관대 시작 - 자금 생명 공학과에서 워싱턴 대학, 시스템 신경 과학 교부금, 해군 연구 교부금 Office 용 맥도넬 센터 (권한 부여 # : N000141210089) BR에 저자는이 일을 자금에 대해 다음을 감사드립니다

1. 냄새 준비 및 배달 <ol><li> 원하는 농도 수준을 달성하기 위해 볼륨으로 미네랄 오일에서 냄새 솔루션을 희석. 60 ML 유리 병에 미네랄 오일과 odorant의 20 ML의 혼합물을 저장합니다. 입구와 출구 라인을 제공하기 위해, 고무 마개 (게이지 19), 상단에서 하단의 하나는 다른에이 주사기 바늘을 삽입합니다. 이 고무 마개로 유리 병을 봉쇄하고 유입 라인 (그림 1A)에 필터 활성탄을 설계 사용자 정의를 첨부합니다. </li><li> 탄소 필터는 두 6 ML의 주사기를 사용하여 이루어집니다. 반으로 주사기를 잘라 플런저 끝을 폐기합니다. 열 수축 튜브를 사용하여 같이 연결하기 전에 면화, 활성탄과 남은 조각을 각각 입력합니다. </li><li> 안테나를 통해 일정한 공기 흐름을 제공 플라스틱 튜브 (Nalgene FEP 관, ID 5.8 mm) (그림 1B에 냄새 병 (폴리에틸렌 관, ID 0.86 mm를 사용하여)의 출구 선을 연결 </st롱&gt;). </li><li> 메뚜기 안테나 몇 cm에 배치 플라스틱 튜브를 사용하여 메뚜기를 향해, ​​직접 탄소 필터링, dehumidified 항공 (흐름 속도, 0.75 L / 분 캐리어 가스). </li><li> 악취 자극은 병의 냄새 솔루션 위의 정적 헤드 스페이스의 일정한 볼륨을 (0.1 L / 분) 치환. 이것은 피코 - 펌프를 (WPI, PV-820)를 사용하여 병에 dehumidified 공기의 동일한 양을 주입에 의해 달성된다. 냄새 병에서 증기는 공기 튜브 (그림 1B)로 출구 라인을 통해 이동합니다. </li><li> ~ 10cm 메뚜기 안테나 뒤에 진공 유입 경로를 배치하여 제공 냄새 증기를 제거합니다. </li></ol> 2. 싱글 Sensillum 기록에 대한 메뚜기 안테나 준비 <ol><li> 완전 성숙한 날개와 섹스 중의 젊은 성인 메뚜기을 선택할 수 있지만 이전에 결합 단계에 붐비는 식민지에서. 메뚜기을 억제하려면 먼저 해당 다리를 절단. 조직 접착제 (Vetbond, 3M)로 절단 사이트를 밀봉합니다. 보안 t(그림 2A)는 가슴 주위를 장식 전기 테이프의 작은 조각을 사용하여 사용자 정의 설계 챔버에 그는 메뚜기. </li><li> 해부 현미경에서 안테나 게재 위치에 대한 왁스 플랫폼 (그림 2A)에 얕은 홈을합니다. 홈에 안테나를 배치하고 안테나의 두 끝 (그림 2B, electrowaxer이 왁스를 용해하는 데 사용됩니다)에서 바틱 왁스를 사용하여 안정. </li><li> 가슴 (~ 1cm 거리에 머리에서)에 접지 전극 (chlorided 실버 와이어를) 삽입합니다. 모두 인감 절개 사이트에 바틱 왁스를 사용하여 장소 (그림 2A)의 접지 와이어를 개최. </li></ol> 3. 싱글 Sensillum 기록은 강한 수용체 뉴런 (ORNs)에서 냄새 evoked 응답을 모니터링 할 <ol><li> 진동 절연 테이블 (TMC) (그림 3A)에 stereomicroscope (Leica M205C)에서 안정화 메뚜기 안테나를 배치합니다. 녹음 sensillum의 기본은 명확 있는지 확인통증이 표시 (그림 3B). </li><li> 붕규산 유리 모세관 튜브를 (OD 1.2 mm, ID 0.69 mm)를 사용하여 유리 전극을 (메뚜기와 생리 9, 팁 직경 1-3 μm을 가득 MΩ 임피던스 3-10) 조작하는 micropipette 풀러 (셔터 P-1000)를 사용합니다. </li><li> 동력 micromanipulator (셔터 MP-285)에 연결되어 micropipette 홀더에 유리 전극을 배치합니다. 부드럽게 sensillum (그림 3B)의베이스에 전극을 삽입합니다. 