Name: subcutaneous angiotensin ii infusion using osmotic pumps induces aortic aneurysms in mice
Uploaded: 2015-09-28T15:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 21 s
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The research work presented in this manuscript was supported by a grant (HL107319 to Alan Daugherty and HL107326 to Lisa A. Cassis) from the National Institutes of Health of the United States of America. The content in this manuscript is solely the responsibility of the authors and does not necessarily represent the official views of the National Institutes of Health. The publication of this manuscript was sponsored by DURECT Corporation.

윤리 문 : 마우스 연구가 켄터키 기관 동물 관리 및 사용위원회 (: 2006-0009 IACUC 프로토콜 번호) 대학의 승인을 수행한다. 마우스는 케타민 (~ 210 ㎎ / ㎏)과 자일 라진의 과다 복용 칵테일 (~ 30 ㎎ / ㎏)를 사용하여 종단에서 안락사된다. AngII 금액의 1. 계산 참고 :이 프로토콜은 4 남성 LDL 수용체의 4 주간 AngII (1000 NG / ㎏ / 분)의 주입의 예를 사용합니다 - / - 마우스는 포화 지방이 풍부한 음식을 공급. <ol><li> 주입에 필요한 AngII의 양을 계산하기 전에 마우스를 연구 무게. </li><li> 실험에 필요한 AngII 질량을 계산하는 템플릿 (표 1)를 사용합니다. 템플릿의 4 단계에서 &quot;펌핑 속도&quot;로 펌프의 지시에 표시된 &quot;펌핑 평균 속도&quot;를 사용합니다. 수동 5 및 단계 6 - - 템플릿에, 레코드 1 단계 (10)는 자동으로 산출된다. <ol><li> 템플릿에서, 가정마우스를 4 주간 AngII 1,000 NG / kg / 분의 투여시 체중 1g을 얻게 될 것이다. 참고 : 각 마우스는 마우스의 변형과 다이어트 등 많은 변수에 따라 달라집니다 매우 다른 체중 증가가있을 수 있습니다. 우리는 일상적으로 이전의 연구에서 우리 자신의 경험을 바탕으로 &quot;0&quot;또는 &quot;1g&quot;를 사용합니다. </li><li> 각 펌프는 약 250 μl를 필요로하기 때문에, 각 마우스 AngII 용액 300 μL 총 부피를 계산. </li></ol></li></ol> AngII 2. 해산 <ol><li> 저장소는 -20 ° C에서 AngII 유리 병을 동결 건조. 열기 전에 실온으로 AngII 바이알 평형. </li><li> 멸균 플라스틱 튜브로 계산 AngII 질량 (표 1에 나타낸 바와 같이 7.3 mg)을 단다. 주 : AngII의 수용액을 유리에 결합에 대한 강한 친 화성을 갖기 때문에 당 머크 인덱스, 용해 유리 튜브를 사용하지 않는다. </li><li> (1,200 μ를 멸균 식염수의 계산 된 볼륨을 추가동결 건조 AngII, 캡을 포함하는 플라스틱 튜브에 L), 용액이 깨끗해질 때까지 반전에 의해 충분히 혼합한다. </li><li> 라벨 마우스 번호 # 1, # 2, # 3, 캡 개별 멸균 플라스틱 튜브에 # 4 (0.5-1.5 mL)을 첨가 하였다. 단계 1.2 표 1에 계산 된 체중에 기초하여 각각의 마우스에 대한 층류 후드 AngII 용액을 제조 하였다. <ol><li> 예를 들어, 튜브 # 1, 다음 296.4 μL AngII 솔루션에 피펫 3.6 μL 멸균 생리 식염수와 아래로 부드럽게 피펫 팅에 의해 철저하게 섞는다. </li></ol></li><li> (; 멸균 4 ㎖) 모자와 플라스틱 튜브에 라벨 마우스 번호. 이러한 단계는 3.13에 기술 된 바와 같이 펌프를 배양에 사용된다. </li></ol> 3. 삼투 펌프 충전 <ol><li> 펌프의 본체와 흐름 중재자 (그림 1) : 두 개의 분리 된 부분으로 펌프를 얻습니다. 각 상자에 개별 포장되어 10 펌프 몸과 흐름 사회자가 있습니다. 로트 번호를 기록합니다. 참고 : 항상 착용장갑은 펌프의 외부 케이스에 손에서 전송 된 오일은 부정적인 기능을 펌핑 영향을 미칠 것 때문이다. 임플란트에서 감염의 위험을 피하기 위해, 멸균 장갑, 거즈, 튜브, 충전 니들을 사용하고, 펌프를 제조 보트 무게. </li><li> 이 번 열 저장 될 수 없기 때문에, 연구에 필요한 펌프 몸과 흐름 중재자의 수를 엽니 다. 10 개 이상의 펌프가 필요하면, 다른 로트 번호에서 펌프는 다른 평균 채우기 볼륨 및 펌프 속도를 가지고 있기 때문에 펌프의 로트 번호가, 한 연구에 대한 동일한 지 확인합니다. </li><li> (본체와 사회자 흐름을 모두 포함) 각 펌프의 무게를 측정하고, 소수점 이하 4 자리까지 무게를주의 (예를 들어, 마우스 #의 1.1443 g의 1). 템플릿 (표 1)에서 &quot;펌프 무게 빈&quot;라이 중량은, 충전 비율을 계산하는 데 사용된다. </li><li> 1 CC 멸균 주사기 펌프 충전 바늘을 부착하고주의 깊게 적절에서 AngII 솔루션 주사기를 채우번호 플라스틱 튜브. 이는 주사기로 공기를 흡입 피하는 것이 중요하다. </li><li> 바늘 아래에 위치되는 동안 주사기로부터 심하게 모든 공기 방울을 제거한다. 펌프로 거품의 도입을 방지하기 위해이 위치에 바늘 / 주사기를 유지합니다. </li><li> 조심스럽게 펌프 본체에 충전 바늘을 삽입합니다. 펌프에 바늘의 끝 부분을 진행합니다. 단단히 펌프의 하단에있는 바늘의 끝 부분을 올려 놓지 마십시오. </li><li> AngII 용액 펌프를 채우기 위해 천천히 주사기의 플런저를 밀어 넣습니다. 펌프 내부의 어두운 그림자는 충전 수준을 나타냅니다. 