저자는 늑대 디이터 스탈츠 박사, 아르노 레미 박사, 안톤 포쉬 박사, 패트리샤 피아티 박사, 톰 데이비스, 크리스 시모니, 제프 더반 박사에게 이 원고의 비판적 검토와 편집에 감사드립니다. 저자는 또한 기술 지원에 대한 앨리슨 슈워츠에게 감사드립니다.

1. 단백질 샘플 준비
(세포 배양에서 단백질을 추출하는 전형적인 절차가 설명되어 있습니다)
<ol><li>HeLa 세포 배양 접시를 얼음에 놓고 얼음차가운 트리스 버퍼링 식염수(TBS; 20m M Tris-HCl, pH 7.5, 150 mM NaCl)로 세포를 세척합니다.</li>
	<li>TBS를 흡기한 다음, 100mm 접시 얼음-차가운 RIPA 버퍼 당 1 ml를 추가 (50 mM Tris-HCl pH 8.0, 150 mM NaCl, 1% NP-40, 0.5% 나트륨 deoxycholate, 0.1% SDS) 인산염 및 프로테아제 억제제로 보충.</li>
	<li>차가운 플라스틱 셀 스크레이퍼를 사용하여 접시에서 부착 세포를 긁어; 셀 서스펜션을 미리 냉각된 미세 원심 분리기 튜브로 부드럽게 전달합니다.</li>
	<li>회전기에서 4°C에서 30분 동안 일정한 교반을 유지합니다.</li>
	<li>4°C 미리 냉각된 원심분리기에서 20분 동안 16,000 x g에서 회전합니다.</li>
	<li>원심분리기에서 튜브를 부드럽게 제거하고 얼음 위에 놓습니다. 상체를 얼음 위에 보관한 신선한 튜브로 옮기고 펠릿을 버리십시오.</li>
	<li>단백질 분석기를 수행하기 위해 용액의 소량(10-20 μl)을 제거합니다. RC DC 분석 키트를 사용하여 각 시료의 단백질 농도를 결정합니다.</li>
	<li>필요한 경우-20°C에서 장기 저장을 위해 단백질 샘플을 알리쿼트합니다. 반복 동결 및 해동 주기 단백질 저하를 일으키는 원인이 되 고 피해야 한다.</li>
	<li>각 샘플의 약 20 μg를 복용하여 2x Laemmli 샘플 버퍼(4% SDS, 10% 2-mercaptoethanol, 20% 글리세롤, 0.004% 브로모페놀 블루, 125mM Tris-HCl, pH 6.8)의 동일한 부피를 추가합니다.</li>
	<li>각 셀용액을 샘플 버퍼에서 95°C에서 5분 동안 가열합니다.</li>
	<li>1 분 동안 미세 원심 분리기에서 16,000 x g의 원심 분리기.</li>
</ol>2. 얼룩이없는 젤을 가진 젤 전기 포레시스 (~30분)
<ol><li>기준 TGX 어떤 KD 얼룩없는 프리 캐스트 젤 (미디 포맷 젤)을 가지고, 카세트의 바닥에서 빗과 테이프를 제거합니다.</li>
	<li>카세트를 기준 셀에 놓고 통합 된 상부 버퍼 챔버를 60ml 러닝 버퍼 (25 mM Tris, 190 mM 글리신, 0.1 % SDS, pH 8.3)로 채웁니다. 러닝 버퍼로 우물을 헹도 헹넘습니다.</li>
	<li>하부 버퍼 탱크의 각 절반을 400ml 실행 버퍼로 채우는 것이 표시된 채우기 선으로 작성합니다.</li>
	<li>단백질 샘플과 적절한 단백질 마커를 적재합니다.</li>
	<li>뚜껑을 탱크에 놓고 색상으로 구분된 바나나 플러그를 뚜껑에 해당 잭과 정렬합니다.</li>
	<li>젤을 ~30분 ~200V로 또는 300V에서 20분 간 실행합니다.</li>
</ol>3. 화학모독 MP 시스템을 사용하여 단백질 분리 품질을 확인하기 위해 얼룩이 없는 젤 이미징(~5분)
<ol><li>셀에서 젤 카세트를 제거합니다. 기준 셀 뚜껑에 젤 카세트 개구부 도구를 사용하여 카세트를 열고 젤을 방출하십시오.</li>
	<li>ChemiDoc MP 이미저의 UV 샘플 트레이 의 중앙에 몇 밀리리터의 물을 적용합니다. 조심스럽게 카세트에서 젤을 들어 올려 트레이에 놓습니다.</li>
	<li>이미지 랩 소프트웨어를 실행하고 다음과 같은 설정으로 얼룩없는 젤 이미지(그림 1A)를캡처합니다. 응용 프로그램: 얼룩없는 젤 젤 활성화 시간: 1분 이미징 영역: 기준 젤 이미지 노출 시간: 가장 강렬한 밴드에 자동으로 최적화</li>
	<li>샘플 트레이에서 젤을 제거하고 즉시 진행하여 스텝을 전달합니다.</li>
</ol>4. 트랜스 블롯 터보 시스템과 단백질 전송 (~10분)
<ol><li>트랜스 블롯 터보 미디 PVDF 전송 팩을 엽니 다; 아래 스택(멤브레인 포함)을 전달 카세트의 베이스에 놓습니다.</li>
	<li>젤을 멤브레인 위에 놓고 상단 스택을 젤 위에 놓고 거품을 굴립니다.</li>
	<li>카세트 베이스에 뚜껑을 놓고 다이얼을 돌려 잠급니다.</li>
	<li>카세트를 블로터 베이에 삽입합니다.</li>
	<li>사전 설정 터보 프로그램을 선택하고 기준 젤 크기 (미디)를 선택하여 전송을 시작한 다음 RUN을 누릅니다. 일반적인 실행은 7분밖에 걸리지 않습니다.</li>
	<li>이송이 끝나면 블로팅 샌드위치를 분해하고 블롯과 젤을 탈온화 된 물이있는 용기에 두어 두습니다.</li>
</ol>5. 화학 MP 시스템을 사용하여 단백질 전달 효율성과 품질을 확인하기 위해 얼룩이없는 젤 및 블롯 이미징 (~5 분)
<ol><li>케미독 MP 이미저의 샘플 트레이에 전달 후 젤을 놓습니다.</li>
	<li>이미지 랩 소프트웨어를 실행하고 다음과 같은 설정으로 전송 후 젤(도 1B)의얼룩없는 이미지를 캡처합니다. 응용 프로그램: 얼룩없는 젤 젤 활성화 시간: 없음 이미징 영역: 기준 젤 이미지 노출 시간: 사전 전달 젤 이미지에 대한 노출 시간과 동일</li>
	<li>샘플 트레이에서 젤을 제거한 다음 다음 설정으로 블롯(그림1C)을이미지합니다. 이미징 할 때 몇 방울의 물 이나 TBST로 얼룩을 젖은 상태로 유지합니다. 응용 프로그램 : 얼룩이없는 얼룩 이미징 영역: 기준 젤 이미지 노출 시간: 가장 강렬한 밴드에 자동으로 최적화</li>
	<li>샘플 트레이에서 블로팅 멤브레인을 제거하고 TBST(TBS에서 0.1% Tween 20)가 있는 용기에 놓습니다.</li>
</ol>6. 항체 인큐베이션
<ol><li>블록은 1 시간 동안 방 온도에서 TBST에 3 % 소 혈청 알부민 (BSA)의 용액에 블롯을 배치하여 차단합니다.</li>
	<li>제1표적 단백질 및 토끼 1차 항체에 대하여 제기된 마우스 1차 항체를 포함하는 용액에서 4°C에서 하룻밤 동안 블롯을 배양하여 제2표적 단백질에 대하여 제기하였다.</li>
	<li>1차 항체를 함유한 용액을 부어낸다. 다음으로, TBST 20ml에서 5분 동안 교반하여 블롯을 씻으시고 블롯을 씻으시고 말입니다. 총 5개의 세차재에 대해 4x를 반복합니다.</li>