각 sensillum은 메뚜기 10 3-50 ORNs를 포함 할 수 있습니다. </li><li> AC 증폭기 (잔디 P-55)를 사용하여 신호를 (10,000 회) 확대. 0.3 사이의 신호 필터 - 10.0 kHz로하고 데이터 수집 시스템을 사용하여 15 kHz에서 샘플링 속도 (그림 3D) (LabView, PCI-미오-16E-4 DAQ 카드, 내쇼날 인스트루먼트)에 취득. </li></ol> 4. Antennal 엽과 버섯 바디 레코딩을위한 메뚜기 분해 절차 <ol><li> restraini에 따라NG 절차는 섹션 2.1에 설명되어 있습니다. 그림 4A 및 B에 도시 된 바와 같이 맞춤 디자인 실에있는 메뚜기를 배치합니다. </li><li> 동안 생리 perfuse 및 분해 절차 후 메뚜기의 머리 주위에 왁스 컵을 구축합니다. 왁스 컵은 입 부분 위에 시작하고 그림 4C 같이 두 안테나 사이의 지역을 포함한 화합물 눈을 넘어 확장해야합니다. </li><li> 안테나는 왁스 컵을 통과 할 수 있도록하려면, 플라스틱 (폴리에틸렌) 튜브를 (길이 5mm, ID 0.86 mm)을 사용하여 양쪽에 작은 터널을 만들 수 있습니다. 플라스틱 튜브는 왁스 컵을 통해 슬라이드 수 있는지 확인하십시오. 후자는 단단히 플라스틱 튜브 주위에 래핑 고무 가스켓을 사용하여 달성된다하지만 왁스 컵 (그림 4C)에 부착된다. </li><li> 에폭시 수지를 사용 플라스틱 튜브의 바닥 끝으로 안테나의 기반을 첨부합니다. 이 단계는 안테나가도 주변 이후에 개최되는 보장표피가 제거됩니다. </li><li> 이 시점부터 생리 식염수 9로 가득 왁스 컵세요. 두 안테나 (anteroposterior 축 정렬 직사각형의 긴 쪽) 사이에있는 중앙 직사각형 영역을 제거하여 시작합니다. 그 후, 안테나 (그림 4D)의 기지에있는 화합물 눈과 큐티클을 방해하지 않으면 서 주변 지역의 표피를 제거합니다. </li><li> 고급 집게를 사용 부드럽게 공기 주머니와 뇌를 둘러싼 지방의 시체를 제거합니다. 이 단계의 끝에서 메뚜기 뇌는 명확하게 (그림 4D) 볼 수 있어야합니다. 후각 정보 (빛 노란색 착색 포함) 처리하는 뇌 영역이 두 안테나 사이에 자리 잡고 있습니다되는지 확인합니다. </li><li> 메뚜기에 내장은 뇌 아래에서 몸의 길이를 따라 실행됩니다. 잠재적 준비를 불안정에서 창자의 움직임을 방지하기 위해 부드럽게 foregut을 뽑아 고급 가위를 사용하여 잘라. 복부에 작은 절개를합니다 단지항문 위 굵은 집게로 hindgut을 당겨 내장을 제거합니다. 생리 누출을 방지하기 위해, 봉합 스레드와 절개 사이트에 바로 앞쪽에 복부를 묶어. </li><li> 그림 4D와 같이 전기 생리학 동안 뇌를 제고 11을 안정화하는 왁스의 벌금 층으로 코팅 얇은 철사로 만든 작은 플랫폼을 사용합니다. </li><li> 곤충 뇌는 사전 실험 제거 할 필요가 얇은 절연 피복이 적용됩니다. desheath으로는 뇌가, 부드럽게 잘 포셉에게 9를 사용 뇌의 표면에 효소의 작은 금액 (0.3-0.4 MG 프로테아제, 시그마 알드리치) 확산. 효소 응용 프로그램의 ~ 5-10 초 후, 식염수에 철저하게 뇌를 씻어. 초 미세 집게를 사용하여 매우 부드럽게 찔러과 피복을 뽑아 이후가 기록 위치 (AL 및 메가바이트, 그림 4E, F 참조)를 통해 엽니 다 찢어. </li></ol> 5. 멀티 단위 Antennal 엽의 녹음과버섯 바디 <ol><li> 진동 절연 테이블에 배치 붐 스탠드에서 일시 중지 stereomicroscope에서 메뚜기 준비 (그림 5A)를 배치합니다. </li><li> 실험을하는 동안 일정한 생리 재관류 율을 (0.04 L / 시간에 대한) 유지합니다. 접지 전극으로 염분이 가득한 왁스 컵에 익숙해 chlorided은 와이어를 사용하십시오. </li><li> PN 녹음를 들어, 16 채널 실리콘 프로브를 (NeuroNexus 기술, 항목 # A2x2-tet-3mm-150-150-121 - A16, 그림 5B)을 사용합니다. 전에 각각의 실험에, 200-300 kΩ 범위에서 임피던스를 달성하기위한 금 전극을 전기 도금. 