충전 부피는 지시에 따라, 약 246 μL이다. </li><li> 펌프를 충전 중지하고 유체의 비드가 펌프에서 상승으로 조심스럽게 즉시 바늘을 제거합니다. </li><li> 갭은 유동 중재자의 헤드와 펌프 본체의 상부 (도 1) 사이에 볼 수없는 때까지 펌프 본체의 상단에 구멍을 통해 펌프로 유동 중재자를 삽입한다. </li><li> moderat의 삽입또는 펌프 본체에 흐름 사회자의 오프닝에서 일부 유체 누출로 이어집니다. 조심스럽게 사회자의 배치하는 동안 누출 수있는 모든 여분의 유체를시킨다. </li><li> 충전 펌프를 달아. 템플릿에 &quot;채워진 펌프 무게&quot;의 무게를 기록한다. </li><li> 채우기 비율 (%) = ( &quot;작성&quot;펌프 무게 - &quot;빈&quot;)을 계산하면 1,000 / 볼륨 × 100을 채울 의미 X. <ol><li> 비율을 채우는 것은 같거나 100 %보다 커야한다, 표 1에 나타낸 바와 같이, 이상적으로는 비 충진 계산. 충전율이 경우 리필 펌프 &lt;95 % (즉, 기포 펌프에 연루 존재할 수있다). </li></ol></li><li> 사회자 헤드가 위쪽으로 향하도록 표시 4 ML 튜브 (단계 2.5)에 충전 펌프를 놓습니다. 펌프를 충당하기 위해 멸균 생리 식염수의 충분한 볼륨을 추가합니다. 주입 될 때까지 생리 식염수 튜브 펌프를 유지합니다. </li><li> 37 ºC 인큐베이터에 넣어 튜브. 품어 부분 프라이밍을 허용 한 다음 마우스에 이식 O / N (최소 12 시간)을 펌프. 펌프AngII의 ING 쥐 수술의 사전 AngII 주입하는 동안 발생하는 잠재적 인 스트레스를 복구 할 수 있습니다 주입 후 약 24 시간을 시작합니다. </li></ol> 펌프 주입 4. 준비 <ol><li> 오토 클레이브 (중력 모드, 건조 사이클, 15 분) 거즈, 면봉과 가위, 지혈, 집게, 스테이플을 포함하여 수술 도구, 스테이플러 적어도 일일 수술 전에. </li><li> 프로 시저 방, 이소 플루 란을 사용하여 마취에 대한 기화기를 준비합니다. 층류 후드에서 멸균 커튼을 열고 이소 플루 란 마취 코 콘을 배치합니다. 층류 후드에 betadine, 70 % 에탄올, 멸균 수, 구슬 살균기, 살균 handrub, 면봉, 거즈, 및 충전 펌프를 놓습니다. </li><li> 돈 마스크와 가운은 다음 깨끗한 손으로 층류 후드에서 외부 드레이프를 엽니 다. 멸균 장갑을 착용하고 멸균 내부 팩을 엽니 다. </li></ol> 펌프 주입 5. 수술 <ol><li> 유도 참의 장소 마우스2 % - 1.5의 유량으로 유입 이소 플루 란으로 BER. 드러 누움 후 3 분 - 추가 2 마우스를 모니터합니다. 왼쪽 또는 오른쪽 어깨에 1/4 정도의 크기의 영역을 면도. </li><li> 이소 플루 란 유출 (그림 2A)에 연결된 콘과 같은 높이의 코, 층류 후드에 마우스를 놓습니다. 외과 의사의 지배적 인 손으로 마우스의 머리를 놓습니다. 마취 동안 건조를 방지하기 위해 마우스의 눈에 수의사 연고를 사용합니다. 마우스가 수술 전에 통증 자극에 대한 응답이 없음을 확인합니다. 예를 들어, 페달 반응은 통증에 대한 좋은 지표이다. </li><li> 면봉과 70 % 에탄올 세 잎사귀 뒤에 betadine로 면도 부위를 닦아주십시오. 돈 또는 멸균 장갑을 변경합니다. </li><li> 앞 다리의 견갑골을 통해 귀 뒤에 ~ 1cm의 절개를하는 수술 메스를 사용합니다. 이 절개는 꼬리에 수직이어야한다. 단지 피부가 아닌 기본 조직을 잘라주의하십시오. </li><li> 홀드 그렇게해야한 손으로 EPS는 절개를 열고, 지혈제 (그림 2B)를 사용하여 피부 아래 피하 터널을 만들기 위해 다른 손을 사용합니다. </li><li> 꼬리쪽으로 지혈 팁을 사전 및 펌프 주머니를 만듭니다. 이것은 조심스럽게 주머니를 열어 피부 아래 지혈의 턱을 열어 수행 할 수 있습니다. 절개에서 지혈을 철회. </li><li> 마우스 (그림 2C)의 후면에 위치 사회자 머리 절개로 펌프를 삽입합니다. 조심스럽게 주머니에 완전히 펌프를 밀어 넣습니다. 전혀 긴장하거나 피부의 스트레칭으로 상처를 닫습니다 충분한 여유 공간이 있어야합니다. </li><li> 펌프를 삽입 한 후, 견고하므로 가장자리가 만나는 직선화, 절개의 양면 핀치하고 (도 2d)를 닫고 1 또는 2 창상 클립을 배치했다. 상처의 완전한 밀폐가되도록 절개 부위를 검사하고 펌프 사이트에 직접 가압하지 않은 것. </li><li> 국소 리도카인 크림을 적용코 콘에서 깨끗한면 swab.Remove 마우스로 (4 % 중량 / 중량), 그리고이 의식을 회복 할 때까지 가열 패드에 놓습니다. 복구 후, 마우스의 케이지에 반환됩니다. </li><li> 마우스 사이에 10 초 동안 비드 살균기로 수술 도구를 놓습니다. 악기를 사용하기 전에 냉각 시키십시오. 마우스 사이의 살균 handrub 청소 장갑. 전체 복구가 달성 될 때까지 마우스를 모두 모니터링 할 수 있습니다. </li><li> 밀접하게 수술 후 마우스를 모니터링합니다. 마우스가 곤란, 탈수 또는 명백한 체중 감소의 흔적을 보여줍니다 경우 - (0.3 ml의 0.2) 피하 멸균 식염수의 덩어리를 주입한다. 처음 10 일 동안 적어도 하루에 두 번 쥐를 관찰하고, 이후에 적어도 한 번 매일. 어떤 마우스 AngII 주입하는 동안 죽을 경우 즉시 부검을 수행합니다. 수술 후 7-14일 사이에 상처 클립을 제거합니다. </li></ol> 6. 수확, 수리, 청소 및 대동맥의 영상 <ol><li> OPE를 절단, 복부 마우스 흉부와 복강을 열고 잘라N 우심방은 대동맥에서 혈액을 제거하는 심장의 좌심실을 통해 식염수로 관류 한 다음 대동맥 (27)를 수확. </li><li> 48 시간 27 - 24 4 % 파라 포름 알데히드 또는 10 % 중성 완충 포르말린 적어도 3 ㎖를 포함하는 플라스틱 튜브에 수확 대동맥를 놓습니다. </li><li> 조심스럽게 외막 조직을 제거합니다. 핀 검은 색 왁스에 핀 대동맥. 같은 배율 대동맥 이미지를 획득. 도 3에 도시 된 바와 같이, 보정 각 이미지에 눈금자를 포함한다. </li></ol> 대동맥의 7 욕실 얼굴 영상 <ol><li> 대동맥 궁의 외부 및 내부 곡률을 통해 길이 방향으로 열려있는 대동맥을 절단하고, 무명, 왼쪽 경동맥, 왼쪽 쇄골 하 동맥을 포함한 열린 주요 가지를 잘라. 외부 외막이 검은 색 왁스에 인접 누워 평면 핀 대동맥. </li><li> 같은 배율에서 대동맥의 내막 표면의 얼굴 사진 엉 취득. 쇼로, 교정 각 이미지의 통치자를 포함그림 4 명. </li></ol>