	<li>Dylight 650 공주 염소 항마우스 항체 및 Dylight 549 공주 염소 항토끼 항체를 포함하는 이차 항체 용액에서 방 온도에서 1 시간 동안 배양한다.</li>
	<li>1차 항체를 함유한 용액을 부어낸다. 다음으로, TBST 20ml에서 5분 동안 교반하여 블롯을 씻으시고 블롯을 씻으시고 말입니다. 총 5개의 세차재에 대해 4x를 반복합니다.</li>
</ol>7. 이미지 랩 소프트웨어에 의한 이미징 및 데이터 분석- 총 단백질 정규화(~5분)
<ol><li>새로운 멀티채널 프로토콜을 열어 블롯(도1E)의멀티플렉스 형광 이미지를 획득하고, 3개의 형광 채널을 구성하고 프로토콜을 실행한다. 채널 1: 응용 프로그램: 블롯 다이라이트 650 이미징 영역: 기준 젤 이미지 노출 시간: 가장 강렬한 밴드에 자동으로 최적화 채널 2: 응용 프로그램: 블롯 다이라이트 549 이미징 영역: 기준 젤 이미지 노출 시간: 가장 강렬한 밴드에 자동으로 최적화 채널 3: 응용 프로그램 : 얼룩이없는 얼룩 이미징 영역: 기준 젤 이미지 노출 시간: 가장 강렬한 밴드에 자동으로 최적화</li>
	<li>분석 도구 상자에서 정규화 아이콘을 클릭하고 예를 클릭하여 차선과 대역을 검색합니다.</li>
	<li>"차선 및 밴드 도구"를 선택하고 사용하여 필요한 경우 차선과 대역을 조정합니다.</li>
	<li>무첨가 이미지를 정규화 채널로 선택합니다.</li>
	<li>MW 분석 도구를 선택하고 아래 상자를 확인하여 MW 표준 차선을 할당합니다.</li>
	<li>정규화된 볼륨을 보려면 도구 모음의 분석 테이블을 클릭합니다. 모든 계산은 정규화 계수 및 정규화된 볼륨을 포함하여 소프트웨어에 의해 자동으로 수행됩니다. 대상 단백질 밴드 강도 값은 이제 단백질 부하의 변이를 위해 조정됩니다. 이것은 견본 중 표적 단백질의 정확한 비교를 허용할 것입니다.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Aldridge, G. M., Podrebarac, D. M., Greenough, W. T., Weiler, I. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+use+of+total+protein+stains+as+loading+controls:+an+alternative+to+high-abundance+single-protein+controls+in+semi-quantitative+immunoblotting.">The use of total protein stains as loading controls: an alternative to high-abundance single-protein controls in semi-quantitative immunoblotting.</a> J. Neurosci. Methods. 172 (2), 250-254 (2008).</li><li>Bauer, D. E., Haroutunian, V., McCullumsmith, R. E., Meador-Woodruff, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Expression+of+four+housekeeping+proteins+in+elderly+patients+with+schizophrenia.">Expression of four housekeeping proteins in elderly patients with schizophrenia.</a> J. Neural. 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K., McKenna, M. J., Murphy, R. M., Lamb, G. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=S-glutathionylation+of+troponin+I+(fast)+increases+contractile+apparatus+Ca2++sensitivity+in+fast-twitch+muscle+fibres+of+rats+and+humans.">S-glutathionylation of troponin I (fast) increases contractile apparatus Ca2+ sensitivity in fast-twitch muscle fibres of rats and humans.</a> J. Physiol. 590, 1443-1463 (2012).</li><li>Murphy, R. M., Dutka, T. L., Horvath, D., Bell, J. R., Delbridge, L. M., Lamb, G. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Ca2+-dependent Proteolysis of Junctophilin 1 and Junctophilin 2 in Skeletal and Cardiac. 591, 719-729 (2012).</li><li>Neill, U. 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Anim. 60 (2), 193-196 (2011).</li><li>Welinder, C., Ekblad, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Coomassie+staining+as+loading+control+in+Western+blot+analysis.">Coomassie staining as loading control in Western blot analysis.</a> J. Proteome Res. 10 (3), 1416-1419 (2011).</li><li>You, J., Hodge, C., Wen, L., McAvoy, J. W., Madigan, M. C., Sutton, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Using+soybean+trypsin+inhibitor+as+an+external+loading+control+for+Western+blot+analysis+of+tear+proteins:+application+to+corneal+disease.">Using soybean trypsin inhibitor as an external loading control for Western blot analysis of tear proteins: application to corneal disease.</a> Exp. Eye Res. 99, 55-62 (2012).</li></ol>

