지원이 작품은 국립 과학 부여 번호 EFRI 0938047에서 재단 및 중요한 기술 및 응용 과학의 버지니아 공대 연구소 (ICTAS)에 의해 부분적으로 지원되었다. 저자는 MOSE-L 세포의 자신의 종류의 선물 박사 에바 Schmelz의 박사 폴 로버츠 감사의 말씀을드립니다. 저자는 그녀의이 문서를 편집하고 실험을 준비하는 그녀의 도움을 세포 배양, Caitlan Swaffar에 대한 지원, 그리고 모든 Bioelectromechanical 시스템 실험실 구성원 안젤라 앤더슨을 인정합니다.

1. 개요 : 프로토 타입 cDEP 미세 유체 소자의 제조 <ol><li> 실리콘 웨이퍼에 원하는 채널 디자인 (그림 1) (그림 2) 에칭, 포토 레지스트와 깊은 반응 이온 에칭 (DRIE)를 사용하여 이전에보고 절차 (22)를 따르십시오. 웨이퍼로부터 마이크로 디바이스의 방출을 향상시키기 위해 테프론의 얇은 층을 증착. </li></ol><img alt="그림 1" src="/files/ftp_upload/50634/50634fig1.jpg" /> 그림 1. 낮은 주파수 연속 정렬 장치의 개략도. 샘플 채널이 실행은 왼쪽에서 오른쪽으로 100 μm의 톱니 긴축 500 μm의 폭이다. 유체 전극 채널의 두 쌍 각각 소스 및 싱크 전극을 구성하고, 20 μm의 두께 PDMS 장벽으로 샘플 채널로부터 분리된다. <img alt="그림 2" src="/files/ftp_upload/50634/50634fig2.jpg" /> 그림 2. Fabr와cDEP 장치의 가스화 공정. (a) 60 초를 들면, UV 광을 선택적 cDEP 장치 형상의 마스크 패턴을 통해 노광 된 포토 레지스트와 반응한다. (b) 포토 레지스트 현상 제를 사용하여 제거된다. (c) 깊은 반응성 이온 에칭 (DRIE) 50 ㎛ 깊이의 특징을 에칭하고, 70 ° C에서 테트라 메틸 암모늄 하이드 록 사이드 (TMAH) 25 % 웨트 에칭으로 5 분간하는 데 사용은 측벽 거칠기를 줄이기 위해 사용된다. (d) 테프론 코팅에서 디바이스 방출을 향상시키기 위해 첨가 웨이퍼. (E)은 PDMS는 가스를 제거 후 재사용 가능한 웨이퍼 스탬프에 붓고 100 ° F. (F) PDMS는 웨이퍼에서 제거에 45 분 동안 경화된다. PDMS와 깨끗한 유리 슬라이드를 2 분 동안 공기 플라즈마에 노출과 함께 결합된다. <ol start="2"><li> 파급을 방지하기 위해 알루미늄 호일로 웨이퍼를 감싸십시오. 약 20 분 동안 에이전트, 드 가스를 경화 엘라스토머 10:1 비율의 폴리 디메틸 실록산 (PDMS)을 혼합및 상기 웨이퍼 상에 붓는다. 열은 100 ° C에서 45 분 동안 스탬프의 테플론 코팅의 손상을 방지합니다. 장치가 냉각 할 수 있습니다. </li><li> 냉각 한 후, 알루미늄 호일을 제거하는 수술 블레이드를 사용하여 PDMS를 손질하고, 튜브의 크기에 적합한 무딘 주먹을 사용하여 채널의 입구 / 출구에 액세스 구멍을 펀치. 여기서, 1.5 mm 무딘 펀치가 사용됩니다. </li><li> 각각의 물과 비누 린스, 에탄올, DI 물, 공기와 건조를 사용하여 유리 현미경 슬라이드를 청소합니다. 스카치 매직 테이프를 사용하여 PDMS 장치를 청소합니다. 채널이 깨끗한 지 확인하기 위해 현미경으로 확인한다. 2 분 동안 공기 플라즈마에 슬라이드와 PDMS 장치를 노출합니다. 단단히 장치와 슬라이드 (그림 3) 사이에 공기 거품의 형성을 방지, 유리 슬라이드에 장치의 채널 측면을 누릅니다. </li></ol><img alt="그림 3" src="/files/ftp_upload/50634/50634fig3.jpg" fo:content-width="6in" fo:src="/files/ftp_upload/50634/50634fig3highres.jpg"/> 그림 3. </st룽&gt; (A) 실리콘 웨이퍼의 우표 제작, 샘플 각각 녹색과 붉은 식용 색소, 가득 유체 전극 채널 (B) 완성 된 PDMS 유리 장치 중 포토 리소그래피에 사용되는 마스크. 치수는 그림 1을 참조하십시오. <a href="https://jove.unicartagenaproxy.elogim.com/files/ftp_upload/50634/50634fig3highres.jpg" target="_blank">큰 그림을 보려면 여기를 클릭하십시오</a> . 2. DEP 버퍼에 세포 현탁액을 준비 <ol><li> &quot;DEP 버퍼&quot;라고한다 낮은 전도성을 준비 (100 μS / cm) 버퍼 (8.5 % 자당 [W / V], 0.3 % 포도당 [W / V], 0.725 % RPMI [W / V]) . 16 </li><li> 3 × 106 세포 / ml에서 DEP 버퍼 셀 서스펜드. 여기에, 암 말기 마우스 난소 표면 상피 (MOSE-L) 세포가 사용됩니다. </li></ol> 참고 : 트리 판 블루 염색 배제 법에 의해 세포 생존 분석을 생존력의 경미한 감소를 보였다5 시간 후 실온에서 DEP 완충액 초기 단계 MOSE (MOSE-E) 세포 (95.1-91.6 %에서). 그것은 생존에 비슷한 약간의 감소는 세포가 장기 버퍼 DEP에 저장되지 것을 나타냅니다 MOSE-L 세포에 발생하는 것으로 예측된​​다. <ol start="3"><li> 그러한 효소 - 활성화 된 칼 세인 AM로, 형광 막 투과성 염료를 사용하여 세포를 염색. </li><li> 염색 된 세포 현탁액의 전도도를 측정한다. 전도도는 약 100 μS / cm이어야한다. 전도율 측정이 너무 크면, 6 세포 / ㎖ X 10 세에서 DEP 버퍼에, 아래에 resuspend을 샘플을 회전 및 전도도 측정을 반복한다. </li></ol> 3. cDEP 미세 유체 칩을 넣기 <ol><li> 30 분 동안 진공 마이크로 유체 칩을 놓습니다. </li><li> 한편, 마이크로 유체 칩이 위치 할 현미경 단계에 주사기 펌프의 거리에 걸쳐 유연한 튜브의 조각을 잘라. 여기에, 튜브의 6 인치 길이필요합니다. 주사기 끝을 바늘에 맞추기 튜브. </li><li> 관의 단면적에 의해 수집 대상 샘플 볼륨을 분할함으로써 출구 호스 위해 필요한 길이를 추정한다. 이 튜브의 길이를 필요로 자른다. </li><li> 주사기로 세포 현탁액을 그립니다. 기포가 튜브 또는 주사기에 위치하고 있지 않은지 확인합니다. </li><li> 진공에서 칩을 제거하면, 채널에 갇혀있는 공기 방울을 방지하기 위해 신속하게 배출 튜브 프라임 샘플 채널을 삽입합니다. 장벽을 절연 박막 (20 μm의) 파열을 방지하기 위해 프라이밍 때 장벽이 파열없이 5 ㎖ / 시간에 가까운 일정한 처리량을 견딜 수있는 것으로 확인되었습니다 불구하고 조심스럽게 주사기를 누릅니다. </li><li> 주요 전극 채널에 신속하게 각 유체 전극 채널의 하나의 콘센트에 빈 피펫 팁을 배치합니다. 로다 민 B의 소량을 함유하는 PBS 200 μl를 피펫 부드럽게 전극 채널의 대향 단부에 유체를 도입하는 탭. 부드러운 압력을 유지로다 민 B와 PBS는 눈에 띄게 빈 피펫 팁의 끝을 진행 할 때까지. 각 전극 채널에 대해 반복합니다. 로다 민 B는 찬란 유체 전극 채널을 시각화하는 데 사용됩니다. </li><li> 프라이밍 한 후, 피펫 팁 저수지에서 로다 민 B의 피 거품 형성과 PBS 각 피펫 팁 저수지를 채우고, 위아래로 부드럽게 피펫 팅에 의해 눈에 보이는 거품을 제거합니다. 출구 튜브를 분리하고 적절하게 폐기, 다음 대상 볼륨을 수집하는 새로운 출구 튜브 저수지를 삽입합니다. </li></ol> 4. cDEP 칩을 사용하여 세포의 특성화 크로스 오버 주파수 <ol><li> 디지털 카메라 (그림 4)가 장착 된 거꾸로 현미경의 무대에 칩을 놓습니다. </li></ol><img alt="그림 4" src="/files/ftp_upload/50634/50634fig4.jpg" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/50634/50634fig4highres.jpg"/> 그림 4. </stroNG&gt; () cDEP 실험에 대한 전체 실험 장치. cDEP 칩은 거꾸로 현미경의 플랫폼에 있습니다. 카메라가 녹화를 위해 이미지를 컴퓨터로 전송합니다. 주사기 펌프는 일정한 유입 흐름을 유지한다. 함수 발생기는 고전압 증폭기에 의해 승압하고 와이어 전극에 의해 cDEP 칩에 접속되어 신호를 생성한다. 오실로스코프는 칩에 전송되는 신호를 모니터링합니다. (b)는 cDEP 칩과 유체 및 전자 연결 상세도. <a href="https://jove.unicartagenaproxy.elogim.com/files/ftp_upload/50634/50634fig4highres.jpg" target="_blank">큰 그림을 보려면 여기를 클릭하십시오</a> . <ol start="2"><li> 주사기 펌프에 주사기를 장착하고 유체 전극 채널 저수지에 와이어 전극을 삽입합니다. </li><li> 주사기 펌프와 주사기 사이 좋은 접촉을 보장하기 위해 1 ㎖ / 시간을 통해 유체를 펌프. 시각적으로 방해받지 않고 세포의 흐름과 거품이나 누수의 유무를 확인하기 위해, 채널 길이를 검사한다. 빨강0.005 ㎖ / 시간에 UCE 유량. 주 : 1 ㎖ / 시간의 31,35의 높은 처리량은 다른 형상의 장치에 달성되었다. </li><li> 안전을 위해, 함수 발생기, 고전압 증폭기 및 오실로스코프에 전원을 공급하고, 원하는 전압과 주파수를 조정하여 부품을 시험한다. 다음은 이러한 매개 변수는 200 V, 20 kHz에서입니다. 적절한 성능, 전원 오프의 검증에. 고전압 앰프에 전극을 연결합니다. 참고 :이 실험에 사용 된 높은 전압에서 전자 제품을 작동 할 때 적합한 전기 안전 절차를 준수하십시오. </li><li> 흐름을 지속적으로 달성되면, 원하는 주파수에서 원하는 전압을 적용합니다. 이 실험에서, 전압은 5 ~ 60 kHz에서의 주파수에서 200 V RMS입니다. </li><li> 화상 처리 기술이 채널에서 세포 분포를 정량화 및 크로스 오버 주파수를 특성화한다 (단계 5)와 세포 반응의 기록 비디오 파일. 이 작업을 수행하려면,일정한 전압을 유지하고 체계적으로 주파수를 변경. 실험뿐만 아니라 무작위 실험적인 실행 사이의 시작과 끝에서, 임의의 전기장을인가하지 않고 세포의 분포를 제어 셀 분포를 기록한다. 세포 (여기서, 5 분) 모니터링 위치로 입구로부터 유동에 필요한 시간의 양을 추정한다. 새로운 주파수를 설정 한 후, 다음 (여기에서 세포 분포의 2 분 영상) 촬영을 시작,이 시간을 기다립니다. </li></ol> 5. 특성화 크로스 오버 주파수에 대한 이미지 처리 <ol><li> 전산 스크립트를 사용하여, 상대적으로 Y-위치 (Z-방향 채널의 수직 깊이이고, Y 방향은 채널 폭이며, x-방향은 채널 길이)를 결정하기 위해 프레임의 각 비디오 프레임을 분석 각 형광 셀 또는 입자의 하류 채널에서 높은 DEP 힘의 영역에서 X 좌표를 지정했습니다. 상대적 표시의 그래프를 만들기tribution. </li><li> 제어 분포의 중심선과 각 전압 및 주파수 분포의 중심선을 비교한다. 주어진 전압 및 가변 주파수를 위해, 중심선이 제어의 y-위치와 일치 크로스 오버 주파수를 결정한다. </li></ol> 6. 셀 정렬 또는 심화 학습을 수행 할 수있는 실험을 변화 <ol><li> 3 × 106 입자 / ml의 농도로 전체 DEP 버퍼의 원하는 혼합물을 중단. 여기에,이 혼합물은 DEP 버퍼에 4 μM의 형광 구슬 MOSE-L 세포입니다. cDEP 장치를 준비하기 이전에 설명 된 단계를 수행합니다. </li><li> 혼합물로부터 세포를 풍부하게 정렬하거나, 표적 세포의 크로스 오버 주파수 및 앞서 설명한 배경 입자를 결정한다. 입자의 집단이이 대향 D에서 DEP 힘을 경험할 수 있도록 표적 세포 및 배경 입자의 두 개의 크로스 오버 주파수 간의 주파수에서 실험 운항irections. MOSE-L 세포와 4 μm의 구슬을 정렬하려면, 11.90 ± 0.63 kHz에서 위의 마이크로 디바이스를 운영하고 있습니다. 최근 Salmanzadeh 외. (33)에 의해보고 MOSE L-세포의 첫번째 교차 주파수 </li><li> 정렬 된 샘플의 내용을 수집, 출구 입구에 장갑의 손가락을 배치하고 부드럽게 튜브에 잡아 당 겼에 의해, 대상 볼륨을 수집에 배출 튜브를 제거합니다. 추가 분석을 위해 저수지에 수집 대상 볼륨을 부어 주 :. 다른 샘플 복구 방법은 칩에 영구 저장소를 연결하고 간단한 피펫 팅하여 샘플을 제거 포함 할 수 있습니다. </li></ol>