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M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Smooth+muscle+cell+deletion+of+low-density+lipoprotein+receptor-related+protein+1+augments+angiotensin+II-induced+superior+mesenteric+arterial+and+ascending+aortic+aneurysms.">Smooth muscle cell deletion of low-density lipoprotein receptor-related protein 1 augments angiotensin II-induced superior mesenteric arterial and ascending aortic aneurysms.</a> Arterioscler Thromb Vasc Biol. 35 (1), 155-162 (2015).</li><li>Daugherty, A., Rateri, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+experimental+designs+for+atherosclerosis+studies+in+mice.">Development of experimental designs for atherosclerosis studies in mice.</a> Methods. 36 (2), 129-138 (2005).</li><li>Henriques, T. A., Huang, J., D'Souza, S. S., Daugherty, A., Cassis, L. 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A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Antagonism+of+AT2+receptors+augments+angiotensin+II-induced+abdominal+aortic+aneurysms+and+atherosclerosis.">Antagonism of AT2 receptors augments angiotensin II-induced abdominal aortic aneurysms and atherosclerosis.</a> Br J Pharmacol. 134 (4), 865-870 (2001).</li><li>Wang, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Deficiency+of+receptor-associated+protein+attenuates+angiotensin+II-induced+atherosclerosis+in+hypercholesterolemic+mice+without+influencing+abdominal+aortic+aneurysms.">Deficiency of receptor-associated protein attenuates angiotensin II-induced atherosclerosis in hypercholesterolemic mice without influencing abdominal aortic aneurysms.</a> Atherosclerosis. 220 (2), 375-380 (2011).</li><li>Daugherty, A., Rateri, D., Lu, H., Balakrishnan, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Measuring+blood+pressure+in+mice+using+volume+pressure+recording,+a+tail-cuff+method.">Measuring blood pressure in mice using volume pressure recording, a tail-cuff method.</a> J Vis Exp. (27), e1291 (2009).</li></ol>

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AngII 피하을 제공 삼투 펌프는 쥐에서 대 동맥류를 유발하는 일상적인 방법입니다. 많은 실험실에서 데이터를 기반으로,이 AAAS 3,4와 마우스에 TAAS 22-26 모두를 연구하는 신뢰성과 재현성 방법이다 일관된 연구 결과가 있었다. 따라서,이 마우스 모델은 인간의 대동맥 동맥류의 몇 가지 기능이 되풀이되었습니다 이러한 파괴적인 질병에 기계적인 통찰력을 제공하는 모델로 간주됩니다. 노화는 인간 AAAS 위험 인자 인 반면, 체계적 생쥐 AngII 유도 AAAS 대한 연구되지 ​​않았다. 48 주 4,5,7 - 그러나, 빈도와 AngII 유도 AAAS의 심각도는 8 세의 나이에 쥐 비슷 나타납니다. TAA 형성에 명백한 연령에 따른 차이를 보이지 않았다 (24) 주 22 ~ 26, - 현재, 8 세의 나이에 쥐 AngII 유도 TAAS를보고 몇 연구가있다. 여성 마우스는 AngII 4,28 주입 수컷 마우스에 비해 AAAS의 훨씬 낮은 발병률을 가지고있다. 그것은 AngII 유도 AAAS의 빈도는 각각 30 % 이하 대비 50 % 이상이다 normo-cholesterolemic 마우스, 하이퍼보다 훨씬 높다는 것을 주목할 가치가있다. AngII 주입하는 동안 모두 normo- 및 콜레스테롤 혈증 쥐 - (30 % 약 10) 또한, 대동맥 파열이 자주있다. 1000 NG / kg의 속도로 AngII의 주입 / 분은 LDL 수용체와 같은 콜레스테롤 혈증 마우스로 - / - 마우스는 서양 다이어트 또는 아포 지단백 (의 apoE)를 공급 - / - 마우스는 정상 또는 서양 음식을 공급, AAA에 최대 효과가있다 개발 3,4,29. 이 주입 속도는 혈증 마우스에서 관심 유전자를 조작이 AAAS을 감소 할 것으로 예상되는 연구에 최적이다. 콜레스테롤 혈증 마우스의 조작이 AAAS을 확대 할 것으로 예상되는 경우, 500 NG / ㎏ / 분 또는 30 이하의 속도로 AngII을 주입하는 것이 좋습니다. AAAS 대조적으로, 더 데모가 없다남성 성 또는 고 콜레스테롤 혈증과 AngII 유도 TAAS (25) 사이의 nstrated 협회. 관심의 유전자 조작이 TAAS을 확대 할 것으로 예상된다 경우, 유사 AAAS에, 우리는 AngII 주입 1,000 NG / ㎏ / 분보다 낮은 주입 속도를 권장합니다. 그것은 AngII 유도 동맥류의 빈도와 심각도 개별 생쥐들과 연구 사이에 차이가 아는 것도 중요하다. 쥐 대동맥 동맥류를 개발하지 않는 경우, 하나의 잠재적 인 가능성이 AngII가 성공적으로 마우스에 전달되지 수도 있다는 것입니다. AngII의 높은 주입 속도의 검증을 위해, 예컨대 1,000 NG / kg / 분, 혈압 측정은 비 침습적 꼬리 - 커프 방법 (31)을 사용하기에 앞서 및 AngII 주입 동안에 권장된다. 1,000 NG / kg의 속도로 주입 AngII / 분 마우스에서 수축기 혈압을 증가시킨다. 또한, 혈장 레닌 농도는 AngII는 R에 부정적인 의견을 가지고 있기 때문에 AngII 주입 중 또는 종료에 측정 할 수있다enin 분비. 따라서, AngII 주입 혈장 레닌 농도의 감소로 이어집니다. AngII 주입 마우스는 명백한 대동맥 병변, 혈압의 증가없이, 플라즈마 레닌 집중력을 저하가없는 경우에는 AngII가 이식 된 삼투압 미니 펌프를 통하여 효율적으로 전달되지 않았 음을 나타낼 것이다. 우리는이 연구에서이 마우스를 제거 추천 할 것입니다. 그것은 몇 가지 마우스가 증가 수축기 혈압에도 불구하고 대 동맥류를 개발하고 혈장 레닌 농도를 감소하지 않도록주의하는 것이 중요하다. 이 마우스는 연구에 남아 있어야한다. 요약하면, AngII 주입은 마우스에서 대 동맥류를 유도하는 삼투 펌프를 이용하여 피하 주입에 의해 달성된다. 이 방법은 AAAS과 TAAS 모두를 연구하는 데 사용되는 지정된 기간에 대한 정의 속도로 지속적으로 AngII을 제공합니다.