저자, 안톤 포쉬, 조나단 콘, 케네스 오, 맷 해먼드, 닝 리우는 바이오 라드 연구소의 직원입니다, Inc.

전술한 V3 얼룩 없는 프로토콜은 형광 서부 블로팅을 멀티플렉싱하기 위한 것입니다. 또한 화학 발광 검출을 사용하여 서부 블로팅에 적용 될 수 있습니다. 멀티플렉스 형광 웨스턴 블롯 프로토콜에서, 얼룩없는 얼룩 이미지는 두 시간 지점에서 획득됩니다 : 1) 단백질 전달 직후; 2) 항체 배양 후 멀티플렉스 형광 화상 진찰 단계에서. 첫 번째 얼룩 없는 이미지는 전송 효율을 계산하는 데 사용되며 두 번째 얼룩없는 이미지는 로딩 컨트롤로 사용됩니다. 화학 발광 방법이 적용될 때, 화학발광 신호가 얼룩이 없는 채널에도 나타나기 때문에 얼룩이 없고 표적 단백질 신호에 대한 멀티플렉스 영상을 취할 수 없다. 이 경우, 로딩 제어 및 정규화 분석을 위해 단백질 전달 단계 직후에 찍은 얼룩없는 이미지를 사용하는 것이 좋습니다.
V3 웨스턴 워크플로는 하우스키핑 단백질을 로딩 컨트롤로 사용하는 기존의 서부 블롯 워크플로우에 비해 다음과 같은 고유한 이점을 제공합니다.
첫째, V3 워크플로는 관심 있는 단백질 의 수준의 변화를 검증하기 위해 실용적이고 편리하며 보다 신뢰할 수 있는 로딩 제어를 제공합니다. V3 프로토콜은 총 단백질 적재 제어를 사용하여 각 샘플에서 측정된 관심 있는 단백질의 수준을 정규화합니다. 특정 실험 조건하에서 시료 중 포화 면역 검출 및 일관되지 않은 가사 단백질 발현 수준 : 그것은 적재 제어로 하우스 키핑 단백질을 사용하는 두 가지 함정을 피합니다. 가사에 대한 항체로 단계를 제거하고 재로 킹하는 것은 더 이상 필요하지 않습니다. 얼룩이 없는 기술을 사용하여 총 단백질 측정을 위해 쿠마시 또는 시프로 루비와 같은 얼룩으로 얼룩을 더럽히고 얼룩을 내태 필요가 없습니다. Blot 이미지를 획득하는 데 몇 초, 이미지 랩 소프트웨어를 사용하여 총 단백질 정규화를 수행하는 데 약 5분이 걸립니다.
둘째, V3 워크플로우를 통해 과학자들은 절차를 보다 투명하게 만들고 품질 관리를 위한 여러 검사점을 도입하기 때문에 서부 절차를 더 잘 제어할 수 있습니다. 얼룩없는 기술의 도움으로 연구자들은 젤과 얼룩 모두에 단백질 샘플을 시각화 할 수 있습니다. 과학자들은 단백질 샘플 무결성(저하 여부), 분리 품질(침전 여부), 전달 효율 및 전달 품질(심지어 이전 여부)을 평가할 수 있습니다. 이러한 검사점은 연구에서 프로세스의 큰 결함을 볼 때 실험을 종료하고 가난한 샘플및 얼룩에 시간을 낭비하지 않도록 하는 데 도움이 됩니다. 이 기술은 또한 과학자들이 멤브레인 스트리핑 후 상당한 양의 단백질 손실이 있는지 여부와 블롯이 다른 표적 4를재검하는 데 적합한지 여부를 평가하는 데 도움이됩니다.
다음은 V3 서부 워크플로우를 사용하여 좋은 경험과 품질 데이터를 보장하기 위한 몇 가지 팁입니다.
<ol><li>젤을 실행 한 직후에 젤을 이미지합니다. 얼룩 화합물을 씻어 버릴 수 있으므로 절차에서 첫 번째 이미징 전에 어떤 버퍼에 젤을 담그지 마십시오.</li>
	<li>동일한 이미징 영역을 사용하여 프로토콜의 모든 이미지를 수집합니다. 이를 통해 소프트웨어는 총 단백질 정규화와 같은 데이터 분석을 위해 이미지를 오버레이할 수 있습니다.</li>
	<li>전세 및 전달 후 젤을 이미징할 때 노출 시간을 일관되게 유지합니다. 이렇게 하면 소프트웨어가 전송 효율성을 정량적으로 측정할 수 있습니다.</li>
	<li>블롯 이미지를 획득할 때 몇 방울의 물이나 TBST로 멤브레인을 적시킵니다. 이것은 표적 단백질 검출을 위한 가능한 더러운 배경 문제를 피할 것입니다.</li>
	<li>형광성 서부 블로팅을 멀티배싱하기 위해 낮은 형광 PVDF 멤브레인을 사용하십시오.</li>
</ol>UV 활성화 후 얼룩이 없는 분자가 돌이킬 수 없는 잔류물을 트립토판 잔류물으로 구속한다는 점에 유의하는 것이 중요합니다. 이러한 돌이킬 수 없는 변형은 에피토프가 트립토판을 함유하는 경우 단일 클론 항체를 사용할 때 항원 인식에 잠재적으로 영향을 미칠 수 있다. 다각성 항체는 항원에 다중 전형체를 인식하기 때문에 영향을 받을 가능성이 낮습니다. 불바운드 얼룩없는 분자는 쉽게 젤과 막에서 세척되므로 항체 항원 상호 작용을 방해하지 않습니다.
결론적으로, V3 웨스턴 워크플로우를 통해 서부 블롯 프로세스를 더 빠르고 투명하며 정량적이며 신뢰할 수 있게 합니다. 연구원은 지금 쉽게 그들의 데이터를 더 신뢰할 수 있도록 서쪽 blot 실험에 총 단백질 로딩 제어를 적용할 수 있습니다. V3 얼룩없는 워크플로우는 여러 실험실에서 채택되었으며, 저널은 서부 얼룩22,17,7,8,23,18,15에서로딩 제어로 얼룩없는 데이터를 받아 들인다는 것을 입증했습니다.