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B., Shafiee, H., Stremler, M., Davalos, R. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Isolation+of+Rare+Cancer+Cells+from+Blood+Cells+Using+Dielectrophoresis.">Isolation of Rare Cancer Cells from Blood Cells Using Dielectrophoresis.</a> , (2012).</li><li>Sano, M. B., Caldwell, J. L., Davalos, R. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modeling+and+development+of+a+low+frequency+contactless+dielectrophoresis+(cDEP)+platform+to+sort+cancer+cells+from+dilute+whole+blood+samples.">Modeling and development of a low frequency contactless dielectrophoresis (cDEP) platform to sort cancer cells from dilute whole blood samples.</a> Biosens. Bioelectron. 30, 13-20 (2011).</li><li>Salmanzadeh, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Investigating+Dielectric+Properties+of+Different+Stages+of+Syngeneic+Murine+Ovarian+Cancer+Cells.">Investigating Dielectric Properties of Different Stages of Syngeneic Murine Ovarian Cancer Cells.</a> Biomicrofluidics. , (2013).</li><li>Salmanzadeh, A., Sano, M. B., Shafiee, H., Stremler, M. A., Davalos, R. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> , 590-593 (2012).</li><li>Sano, M. B., Salmanzadeh, A., Davalos, R. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Multilayer+contactless+dielectrophoresis:+Theoretical+considerations.">Multilayer contactless dielectrophoresis: Theoretical considerations.</a> Electrophoresis. 33, 1938-1946 (2012).</li><li>Millet, L. J., Park, K., Watkins, N. N., Hsia, K. J., Bashir, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Separating+beads+and+cells+in+multi-channel+microfluidic+devices+using+dielectrophoresis+and+laminar.">Separating beads and cells in multi-channel microfluidic devices using dielectrophoresis and laminar.</a> J. Vis. Exp. (48), e2545 (2011).</li><li>Henslee, E. A., Sano, M. B., Rojas, A. D., Schmelz, E. M., Davalos, R. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Selective+concentration+of+human+cancer+cells+using+contactless+dielectrophoresis.">Selective concentration of human cancer cells using contactless dielectrophoresis.</a> Electrophoresis. 32, 2523-2529 (2011).</li><li>Salmanzadeh, A., Shafiee, H., Davalos, R. V., Stremler, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microfluidic+mixing+using+contactless+dielectrophoresis.">Microfluidic mixing using contactless dielectrophoresis.</a> Electrophoresis. 32, 2569-2578 (2011).</li></ol>