대동맥 동맥류는 죽음에 이르게 보통 파열을 예고하고 대동맥의 영구 내강 확장을 나타낸다. 이 질병은 각각 복부 대 동맥류 (AAAS) 및 흉부 대 동맥류 (TAAS)로 불린다 복부 및 흉부 대동맥 지역 모두에서 발생합니다. 때문에 분자 메커니즘 및 병태 생리 학적 과정의 불완전한 이해, 대 동맥류의 두 유형의 확장 또는 파열을 방지 할 수있는 입증 된 약물 치료가 없다. 이 환자의 샘플을 수집하고 AAAS의 메커니즘을 정의에 집중 직접 인간 연구를 실험을 수행하기 어렵 기 때문에 자주 동물 모델에서 외삽되었다. 일반적으로 사용되는 동물 모델 쥐에 안지오텐신 II (AngII)의 피하 주입입니다. 이러한 내 대동맥 엘라 스타 제 관류 또는 개복술 1, 2를 필요로 염화칼슘의 요정 대동맥 응용 프로그램이 운전 방식으로 마우스에 AAAS을 유도하기위한 다른 수술 방법에 비해D는 체강 내에 엔트리를 필요 최소한의 수술 3,4- 전문성을 요구하지 않는다. AAAS을 유도하는 삼투 펌프를 통해 AngII의 피하 주입은 초기에 낮은 밀도 지단백 (LDL) 수용체에보고 - / - 마우스의 apoE 년 이후 포화 지방이 풍부한 다이어트 (3)를 공급하고, - / - 마우스는 일반 실험실 다이어트 (4)를 공급. 많은 최근의 연구는 또한 AngII가 normolipidemic 마우스 5-7 AAAS을 유도 것을 증명하고있다. 주입 AngII의 접근 방식은 AAAS을 유도하고이 모델은 인간의 AAAS에서 관찰 된 많은 기능을 되풀이되었습니다 때문에 분자 메커니즘뿐만 아니라 (예 : 5-15) 잠재적 인 치료 전략의 개발을 탐험하기 위해 적용되었습니다. 예를 들어, 흡연, 노화, 남성 성 인간 AAAS의 위험 요소는 마우스 (16, 17)에 AngII 유도 AAAS을 증가. 인간의 AAAS와 고 콜레스테롤 혈증의 협회는 설명이 필요합니다. 그러나, 보유 될일관된 엉 콜레스테롤 혈증 쥐 18 AAAS을 AngII가 유도 증대있다. 쥐 AngII 유도 AAAS의 병리는 매우 이질적인하고 깊은 식세포 침투, 콜라겐 저하, 혈전 형성과 해상도, 신생 혈관 19-21 특징이다. 인간의 AAAS의 가장 일반적인 infrarenal 대동맥 위치는 대조적으로, 생쥐에서 AAAS는 부신 대동맥 지역에서 발생 AngII은 유도. AngII 유도 AAAS의 또 다른 유비쿼터스 기능은 전층 혈전증으로 이어지는, 전층 중간 휴식 시간입니다. 그것은 인간의 AAAS의 병리학 적 개발이 독점적으로 인해 초기 단계에서 동맥류 조직의 부족으로 연구되지 ​​않았기 때문에 전층 엘라스틴 파열 인간에 발생하는지 불분명하다. 쥐에 AngII 주입은 주로 가장 일반적인 영역은 인간 TAAS입니다 상행 대동맥으로 제한됩니다 흉부 대동맥 지역의 깊은 확장에 이르게 <s&gt; 19,22-26입니다. AngII 유도 AAAS 마찬가지로, TAAS는 인간 TAAS (25)의 많은 기능을 요점을 되풀이 AngII 주입하는 동안 유도. 그러나 AngII 유도 AAAS 달리 AngII 유도 TAAS는 고 콜레스테롤 혈증과 연관되지 않으며, 성별 차이가 없다. 마우스에 피하 AngII 주입의 전반적인 목표는 병리학 적 특징과 AAAS 및 TAAS의 분자 메커니즘을 연구하는 것입니다.