전기 도금을위한 그림 7에 표시된 회로를 사용합니다. </li><li> 가까운 antennal 엽의 표면에 전극을 배치하고 부드럽게 수동 micromanipulator (WPI, M3301R)을 (그림 5D)를 사용하여 조직에 삽입. </li><li> ~ 10 μm 단계에서 전극을 부활 시켰습니다. 각 단계 2-3 분을 기다려야하고 취득을 평가D 신호 품질. 이상적인 기록 사이트에서, 세포 신호는 여러 기록 채널에 의해 픽업되며, 높은 신호 대 잡음 비율 (SNR&gt; 3-5 번 잡음 SDS)를해야합니다. </li><li> KC 녹음를 들어, 주문 제작 트위스트 와이어 tetrode (; 제 6 항에 제시된 단계별 제작 과정 그림 5C)을 사용합니다. 단계 5.3에서 논의 이러한 전극을 전기 도금. KC somata이 메가바이트 8 얕은 층으로 제한되면서 MB (그림 5E 호야)의 표면에 tetrode를 놓습니다. </li><li> 간략하게 그림 5A와 같이 PN과 KC 녹음 모두 동일한 메뚜기 준비에서 동시에 만들 수 있습니다. </li><li> 전극의 안정화를 허용하도록 기록 위치를 찾는 후 최소 15 분 동안 기다리십시오. </li><li> 0.3-6 kHz에서 사이 필터를 15 kHz에서에서 모든 세포 신호를 취득하고, 16 채널 AC 증폭기 (생물 전자 숍, 칼 테크, 패서 디나, CA)를 사용하여 (10,000 회) 증폭 (그림 6A, B). </li></ol> 6. KC 레코딩에 대한 일그러진 와이어 전극을 만들려면 절차 <ol><li> KC 녹음을위한 다중 유닛 전극을 설계, 절연 니켈 크롬 와이어 (RO800, 0.0005 &quot;필라멘트) 8을 사용합니다. </li><li> 팔 전극이 원하는 경우 다음 골판지 4 회의 10-15센티미터 긴 부분 주위에 와이어를 감아. 판지의 끝은 전선을 절단에서 가장자리를 방지하기 위해 플라스틱 튜브으로 덮여 할 수 있습니다. 포장하는 동안, 작은 여유가 있는지 확인하지만, 와이어의 긴장 늦추지 있지 않도록하십시오. 쉽게 끊어으로주의 깊게 와이어를 처리합니다. </li><li> 판지의 상단에있는 전선 뭉치 함께하고 함께 개최 할 테이프의 조각 (시간 테이프, T-534-RP)을 사용합니다. 다른 쪽 끝에서 가닥을 자른다. 절단 끝뿐만 아니라 테이프의 다른 부분을 사용하여에서 와이어 가닥 및 그룹의 와이어를 제거합니다. </li><li> 털 (~ 72 레브 / 3 분 함께 titer 판 흔드는 (열 과학, 모델 4625Q)를 바람 사용한 트위스트 와이어를 형성하는 분). 테이프 가닥의 아래쪽은 titer 판 로터에 이어 할 수 있으며, 상단은 붐 스탠드로 클립 할 수 있습니다. 구불 구불 한 동안 와이어 아직 긴장하지, 작은 여유가 있어야합니다. </li><li> 함께 개별 가닥를 심어 하나의 와이어를 형성 할 수있는 열 총 (Weller 6966C)와 함께 절연 제를 용해. 와이어의 길이에 걸쳐 3-4 속도가 느린 패스 (3-4 초 각각) 가열 함께 가닥을 융합하기에 충분해야합니다. 그런 다음 하단에서 와이어를 공개하고 휴식 할 수 있습니다. 테이프를 제거 할 수있는 끝 근처의 전선을 잘라. </li><li> 5~6센티미터 긴 유리 모세관 튜브 (OD 1.0 mm, ID 0.58 mm)를 통해 와이어의 한쪽 끝을 삽입합니다. 고급 핀셋을 사용하여 한쪽 끝에서 트위스트 와이어를 분리 애무 해줘 매우 간단히 불을 사용하여 끝을 횃불로 코팅을 제거합니다. 이 단계를주의 깊게 수행해야하며 너무 오래 불에 와이어를 노출하면 가닥이 녹기와 얽힌하게됩니다. </li><li> 부드럽게 골조 끝에 8 가닥을 분리8 핀 IC 소켓에 별도로 차 솔더는 각 스트랜드. 코트 에폭시와 IC 소켓의 상단은 가닥과 장소에 모세관 유리를 개최합니다. 또한 장소 (그림 5C)에 와이어를 개최 할 모세관의 다른 쪽 끝에서 에폭시의 작은 방울을 배치합니다. </li><li> 마지막으로, 모세관 팁에서 0.5 cm에 대한 탄화 가위로 45도 각도로 와이어의 끝을 잘라. </li></ol>