박사 라파엘 Davalos의 비접촉식 유전에 대한 특허 출원을 보유하고 있습니다.

DEP는 입자의 유전 특성을 결정하고, 격리, 또는 농축 응용 프로그램을 정렬 방향으로 입자의 움직임을 지시하는 강력한 기술이다. 때문에 샘플에 직접 전극 접촉의 해로운 영향에, 다른 사람은 접촉을 피하기 위해 이전에 제시된 방법과 유사한 접근 방식을 촬영했습니다. 예를 들어, 바쉬르 외. 얇은 유리 커버 슬립에 의해 인쇄 회로 기판의 전극으로부터 분리 된 미세 유체 PDMS 장치를 사용하여 비접촉식 DEP 장치를 개발하고,이 기술은 비디오 포맷으로 제공된다. 23,36을 여기서, 우리는 단일 PDMS 기판을 사용 cDEP 칩과 유체 전극의 제조, 및 전지 및 형광 비드의 혼합물로부터 난소 암 세포를 분리하기위한 실험 프로토콜을 보여 주었다. 제시된 기법은 성공적 리브 정렬 등 복잡한 생리 학적으로 중요한 다양한 애플리케이션에 사용되어왔다E 및 사균은 28 종양 전립선 암 세포에서 세포를 개시 묽은 적혈구, 31,32 및 유방암 (37) 및 난소 암의 단계 사이에서 구별 30 암세포. 29 cDEP 또한 입자를 혼합하는 데 사용되었다. 38 선택된 애플리케이션은 제시된 간단한 기술을 이용하여, 다양한 목적은 채널 형상의 설계를 변경하는 것만으로 달성 될 수 있다는 것을 시사한다. . DEP 입자는 구형 입자 (13)의 조작을위한 마이크로에 유용 병진 유전 힘의 크기 및 전기 입자와 그 현탁 매질의 성질뿐만 아니라, 전기장의 그래디언트의 제곱에 의존한다 : <img alt="식 (1)" src="/files/ftp_upload/50634/50634eq1.jpg" /> ε의 m은 현탁 매질의 유전율이고, R은 반경입자 및 Rc는 [K (ω)]를 것은 Clausius-Mossotti (CM) 계수의 실수 부이다. CM 인자는 현탁 매질에 비해 입자의 상대적인 분극의 측정 값이며, 유전 힘의 방향을 판정한다. 그것은으로 설명되어 있습니다 <img alt="식 2" src="/files/ftp_upload/50634/50634eq2.jpg" /> 어디에 <img alt="식 3" src="/files/ftp_upload/50634/50634eq3.jpg" /> 과 <img alt="식 4" src="/files/ftp_upload/50634/50634eq4.jpg" /> 각각 입자와 매질의 복소 유전율이다. 복잡한 유전율, <img alt="식 5" src="/files/ftp_upload/50634/50634eq5.jpg" /> , 전도도 (σ)과 주파수 (ω)에 따라 달라집니다. 구형 입자의 CM 인자는 이론적으로 -0.5과 1 사이의 바인딩. CM 계수가 음수 인 경우에는 매체의 입자보다 더 극성이기 때문에 입자가 영역에서 벗어나 있기 때문에, 입자 NDEP 발생할높은 전기장 그라디언트. CM 계수가 양수이면, 입자는 매질보다 더 극성이며, 그들은 높은 전기장 구배의 영역을 향해 이동되는 pDEP을 경험한다. 이러한 세포와​​ 같은 구조에서 비균질 생물학적 입자 들어 것은 Clausius-Mossotti 계수 입자 유전율 대한 유효 값으로부터 결정될 수있다 : <img alt="식 (6)" src="/files/ftp_upload/50634/50634eq6.jpg" /> 어디에 <img alt="식 (7)" src="/files/ftp_upload/50634/50634eq7.jpg" /> 과 <img alt="식 8" src="/files/ftp_upload/50634/50634eq8.jpg" /> 각각 같은 세포질과 같은 세포의 내부, 및 세포막의 유효 복소 유전율의 복소 유전율이며. R은 셀의 반경이며, d는 세포막의 두께 (26) DEP는 현탁 입자가 발생하면유체, 유체 입자의 상대 운동은 입자에 항력을 생성합니다. 입자에 작용하는 전체 힘을 결정할 때 항력이 고려되어야한다. 여기에서 관심의 상황에서, 점성 힘이 지배하고 입자가 구형 작은, 그리고 상대적으로 낮은 속도로 이동하는 것으로 간주됩니다, 그래서 스토크 드래그 법은 항력을위한 좋은 근사값을 제공합니다 : <img alt="식 9" src="/files/ftp_upload/50634/50634eq9.jpg" /> η는 유체 점도이고, U (P)는 입자의 속도이며, U f를 또한 이동 될 수있다 유체의 속도이다. 유전 힘, 유체 및 입자 특성을 공지하고, 공지 된 유속 감안 항력 및 유전 힘 사이의 균형은 입자 속도를 추정하기 위해 해결 될 수있다. 세포 경험이 임계치 미만이어야 전단 속도하는 C에서엘 라이트 용해가 발생할 수 있습니다. 입자의 전기적 특성의 특성을 예측하고 그들이 DEP 아래를 응답하는 방법을 제어 할 필요가있다. 이 작품에서 우리는 특히 세포의 첫 번째 크로스 오버 주파수를 결정하기위한 프로토콜을 보여 MOSE-L 세포와 저주파 cDEP을 활용하고 자신의 반대 DEP 응답에 따라 폴리스티렌 비즈 MOSE-L 세포의 지속적인 정렬을 보여 주었다. cDEP 장치의 형상이 장치는 고주파 또는 저주파의 동작을 위해 설계 될 수 있도록, 전계의 공간적 기울기를 변경하고, 높은 선택성 및 특정 세포 유형의 선별 효율을 바꾸는 것이다. 부가 적으로, 고 스루풋 장치는 넓은 채널을 제조하여 개발 될 수 있으며, 병렬, (30) 또는 전극 채널이 수직으로 비교적 깊은 상하에 적층 된 다층 제조 35, 30 채널샘플 채널. 얇은 멤브레인 층 사이의 장벽을 형성한다. 폴리 메틸 메타 크릴 레이트 (PMMA) 및 폴리 카보네이트로 제조 장치와 예비 테스트 (PC) 박막 MOSE-L 세포의 DEP 반응을 증명하고있다. 현재 노력은 다층 고 처리량 장치하실하고 궁극적 플러그 앤 플레이 플랫폼을 향해 주변 시스템을 개선하기 위해 진행중이다. 제시된 기본 실험 기법에서 확장하려면 장치의 응용 프로그램 및 사양은 특성화 대 정렬, 또는 장치에 샘플 저수지 및 반 자동화 시스템을 추가하는 등의 특정 요구를 맞게 조정할 수 있습니다.