<table><tbody><tr><td>Angiotensin II</td><td>Bachem</td><td>H-1705</td><td>compound used to induce aortic aneurysms</td></tr><tr><td>Alzet Osmotic Pumps</td><td>DURECT Corporation</td><td>Alzet Model 2004</td><td>feasible for 28-day infusion in mice weighed &gt; 20 g</td></tr><tr><td>Saturated fat-enriched diet</td><td>Harlan Teklad</td><td>TD.88137</td><td>42% calories/calories to stimulate hypercholesterolemia in LDL receptor -/- mice</td></tr></tbody></table>

subcutaneous angiotensin ii infusion using osmotic pumps induces aortic aneurysms in mice

Osmotic pumps continuously deliver compounds at a constant rate into small animals. This article introduces a standard protocol used to induce aortic aneurysms via subcutaneous infusion of angiotensin II (AngII) from implanted osmotic pumps. This protocol includes calculation of AngII amount and dissolution, osmotic pump filling, implantation of osmotic pumps subcutaneously, observation after pump implantation, and harvest of aortas to visualize aortic aneurysms in mice. Subcutaneous infusion of AngII through osmotic pumps following this protocol is a reliable and reproducible technique to induce both abdominal and thoracic aortic aneurysms in mice. Infusion durations range from a few days to several months based on the purpose of the study. AngII 1,000 ng/kg/min is sufficient to provide maximal effects on abdominal aortic aneurysmal formation in male hypercholesterolemic mouse models such as apolipoprotein E deficient or low-density lipoprotein receptor deficient mice. Incidence of abdominal aortic aneurysms induced by AngII infusion via osmotic pumps is 5 - 10 times lower in female hypercholesterolemic mice and also lower in both genders of normocholesterolemic mice. In contrast, AngII-induced thoracic aortic aneurysms in mice are not hypercholesterolemia or gender-dependent. Importantly, multiple features of this mouse model recapitulate those of human aortic aneurysms.

4 남성 LDL 수용체 - / - 프로토콜 절에 설명 된 마우스는 AngII 주입 4 주 후에 안락사시켰다. 대동맥은 수확 청소 및 대동맥 딜레이 션을 시각화하기 위해 몇 군데 있었다. (도 3A AAAS), 상승 영역의 확장 (TAAS;도 3b), 또는 두 영역의 확장 (AAAS 및 TAAS 모두의 존재도 3에 도시 된 바와 같이, 대동맥 부신 영역의 확장을 포함하여 여러 가지 다른 특징이도를 3C), 형태 반면 한 마우스에서) 그림 3D (심하게 정상이었다. 도 3a에 적색 선으로 도시 한 바와 같이 복부 대동맥의 팽창은, 부신 영역의 생체 최대 폭을 측정하여 정량화된다. 도 4에 도시 된 바와 같이 팽창 대동맥 오름차순 측정하기 위해 대동맥을 절개하고 고정 하였다. 내막 표면적 차에 의해 둘러싸인 상승 대동맥 영역 (영역에서 측정했다그림 4A)에서 전자 빨간색 선은 TAAS을 정량한다. 눈금자는 모두도 3 및도 4에 도시 된 바와 같이, 측정 값을 표준화 각 화상에 포함시켰다. <img alt="그림 1" src="/files/ftp_upload/53191/53191fig1.jpg" /> . 본체와 흐름 사회자 : 충전 삼투 펌프 그림 1. 대표 이미지는 각 펌프는 두 개의 분리 된 부분이 포함되어 있습니다. AngII와 펌프 본체를 작성 후, 흐름은 중재자 펌프를 밀봉하도록 삽입된다. <img alt="그림 2" src="/files/ftp_upload/53191/53191fig2.jpg" /> 펌프 주입 수술의 그림 2. 공정 (A) 마우스는 이소 플루 란과 산소를 방출 지속적 인 코 콘 층류 후드에 배치됩니다.; (B) 직선 지혈제는 피하 터널을 만드는 피부 절개에 삽입되고; (C)는 펌프를 통해 삽입<html> 피부 절개 부드럽게; (D) 피부 절개는 펌프 삽입 후 스테이플. <img alt="그림 3" src="/files/ftp_upload/53191/53191fig3.jpg" /> 주입 마우스의 그림 3. 대동맥 이미지 (생체) AngII AngII 1000 NG / ㎏ / 분은 남성 LDL 수용체에 주입되었다 -. / - 이십팔일을위한 마우스. (A)는 혈전증 AAAS 수반; 레드 라인 (2.05 mM)을 부신 지역에서 최대 대동맥 폭의 측정을 보여줍니다. 심하게 정상 복부 대동맥과 대동맥 팽창 (TAA)를 오름차순 (B) (C) 상승과 부신 대동맥 지역 (TAAS 및 AAAS) 모두에서 심오한 딜레이 션; (D) 오름차순 또는 부신 대동맥 영역 중 하나의 명백한 팽창과 심하게 정상 대동맥. 4.jpg &quot;/&gt; 그림 AngII AngII 1000 NG / ㎏ / 분은 남성 LDL 수용체에 주입 된 주입 쥐에서 흉부 대동맥 지역의 4 욕실 얼굴 이미지 - 이십팔일을 위해 마우스 -. /. 빨간 선으로 설명 표면 영역은 대동맥 궁의 일부를 포함하여 상승하는 대동맥 영역을 나타냅니다. <table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0"><tbody><tr><td> 1 </td><td colspan="2"> 용량이 필요 </td><td></td><td> 1,000 </td><td colspan="2"> NG / ㎏ / 분 </td><td></td></tr><tr><td> (2) </td><td colspan="3"> 체중 (최대 마우스)를 시작합니다 </td><td> 24.8 </td><td> G </td><td></td><td></td></tr><tr><td> 3 </td><td colspan="3"> 예상 총 체중 증가 </td><td> 1 </td><td> G </td><td></td><td></td></tr><tr><td> 4 </td><td> 펌핑 속도 </td><td></td><td></td><td> 0.25 </td><td> μL / 시간 </td><td></td><td></td></tr><tr><td> (5) </td><td colspan="2"> 뉴마우스의 mber </td><td></td><td> 4 </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> (6) </td><td colspan="2"> 동물에 대한 시간당 복용량 </td><td></td><td> 1518 </td><td> NG </td><td></td><td></td></tr><tr><td> 7 </td><td> 진한 필요 </td><td></td><td></td><td> 6072 </td><td> NG / μL </td><td></td><td></td></tr><tr><td> 8 </td><td colspan="2"> 300 UL 솔루션 </td><td></td><td> 1.82 </td><td colspan="2"> 밀리그램 / 300 μL </td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td colspan="2"> 솔루션 NEEDED </td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> 9 </td><td colspan="2"> 총 AngII (mg)을 </td><td></td><td> 7.3 </td><td> 밀리그램 </td><td></td><td></td></tr><tr><td> (10) </td><td colspan="2"> 식염수에 용해 및# 160; </td><td></td><td> 1,200 </td><td> μL </td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td colspan="2"></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> 쥐 </td><td> 체중 </td><td> 희석 배수 </td><td colspan="2"> 볼륨 (μL) </td><td colspan="2"> 펌프 중량 (g) </td><td> 채워진 비율 </td></tr><tr><td> # </td><td> (G) </td><td></td><td> AngII </td><td> 식염 </td><td> 빈 </td><td> 채우는 </td><td> (%) </td></tr><tr><td> 1 </td><td> 24.5 </td><td> 1.0 </td><td> 296.4 </td><td> 3.6 </td><td> 1.1443 </td><td> 1.3877 </td><td> (99) </td></tr><tr><td> (2) </td><td> 23.0 </td><td> 0.9 </td><td> 278.2 </td><td> 21.8 </td><td> 1.1677 </td><td> 1.4145 </td><td> (100) </td></tr><tr><td> 3 </td><td> 24.8 </td><td> 1.0 </td><td> 300.0 </td><td> 0.0 </td><td> 1.1438 </td><td> 1.3904 </td><td> (100) </td></tr><tr><td> 4 </td><td> 21.8 </td><td> 0.9 </td><td> 263.7 </td><td> 36.3 </td><td> 1.1438 </td><td> 1.3904 </td><td> (100) </td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td colspan="7"> 희석 배수 = 최대 마우스의 마우스 / 체중 체중 </td><td></td></tr></tbody></table><table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0"><tbody><tr><td> 쥐 </td><td> 체중 </td><td> 희석 배수 </td><td colspan="2"> 볼륨 (μL) </td><td colspan="2"> 펌프 중량 (g) </td><td> 채워진 비율 </td></tr><tr><td> # </td><td> (G) </td><td></td><td> AngII </td><td> 식염 </td><td> 빈 </td><td> 채우는 </td><td> (%) </td></tr><tr><td> 1 </td><td> 24.5 </td><td> 1.0 </td><td> 296.4 </td><td> 3.6 </td><td> 1.1443 </td><td> 1.3877 </td><td> (99) </td></tr><tr><td> (2) </td><td> 23.0 </td><td> 0.9 </td><td> 278.2 </td><td> 21.8 </td><td> 1.1677 </td><td> 1.4145 </td><td> (100) </td></tr><tr><td> 3 </td><td> 24.8 </td><td> 1.0 </td><td> 300.0 </td><td> 0.0 </td><td> 1.1438 </td><td> 1.3904 </td><td> (100) </td></tr><tr><td> 4 </td><td> 21.8 </td><td> 0.9 </td><td> 263.7 </td><td> 36.3 </td><td> 1.1438 </td><td> 1.3904 </td><td> (100) </td></tr></tbody></table> 표 1 : 삼투 펌프를 통해 28 일간의 주입을위한 계산.