서양 얼룩은 매우 유용한 기술9,그러나, 서부 블로팅에 두 가지 주요 문제가있다: 길고 노동 집약적 인 프로세스와 데이터의 품질. 기존 프로토콜에는 약 2일이 필요합니다. 그것은 견본 준비, 젤 주조, 단백질 전기포고 및 전송, 항체 잠복기, 화상 진찰 및 아주 수시로 제거, 보충 및 마지막으로 데이터 분석에 선행된 막 차단을 포함하여 많은 단계를 관련시킵니다. 이 프로세스 전반에 걸쳐 공정 제어를 위한 안정적이고 유연한 도구는 없습니다. 따라서 각 단계에서 오류를 도입할 수 있으며 이러한 오류는 데이터 아티팩트를 생성할 수 있습니다. 따라서 부하 제어는 오류를 식별하고 수정하기 위해 서부 블로팅에서 필수적입니다. 로딩 제어는 일반적으로 각 샘플에서 기준 단백질의 단백질 수준을 확인하여 동등하게 제시되는지 확인함으로써 수행됩니다. 사람들은 종종 β 액틴, β-tubulin, GAPDH와 같은 하우스 키핑 단백질을 로딩 컨트롤로 사용합니다.
웨스턴 블롯 데이터의 품질은 신뢰할 수 있는 로딩 제어에 따라 달라집니다. 그러나 적재 제어를 위해 하우스키핑 단백질을 사용할 때 두 가지 정당한 우려가 있습니다: 1) 하우스키핑 단백질 밴드의 항체 기반 면역 검출은 종종 포화되어 있으며, 따라서샘플(30)의하중 차이를 구별할 수 없다. 2) 가사 단백질 발현 수준은 특정 실험 조건 하에서 샘플에서 다를 수 있으며, 예를 들어 siRNA 치료, 세포 사멸, 세포 분화 등11,28,3,6,10,21. 이러한 우려로 인해 과학 저널은 이제 "정량적 비교, 적절한 시약, 선형 신호 범위를 가진 제어 및 이미징 방법을 사용해야 한다"(Nature guideline)를 요구하고 있습니다. 마찬가지로, 임상 조사의 저널에서 편집자는 더 신뢰할 수있는 로딩 컨트롤을 요구하고있다24. 이러한 이유로, 가사 단백질은 로딩 제어로 사용하기 위해 검증될 필요가 있다. 첫째,면역검출법(14,29)의선형 다이나믹 범위에서 측정되는지 확인해야 한다. 둘째, 모든 샘플26,31,25,19,20에서일관되게 표현되는지 확인해야 한다.
신뢰할 수 있는 적재 제어에 대한 대체 솔루션은 블롯의 총 단백질 측정을 사용하는 것입니다. 일부 연구자들은 쿠마시, 플라밍고 핑크, 시프로 루비, 아미도 블랙, 폰소 S, 얼룩없는 기술과 같은 총 단백질 얼룩으로 얼룩을 얼룩지게하여 각 차선의 총 단백질 신호를 로딩 제어16,20,13,27,1,4,12로측정했습니다. 총 단백질 적재 제어는 가사 단백질과 관련된 함정을 피합니다. 첫째, 각 샘플에 대해 적재된 단백질의 양을 진정한 반영한다. 둘째, 토탈 단백질 얼룩은 서풍 블롯 분석(복합 세포 용액의 10-50 μg 단백질)을 위한 공통 적재 범위에서 우수한 선형 동적 범위를 나타내며,샘플(12)의하중 차이를 정확하게 분화한다.
얼룩없는 기술은 아크릴아미드 젤 용액에 독특한 화합물이 혼합되어 캐스팅 된 젤에 균등하게 분포되는 새로운 토탈 단백질 염색 방법입니다. 전기포고가 완료된 후, 젤은 최소 1분 동안 UV 광에 노출되어 얼룩 화합물이 단백질의 트립토판 잔류물과 반응합니다. 단백질은 UV 빛 하에서 흥분되어 ChemiDoc MP 시스템과 같은 얼룩이없는 사용 된 이미저에서 시각화하고 정량화 할 수있는 강력한 형광 신호를 제공합니다. 그러나 얼룩이 없는 화합물 자체는 자외선을 흡수하지 않아 젤 이미지의 배경이 낮습니다. 트립토판 잔류물의 변형은 돌이킬 수 없으며 단백질은 젤뿐만 아니라 단백질 전달 후 언제든지 얼룩에 시각화 될 수 있습니다.
얼룩없는 기술은 V3 웨스턴 워크플로우(그림 1)에적용되어 전통적인 워크플로우, 특히 가사 단백질을 로딩 컨트롤로 사용하는 것에 대한 우려를 해결합니다. 이 워크플로우를 사용하여, 1) 약 20-30 분에서 젤을 실행, 2) 젤 실행 후 5 분 에서 샘플 무결성 및 단백질 분리 품질을 검사; 3) 3-10 분에서 단백질을 전송; 4) 정량적으로 전송 효율을 확인; 그리고 5) 가장 중요한 것은, 총 단백질 로딩 제어를 사용하여 관심 있는 단백질의 수준에 있는 변경을 검증합니다.

<table><tbody><tr><td colspan="4">&lt;strong&gt;REAGENTS&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>4-20% Criterion TGX Stain-Free Precast Gel</td><td>Bio-Rad</td><td>&lt;strong&gt;567-8093&lt;/strong&gt;</td><td>Choose a gel size and percentage that meet the specific need in a experiment</td></tr><tr><td>Trans-Blot Turbo Midi PVDF Transfer Packs</td><td>Bio-Rad</td><td>&lt;strong&gt;170-4157&lt;/strong&gt;</td><td>Choose either PVDF or nitrocellulose and match the membrane size to the gel size</td></tr><tr><td>Clarity Western ECL Substrate, 500 ml </td><td>Bio-Rad</td><td>170-5061</td><td></td></tr><tr><td colspan="4">&lt;strong&gt;EQUIPMENT&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>Criterion Cell </td><td>Bio-Rad</td><td>165-6100</td><td></td></tr><tr><td>Trans-Blot Turbo Transfer Starter System </td><td>Bio-Rad</td><td>170-4155</td><td></td></tr><tr><td>ChemiDoc MP System </td><td>Bio-Rad</td><td>170-8280</td><td></td></tr></tbody></table>

v3 stain-free workflow for a practical, convenient, and reliable total protein loading control in western blotting

서부 얼룩은 매우 유용하고 널리 채택 된 실험실 기술이지만 실행은 어렵습니다. 실험가가 여러 단계의 마지막까지 성공적으로 수행되었는지 알지 못하기 때문에 워크플로는 종종 "블랙 박스"로 특징지어지기도 합니다. 또한 서부 블로팅 공정 전반에 걸쳐 효과적인 품질 관리 도구가 부족하여 서부 얼룩 데이터의 품질이 어려움을 겪을 수 있습니다. 여기서는 기존의 서부 블롯 프로토콜과 관련된 주요 문제를 해결하기 위해 얼룩이 없는 기술을 적용하는 V3 서부 워크플로우에 대해 설명합니다. 이 워크플로우를 통해 연구원은 약 20-30분 안에 젤을 실행할 수 있습니다. 2) 젤 실행 후 5 분 이내에 샘플 분리 품질을 시각화하는; 3) 3-10 분에서 단백질을 전송; 4) 정량적으로 전송 효율을 확인하기 위해; 그리고 가장 중요한 것은 5) 총 단백질 로딩 제어를 사용하여 관심 있는 단백질의 수준에 있는 변경을 검증하기 위하여. 이 새로운 접근법은 β 액틴, β 튜룰린, GAPDH 등과 같은 하우스키핑 단백질에 대한 블롯을 제거하고 재보행할 필요성을 제거합니다.