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관심 없음 충돌이 선언 없습니다.

대부분의 감각 자극이 뉴런의 ensembles 분산 된 조합 반응을 그대로 보여주고 있습니다. 따라서, 다중 신경 활동의 동시 모니터링 정보가 뇌의 신경 회로에 의해 표현 및 처리 방법에 자극 - 특정 이해 할 필요가 있습니다. 여기, 우리는 곤충 후각 경로를 따라 처음 세 개의 처리 센터에서 냄새 evoked 응답을 특성화하기 위해 세포 다중 단위 기록 기술을 보여주고 있습니다. 우리는 여기서 제시 기법 ?...

<table border="1"><tbody><tr><td> 이름 </td><td> 회사 </td><td> 카탈로그 번호 </td><td> 코멘트 </td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> 전기 생리학 장비 </td></tr><tr><td> AC 증폭기 </td><td> GRASS </td><td> 모델 P55 </td><td> 단일 sensillum 녹음을위한 </td></tr><tr><td> 오디오 모니터 (모델 3300) </td><td> AM 시스템 </td><td> 940000 </td><td></td></tr><tr><td> 16 채널 사전 증폭기 및 증폭기를 주문 제작 </td><td> 칼. 기술. 생물 전자 상점 </td><td></td><td> AL 및 메가바이트 레코딩을위한 </td></tr><tr><td> 데이터 수집 장치 </td><td> 내쇼날 인스트루먼트 </td><td> BNC-2090 </td><td></td></tr><tr><td> 광섬유 조명 </td><td> WPI </td><td> SI-72-8 </td><td> &lt;/ TD&gt; </tr><tr><td> 광원 115 V </td><td> WPI </td><td> 노바 </td><td></td></tr><tr><td> 수동 micromanipulator </td><td> WPI </td><td> M3301R </td><td> 메뚜기 뇌 레코딩을위한 </td></tr><tr><td> 붐 스탠드에 Stereomicroscope1 </td><td> Leica </td><td> M80 </td><td> 메뚜기 뇌 레코딩을위한 </td></tr><tr><td> Stereomicroscope2 </td><td> Leica </td><td> M205C </td><td> 단일 sensillum 녹음을위한 </td></tr><tr><td> 진동 절연 표 </td><td> TMC </td><td> 63-500 시리즈 </td><td></td></tr><tr><td> 동력 micromanipulator </td><td> 셔터 악기 </td><td> MP285 / T </td><td></td></tr><tr><td> 오실로스코프 </td><td> 텍트로닉스 </td><td> TD2014B </td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> 전극 / 건설 도구 &lt;/ TD&gt; </tr><tr><td> 16 채널 전극 </td><td> NeuroNexus </td><td> A2x2-tet-3mm - 150-121 </td><td> antennal 엽 녹음을위한 </td></tr><tr><td> 필라멘트, ID 0.69 mm로 붕규산 모세관 튜브 </td><td> 셔터 악기 </td><td> BF120-69-10 </td><td> 유리 전극을 만들기위한 </td></tr><tr><td> Micropipette 풀러 </td><td> 셔터 악기 </td><td> P-1000 </td><td></td></tr><tr><td> 함수 발생기 </td><td> 멀티 미터 창고 </td><td> SG1639A </td><td> 금 도금 전극 </td></tr><tr><td> 골드 도금 용액 (시안화물이 비) </td><td> SIFCO 산업 </td><td> NC SPS 5355 </td><td></td></tr><tr><td> 임피던스 시험기 </td><td> BAK 전자 주식회사 </td><td> 노출-2 </td><td> 금 도금 전극 </td></tr><tr><td> 로터리 스위치 </td><td> Electroswitch </td><td> C7D0123N </td><td> 금 PL에 대한ating 전극 </td></tr><tr><td> 펄스 아이솔레이터 </td><td> WPI </td><td> A365 </td><td> 금 도금 전극 </td></tr><tr><td> Q 시리즈 전극 홀더 </td><td> 워너 악기 </td><td> 64-1091 </td><td></td></tr><tr><td> 실버 와이어 0.010 &quot;직경 </td><td> AM 시스템 </td><td> 782500 </td><td> 접지 전극 </td></tr><tr><td> 8 핀 DIP IC 소켓 </td><td> Digikey </td><td> ED90032-ND </td><td></td></tr><tr><td> 필라멘트, ID 0.58 mm로 붕규산 모세관 튜브 </td><td> 워너 악기 </td><td> 64-0787 </td><td> 트위스트 와이어 tetrode 건설 </td></tr><tr><td> 열 총 </td><td> Weller </td><td> 6966C </td><td></td></tr><tr><td> Rediohm-800 와이어 </td><td> Kanthal 정밀 기술 </td><td> PF002005 </td><td></td></tr><tr><td> Titer 판 흔드는 </td><td> 열과학적인 </td><td> 4625Q </td><td> 왜곡 와이어 </td></tr><tr><td> 카바이드 가위, 4.5 &quot; </td><td> 생명 연구 Instr </td><td> 25-1000 </td><td> 트위스트 tetrode의 전선을 절단에 대한 </td></tr><tr><td> 좋은 점 핀셋 </td><td> HECO </td><td> 91 EF5-SA </td><td> 분리 하는거 tetrode 와이어에 대한 </td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> 냄새 배송 </td></tr><tr><td> 6 ML의 주사기 </td><td> 켄달 </td><td> 1180600777 </td><td> 사용자 정의 설계 활성탄 필터에 대한 </td></tr><tr><td> 브라운 냄새 병 </td><td> 어부 </td><td> 08-912-165 </td><td></td></tr><tr><td> 숯 </td><td> <a href="http://BuyActivatedCharcoal.com" target="_blank">BuyActivatedCharcoal.com</a> </td><td> GAC-48C </td><td></td></tr><tr><td> 건조제 </td><td> Drierite </td><td> 23,005 </td><td></td></tr><tr><td> Drierite 가스 병을 건조 </td><td> 피셔 과학 </td><td> 09-204 </td><td></td></tr><tr><td> 튜브를 수축 가열 </td><td> 3M </td><td> EPS-200 </td><td> 냄새 필터 준비 </td></tr><tr><td> 피하 주사기 바늘 알루미늄 허브, 게이지 19 </td><td> 켄달 </td><td> 8881-200136 </td><td> 냄새 병 입구와 출구 라인을 제공 </td></tr><tr><td> 미네랄 오일 </td><td> Mallinckrodt 화학 물질 </td><td> 6357-04 </td><td> 악취 희석 용 </td></tr><tr><td> Nalgene 플라스틱 튜브, 890 FEP </td><td> 열 과학 </td><td> 8050-0310 </td><td> 캐리어 가스 배달 </td></tr><tr><td> 공압 picopump </td><td> WPI </td><td> 시스 - pv820 </td><td> 악취 전송 </td></tr><tr><td> 폴리에틸렌 튜브 ID 0.86 mm </td><td> Intramedic </td><td> 427421 </td><td> 냄새 병 콘센트 connecti에 대한기능 및 생리 풍부 관 </td></tr><tr><td> 스토퍼 </td><td> 랩 순수 </td><td> 97,041 </td><td> 냄새 병을 씰링을위한 </td></tr><tr><td> 시간 테이프 </td><td> PDC </td><td> T-534-RP </td><td></td></tr><tr><td> 배관 luer </td><td> 콜 - Parmer </td><td> 30600-66 </td><td></td></tr><tr><td> 진공관 </td><td> McMaster - 카 </td><td> 5488K66 </td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> 준비 / 해부 </td></tr><tr><td> 100 X 15mm 페트리 접시 </td><td> VWR 인터내셔널 </td><td> 89000-304 </td><td></td></tr><tr><td> 18 AWG 구리 좌초 와이어 </td><td> 라플란드 Kabel </td><td> 4510013 </td><td> 와이어 절연은 고무 가스켓으로 사용됩니다 </td></tr><tr><td> 22 AWG 좌초 된 후크 와이어 </td><td> AlphaWire </td><td> 1551 </td><td> 뇌플랫폼 </td></tr><tr><td> 바틱과 왁스 </td><td> 자카드 </td><td> 7946000 </td><td></td></tr><tr><td> 치과 주변 왁스 </td><td> 헨리 - Schein 치과 </td><td> 6652151 </td><td></td></tr><tr><td> Electrowaxer </td><td> Almore 국제 </td><td> 66,000 </td><td></td></tr><tr><td> 에폭시, 5 분 </td><td> Permatex </td><td> 84,101 </td><td></td></tr><tr><td> 피하 주사기 바늘 알루미늄 허브 </td><td> 켄달 </td><td> 8881-200136 </td><td></td></tr><tr><td> Streptomyces griseus의 프로테아제 </td><td> 시그마 - 알드리치 </td><td> P5147 </td><td> 메뚜기 뇌를 desheathing에 대한 </td></tr><tr><td> 봉합 나사 비 무균 </td><td> 어부 </td><td> NC9087024 </td><td> 내장 제거 후 복부를 매는위한 </td></tr><tr><td> Vetbond </td><td> 3M </td><td> 1469SB </td><td> 오전 실링에 대한putation 사이트 </td></tr><tr><td> 뒤몽 # 1 포셉 (거친) </td><td> WPI </td><td> 500335 </td><td></td></tr><tr><td> 뒤몽 # 5 티타늄 포셉 (고급) </td><td> WPI </td><td> 14,096 </td><td></td></tr><tr><td> 뒤몽 # 5SF 포셉 (수퍼 벌금) </td><td> WPI </td><td> 500085 </td><td> 메뚜기 뇌를 desheathing </td></tr><tr><td> 10cm는 가위를 해부 </td><td> WPI </td><td> 14,393 </td><td> 다리와 날개를 제거 </td></tr><tr><td> Vannas 가위 (고급) </td><td> WPI </td><td> 500086 </td><td> foregut 절단, 큐티클을 제거하기위한 </td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> 염분 풍부 </td></tr><tr><td> 확장 속도 흐름 조절기로 설정 </td><td> 무어 의료 </td><td> 69,136 </td><td> 생리 흐름을 조절하기위한 </td></tr><tr><td> IV 관리는로 설​​정Y 분사 사이트 </td><td> 무어 의료 </td><td> 73,190 </td><td> 생리 흐름을 조절하기위한 </td></tr></tbody></table>

multi-unit recording methods to characterize neural activity in the locust (schistocerca americana) olfactory circuits