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Subcutaneous Angiotensin II Infusion using Osmotic Pumps Induces Aortic Aneurysms in Mice

삼투 펌프의 피하 주입 화합물의 연장하고 일관된 전달을위한 편리한 방법을 제공합니다. 이러한 접근은 마우스에서 복부 및 흉부 대동맥 동맥류 모두 광범위하게 연구하기 위해 사용되었다.

삼투압을 이용하여 피하 안지오텐신 II 주입 쥐에서 유도 대동맥 동맥류 펌프

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Universidad de Cartagena UDEC

Research

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37.1K 조회수.  University of Kentucky.  삼투 펌프의 피하 주입 화합물의 연장하고 일관된 전달을위한 편리한 방법을 제공합니다. 이러한 접근은 마우스에서 복부 및 흉부 대동맥 동맥류 모두 광범위하게 연구하기 위해 사용되었다. 

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Visualizing Leukocyte Rolling and Adhesion in Angiotensin II-Infused Mice: Techniques and Pitfalls

Epifluorescence intravital video microscopy (IVM) of blood vessels is an established method to evaluate the activation of immune cells and their ability to role and adhere to the endothelial layer. Visualization of circulating cells by injection of fluorescent dyes or fluorophore-coupled antibodies is commonly used. Alternatively, fluorescent reporter mice can be used. Interactions of leukocytes, in particular lysozyme M+ (LysM+) monocytes, with the vessel wall play pivotal roles in promoting vascular dysfunction and arterial hypertension. We here present the technique to visualize and quantify leukocyte rolling and adhesion in carotid arteries in angiotensin II (AngII)-induced hypertension in mice by IVM.
The implantation of a catheter damages the vascular wall and leads to altered blood cell responses. We compared different injection techniques and administration routes to visualize leukocytes in a LysMCre+IRG+ mouse with widespread expression of red fluorescent protein and conditional expression of green fluorescent protein in LysM+ cells. To study LysM+ cell activation, we used AngII infused mice in which rolling and adhesion of leukocytes to the endothelium is increased. We either injected acridine orange using a jugular catheter or directly though the tail vein and compared the amount of rolling and adhering cells. We found that jugular catheter implantation per se increased the number of rolling and adhering LysM+ cells in sham-infused LysMCre+IRG+ mice compared to controls. This activation was augmented in AngII-infused mice. Interestingly, injecting acridine orange directly through the tail vein did not increase LysM+ cell adhesion or rolling in sham-infused mice. We thereby demonstrated the importance of transgenic reporter mice expressing fluorescent proteins to not interfere with in vivo processes during experimentation. Furthermore, tail vein injection of fluorescent tracers might be a possible alternative to jugular catheter injections.

This manuscript describes the use of transgenic reporter mice and different administration routes of fluorescent dyes in angiotensin II-induced hypertension using intravital video microscopy of blood vessels to evaluate the activation of immune cells and their ability to roll and adhere to the endothelium.

백혈구 롤링 Angiotensin II-주입 마우스에서 접착 시각화: 기술 및 함정

Epifluorescence intravital video microscopy (IVM) of blood vessels is an established method to evaluate the activation of immune cells and their ability ...