1. 샘플 무결성, 단백질 분리 품질 평가 및 얼룩이없는 젤 이미지로 효율성을 전달합니다.
HeLa 세포로부터의 단백질 추출물은 18웰 기준 AnyKD TGX 얼룩이 없는 젤로 20분 동안 300 V에서 분리되었다. 단백질 샘플은 4개의 다른 양에서 3x를 적재하였다 (차선 1-3, 40 μg; 차선 4-6, 30 μg; 차선 7-9, 20 μg; 차선 10-12, 10 μg). 겔은 1분 동안 UV 광 하에서 활성화되었다. 단백질 샘플무결성(예를 들어 저하) 및 분리 품질(예를들어 단백질 강수량)은 이 젤 이미지로 시각적으로 평가될 수 있다. 단백질은 그 때 Trans-Blot 터보를 사용하여 니트로 셀룰로오스 막으로 7 분 동안 전송되었습니다. 도 2B는 전달 후 젤의 얼룩없는 이미지를 나타낸다. 두 이미지는 동일한 노출 시간(6.8초)으로 획득되었습니다. 레인 3 및 12차선은 전송 효율을 측정하기 위해 선택되었다. 이미지 랩 소프트웨어의 볼륨 도구를 사용하여 두 젤 이미지모두에서 3차선과 12차선을 덮도록 직사각형 상자(파란색)가 그려졌습니다. 이 상자의 볼륨 값을 기준으로 계산하면 두 차선의 전송 효율이 80%(그림 2C)임을나타냅니다. 본 실험에서, AnyKD TGX 겔은 중소형 표적 단백질을 연구하기 위해 선택되었으며 대형 단백질의 전달에 최적화되지 않았다. 전송 효율을 최적화하려면 낮은 백분율젤(예: 4-20%)의 사용이 필요합니다. 및/또는 큰 단백질의 전달을 용이하게 하기 위해 전달 시간의 조정. 2. 스테인 프리 토탈 단백질 로딩 제어는 관심 있는 단백질의 수준에 있는 작은 변경을 정량화하기 위하여 서쪽 블로팅에 있는 가사 적재 통제에 믿을 수 있는 대안입니다.
MCM-7은 DNA 라이센싱 복제 인자이며, 조사 치료 후 림프구성 세포주(LCL)에서 20-50% 감소하는 수준이다. 본 실험에서, 4개의 대조군 및 조사 처리 림프성형세포주(LCL) 배양물의 리자테(30 μg 각)는 12웰 기준 AnyKD TGX 얼룩 없는 젤로 분리되었다. 젤은 UV 빛 아래에서 1분 동안 활성화되었고 트랜스 블롯 터보에 의해 면역 블로팅을 위한 PVDF 멤브레인으로 옮겼다. 하우스키핑 단백질 GAPDH(녹색)는 토끼 항체(셀 시그닝 테크놀로지, 미국, 1:2,500)와 Dylight 549 공주 염소 항토끼 항체(록랜드, 미국, 1:20,000)로 조사되었다. 관심 있는 MCM-7(red)의 단백질은 마우스 항체(Abcam, 미국, 1:1,000)와 Dylight 649 공주 염소 항마우스 항체(Rockland, 1:10,000)를 사용하여 조사하였다.
도 3A는 총 단백질(파란색), MCM-7(빨간색) 및 GAPDH(녹색)의 멀티플렉스 형광 이미지를 4개의 대조군 및 조사 처리LCL 샘플에서 검출하였다. 도 3B는 각 샘플(30 μg)에서 총 단백질 패턴을 나타내는 동일한 블롯의 얼룩없는 이미지이다. 이미지 랩 소프트웨어는 각 차선의 MCM-7, GAPDH 및 총 단백질 볼륨을 측정하기 위해 샘플 레인(blue box)을 선택했습니다. MCM-7 수준은 얼룩이 없는 총 단백질 측정또는 GAPDH에 대해 정규화되었다. 정규화된 MCM-7 단백질 수준은 통계적으로 분석되었고 평균 MCM-7 단백질 밴드 부피 및 표준 편차(n=4)는차트(도 3C)에제시되었다. 두 정규화 방법 모두 소폭 감소(약 25%)를 나타냈다. 조사 치료 후 MCM-7 단백질 수준에서. 총 단백질 정규화를 가진 데이터는 적재 제어로서 GAPDH를 가진 것보다 더 작은 표준 편차를 나타냈다.
<img alt="Figure 1" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/50948/50948fig1highres.jpg" src="/files/ftp_upload/50948/50948fig1.jpg"> 그림 1. V3 웨스턴 워크플로우. V3 워크플로우는 왼쪽 열에 4단계로 표시됩니다. 워크플로에 사용되는 주요 계측기 및 시약은 각 단계에서 표시됩니다. 각 단계에 대한 예상 시간도 포함됩니다. 오른쪽 열은 V3 워크플로에서 최소 4개의 이미지를 생성할 수 있음을 보여 주습니다. 각 데이터의 사용에 대해 설명합니다. 전세겔, 후전젤 및블로트(A, B, C)의얼룩없는 이미지는 전통적인 서양 블로팅 기술로 쉽게 생성될 수 없다; 이러한 이미지와 데이터는 서부 블롯 워크플로우의 과학자의 제어 및 재현성을 향상시키기 위해 절차를 따라 중요한 정보와 체크포인트를 제공합니다. 표적 단백질 신호는 HRP-접합이 이차 항체가 검출 또는 형광 블롯이미지(E)에적용된 경우 동일한 블롯에서 하나 이상의 표적 단백질을 동시에 검출하기 위해 수행된 경우 화학발광 블롯이미지(D)에포획될 수 있다. 
<a href="https://jove.unicartagenaproxy.elogim.com/files/ftp_upload/50948/50948fig1highres.jpg" target="_blank">큰 이미지를 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>
<img alt="Figure 2" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/50948/50948fig2highres.jpg" src="/files/ftp_upload/50948/50948fig2.jpg"> 그림 2. V3 서부 워크플로우에서 사전 전송 및 후전 젤의 얼룩없는 이미지는 샘플 무결성, 분리 품질 및 전송 효율성을 평가합니다. (A)전세 젤 얼룩없는 이미지. (B)전송 후 젤 얼룩없는 이미지. (C)단백질 전달 효율 측정.
<a href="https://jove.unicartagenaproxy.elogim.com/files/ftp_upload/50948/50948fig2highres.jpg" target="_blank">큰 이미지를 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>
<img alt="Figure 3" fo:content-width="3.5in" fo:src="/files/ftp_upload/50948/50948fig3highres.jpg" src="/files/ftp_upload/50948/50948fig3.jpg"> 그림 3. 얼룩이 없는 총 단백질 측정을 GAPDH 면역 검출과 비교하여 로딩 컨트롤로 사용하여 관심 있는 단백질 수준을 정상화합니다. (A)형광 서부 블롯 이미지. (B)얼룩없는 얼룩 이미지. (C)정규화 된 MCM-7 단백질 수준. 
<a href="https://jove.unicartagenaproxy.elogim.com/files/ftp_upload/50948/50948fig3highres.jpg" target="_blank">큰 이미지를 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>

