic currents ...

의학

Isolation and Culture of Adult Mouse Cardiomyocytes for Cell Signaling and in vitro Cardiac Hypertrophy

Technological advances have made genetically modified mice, including transgenic and gene knockout mice, an essential tool in many research fields. Adult cardiomyocytes are widely accepted as a good model for cardiac cellular physiology and pathophysiology, as well as for pharmaceutical intervention. Genetically modified mice preclude the need for complicated cardiomyocyte infection processes to generate the desired genotype, which are inefficient due to cardiomyocytes&#8217; terminal differentiation. Isolation and culture of high quantity and quality functional cardiomyocytes will dramatically benefit cardiovascular research and provide an important tool for cell signaling transduction research and drug development. Here, we describe a well-established method for isolation of adult mouse cardiomyocytes that can be implemented with little training. The mouse heart is excised and cannulated to an isolated heart system, then perfused with a calcium-free and high potassium buffer followed by type II collagenase digestion in Langendorff retrograde perfusion mode. This protocol yields a consistent result for the collection of functional adult mouse cardiomyocytes from a variety of genetically modified mice.

Isolation and Culture of Adult Mouse Cardiomyocytes for Cell Signaling and in vitro Cardiac Hypertrophy

We describe a reliable method for isolation of adult mouse cardiomyocytes. This protocol yields a consistent result for the culture of functional adult cardiomyocytes from a variety of genetically modified mice.

분리 및 문화 성인 마우스 세포 신호 전달 용의 Cardiomyocytes과의<em&gt; 시험관</em&gt; 심장 비대

Technological advances have made genetically modified mice, including transgenic and gene knockout mice, an essential tool in many research fields. Adult ...

Isolation and Culture of Resident Cardiac Macrophages from the Murine Sinoatrial and Atrioventricular Node

Resident cardiac macrophages have been demonstrated to facilitate the electrical conduction in the heart. The physiologic heart rhythm is initiated by electrical impulses generated in sinoatrial node (SAN) and then conducted to ventricles via atrioventricular node (AVN). To further study the role of resident macrophages in cardiac conduction system, a proper isolation of resident macrophages from SAN and AVN is necessary, but it remains challenging. Here, we provide a protocol for the reliable microdissection of the SAN and AVN in murine hearts followed by the isolation and culture of resident macrophages.
Both, SAN which is located at the junction of the crista terminalis with the superior vena cava, and AVN which is located at the apex of the triangle of Koch, are identified and microdissected. Correct location is confirmed by histologic analysis of the tissue performed with Masson's trichrome stain and by anti-HCN4.
Microdissected tissues are then enzymatically digested to obtain single cell suspensions followed by the incubation with a specific panel of antibodies directed against cell-type specific surface markers. This allows to identify, count, or isolate different cell populations by fluorescent activated cell sorting. To differentiate cardiac resident macrophages from other immune cells in the myocardium, especially recruited monocyte-derived macrophages, a delicate devised gating strategy is needed. First, lymphoid lineage cells are detected and excluded from further analysis. Then, myeloid cells are identified with resident macrophages being determined by high expression of both CD45 and CD11b, and low expression of Ly6C. With cell sorting, isolated cardiac macrophages can then be cultivated in vitro over several days for further investigation. We, therefore, describe a protocol to isolate cardiac resident macrophages located within the cardiac conduction system. We discuss pitfalls in microdissecting and digesting SAN and AVN, and provide a gating strategy to reliably identify, count and sort cardiac macrophages by fluorescence-activated cell sorting.

The protocol presented here provides a step-by-step approach for the isolation of cardiac resident macrophages from the sinoatrial node (SAN) and atrioventricular node (AVN) region of mouse hearts.

쥐 동방과 방실 결절에서 상주 심장 대 식세포의 분리 및 배양

Resident cardiac macrophages have been demonstrated to facilitate the electrical conduction in the heart. The physiologic heart rhythm is initiated by ...

Modifications of the Langendorff Method for Simultaneous Isolation of Atrial and Ventricular Myocytes from Adult Mice

A single cardiomyocyte is a vital tool in the cellular and subcellular level studies of cardiac biology and diseases as a fundamental unit of contraction and electrical activity. Hence, isolating viable, high-quality cardiomyocytes from the heart is the initial and most crucial experimental step. Comparing the various protocols for isolating the cardiomyocytes of adult mice, the Langendorff retrograde perfusion is the most successful and reproducible method reported in the literature, especially for isolating ventricular myocytes. However, isolating quality atrial myocytes from the perfused heart remains challenging, and few successful isolation reports are available. Solving this complicated problem is extremely important because apart from ventricular disease, atrial disease accounts for a large part of heart diseases. Therefore, further investigations on the cellular level to reveal the mechanisms are warranted. In this paper, a protocol based on the Langendorff retrograde perfusion method is introduced and some modifications in the depth of aorta cannulation and the steps that may affect the digestion process to isolate atrial and ventricular myocytes were simultaneously made. Moreover, the isolated cardiomyocytes are confirmed to be amenable to patch clamp investigation.