생체 시료 농축 및 입자 정렬 후속 분석을 위해 필요한 경우가 많습니다. 1 예를 들어, 체액 희귀 세포의 분리가 암 탐지 및 개별 의학에서 중요한 응용 프로그램이 있습니다. 2,3 가장 일반적으로 사용되는 농축 기술은 형광 활성 세포 정렬합니다 (FACS 4) 자기 활성화 된 셀 (MACS), 세포를 구분하는 표현 표면 마커에 의존 5 정렬. 다른 전략은 유체 역학적으로 10 또는 관성 7,8 정렬 광학 핀셋, acoustophoresis 9, 10 및 유전 있습니다. 11,12 유전 영동은 불균일 한 전계의 존재하에 극성 입자의 운동이다. 13 DEP가 사용되어왔다 광범위한 응용, 2,14 생존, 15 세포의 생체 전기 특성을 특성화에 기초하여 셀을 정렬하는 등, (16)과 정렬세포의 생물 리 학적 특성에 유도 변화에 주입. 17,18 전통적인 DEP는 전압을인가하고이 강력한 기술이지만 불균일 전기장. (13)을 유도하는 미세 유체 채널 내에서 패터닝 된 평면 전극을 이용하여, 도전 같은 발생할 수 전극의 박리 및 전기. 절연체 계 유전 영동 (IDEP) (19)는 오염, 전극의 박리, 및 DC 전계 불균일성을 유도 패터닝 절연막 구조를 통해 전극 필드의 공간적 열화 문제를 해결하고있다. IDEP 선택적으로 라이브와 죽은 세균 세포를 분리하는 데 사용되었습니다, (19)는 세균 포자, 20, 조작 DNA, 다른 응용 프로그램 사이에 21을 격리 할 것. 종종 요구되는 높은 DC 전압의 결과로 발생할 수 있기 때문에 줄 가열 도전이 될 수 있습니다. 이러한 문제를 개선하기 위해, 비접촉식 DEP 마이크로 디바이스가 개발되고있다. 22-24 (22)가 가득 유체 전극 채널과 금속 전극의 대체 높은 전도성 용액. 이러한 유체 전극 용량 AC 전압을 통해 시료 채널에 얇은 절연 배리어를 통해 연결된다. 전극 샘플 접촉을 제거하면 전기 분해와 거품 형성, 샘플 오염, 전극의 박리 등의 DEP 기반의 방법과 관련된 문제를 줄일 수 있습니다. 이 샘플에서 세포의 생존을 지원하기 때문에 결과적으로 cDEP은 생체 시료에 특히 유용합니다. 중요한 것은, cDEP 샘플 불임을 유지 관리 할 수​​ 있습니다. 칩은 세포 배양 후드에서 제조 될 수 있으며, 실험은 금속 전극에 시료의 접촉을 요구하거나 샘플 environme에 개방 할 필요없이 수행 될 수있다NT. 간단한 저장조 멸균 샘플 회수를 용이하게하기 위해 칩 콘센트에 고정 될 수있다. 또한, 샘플 채널과 같은 생체 적합성 폴리머 재료 (PDMS)까지 유체 전극의 제조는 금속 전극의 커스텀 패터닝, 제조에 필요한 시간에 따른 높은 비용을 감소시키고, 초기 패터닝 전문 크린룸 장비에 대한 필요성을 제한 재사용 할 수있는 실리콘 웨이퍼를 스탬프. DEP에 의한 입자의 움직임은 입자와 매체뿐만 아니라, 전기장의 공간 구배의 특성에 의존한다. 입자 및 주파수 종속 인자는 것은 Clausius-Mossotti (CM) 계수라고 범위 -0.5 ~ 1의 값을 취하고, DEP 힘의 방향을 판정한다. CM 요소가 정확히 제로되는 주파수는 크로스 오버 주파수라고한다. 이은 유전 힘이 입자와 CM 인자 변경 기호에 작용되지 않는 시점입니다. 의불활성 고체 미립자에 대한 화롯불 크로스 오버 주파수가 발생하면 음에서 양으로 CM 인자의 변화가 0.01 S / M, NDEP에서 pDEP 10 근처에 존재로의 전환을 나타내는 최초의 크로스 오버 주파수의 순서에 전도성이 낮은 버퍼의 포유 동물 세포 25. - 100 kHz로하고, 크기, 형상, 세포 골격 및 세포의 막 특성에 의해 영향을 받는다. 26,27 NDEP 정권 pDEP로부터 시프트에서 제 크로스 오버 주파수는 10 메가 헤르츠의 순서에 있고 의해 영향 핵 - 세포질 비율, 세포질 전도성 및 소포체. 27 DEP 힘은 유체 유동의 존재없이 적용 할 수 있지만, 여기에서 우리는 현탁 입자의 연속적인 정렬을 달성하기 흐르는 유체를 이용한다. 유전 힘과 스토크 항력의 결합 된 영향은 입자의 병진 운동을 지시. 우리는 두 개의 주파수 범위에서 작동을위한 장치를 개발했다. 높은 주파수 0Y 장치 (100 ~ 600 ㎑의 주파수) 전립선 종양 시작 세포 (틱), 쥐의 난소 표면 상피 (MOSE) 세포, MDA-MB-231 유방암 세포로, pDEP 세포의 달성 배치 정렬을 사용하여 작동, 또는 THP에게 살 수있다 선택적으로 샘플 채널에있는 게시물을 절연에 대한 관심의 세포를 포집하여 -1 세포. 28-31 낮은 주파수 (~ 100 kHz에서) 장치는 지속적으로 작동하고, 주파수에서 작동 할 때 한 인구는 배경 인구 경험하면서 pDEP을 경험하는 NDEP는 정렬 달성하는 입자 궤도를 리디렉션 할. 32-34 선택된 저주파 장치가 적혈구로부터 암세포를 정렬 프로그레시브 MOSE 세포주의 유전 특성의 변화를 결정하고, 비 효과를 명료하게하기 위해 사용되어왔다 공격적인 MOSE 세포의 공격적인 특성을 반전에 독성 스핑 고지 치료. 또한 cDEP의 마이크로 디바이스는 현재 최대 1 ㎖ / 시간, 증가 된 처리량으로 작동하도록 설계 될 수있다R. 31,35 설명한 바와 같이, 유연성 및 제조 공정의 저비용 제시된 실험 절차는 광범위한 애플리케이션에 대한 중요한되도록 맞춤 설계된 소자 구조를 가능하게한다. cDEP의 장기 목표 후속 배양 또는 처리를위한 샘플을 회수하여, 임상 수준에서 라벨없는 셀 정렬 및 농축을 실현하는 것이다. 여기에 제시된 기술은 DEP의 접근성을 증가하는, 제조에서의 실험으로, 간단하고 저렴한 방법입니다. 우리는 특성화 및 형광 마이크로 스피어에서 난소 암 세포의 농축을 달성하기 cDEP 칩의 제조 및 실험 프로토콜을 보여준다.