연구

면역학 및 감염병학

Induction of Atherosclerotic Plaques Through Activation of Mineralocorticoid Receptors in Apolipoprotein E-deficient Mice

Atherosclerosis is due to a chronic inflammatory response affecting vascular endothelium and is promoted by several factors such as hypertension, dyslipidemia, and diabetes. To date, there is evidence to support a role for circulating aldosterone as a risk factor for the development of cardiovascular disease. Transgenic mouse models have been generated to study cellular and molecular processes leading to atherosclerosis. In this manuscript, we describe a protocol that takes advantage of continuous infusion of aldosterone in ApoE-/- mice and generates atherosclerotic plaques in the aortic root after 4 weeks of treatment. We, therefore, illustrate a method for quantification and characterization of atherosclerotic lesions at the aortic root level. The added value of aldosterone infusion is represented by the generation of atherosclerotic lesions rich in lipid and inflammatory cells after 4 weeks of treatment. We describe in detail the staining procedures to quantify lipid and macrophage content within the plaque. Notably, in this protocol, we perform heart tissue-embedding in OCT in order to preserve the antigenicity of cardiac tissue and facilitate detectability of antigens of interest. Analysis of the plaque phenotype represents a valid approach to study the pathophysiology of atherosclerosis development and to identify novel pharmacological targets for the development of anti-atherogenic drugs.

We describe a protocol to induce atherosclerosis in the aortic root of ApoE-/- mice fed with an atherogenic diet, through a continuous release of aldosterone. Methods to characterize plaque composition are also described.

Apolipoprotein E-불충분 한 쥐에 Mineralocorticoid 수용 체의 활성화를 통해 동맥 경 화성 플 라크의 유도

Atherosclerosis is due to a chronic inflammatory response affecting vascular endothelium and is promoted by several factors such as hypertension, ...

의학

Ultrasound Imaging of the Thoracic and Abdominal Aorta in Mice to Determine Aneurysm Dimensions

Contemporary high-resolution ultrasound instruments have sufficient resolution to facilitate the measurement of mouse aortas. These instruments have been widely used to measure aortic dimensions in mouse models of aortic aneurysms. Aortic aneurysms are defined as permanent dilations of the aorta, which occur most frequently in the ascending and abdominal regions. Sequential measurements of aortic dimensions by ultrasound are the principal approach for assessing the development and progression of aortic aneurysms in vivo. Although many reported studies used ultrasound imaging to measure aortic diameters as a primary endpoint, there are confounding factors, such as probe position and cardiac cycle, that may impact the accuracy of data acquisition, analysis, and interpretation. The purpose of this protocol is to provide a practical guide on the use of ultrasound to measure the aortic diameter in a reliable and reproducible manner. This protocol introduces the preparation of mice and instruments, the acquisition of appropriate ultrasound images, and data analysis.

Ultrasound imaging has become a common modality to determine the luminal dimensions of thoracic and abdominal aortic aneurysms in mice. This protocol describes the procedure to acquire reliable and reproducible two-dimensional ultrasound images of the ascending and abdominal aorta in mice.

흉부 및 복 부 대동맥 동맥 류 크기를 결정 하는 쥐에서의 초음파 이미징

Contemporary high-resolution ultrasound instruments have sufficient resolution to facilitate the measurement of mouse aortas. These instruments have been ...

Murine Surgical Model of Topical Elastase Induced Descending Thoracic Aortic Aneurysm

According to the Center for Disease Control, aortic aneurysms (AAs) were considered a leading cause of death in all races and both sexes from 1999-2016. An aneurysm forms as a result of progressive weakening and eventual dilation of the aorta, which can rupture or tear once it reaches a critical diameter. Aneurysms of the descending aorta in the chest, called descending thoracic aortic aneurysms (dTAA), make up a large proportion of aneurysm cases in the United States. Uncontained dTAA rupture is almost universally lethal, and elective repair has a high rate of morbidity and mortality. The purpose of our model is to study dTAA specifically, to elucidate the pathophysiology of dTAA and to search for molecular targets to halt the growth or reduce the size of dTAA. By having a murine model to study thoracic pathology precisely, targeted therapies can be developed to specifically test dTAA. The method is based on the placement of porcine pancreatic elastase (PPE) directly on the outer murine aortic wall after surgical exposure. This creates a destructive and inflammatory reaction, which weakens the aortic wall and allows for aneurysm formation over weeks to months. Though murine models possess limitations, our dTAA model produces robust aneurysms of predictable size. Furthermore, this model can be used to test genetic and pharmaceutical targets which may arrest dTAA growth or prevent rupture. In human patients, interventions such as these could help avoid aneurysm rupture, and difficult surgical intervention.

We describe a surgical protocol to consistently induce robust descending thoracic aortic aneurysms in mice. The procedure involves left thoracotomy, thoracic aorta exposure, and placement of a sponge soaked in porcine pancreatic elastase on the aortic wall.

국소 엘라스타아제의 뮤린 외과 모델은 내림차순 흉부 대동맥류를 유도

According to the Center for Disease Control, aortic aneurysms (AAs) were considered a leading cause of death in all races and both sexes from 1999-2016. ...

Improved Renal Denervation Mitigated Hypertension Induced by Angiotensin II Infusion

The benefits of renal sympathetic denervation (RDN) on blood pressure have been proved in a large number of clinical trials in recent years. However, the regulatory mechanism of RDN on hypertension remains elusive. Thus, it&#39;s essential to establish a simpler RDN model in mice. In this study, osmotic mini pumps filled with Angiotensin II were implanted in 14-week-old C57BL/6 mice. One week after the implantation of the mini-osmotic pump, a modified RDN procedure was performed on bilateral renal arteries of the mice using phenol. Age-sex-matched mice were given saline and served as sham group. Blood pressure was measured at baseline and every week subsequently for 21 days. Then, renal artery, abdominal aorta and heart were collected for histological examination using H&#38;E and Masson staining. In this study, we present a simple, practical, repeatable, and standardized RDN model, which can control hypertension and alleviate cardiac hypertrophy. The technique can denervate peripheral renal sympathetic nerves without renal artery damage. Compared to previous models, the modified RDN facilitates the study of the pathobiology and pathophysiology of hypertension.

Here, we present a protocol for renal sympathetic denervation (RDN) in mice with hypertension induced by Angiotensin II infusion. The procedure is repeatable, convenient and allows to study the regulatory mechanisms of RDN on hypertension and cardiac hypertrophy.

The benefits of renal sympathetic denervation (RDN) on blood pressure have been proved in a large number of clinical trials in recent years. However, the ...