This protocol describes modifications of the Langendorff method including the depth of aorta cannulation for simultaneous Isolation of atrial and ventricular myocytes from adult mice.

성인 마우스에서 심방 및 심실 근세포의 동시 격리를위한 랑엔도르프 방법의 수정

A single cardiomyocyte is a vital tool in the cellular and subcellular level studies of cardiac biology and diseases as a fundamental unit of contraction ...

Isolation, Culture and Transduction of Adult Mouse Cardiomyocytes

Cultured cardiomyocytes can be used to study cardiomyocyte biology using techniques that are complementary to in vivo systems. For example, the purity and accessibility of in vitro culture enables fine control over biochemical analyses, live imaging, and electrophysiology. Long-term culture of cardiomyocytes offers access to additional experimental approaches that cannot be completed in short term cultures. For example, the in vitro investigation of dedifferentiation, cell cycle re-entry, and cell division has thus far largely been restricted to rat cardiomyocytes, which appear to be more robust in long-term culture. However, the availability of a rich toolset of transgenic mouse lines and well-developed disease models make mouse systems attractive for cardiac research. Although several reports exist of adult mouse cardiomyocyte isolation, few studies demonstrate their long-term culture. Presented here, is a step-by-step method for the isolation and long-term culture of adult mouse cardiomyocytes. First, retrograde Langendorff perfusion is used to efficiently digest the heart with proteases, followed by gravity sedimentation purification. After a period of dedifferentiation following isolation, the cells gradually attach to the culture and can be cultured for weeks. Adenovirus cell lysate is used to efficiently transduce the isolated cardiomyocytes. These methods provide a simple, yet powerful model system to study cardiac biology.

This protocol describes a step-by-step method for the reproducible isolation and long-term culture of adult mouse cardiomyocytes with high yield, purity, and viability.

격리, 문화 및 성인 마우스 심근 세포의 형질 도입

Cultured cardiomyocytes can be used to study cardiomyocyte biology using techniques that are complementary to in vivo systems. For example, the purity and ...

A Simple and Effective Method to Consistently Isolate Mouse Cardiomyocytes

The need for reproducible yet technically simple methods yielding high-quality cardiomyocytes is essential for research in cardiac biology. Cellular and molecular functional experiments (e.g., contraction, electrophysiology, calcium cycling, etc.) on cardiomyocytes are the gold standard for establishing mechanism(s) of disease. The mouse is the species of choice for functional experiments and the described technique is specifically for the isolation of mouse cardiomyocytes. Previous methods requiring a Langendorff apparatus require high levels of training and precision for aortic cannulation, often resulting in ischemia. The field is shifting toward Langendorff-free isolation methods that are simple, are reproducible, and yield viable myocytes for physiological data acquisition and culture. These methods greatly diminish ischemia time compared to aortic cannulation and result in reliably obtained cardiomyocytes. Our adaptation to the Langendorff-free method includes an initial perfusion with ice-cold clearing solution, use of a stabilizing platform that ensures a steady needle during perfusion, and additional digestion steps to ensure reliably obtained cardiomyocytes for use in functional measurements and culture. This method is simple and quick to perform and requires little technical skill.

The gold standard in cardiology for cellular and molecular functional experiments are cardiomyocytes. This article describes adaptations to the non-Langendorff technique to isolate mouse cardiomyocytes.

마우스 심근 세포를 일관되게 분리하는 간단하고 효과적인 방법

The need for reproducible yet technically simple methods yielding high-quality cardiomyocytes is essential for research in cardiac biology. Cellular and ...

Simultaneous Isolation and Culture of Atrial Myocytes, Ventricular Myocytes, and Non-Myocytes from an Adult Mouse Heart

The isolation and culturing of cardiac myocytes from mice has been essential for furthering the understanding of cardiac physiology and pathophysiology. While isolating myocytes from neonatal mouse hearts is relatively straightforward, myocytes from the adult murine heart are preferred. This is because compared to neonatal cells, adult myocytes more accurately recapitulate cell function as it occurs in the adult heart in vivo. However, it is technically difficult to isolate adult mouse cardiac myocytes in the necessary quantities and viability, which contributes to an experimental impasse. Furthermore, published procedures are specific for the isolation of either atrial or ventricular myocytes at the expense of atrial and ventricular non-myocyte cells. Described here is a detailed method for isolating both atrial and ventricular cardiac myocytes, along with atrial and ventricular non-myocytes, simultaneously from a single mouse heart. Also provided are the details for optimal cell-specific culturing methods, which enhance cell viability and function. This protocol aims not only to expedite the process of adult murine cardiac cell isolation, but also to increase the yield and viability of cells for investigations of atrial and ventricular cardiac cells.