<table><tbody><tr><td>Polydimethylsiloxane (PDMS)</td><td>Dow Corning, Midland, MI,USA</td><td>Sylgard 184</td><td></td></tr><tr><td>Glass slides </td><td>The Microscope Depot</td><td>76079</td><td>2x3 inch-ground edges</td></tr><tr><td>Microbore PTFE Tubing</td><td>Cole-Parmer Instrument Co, Vernon Hills, IL, USA</td><td>EW-06417-31</td><td>Thin walled 20 gauge, 0.032&quot;ID x 0.056&quot;OD, 100 ft/roll</td></tr><tr><td>Luer-slip plastic syringes</td><td>National Scientific company</td><td>S7510-1</td><td></td></tr><tr><td>Needle tip</td><td>Howard Electronic instruments</td><td>JG20-1.0</td><td>20 Gauge 1.0&quot;, ID=0.025&quot; OD=0.036&quot;</td></tr><tr><td>D(+)-Sucrose</td><td>Fisher Scientific, Fair Lawn, NJ</td><td>S3-500</td><td></td></tr><tr><td>D(+)-glucose, reagent ACS, anhydrous</td><td>Acros Organics N.V., Fair Lawn, NJ</td><td>AC410955000</td><td></td></tr><tr><td>RPMI-1640 Medium</td><td>Quality Biological Inc.</td><td>112-025-101</td><td></td></tr><tr><td>Calcein AM, Molecular Probes</td><td>Invitrogen Corp. (life technologies), Carlsbad, CA, USA</td><td>C3100MP</td><td>excitation wavelength 488/emission wavelength 516</td></tr><tr><td>Rhodamine B, O</td><td>Science Lab</td><td>SLR1465-100G</td><td>excitation wavelength 540/emission wavelength 625</td></tr><tr><td>Phosphate buffered saline (10X)</td><td>Gbiosciences, St. Louis, MO</td><td>RC-147</td><td></td></tr><tr><td>Leica, inverted light microscope </td><td>Leica Microsystems, Bannockburn, IL, USA</td><td>Leica DMI 6000B</td><td></td></tr><tr><td>Leica DFC420, color camera</td><td>Leica Microsystems, Bannockburn, IL, USA</td><td>Leica DFC420</td><td></td></tr><tr><td>Function generator </td><td>GW Instek, Taipei, Taiwan</td><td>GFG-3015</td><td></td></tr><tr><td>Wideband power amplifier </td><td>Amp-Line Corp., Oakland Gardens, NY, USA</td><td>AL-50HF-A</td><td></td></tr><tr><td>HFHV Output Transformer</td><td></td><td>AL-T50-V25/300-F100K-600K</td><td></td></tr><tr><td>High voltage amplifier</td><td>Trek</td><td>Model 2205</td><td></td></tr><tr><td>USB Modular Oscilloscope, 100 MHz</td><td>AgilentTechnologies</td><td>U2701A</td><td></td></tr><tr><td>Expanded Plasma Cleaner</td><td>Harrick Plasma</td><td>PDC-001/002 (115/230V)</td><td>air plasma</td></tr><tr><td>Scotch Magic tape</td><td>3M</td><td></td><td>any available width is sufficient</td></tr><tr><td>1.5 mm puncher </td><td>Harris Uni-Core</td><td>Z708836-25EA</td><td></td></tr><tr><td>.25% Trypsin-EDTA</td><td>Invitrogen</td><td>25200-056</td><td></td></tr><tr><td>FluoSpheres Sulfate Microspheres</td><td>Invitrogen</td><td>F8858</td><td>4.0 &amp;mu;m, red fluorescent (excitation wavelength 580/emission wavelength 605)</td></tr><tr><td>AZ 9260 photoresist </td><td>AZ Electronic Materials</td><td></td><td></td></tr><tr><td>AZ 400 K developer</td><td>AZ Electronic Materials</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Tetramethylammonium hydroxide (TMAH) 25% </td><td></td><td></td><td>provided by Virginia Tech cleanroom</td></tr><tr><td>Teflon coating</td><td></td><td></td><td>applied using DRIE machine</td></tr><tr><td>Silicon wafer</td><td>University Wafer</td><td>452</td><td>100 mm diameter, 500 &amp;mu;m thickness, one side polished (SSP) </td></tr><tr><td>Deep Reactive Ion Etching (DRIE)</td><td>Alcatrel</td><td>AMS SDE 100</td><td></td></tr></tbody></table>

label-free isolation and enrichment of cells through contactless dielectrophoresis

유전 (DEP)은 불균일 전기장에서 입자가 병진 운동을 겪는 편광되는 현상이며, 표면 마커 독립적 인 방식으로 미립자의 움직임을 지시 할 수있다. 전통적으로, DEP 장치 샘플 채널 패터닝 평면 금속 전극을 포함한다. 이 방법은 비용이 많이들 수 및 전문 클린 룸 환경을 필요로 할 수 있습니다. 최근 비접촉식 유전 (cDEP)라는 비접촉식 방법이 개발되었다. 이 방법은 직접 패터닝 유체 전극에 의해 전극과 샘플 사이의 접촉과 하나의 폴리 디메틸 실록산 (PDMS) 기판의 샘플 채널을 피하면서 DEP의 고전적인 원리를 활용 한 미세 입자를 정렬하고 풍성하게 디자인 된 빠른 미세 전략으로 응용 프로그램이 있습니다. 이 방법으로는 순 전계가 분리되어 도전성이 높은 액체를 포함하는 유체 전극 채널을 통해 생성된다는 것이다얇은 절연 장벽에 의해 샘플 채널. 금속 전극이 직접 샘플을 접촉하지 않기 때문에, 전기 분해, 전극의 박리 및 샘플의 오염을 방지 할 수 있습니다. 또한,이 저렴하고 간단한 제조 공정을 가능하게한다. cDEP 따라서 민감한 생물 입자를 조작하기에 적합하다. 입자에 작용하는 유전 영 힘은 장치의 형상 맞춤형 디자인으로 생성 전계의 공간 구배 있지만 셀의 극한 생물 리 학적 특성에 단지 의존한다. 따라서, cDEP 여전히 bioparticles의 특성, 농축 및 정렬을 허용하면서 가변적으로, 인구 내에서 표현 될 수있다 표면 발현 분자 생체에 따라 방지 라벨이없는 기술이다. 여기, 우리는 cDEP를 사용하여 제조와 실험의 기본을 보여줍니다. 우리는 부드러운 석판을 사용하여 cDEP 칩의 간단한 준비를 설명Y 기술. 우리는 입자 또는 세포, 유전 력이 제로하는 주파수의 크로스 오버 주파수를 특성화 실험 절차를 논의한다. 마지막으로, 우리는 난소 암 세포의 혼합물을 정렬 및 미소 구 (비즈)를 형광이 기술의 사용을 보여준다.