후각 신호의 감지 및 해석은 많은 생물의 생존을위한 중요합니다. 놀라운 phyla에 걸쳐 종 화학 물질 감지에 대한 생물학적 접근 방식은 진화의 시간 1 위에 최적화 된 것을 놀랍도록 닮아 후각 시스템을 제안하고 있습니다. 곤충 후각 시스템에서 odorants는 액션 전위의 기차에 화학 자극을 변환 안테나에 후각 수용체 뉴런 (ORN)에 의해 transduced 있습니다. ORNs에서 감각 입력은 다음 antennal 엽 (; 척추 후각 망울에 유사한 구조 AL)에 전달됩니다. 2,3, AL에서 악취에 대한 신경 표현은 주요 뉴런 (또한 프로젝션 뉴런라고 PNs)의 ensembles에 걸쳐 분산 spatiotemporal 사격 패턴의 형태를 취할. AL 출력은 이후 하류 버섯 몸 (MB), 후각 메모리와 4,5 학습과 관련된 구조 캐년 전지 (관세청)에 의해 처리됩니다. 그녀의전자, 우리는 이러한 후각 회로에 냄새 evoked 신경 반응을 모니터링 할 수 electrophysiological 레코딩 기술을 제시한다. 첫째, 우리는 ORNs 6,7의 인구 수준에서 냄새 evoked 응답을 공부 한 sensillum 기록 방법을 제시한다. 우리는 extracellularly ORN 응답을 모니터링하는 전극 등의 생리 가득 날카롭게 유리 피펫의 사용에 대해 설명합니다. 다음, 우리는 extracellularly 상업 16 채널 전극 3을 사용 PN 응답을 모니터링하는 방법을 제시한다. 주문 제작 8 채널 트위스트 와이어 tetrode를 사용하여 유사한 접근 방식은 케니 언 셀 녹음 8 증명하고 있습니다. 우리는 우리의 실험 설정 및 이러한 기술의 각 현재 대표적인 기록 추적에 대한 자세한 내용을 제공합니다.

두 개의 서로 다른 알코올에 하나의 ORN의 냄새 evoked 응답은 그림 3D에 표시됩니다. 녹음 위치에 따라 (sensilla 종류, 전극의 배치) 멀티 유닛 녹음 달성 할 수 있습니다. AL 녹화에서 원시 세포 파형은 그림 6A에 표시됩니다. 액션 잠재력 또는 다른 PNs에서 발생하는 다양한 진폭의 스파이크이 전압 추적에서 관찰 할 수 있습니다. 메뚜기 antennal 엽은 흥분?...

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Multi-unit Recording Methods to Characterize Neural Activity in the Locust Schistocerca Americana Olfactory Circuits

우리는 invertebrate 후각 경로의 처음 세 단계에서 냄새 evoked 응답을 특징하는 세포 다중 단위 기록 기술의 변화를 보여줍니다. 이 기술은 쉽게뿐만 아니라 다른 신경 시스템에서 앙상블 활동을 검토하도록 구성 할 수 있습니다.

메뚜기에 신경 활동을 특성화하기 위해 다중 단위 기록 방법 (<em&gt; Schistocerca 아메리카나</em&gt;) 강한 회로

Detection and interpretation of olfactory cues are critical for the survival  of many organisms. Remarkably, species across phyla have strikingly similar ...

multi-unit-recording-methods-to-characterize-neural-activity-locust

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Multi-unit Recording Methods to Characterize Neural Activity in the Locust (Schistocerca Americana) Olfactory Circuits

26.9K 조회수.  Washington University in St. Louis. 우리는 invertebrate 후각 경로의 처음 세 단계에서 냄새 evoked 응답을 특징하는 세포 다중 단위 기록 기술의 변화를 보여줍니다. 이 기술은 쉽게뿐만 아니라 다른 신경 시스템에서 앙상블 활동을 검토하도록 구성 할 수 있습니다.