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V3 Stain-free Workflow for a Practical, Convenient, and Reliable Total Protein Loading Control in Western Blotting

V3 워크플로우는 얼룩이 없는 젤을 사용한 웨스턴 블롯 시술입니다. 얼룩없는 기술은 연구원이 단백질 분리 품질을 시각화하고, 전달 효율을 검증하며, 가장 중요한 것은 신뢰할 수있는 적단백질 정량화를 사용하여 관심있는 단백질의 변화를 검증 할 수 있게합니다.

서부 블로팅에서 실용적이고 편리하며 신뢰할 수 있는 토탈 단백질 로딩 제어를 위한 V3 얼룩 없는 워크플로우

The western blot is a very useful and widely adopted lab technique, but its execution is challenging. The workflow is often characterized as a &#34;black ...

v3-stain-free-workflow-for-practical-convenient-reliable-total

Research

JoVE Journal

Biology

22.5K 조회수.  Bio-Rad Laboratories. V3 워크플로우는 얼룩이 없는 젤을 사용한 웨스턴 블롯 시술입니다. 얼룩없는 기술은 연구원이 단백질 분리 품질을 시각화하고, 전달 효율을 검증하며, 가장 중요한 것은 신뢰할 수있는 적단백질 정량화를 사용하여 관심있는 단백질의 변화를 검증 할 수 있게합니다.

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Western Blotting Using the Invitrogen NuPage Novex Bis Tris MiniGels

Western Blotting (or immunoblotting) is a standard laboratory procedure allowing investigators to verify the expression of a protein, determine the relative amount of the protein present in different samples, and analyze the results of co-immunoprecipitation experiments. In this method, a target protein is detected with a specific primary antibody in a given sample of tissue homogenate or extract. Protein separation according to molecular weight is achieved using denaturing SDS-PAGE. After transfer to a membrane, the target protein is probed with a specific primary antibody and detected by chemiluminescence.
Since its first description, the western-blotting technique has undergone several improvements, including pre-cast gels and user-friendly equipment. In our laboratory, we have chosen to use the commercially available NuPAGE electrophoresis system from Invitrogen. It is an innovative neutral pH, discontinuous SDS-PAGE, pre-cast mini-gel system. This system presents several advantages over the traditional Laemmli technique including: i) a longer shelf life of the pre-cast gels ranging from 8 months to 1 year; ii) a broad separation range of molecular weights from 1 to 400 kDa depending of the type of gel used; and iii) greater versatility (range of acrylamide percentage, the type of gel, and the ionic composition of the running buffer).
The procedure described in this video article utilizes the Bis-Tris discontinuous buffer system with 4-12% Bis-Tris gradient gels and MES running buffer, as an illustration of how to perform a western-blot using the Invitrogen NuPAGE electrophoresis system. In our laboratory, we have obtained good and reproducible results for various biochemical applications using this western-blotting method.

This technical article describes a standard western-blotting procedure using the commercially available NuPAGE electrophoresis Mini-Gel system from Invitrogen.

웨스턴 Invitrogen NuPage Novex BIS 트리스 MiniGels를 사용하여 모래 바닥

Western Blotting (or immunoblotting) is a standard laboratory procedure allowing investigators to verify the expression of a protein, determine the ...

연구

생물학

Proteome-wide Quantification of Labeling Homogeneity at the Single Molecule Level

Cell proteomes are often characterized using electrophoresis assays, where all species of proteins in the cells are non-specifically labeled with a fluorescent dye and are spotted by a photodetector following their separation. Single molecule fluorescence imaging can provide ultrasensitive protein detection with its ability for visualizing individual fluorescent molecules. However, the application of this powerful imaging method to electrophoresis assays is hampered by the lack of ways to characterize the homogeneity of fluorescent labeling of each protein species across the proteome. Here, we developed a method to evaluate the labeling homogeneity across the proteome based on a single molecule fluorescence imaging assay. In our measurement using a HeLa cell sample, the proportion of proteins labeled with at least one dye, which we termed &#8216;labeling occupancy&#8217; (LO), was determined to range from 50% to 90%, supporting the high potential of the application of single molecule imaging to sensitive and precise proteome analysis.

Here, we present a protocol to assess the labeling homogeneity for each protein species in a complex protein sample at the single molecule level.

단일 분자 수준에서 동질성을 라벨의 프로테옴 와이드 정량화

Cell proteomes are often characterized using electrophoresis assays, where all species of proteins in the cells are non-specifically labeled with a ...

생화학

Robust Comparison of Protein Levels Across Tissues and Throughout Development Using Standardized Quantitative Western Blotting

Western blotting is a technique that is commonly used to detect and quantify protein expression. Over the years, this technique has led to many advances in both basic and clinical research. However, as with many similar experimental techniques, the outcome of Western blot analyses is easily influenced by choices made in the design and execution of the experiment. Specific housekeeping proteins have traditionally been used to normalize protein levels for quantification, however, these have a number of limitations and have therefore been increasingly criticized over the past few years. Here, we describe a detailed protocol that we have developed to allow us to undertake complex comparisons of protein expression variation across different tissues, mouse models (including disease models), and developmental timepoints. By using a fluorescent total protein stain and introducing the use of an internal loading standard, it is possible to overcome existing limitations in the number of samples that can be compared within experiments and systematically compare protein levels across a range of experimental conditions. This approach expands the use of traditional western blot techniques, thereby allowing researchers to better explore protein expression across different tissues and samples.