DEP는 전기장이있을 때 장치가 작동 확인을 위해 샘플 채널에서 질적으로 관찰해야한다. DEP의 존재를 테스트하는 한 가지 방법은 훨씬 강한 pDEP 및 NDEP이 예상되는 크로스 오버 주파수 pDEP 및 대부분의 포유 동물의 암세포 NDEP을 관찰하는 &lt;10 kHz의 사항을 지키지 (약&gt; 40 kHz에서의 값에 주파수를 조정하는 것입니다 ) 100 μS / cm의 전도도와 버퍼. 이는 불활성 미립자들은 크로스 오버 주파수보다 그 크로스 오버 주파수 이하 pDEP을 나타내고 NDEP 주목해야한다. 여기에 제시된 톱니 피쳐 형상 들어 pDEP 하부 시험 주파수에서하면서 NDEP, 진주 체인 및 채널의 톱니 피쳐 에지에서 세포 또는 입자 포커싱의 발생에 의해 지시, 높은 시험 주파수에서 셀 보여야 세포가 채널의 직선 가까이 지역에 제한 될 때 명백하다. 이러한 낮은 주파수에서, 세포리스 수때문에 일렉트로에 전자, 그래서 샘플은 적은 세포를 포함하는 나타날 수 있으며 효소 활성화 형광 염료를 사용하는 경우 볼 수 있습니다 그 사람들은 확대 또는 흐릿하게 나타날 수 있습니다. pDEP 및 NDEP이 발생하는 주파수를 확인하는 프로토콜의 설명에 따라 크로스 오버 주파수의 결정을 허용한다. 여기에 사용되는 등 MOSE-L과 같은 포유 동물의 암 세포를 위해, 우리는 60 kHz에서 (그림 5b)에서 5 kHz에서 (그림 5a)와 강력한 pDEP에 NDEP을 관찰했다. MOSE-L 세포는 17.7 ± 3.3 μm의 (N = 268 세포)의 직경을 가지고 있었고, 구슬은 4 μm의 공칭 직경이있다. 진행의 초기 단계에있는 MOSE 세포에 비해 MOSE-L 세포의 유전 특성의 전체 분석 Salmanzadeh 등. (33)에 의해 최근 연구에서 찾을 수 있습니다 pDEP 및 NDEP는 이러한 극단에서 관찰되지 않은 경우, 여러 가지 문제가 발생 될 수있다. 샘플 전도도로 인해 오염 물질 또는 세포 용해시키기에 너무 높을 수 있습니다. INSUFFICIENT 전계 인해 샘플 채널 경계 채널 부분에 전류의 전도를 방지 유체 전극 채널에 갇힌 기포로 생성 될 수있다. 비정상 흐름은 충분한 시간 동안 진공 장치를 유지하지 않거나 빨리 인해에 제대로 결합 PDMS의 박리를 진공 누설 제거에 장치를 충전하지 인한 거품, 주사기 또는 입구 관에 갇혀 거품으로 인해 발생할 수 있습니다 펌프의 작동 범위의 극단에 채널을 작성 또는 유속 때 유리 슬라이드, 과도한 힘을 배리어 막에 눈물 가해. 세포의 크로스 오버 주파수를 결정하는 것에 더하여, 본 기술은 MOSE-L 세포 및 비드의 혼합물에 의해 여기에 예시 된 혼합물을 정렬하는 데 사용될 수있다. 이 예는 MOSE-L 세포가 긍정적 인 유전 (pDEP)를 경험 주파수에서 4 μm의 구슬에 의해 전시 된 음의 유전 (NDEP)을 활용합니다. 우리는 오200 V RMS 및 10 kHz의 (그림 6a)에서 장치를 perated 그들이 NDEP을 경험으로 세포와 구슬이 모두 혼합 한 것을 관찰했다. 비즈 두 성분 (도 6b)로 혼합물의 분리를 가능 채널의 하부에 한정 동안 50 kHz에서 우리는 채널의 상부에 MOSE L-세포의 움직임을 관찰했다. <img alt="그림 5" src="/files/ftp_upload/50634/50634fig5.jpg" fo:content-width="6in" fo:src="/files/ftp_upload/50634/50634fig5highres.jpg"/> 그림 5. MOSE-L 세포의 위치는인가 전계의 주파수를 변경함으로써 조작된다. 사진은 샘플 채널에서 최종 톱니 기능에서 찍은 것으로 유체 전극 우측 모서리에 위치한다. 이들은 PBS가 채널을 시각화하는 형광을 로다 민 B를 함유로 채워진다. (a) MOSE-L 세포는 200 V RMS에서 NDEP 발생할<html> 5 kHz에서. (B) MOSE-L 세포는 200 V RMS 및 60 kHz에서 진주 체인과 pDEP을 경험한다. <a href="https://jove.unicartagenaproxy.elogim.com/files/ftp_upload/50634/50634fig5highres.jpg" target="_blank">큰 그림을 보려면 여기를 클릭하십시오</a> . <img alt="그림 6" src="/files/ftp_upload/50634/50634fig6.jpg" fo:content-width="6in" fo:src="/files/ftp_upload/50634/50634fig6highres.jpg"/> 그림 6. MOSE-L 세포 (녹색) 및 4 ㎛의 비드 (레드)의 혼합물을 200 V에서 (a). 저주파 cDEP 장치의 샘플 채널에서 최종 톱니 기능을 통해 유동하고 10 kHz의 세포 및 비드를 혼합한다. 화살표는 200 V에서 (B). 희미 가능성이 낮기 때문에 주파수 조건에 죽은 세포를 게재하는 포인트와 50 kHz의 세포는 pDEP을 경험하고 채널의 기능을 가장자리로 이동, 비즈 NDEP을 경험하면서 지역의 가까이에 국한 유지 직선.p_upload/50634/50634fig6highres.jpg &quot;대상 =&quot;_blank &quot;&gt; 큰 그림을 보려면 여기를 클릭하십시오.

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Label-free Isolation and Enrichment of Cells Through Contactless Dielectrophoresis

비접촉 유전 (cDEP)는 자신의 고유 유전 특성을 통해 정렬 및 입자의 농축 달성한다. 유체 전극 채널 살균 특성을 비 손상 및 생물학적 입자의 정렬에 cDEP 양복지, DEP에 대한 기존의 금속 전극을 교체합니다. 우리는 cDEP의 마이크로 디바이스를 준비하고 세포의 특성 및 정렬 실험을 수행하는 방법을 보여줍니다.

비접촉식 유전을 통해 라벨이없는 분리 및 세포의 농축

Dielectrophoresis (DEP) is the phenomenon by which polarized particles in a non-uniform electric field undergo translational motion, and can be used to ...

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Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Medicine

15.9K 조회수.  Virginia Tech.  비접촉 유전 (cDEP)는 자신의 고유 유전 특성을 통해 정렬 및 입자의 농축 달성한다. 유체 전극 채널 살균 특성을 비 손상 및 생물학적 입자의 정렬에 cDEP 양복지, DEP에 대한 기존의 금속 전극을 교체합니다. 우리는 cDEP의 마이크로 디바이스를 준비하고 세포의 특성 및 정렬 실험을 수행하는 방법을 보여줍니다. 

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A Method of Targeted Cell Isolation via Glass Surface Functionalization

One of the limiting factors to the adoption and advancement of personalized medicine is the inability to develop diagnostic tools to probe individual nuances in expression from patient to patient. Current methodologies that try to separate cells to fill this niche result in disruption of physiological expression, making the separation technique useless as a diagnostic tool. In this protocol, we describe the functionalization and optimization of a surface for the cellular capture and release. This functionalized surface integrates biotinylated antibodies with a glass surface functionalized with an aminosilane (APTES), desthiobiotin and streptavidin. Cell release is facilitated through the introduction of biotin, allowing the recollection and purification of cells captured by the surface. This release is done through the targeting of the secondary moiety desthiobiotin, which results in a much more gentle release paradigm. This reduction in harsh reagents and shear forces reduces changes in cellular expression. The functionalized surface captures up to 80% of cells in a single cell mixture and has demonstrated 50% capture in a dual-cell mixture. Applications of this technology to xenografts and cancer separation studies are investigated. Quantification techniques for surface verification such as plate reader and ImageJ analyses are described as well.