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Optical Recording of Suprathreshold Neural Activity with Single-cell and Single-spike Resolution

Signaling of information in the vertebrate central nervous system is often carried by populations of neurons rather than individual neurons. Also propagation of suprathreshold spiking activity involves populations of neurons. Empirical studies addressing cortical function directly thus require recordings from populations of neurons with high resolution. Here we describe an optical method and a deconvolution algorithm to record neural activity from up to 100 neurons with single-cell and single-spike resolution. This method relies on detection of the transient increases in intracellular somatic calcium concentration associated with suprathreshold electrical spikes (action potentials) in cortical neurons. High temporal resolution of the optical recordings is achieved by a fast random-access scanning technique using acousto-optical deflectors (AODs)1. Two-photon excitation of the calcium-sensitive dye results in high spatial resolution in opaque brain tissue2. Reconstruction of spikes from the fluorescence calcium recordings is achieved by a maximum-likelihood method. Simultaneous electrophysiological and optical recordings indicate that our method reliably detects spikes (&gt;97% spike detection efficiency), has a low rate of false positive spike detection (&lt; 0.003 spikes/sec), and a high temporal precision (about 3 msec) 3. This optical method of spike detection can be used to record neural activity in vitro and in anesthetized animals in vivo3,4.

Understanding the function of the vertebrate central nervous system requires recordings from many neurons because cortical function arises on the level of populations of neurons. Here we describe an optical method to record suprathreshold neural activity with single-cell and single-spike resolution, dithered random-access scanning. This method records somatic fluorescence calcium signals from up to 100 neurons with high temporal resolution. A maximum-likelihood algorithm deconvolves the underlying suprathreshold neural activity from the somatic fluorescence calcium signals. This method reliably detects spikes with high detection efficiency and a low rate of false positives and can be used to study neural populations in vitro and in vivo.

단일 셀 및 단일 스파이크 해상도 suprathreshold 신경 활동의 광 기록

Signaling of information in the vertebrate central nervous system is often carried by populations of neurons rather than individual neurons. Also ...

연구

신경과학

Identification of Olfactory Volatiles using Gas Chromatography-Multi-unit Recordings (GCMR) in the Insect Antennal Lobe

All organisms inhabit a world full of sensory stimuli that determine their behavioral and physiological response to their environment. Olfaction is especially important in insects, which use their olfactory systems to respond to, and discriminate amongst, complex odor stimuli. These odors elicit behaviors that mediate processes such as reproduction and habitat selection1-3. Additionally, chemical sensing by insects mediates behaviors that are highly significant for agriculture and human health, including pollination4-6, herbivory of food crops7, and transmission of disease8,9. Identification of olfactory signals and their role in insect behavior is thus important for understanding both ecological processes and human food resources and well-being.
	To date, the identification of volatiles that drive insect behavior has been difficult and often tedious. Current techniques include gas chromatography-coupled electroantennogram recording (GC-EAG), and gas chromatography-coupled single sensillum recordings (GC-SSR)10-12. These techniques proved to be vital in the identification of bioactive compounds. We have developed a method that uses gas chromatography coupled to multi-channel electrophysiological recordings (termed 'GCMR') from neurons in the antennal lobe (AL; the insect's primary olfactory center)13,14. This state-of-the-art technique allows us to probe how odor information is represented in the insect brain. Moreover, because neural responses to odors at this level of olfactory processing are highly sensitive owing to the degree of convergence of the antenna's receptor neurons into AL neurons, AL recordings will allow the detection of active constituents of natural odors efficiently and with high sensitivity. Here we describe GCMR and give an example of its use.
	Several general steps are involved in the detection of bioactive volatiles and insect response. Volatiles first need to be collected from sources of interest (in this example we use flowers from the genus Mimulus (Phyrmaceae)) and characterized as needed using standard GC-MS techniques14-16. Insects are prepared for study using minimal dissection, after which a recording electrode is inserted into the antennal lobe and multi-channel neural recording begins. Post-processing of the neural data then reveals which particular odorants cause significant neural responses by the insect nervous system.
	Although the example we present here is specific to pollination studies, GCMR can be expanded to a wide range of study organisms and volatile sources. For instance, this method can be used in the identification of odorants attracting or repelling vector insects and crop pests. Moreover, GCMR can also be used to identify attractants for beneficial insects, such as pollinators. The technique may be expanded to non-insect subjects as well.

Identification of Olfactory Volatiles using Gas Chromatography-Multi-unit Recordings GCMR in the Insect Antennal Lobe

Olfactory cues mediate many different behaviors in insects, and are often complex mixtures comprised of tens to hundreds of volatile compounds. Using gas chromatography with multi-channel recording in the insect antennal lobe, we describe a method for the identification of bioactive compounds.

곤충 Antennal 엽에 가스 크로마토 그래피 - 멀티 유닛 레코딩 (GCMR)를 사용하여 강한 휘발성 물질의 식별

All  organisms inhabit a world full of sensory stimuli that determine their  behavioral and physiological response to their environment. Olfaction is ...