This method describes a robust and reproducible approach for the comparison of protein levels in different tissues and at different developmental timepoints using a standardized quantitative western blotting approach.

단백질 수준 및 개발 표준화 양적 부 럽을 사용 하 여 전체 조직에 걸쳐 강력한 비교

Western blotting is a technique that is commonly used to detect and quantify protein expression. Over the years, this technique has led to many advances ...

Western Blotting: Sample Preparation to Detection

Western blotting is an analytical technique used to detect specific proteins in a given sample of tissue homogenate or extract. It uses gel electrophoresis to separate native or denatured proteins by the length of the polypeptide (denaturing conditions) or by the 3-D structure of the protein (native/ non-denaturing conditions). The proteins are then transferred to a membrane (typically nitrocellulose or PVDF), where they are probed (detected) using antibodies specific to the target protein.

Western blotting is an analytical technique used to detect specific proteins in a given sample of tissue homogenate or extract.

웨스턴 모래 바닥 : 샘플 준비를 탐지하기 위해

Western blotting is an analytical technique used to detect specific proteins in a given sample of tissue homogenate or extract. It uses gel ...

The Fastest Western in Town: A Contemporary Twist on the Classic Western Blot Analysis

The Western blot techniques that were originally established in the late 1970s are still actively utilized today. However, this traditional method of Western blotting has several drawbacks that include low quality resolution, spurious bands, decreased sensitivity, and poor protein integrity. Recent advances have drastically improved numerous aspects of the standard Western blot protocol to produce higher qualitative and quantitative data. The Bis-Tris gel system, an alternative to the conventional Laemmli system, generates better protein separation and resolution, maintains protein integrity, and reduces electrophoresis to a 35 min run time. Moreover, the iBlot dry blotting system, dramatically improves the efficacy and speed of protein transfer to the membrane in 7 min, which is in contrast to the traditional protein transfer methods that are often more inefficient with lengthy transfer times. In combination with these highly innovative modifications, protein detection using infrared fluorescent imaging results in higher-quality, more accurate and consistent data compared to the standard Western blotting technique of chemiluminescence. This technology can simultaneously detect two different antigens on the same membrane by utilizing two-color near-infrared dyes that are visualized in different fluorescent channels. Furthermore, the linearity and broad dynamic range of fluorescent imaging allows for the precise quantification of both strong and weak protein bands. Thus, this protocol describes the key improvements to the classic Western blotting method, in which these advancements significantly increase the quality of data while greatly reducing the performance time of this experiment.

This protocol explores the latest advancements in performing Western blot analyses.&#160;These novel modifications employ a Bis-Tris gel system with a 35&#160;min electrophoresis run time, a 7&#160;min dry blotting transfer system, and infrared fluorescent protein detection and imaging that generates higher resolution, quality, sensitivity, and improved accuracy of Western data.

타운 웨스턴 가장 빠른 : 클래식 웨스턴 블롯 분석에 현대 트위스트

The Western blot techniques that were originally established in the late 1970s are still actively utilized today. However, this traditional method of ...

A Guide to Modern Quantitative Fluorescent Western Blotting with Troubleshooting Strategies

The late 1970s saw the first publicly reported use of the western blot, a technique for assessing the presence and relative abundance of specific proteins within complex biological samples. Since then, western blotting methodology has become a common component of the molecular biologists experimental repertoire. A cursory search of PubMed using the term &#8220;western blot&#8221; suggests that in excess of two hundred and twenty thousand published manuscripts have made use of this technique by the year 2014. Importantly, the last ten years have seen technical imaging advances coupled with the development of sensitive fluorescent labels which have improved sensitivity and yielded even greater ranges of linear detection. The result is a now truly Quantifiable Fluorescence based Western Blot (QFWB) that allows biologists to carry out comparative expression analysis with greater sensitivity and accuracy than ever before. Many &#8220;optimized&#8221; western blotting methodologies exist and are utilized in different laboratories. These often prove difficult to implement due to the requirement of subtle but undocumented procedural amendments. This protocol provides a comprehensive description of an established and robust QFWB method, complete with troubleshooting strategies.

The advancement of western blotting using fluorescence has allowed detection of subtle changes in protein expression enabling quantitative analyses. Here we describe a robust methodology for detection of a range of proteins across a variety of species and tissue types. A strategy to overcome common technical problems is also provided.

문제 해결 전략 현대 양적 형광 웨스턴 블로 팅에 가이드

The late 1970s saw the first publicly reported use of the western blot, a technique for assessing the presence and relative abundance of specific proteins ...

Enrichment of Extracellular Matrix Proteins from Tissues and Digestion into Peptides for Mass Spectrometry Analysis

The extracellular matrix (ECM) is a complex meshwork of cross-linked proteins that provides biophysical and biochemical cues that are major regulators of cell proliferation, survival, migration, etc. The ECM plays important roles in development and in diverse pathologies including cardio-vascular and musculo-skeletal diseases, fibrosis, and cancer. Thus, characterizing the composition of ECMs of normal and diseased tissues could lead to the identification of novel prognostic and diagnostic biomarkers and potential novel therapeutic targets. However, the very nature of ECM proteins (large in size, cross-linked and covalently bound, heavily glycosylated) has rendered biochemical analyses of ECMs challenging. To overcome this challenge, we developed a method to enrich ECMs from fresh or frozen tissues and tumors that takes advantage of the insolubility of ECM proteins. We describe here in detail the decellularization procedure that consists of sequential incubations in buffers of different pH and salt and detergent concentrations and that results in 1) the extraction of intracellular (cytosolic, nuclear, membrane and cytoskeletal) proteins and 2) the enrichment of ECM proteins. We then describe how to deglycosylate and digest ECM-enriched protein preparations into peptides for subsequent analysis by mass spectrometry.

This protocol describes a procedure for enriching ECM proteins from tissues or tumors and deglycosylating and digesting the ECM-enriched preparations into peptides to analyze their protein composition by mass spectrometry.

질량 분석기 분석을위한 펩티드로 조직과 소화에서 세포 외 기질 단백질의 농축

The extracellular matrix (ECM) is a complex meshwork of cross-linked proteins that provides biophysical and biochemical cues that are major regulators of ...