This protocol describes customizable surface functionalization of the desthiobiotin, streptavidin, and APTES system in order to isolate specific cell types of interest. In addition, this manuscript covers the applications, optimization, and verification of this process.

유리 표면 기능화를 통해 표적 세포 격리 방법

One of the limiting factors to the adoption and advancement of personalized medicine is the inability to develop diagnostic tools to probe individual ...

연구

암 연구학

Separating Beads and Cells in Multi-channel Microfluidic Devices Using Dielectrophoresis and Laminar Flow

Microfluidic devices have advanced cell studies by providing a dynamic fluidic environment on the scale of the cell for studying, manipulating, sorting and counting cells. However, manipulating the cell within the fluidic domain remains a challenge and requires complicated fabrication protocols for forming valves and electrodes, or demands specialty equipment like optical tweezers. Here, we demonstrate that conventional printed circuit boards (PCB) can be used for the non-contact manipulation of cells by employing dielectrophoresis (DEP) for bead and cell manipulation in laminar flow fields for bioactuation, and for cell and bead separation in multichannel microfluidic devices. First, we present the protocol for assembling the DEP electrodes and microfluidic devices, and preparing the cells for DEP. Then, we characterize the DEP operation with polystyrene beads. Lastly, we show representative results of bead and cell separation in a multichannel microfluidic device. In summary, DEP is an effective method for manipulating particles (beads or cells) within microfluidic devices.

Dielectrophoresis (DEP) is an effective method to manipulate cells. Printed circuit boards (PCB) can provide inexpensive, reusable and effective electrodes for contact-free cell manipulation within microfluidic devices. By combining PDMS-based microfluidic channels with coverslips on PCBs, we demonstrate bead and cell manipulation and separation within multichannel microfluidic devices.

멀티 채널 Microfluidic 장치에서 분리 비즈와 세포 Dielectrophoresis와 층류를 사용하여

Microfluidic devices have advanced cell studies by providing a dynamic fluidic environment on the scale of the cell for studying, manipulating, sorting ...

생체공학

Development of a 3D Graphene Electrode Dielectrophoretic Device

The design and fabrication of a novel 3D electrode microdevice using 50 &#181;m thick graphene paper and 100 &#181;m double sided tape is described. The protocol details the procedures to construct a versatile, reusable, multiple layer, laminated dielectrophoresis chamber. Specifically, six layers of 50 &#181;m x&#160;0.7 cm x&#160;2 cm graphene paper and five layers of double sided tape were alternately stacked together, then clamped to a glass slide. Then a 700 &#956;m diameter micro-well was drilled through the laminated structure using a computer-controlled micro drilling machine. Insulating properties of the tape layer between adjacent graphene layers were assured by resistance tests. Silver conductive epoxy connected alternate layers of graphene paper and formed stable connections between the graphene paper and external copper wire electrodes. The finished device was then clamped and sealed to a glass slide. The electric field gradient was modeled within the multi-layer device. Dielectrophoretic behaviors of 6 &#956;m polystyrene beads were demonstrated in the 1 mm deep micro-well, with medium conductivities ranging from 0.0001 S/m to 1.3 S/m, and applied signal frequencies from 100 Hz to 10 MHz. Negative dielectrophoretic responses were observed in three dimensions over most of the conductivity-frequency space and cross-over frequency values are consistent with previously reported literature values. The device did not prevent AC electroosmosis and electrothermal flows, which occurred in the low and high frequency regions, respectively. The graphene paper utilized in this device is versatile and could subsequently function as a biosensor after dielectrophoretic characterizations are complete.

A microdevice with high throughput potential is used to demonstrate three-dimensional (3D) dielectrophoresis (DEP) with novel materials. Graphene nanoplatelet paper and double sided tape were alternately stacked; a 700 &#956;m micro-well was drilled transverse to the layers. DEP behavior of polystyrene beads was demonstrated in the micro-well.

3D 그래 핀 전극 유전 영동 장치의 개발

The design and fabrication of a novel 3D electrode microdevice using 50 &#181;m thick graphene paper and 100 &#181;m double sided tape is described. The ...

공학

Isolation and Enrichment of Liver Progenitor Subsets Identified by a Novel Surface Marker Combination

During chronic liver injuries, progenitor cells expand in a process called ductular reaction, which also entails the appearance of inflammatory cellular infiltrate and epithelial cell activation. The progenitor cell population during such inflammatory reactions has mostly been investigated using single surface markers, either by histological analysis or by flow cytometry-based techniques. However, novel surface markers identified various functionally distinct subsets within the liver progenitor/stem cell compartment. The method presented here describes the isolation and detailed flow cytometry analysis of progenitor subsets using novel surface marker combinations. Moreover, it demonstrates how the various progenitor cell subsets can be isolated with high purity using automated magnetic and FACS sorting-based methods. Importantly, novel and simplified enzymatic dissociation of the liver allows for the isolation of these rare cell populations with a high viability that is superior in comparison to other existing methods. This is especially relevant for further studying progenitor cells in vitro or for isolating high-quality RNA to analyze the gene expression profile.

Liver injuries are accompanied by progenitor cell expansion that represents a heterogeneous cell population. Novel classification of this cellular compartment allows for the distinguishing of multiple subsets. The method described here illustrates the flow cytometry analysis and high purity isolation of various subsets that can be used for further assays.

분리 및 소설 표면 마커 조합에 의해 확인 된 간 전구 부분 집합의 농축

During chronic liver injuries, progenitor cells expand in a process called ductular reaction, which also entails the appearance of inflammatory cellular ...

발생학

A Microfluidic Platform for High-throughput Single-cell Isolation and Culture

Studying the heterogeneity of single cells is crucial for many biological questions, but is technically difficult. Thus, there is a need for a simple, yet high-throughput, method to perform single-cell culture experiments. Here, we report a microfluidic chip-based strategy for high-efficiency single-cell isolation (~77%) and demonstrate its capability of performing long-term single-cell culture (up to 7 d) and cellular heterogeneity analysis using clonogenic assay. These applications were demonstrated with KT98 mouse neural stem cells, and A549 and MDA-MB-435 human cancer cells. High single-cell isolation efficiency and long-term culture capability are achieved by using different sizes of microwells on the top and bottom of the microfluidic channel. The small microwell array is designed for precisely isolating single-cells, and the large microwell array is used for single-cell clonal culture in the microfluidic chip. This microfluidic platform constitutes an attractive approach for single-cell culture applications, due to its flexibility of adjustable cell culture spaces for different culture strategies, without decreasing isolation efficiency.

Here, we present a protocol for isolating and culturing single cells with a microfluidic platform, which utilizes a new microwell design concept to allow for high-efficiency single cell isolation and long-term clonal culture.

높은 처리량 단일 세포의 분리 및 문화를위한 미세 유체 플랫폼

Studying the heterogeneity of single cells is crucial for many biological questions, but is technically difficult. Thus, there is a need for a simple, yet ...

Microfluidic Buffer Exchange for Interference-free Micro/Nanoparticle Cell Engineering

Engineering cells with active-ingredient-loaded micro/nanoparticles (NPs) is becoming an increasingly popular method to enhance native therapeutic properties, enable bio imaging and control cell phenotype. A critical yet inadequately addressed issue is the significant number of particles that remain unbound after cell labeling which cannot be readily removed by conventional centrifugation. This leads to an increase in bio imaging background noise and can impart transformative effects onto neighboring non-target cells. In this protocol, we present an inertial microfluidics-based buffer exchange strategy termed as Dean Flow Fractionation (DFF) to efficiently separate labeled cells from free NPs in a high throughput manner. The developed spiral microdevice facilitates continuous collection (&#62;90% cell recovery) of purified cells (THP-1 and MSCs) suspended in new buffer solution, while achieving &#62;95% depletion of unbound fluorescent dye or dye-loaded NPs (silica or PLGA). This single-step, size-based cell purification strategy enables high cell processing throughput (106 cells/min) and is highly useful for large-volume cell purification of micro/nanoparticle engineered cells to achieve interference-free clinical application.