A method is described for the simultaneous isolation of myocytes and non-myocytes from both the atria and ventricles of a single adult mouse heart. This protocol results in consistent yields of highly viable cardiac myocytes and non-myocytes and details optimal cell-specific culture conditions for phenotyping and in vitro analysis.

성인용 마우스 심장에서 심방 심근 세포, 심실 심근 세포 및 비근구의 동시 격리 및 문화

The isolation and culturing of cardiac myocytes from mice has been essential for furthering the understanding of cardiac physiology and pathophysiology. ...

An Antegrade Perfusion Method for Cardiomyocyte Isolation from Mice

In basic research using mouse heart, isolating viable individual cardiomyocytes is a crucial technical step to overcome. Traditionally, isolating cardiomyocytes from rabbits, guinea pigs or rats has been performed via retrograde perfusion of the heart with enzymes using a Langendorff apparatus. However, a high degree of skill is required when this method is used with a small mouse heart. An antegrade perfusion method that does not use a Langendorff apparatus was recently reported for the isolation of mouse cardiomyocytes. We herein report a complete protocol for the improved antegrade perfusion of the excised heart to isolate individual heart cells from adult mice (8 - 108 weeks old). Antegrade perfusion is performed by injecting perfusate near the apex of the left ventricle of the excised heart, the aorta of which was clamped, using an infusion pump. All procedures are carried out on a pre-warmed heater mat under a microscope, which allows for the injection and perfusion processes to be monitored. The results suggest that ventricular and atrial myocytes, and fibroblasts can be well isolated from a single adult mouse simultaneously.

We developed a simple method for isolating high quality individual mouse heart cells by the antegrade perfusion technique. This method is Langendorff-free and useful for isolating ventricular and atrial myocytes or interstitial cells, such as cardiac fibroblasts or progenitors.

마우스에서 심근세포 절연을 위한 영양 관류 방법

In basic research using mouse heart, isolating viable individual cardiomyocytes is a crucial technical step to overcome. Traditionally, isolating ...

Isolation of High Quality Murine Atrial and Ventricular Myocytes for Simultaneous Measurements of Ca2+ Transients and L-Type Calcium Current

Mouse models play a crucial role in arrhythmia research and allow studying key mechanisms of arrhythmogenesis including altered ion channel function and calcium handling. For this purpose, atrial or ventricular cardiomyocytes of high quality are necessary to perform patch-clamp measurements or to explore calcium handling abnormalities. However, the limited yield of high-quality cardiomyocytes obtained by current isolation protocols does not allow both measurements in the same mouse. This article describes a method to isolate high-quality murine atrial and ventricular myocytes via retrograde enzyme-based Langendorff perfusion, for subsequent simultaneous measurements of calcium transients and L-type calcium current from one animal. Mouse hearts are obtained, and the aorta is rapidly cannulated to remove blood. Hearts are then initially perfused with a calcium-free solution (37 &#176;C) to dissociate the tissue at the level of intercalated discs and afterwards with an enzyme solution containing little calcium to disrupt extracellular matrix (37 &#176;C). The digested heart is subsequently dissected into atria and ventricles. Tissue samples are chopped into small pieces and dissolved by carefully pipetting up and down. The enzymatic digestion is stopped, and cells are stepwise reintroduced to physiologic calcium concentrations. After loading with a fluorescent Ca2+-indicator, isolated cardiomyocytes are prepared for simultaneous measurement of calcium currents and transients. Additionally, isolation pitfalls are discussed and patch-clamp protocols and representative traces of L-type calcium currents with simultaneous calcium transient measurements in atrial and ventricular murine myocytes isolated as described above are provided.

Isolation of High Quality Murine Atrial and Ventricular Myocytes for Simultaneous Measurements of Ca2+ Transients and L-Type Calcium Current

Mouse models allow studying key mechanisms of arrhythmogenesis. For this purpose, high quality cardiomyocytes are necessary to perform patch-clamp measurements. Here, a method to isolate murine atrial and ventricular myocytes via retrograde enzyme-based Langendorff perfusion, which allows simultaneous measurements of calcium-transients and L-type calcium current, is described.

Ca2+ 과도 현상 및 L형 칼슘 전류의 동시 측정을 위한 고품질 쥐 심방 및 심실 근세포의 분리

Mouse models play a crucial role in arrhythmia research and allow studying key mechanisms of arrhythmogenesis including altered ion channel function and ...

성인 마우스에서 동방 노드 근육 세포의 분리, 문화 및 기능 특성화하는 방법

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