Immunoprecipitation-Based Techniques: Purification of Endogenous Proteins Using Agarose Beads

Source: Susannah C. Shissler1, Tonya J. Webb1 
1 Department of Microbiology and Immunology, University of Maryland, Baltimore, MD 21201
Immunoprecipitation (IP, also known as a &#39;pull-down&#39; assay) is a widely used technique that has applications in a variety of fields. First conceived in 1984, it was refined in 1988 (1, 2). The fundamental goal of IP is purification and isolation of a specific protein using an antibody against that protein. The word &#34;immuno&#34; refers to the use of an antibody while the word &#34;precipitation&#34; refers to pulling down a specific substance from a solution. The target protein might be endogenous or recombinant. Most recombinant proteins have an epitope tag (i.e. myc or flag) attached to them to simplify subsequent purification. Typically, it is easier to optimize recombinant protein IP because the antibodies against recombinant epitope tags are very strong and effective. Antibodies against endogenous proteins have extremely variable efficacy - making it much more difficult to optimize these IPs. A necessary step after immunoprecipitation is verification of purification. The isolated protein is resolved using SDS-PAGE and subsequently probed for purity by western blots (Figure 1). An important control is the use of a different antibody during the Western blot to verify pull down of the correct protein. The combination of IP with subsequent techniques is a powerful analysis tool. The goal after purification may be characterization of the protein itself by NMR, mass spectrometry, and in vitro assays, or analysis of the protein&#39;s interacting partners (i.e. protein, DNA, RNA) (3, 4, 5).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/10502/10502fig1.jpg" /> 
Figure 1: Overview of Immunoprecipitation Procedure. Immunoprecipitation is the isolation of a specific protein using an antibody. After production of lysate from cells, there are two major steps- pre-clearing and pull down. During pre-clearing step, the cell-lysates are pre-cleared of proteins that bind to antibodies non-specifically using an isotype control antibody. In pull down step, the target protein is pulled down using a protein-specific antibody. The isolated protein is then analyzed by Western blot. Isotype antibodies and protein specific antibodies have the same constant domain, but different antigen binding domains. A key component of this protocol is Protein A/G agarose beads that bind the constant domain of antibodies- allowing immunoprecipitation of the target protein. <a href="https://jove.unicartagenaproxy.elogim.com/files/ftp_upload/10502/10502fig1large.jpg" target="_blank">Please click here to view a larger version of this figure.</a>
Antibodies are the key component of an immunoprecipitation that differentiate it from other forms of protein purification (i.e. nickel affinity column purification). Antibodies are molecules made by B cells that can recognize specific protein epitopes. Antibodies have two domains: constant (Fc) and antigen binding (Fab) (Figure 1). The constant domain identifies the type of antibody and dictates function in vivo. Usually, the constant domains of antibodies used for IP are mouse, rat, or rabbit IgG. The antigen binding portion of the antibody recognizes a specific epitope of a specific protein. Antibodies can recognize epitopes on folded proteins that may not exist when the protein is denatured and vice versa. Therefore, the availability of the epitope depends on protein folding - identifying an important factor to consider when choosing antibodies and conditions for IP.
Both prokaryotic and eukaryotic systems have antibody-binding proteins. In eukaryotic systems, the purpose is immune protection from bacteria while in prokaryotic systems, the purpose is protection from the immune system. Antibody-binding proteins affect IP methodology in two ways. First, there is a necessary pre-clearing step (Figure 1) to rid the lysate of proteins that bind antibodies - thereby reducing non-specific binding in the final product. This step uses an isotype antibody that has the same constant domain as but a different antibody binding domain than your protein-specific antibody. Bacterial antibody-binding proteins are the second key component of this method. After the protein-specific antibody binds the target protein, the antibody: protein complex must be pulled down (Figure 1). Proteins A, G, and L are bacterial proteins that bind the constant domain of antibodies. While bacteria use this to subvert the immune system, researchers have co-opted this system for easy antibody purification, and it is used during both the pre-clearing and pull-down steps. These proteins have different binding affinities for different species and different constant domain subtypes - another factor to consider when choosing conditions for IP. Many companies sell Protein A/G labeled agarose beads (Figure 1), pre-made spin columns, or resins to make columns. In general, beads and spin columns are used for smaller sample sizes while resins are used for bulk purification.
In this lab exercise, we demonstrate how to purify the endogenous protein c-myc, from primary murine thymocytes, using Protein A/G Plus agarose beads based basic immunoprecipitation technique. The protocol starts from cell lysate preparation and ends with the with verification of successful protein pull down using Western blot analysis.

Immunoprecipitation Techniques: Purification of Proteins

면역침전반응 기반 기술: 아가로스 비즈를 사용한 내인성 단백질의 정제

Source: Susannah C. Shissler1, Tonya J. Webb1
1 Department of Microbiology and Immunology, University of Maryland, Baltimore, MD 21201
Immunoprecipitation ...

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심화생물학

면역학

The Western Blot

Western Blotting is used to identify the presence of specific proteins in electrophoretically separated samples. Following separation by a technique known as sodium dodecyl sulfate polyacrylamide gel electrophoresis, or SDS-PAGE, western transfer is used to move proteins from a polyacrylamide gel onto a piece of membrane which traps the proteins in their respective locations. Next, the membranes are probed with antibodies in a process called immunboblotting. Immunoblotting uses antibody-protein and antibody-antibody binding through specific recognition sites, providing the high specificity required for identifying a single protein. The detection of antibodies takes place using reporter systems which includes the use of enzymes. Enzymes can be attached to the end of an antibody and react with substrates to produce changes in color or light. These signals can then be imaged and quantified using a process called densitometry.
This video-article presents an overview of the western blot technique by describing western transfer, the use of antibody detection, and image analysis. The steps involved with western transfer such as the assembly of the transfer sandwich and transfer conditions are discussed in detail as well as the theory behind antibody binding and detection of those antibodies. The broad applications of this technique are described through several examples including the detection of protein-protein interactions and identification of individual proteins within protein complexes.

Western Blotting: Western Transfer, Antibody Detection, and Image Analysis

웨스턴 블롯

Western Blotting is used to identify the presence of specific proteins in electrophoretically separated samples.  Following separation by a technique ...

기초 생물학

세포 및 분자 생물학의 기본 테크닉

Quantitative Western Blotting to Estimate Protein Expression Levels

Source: Huang, Y. T., et al. <a href="https://appjove.unicartagenaproxy.elogim.com/v/59438">Robust Comparison of Protein Levels Across Tissues and Throughout Development Using Standardized Quantitative Western Blotting.</a> J. Vis. Exp. (2019).
The video demonstrates a total protein normalization-based western blotting technique for quantifying the target protein expression in a sample. By utilizing the total protein staining of the sample, a ratiometric analysis is performed to determine the relative expression level of the target protein.