This protocol describes the use of an inertial microfluidics-based buffer exchange strategy to purify micro/nanoparticle engineered cells with efficient depletion of unbound particles.

간섭이없는 마이크로 / 나노 입자의 세포 공학을위한 미세 유체 버퍼 교환

Engineering cells with active-ingredient-loaded micro/nanoparticles (NPs) is becoming an increasingly popular method to enhance native therapeutic ...

Microfluidic Device for the Separation of Non-Metastatic (MCF-7) and Non-Tumor (MCF-10A) Breast Cancer Cells Using AC Dielectrophoresis

Dielectrophoretic devices are capable of the detection and manipulation of cancer cells in a label-free, cost-effective, robust, and accurate manner using the principle of the polarization of the cancer cells in the sample volume by applying an external electric field. This article demonstrates how a microfluidic platform can be utilized for high-throughput continuous sorting of non-metastatic breast cancer cells (MCF-7) and non-tumor breast epithelial cells (MCF-10A) using hydrodynamic dielectrophoresis (HDEP) from the cell mixture. By generating an electric field between two electrodes placed side-by-side with a micron-sized gap between them in an HDEP microfluidic chip, non-tumor breast epithelial cells (MCF-10A) can be pushed away, exhibiting negative DEP inside the main channel, while the non-metastatic breast cancer cells follow their course unaffected when suspended in cell medium due to having conductivity higher than the membrane conductivity. To demonstrate this concept, simulations were performed for different values of medium conductivity, and the sorting of cells was studied. A parametric study was carried out, and a suitable cell mixture conductivity was found to be 0.4 S/m. By keeping the medium conductivity fixed, an adequate AC frequency of 0.8 MHz was established, giving maximum sorting efficiency, by varying the electric field frequency. Using the demonstrated method, after choosing the appropriate cell mixture suspension medium conductivity and frequency of the applied AC, maximum sorting efficiency can be achieved.

Microfluidic Device for the Separation of Non-Metastatic MCF-7 and Non-Tumor MCF-10A Breast Cancer Cells Using AC Dielectrophoresis

Breast cancer cells exhibit different dielectric properties compared to non-tumor breast epithelial cells. It has been hypothesized that, based on this difference in dielectric properties, the two populations can be separated for immunotherapy purposes. To support this, we model a microfluidic device to sort MCF-7 and MCF-10A cells.

Dielectrophoretic devices are capable of the detection and manipulation of cancer cells in a label-free, cost-effective, robust, and accurate manner using ...

Isolation and Activation of Murine Lymphocytes

B and T cells, with their extremely diverse antigen-receptor repertoires, have the ability to mount specific immune responses against almost any invading pathogen1,2. Understandably, such intricate abilities are controlled by a large number of molecules involved in various cellular processes to ensure timely and spatially regulated immune responses3. Here, we describe experimental procedures that allow rapid isolation of highly purified murine lymphocytes using magnetic cell sorting technology. The resulting purified lymphocytes can then be subjected to various in vitro or in vivo functional assays, such as the determination of lymphocyte signaling capacity upon stimulation by immunoblotting4 and the investigation of proliferative abilities by 3H-thymidine incorporation or carboxyfluorescein diacetate succinimidyl ester (CFSE) labeling5-7. In addition to comparing the functional capacities of control and genetically modified lymphocytes, we can also determine the T cell stimulatory capacity of antigen-presenting cells (APCs) in vivo, as shown in our representative results using transplanted CFSE-labeled OT-I T cells.

Lymphocytes are the major players in adaptive immune responses. Here, we present a lymphocyte purification protocol to determine the physiological functions of the desired molecules in lymphocyte activation in vitro and in vivo. The described experimental procedures are suitable for comparing functional capacities between control and genetically modified lymphocytes.

분리 및 쥐 림프구의 활성화

B and T cells, with their extremely diverse antigen-receptor repertoires, have the ability to mount specific immune responses against almost any invading ...

면역학 및 감염병학

Photodegradable Hydrogel Interfaces for Bacteria Screening, Selection, and Isolation

Biologists have long attempted to understand the relationship between phenotype and genotype. To better understand this connection, it is crucial to develop practical technologies that couple microscopic cell screening with cell isolation at high purity for downstream genetic analysis. Here, the use of photodegradable poly(ethylene glycol) hydrogels for screening and isolation of bacteria with unique growth phenotypes from heterogeneous cell populations is described. The method relies on encapsulating or entrapping cells with the hydrogel, followed by culture, microscopic screening, then use of a high-resolution light patterning tool for spatiotemporal control of hydrogel degradation and release of selected cells into a solution for retrieval. Applying different light patterns allows for control over the morphology of the extracted cell, and patterns such as rings or crosses can be used to retrieve cells with minimal direct UV light exposure to mitigate DNA damage to the isolates. Moreover, the light patterning tool delivers an adjustable light dose to achieve various degradation and cell release rates. It allows for degradation at high resolution, enabling cell retrieval with micron-scale spatial precision. Here, the use of this material to screen and retrieve bacteria from both bulk hydrogels and microfabricated lab-on-a-chip devices is demonstrated. The method is inexpensive, simple, and can be used for common and emerging applications in microbiology, including isolation of bacterial strains with rare growth profiles from mutant libraries and isolation of bacterial consortia with emergent phenotypes for genomic characterizations.

The use of photodegradable hydrogels to isolate bacterial cells by utilizing a high-resolution light pattering tool is reported. Essential experimental procedures, results, and advantages of the process are reviewed. The method enables rapid and inexpensive isolation of targeted bacteria showing rare or unique functions from heterogeneous communities or populations.

박테리아 스크리닝, 선택 및 격리를 위한 광분해성 하이드로겔 인터페이스

Biologists have long attempted to understand the relationship between phenotype and genotype. To better understand this connection, it is crucial to ...

Light-Induced Dielectrophoresis for Characterizing the Electrical Behavior of Human Mesenchymal Stem Cells

Human mesenchymal stem cells (hMSCs) offer a patient-derived cell source for conducting mechanistic studies of diseases or for several therapeutic applications. Understanding hMSC properties, such as their electrical behavior at various maturation stages, has become more important in recent years. Dielectrophoresis (DEP) is a method that can manipulate cells in a nonuniform electric field, through which information can be obtained about the electrical properties of the cells, such as the cell membrane capacitance and permittivity. Traditional modes of DEP use metal electrodes, such as three-dimensional electrodes, to characterize the response of cells to DEP. In this paper, we present a microfluidic device built with a photoconductive layer capable of manipulating cells through light projections that act as in situ virtual electrodes with readily conformable geometries. A protocol is presented here that demonstrates this phenomenon, called light-induced DEP (LiDEP), for characterizing hMSCs. We show that LiDEP-induced cell responses, measured as cell velocities, can be optimized by varying parameters such as the input voltage, the wavelength ranges of the light projections, and the intensity of the light source. In the future, we envision that this platform could pave the way for technologies that are label-free and perform real-time characterization of heterogeneous populations of hMSCs or other stem cell lines.

Here, we present light-induced dielectrophoresis as a label-free approach for characterizing heterogeneous cell lines, specifically human mesenchymal stem cells (hMSCs). This paper describes a protocol for using and optimizing a microfluidic device with a photoconductive layer to characterize the electrical behavior of hMSCs without altering their native state.