Drug Treatment by Central Venous Catheter in a Mouse Model of Angiotensin II Induced Abdominal Aortic Aneurysm and Monitoring by 3D Ultrasound

Since pharmaceutical treatment options are lacking in the clinical management of abdominal aortic aneurysm (AAA), animal models, in particular mouse models, are applied to advance the understanding of the disease pathogenesis and to identify potential therapeutic targets. Testing novel drug candidates to block AAA growth in these models generally requires repeated drug administration during the time course of the experiment. Here, we describe a compiled protocol for AAA induction, insertion of an intravenous catheter to facilitate prolonged therapy, and serial AAA monitoring by 3D ultrasound. Aneurysms are induced in apolipoprotein E (ApoE) deficient mice by angiotensin II release over 28 days from osmotic mini-pumps implanted subcutaneously into the mouse back. Subsequently, the surgical procedure for external jugular vein catheterization is conducted to allow for daily intravenous drug treatment or repeated blood sampling via a subcutaneous vascular access button. Despite the two dorsal implants, the monitoring of AAA development is readily facilitated by sequential semi-automated 3D ultrasound analysis, which yields comprehensive information on the expansion of aortic diameter and volume and on aneurysm morphology, as illustrated by experimental examples.

This protocol describes the consecutive implantation of an osmotic pump to induce abdominal aortic aneurysm by angiotensin II release in apolipoprotein E (ApoE) deficient mice and of a vascular access port with a jugular vein catheter for repeated drug treatment. Monitoring of aneurysm development by 3D ultrasound is effectively conducted despite dorsal implants.

안지오텐신 II의 마우스 모델에서 중앙 정맥 카테터에 의한 약물 치료 유도 복부 대동맥류 및 3D 초음파에 의한 모니터링

Since pharmaceutical treatment options are lacking in the clinical management of abdominal aortic aneurysm (AAA), animal models, in particular mouse ...

<meta charset="utf8"></head><body>쥐 복부 대동맥류의 기저에 있는 분자 메커니즘 조사

A Mouse Abdominal Aortic Aneurysm Model by Periadventitial Calcium Chloride and Elastase Infiltration

Abdominal aortic aneurysm (AAA) is a life-threatening disease associated with high mortality rates. It is characterized by the permanent dilation of the abdominal aorta with at least a 50% increase in arterial diameter. Various animal models of AAA have been introduced to mimic the pathophysiological changes and study the underlying mechanisms of AAA. Among these models, the calcium chloride (CaCl2)- and elastase-induced AAA models are commonly used in mice. However, these methods have certain limitations. Traditional intraluminal porcine pancreatic elastase (PPE) perfusion is associated with high technical difficulty and a high rupture rate, while periadventitial administration of PPE yields inconsistent results. In addition, the CaCl2-induced AAA model lacks human AAA features, such as atherothrombosis and aneurysm rupture. Therefore, the combined application of CaCl2 and PPE has been proposed as an approach to enhance success rates and induce greater diameter increases in AAA animal models. This manuscript presents a comprehensive protocol for establishing a mouse AAA model through periaortic infiltration of PPE and CaCl2 in the infrarenal segment of the abdominal aorta. By following this protocol, we can achieve an AAA formation rate of approximately 90% with technical simplicity and reproducibility. Further ultrasound and histological experiments confirm that this model effectively replicates the morphological and pathological changes observed in human AAA.

<meta charset="utf8"></head><body>저자 스포트라이트: Abdominal Aortic Aneurysm에 대한 마우스 모델의 개발 및 특성화

This manuscript presents a protocol for establishing a mouse abdominal aortic aneurysm model using calcium chloride and elastase, combining the advantages of previous modeling methods. This model can be utilized to investigate the pathophysiological mechanisms underlying abdominal aortic aneurysms.

Periadventitial Calcium Chloride and Elastase Infiltration에 의한 마우스 복부 대동맥류 모델

Abdominal aortic aneurysm (AAA) is a life-threatening disease associated with high mortality rates. It is characterized by the permanent dilation of the ...

Surgically Induced Cardiac Volume Overload by Aortic Regurgitation in Mouse

Aortic regurgitation (AR) is a common valvular heart disease that exerts volume overload on the heart and represents a global public health problem. Although mice are widely applied to shed light on the mechanisms of cardiovascular disease, mouse models of AR, especially those induced by surgery, are still paucity. Here, a mouse model of AR was described in detail which is surgically induced by disruption of the aortic valves under high-resolution echocardiography. In accordance with regurgitated blood flow, AR mouse hearts present a distinctive and clinically relevant volume overload phenotype, which is characterized by eccentric hypertrophy and cardiac dysfunction, as evidenced by echocardiographic and invasive hemodynamic evaluation. Our proposal, in a reliable and reproducible manner, provides a practical guide on the establishment and assessment of a mouse model of AR for future studies on molecular mechanisms and therapeutic targets of volume overload cardiomyopathy.

This protocol presents a practical guide on the surgery for creation of aortic regurgitation (AR) in the mouse. Assessment of the AR mouse by echocardiography and invasive hemodynamic measurement recapitulates its clinically relevant characteristics of volume overload-induced eccentric hypertrophy, suggesting its promising application in the study of cardiac hypertrophy.

Aortic regurgitation (AR) is a common valvular heart disease that exerts volume overload on the heart and represents a global public health problem. ...

삼투압을 이용하여 피하 안지오텐신 II 주입 쥐에서 유도 대동맥 동맥류 펌프

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백혈구 롤링 Angiotensin II-주입 마우스에서 접착 시각화: 기술 및 함정

Apolipoprotein E-불충분 한 쥐에 Mineralocorticoid 수용 체의 활성화를 통해 동맥 경 화성 플 라크의 유도

흉부 및 복 부 대동맥 동맥 류 크기를 결정 하는 쥐에서의 초음파 이미징

국소 엘라스타아제의 뮤린 외과 모델은 내림차순 흉부 대동맥류를 유도

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안지오텐신 II의 마우스 모델에서 중앙 정맥 카테터에 의한 약물 치료 유도 복부 대동맥류 및 3D 초음파에 의한 모니터링

Periadventitial Calcium Chloride and Elastase Infiltration에 의한 마우스 복부 대동맥류 모델

Periadventitial Calcium Chloride and Elastase Infiltration에 의한 마우스 복부 대동맥류 모델

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Surgically Induced Cardiac Volume Overload by Aortic Regurgitation in Mouse