In Vivo Two-photon Imaging Of Experience-dependent Molecular Changes In Cortical Neurons

The brain's ability to change in response to experience is essential for healthy brain function, and abnormalities in this process contribute to a variety of brain disorders1,2. To better understand the mechanisms by which brain circuits react to an animal's experience requires the ability to monitor the experience-dependent molecular changes in a given set of neurons, over a prolonged period of time, in the live animal. While experience and associated neural activity is known to trigger gene expression changes in neurons1,2, most of the methods to detect such changes do not allow repeated observation of the same neurons over multiple days or do not have sufficient resolution to observe individual neurons3,4. Here, we describe a method that combines in vivo two-photon microscopy with a genetically encoded fluorescent reporter to track experience-dependent gene expression changes in individual cortical neurons over the course of day-to-day experience. 
One of the well-established experience-dependent genes is Activity-regulated cytoskeletal associated protein (Arc)5,6. The transcription of Arc is rapidly and highly induced by intensified neuronal activity3, and its protein product regulates the endocytosis of glutamate receptors and long-term synaptic plasticity7. The expression of Arc has been widely used as a molecular marker to map neuronal circuits involved in specific behaviors3. In most of those studies, Arc expression was detected by in situ hybridization or immunohistochemistry in fixed brain sections. Although those methods revealed that the expression of Arc was localized to a subset of excitatory neurons after behavioral experience, how the cellular patterns of Arc expression might change with multiple episodes of repeated or distinctive experiences over days was not investigated. 
In vivo two-photon microscopy offers a powerful way to examine experience-dependent cellular changes in the living brain8,9. To enable the examination of Arc expression in live neurons by two-photon microscopy, we previously generated a knock-in mouse line in which a GFP reporter is placed under the control of the endogenous Arc promoter10. This protocol describes the surgical preparations and imaging procedures for tracking experience-dependent Arc-GFP expression patterns in neuronal ensembles in the live animal. In this method, chronic cranial windows were first implanted in Arc-GFP mice over the cortical regions of interest. Those animals were then repeatedly imaged by two-photon microscopy after desired behavioral paradigms over the course of several days. This method may be generally applicable to animals carrying other fluorescent reporters of experience-dependent molecular changes4.

In Vivo Two-photon Imaging Of Experience-dependent Molecular Changes In Cortical Neurons

Experience-dependent molecular changes in neurons are essential for the brain's ability to adapt in response to behavioral challenges. An in vivo two-photon imaging method is described here that allows the tracking of such molecular changes in individual cortical neurons through genetically encoded reporters.

두피 뉴런에서 생체 내 두 - 광자의 영상은 경험에 의존 분자 변경

The brain's ability to change in response to experience is essential for healthy brain function, and abnormalities in this process contribute to a variety ...

Recording and Analysis of Circadian Rhythms in Running-wheel Activity in Rodents

When rodents have free access to a running wheel in their home cage, voluntary use of this wheel will depend on the time of day1-5. Nocturnal rodents, including rats, hamsters, and mice, are active during the night and relatively inactive during the day. Many other behavioral and physiological measures also exhibit daily rhythms, but in rodents, running-wheel activity serves as a particularly reliable and convenient measure of the output of the master circadian clock, the suprachiasmatic nucleus (SCN) of the hypothalamus. In general, through a process called entrainment, the daily pattern of running-wheel activity will naturally align with the environmental light-dark cycle (LD cycle; e.g. 12 hr-light:12 hr-dark). However circadian rhythms are endogenously generated patterns in behavior that exhibit a ~24 hr period, and persist in constant darkness. Thus, in the absence of an LD cycle, the recording and analysis of running-wheel activity can be used to determine the subjective time-of-day. Because these rhythms are directed by the circadian clock the subjective time-of-day is referred to as the circadian time (CT). In contrast, when an LD cycle is present, the time-of-day that is determined by the environmental LD cycle is called the zeitgeber time (ZT).
Although circadian rhythms in running-wheel activity are typically linked to the SCN clock6-8, circadian oscillators in many other regions of the brain and body9-14 could also be involved in the regulation of daily activity rhythms. For instance, daily rhythms in food-anticipatory activity do not require the SCN15,16 and instead, are correlated with changes in the activity of extra-SCN oscillators17-20. Thus, running-wheel activity recordings can provide important behavioral information not only about the output of the master SCN clock, but also on the activity of extra-SCN oscillators. Below we describe the equipment and methods used to record, analyze and display circadian locomotor activity rhythms in laboratory rodents.

Circadian rhythms in voluntary wheel-running activity in mammals are tightly coupled to the molecular oscillations of a master clock in the brain. As such, these daily rhythms in behavior can be used to study the influence of genetic, pharmacological, and environmental factors on the functioning of this circadian clock.

쥐에 활동 륜 실행에 녹음 및 Circadian 리듬 분석

When rodents have free access to a running wheel in their home cage, voluntary use of this wheel will depend on the time of day1-5. Nocturnal rodents, ...

Optogenetic Perturbation of Neural Activity with Laser Illumination in Semi-intact Drosophila Larvae in Motion

Drosophila larval locomotion is a splendid model system in developmental and physiological neuroscience, by virtue of the genetic accessibility of the underlying neuronal components in the circuits1-6. Application of optogenetics7,8 in the larval neural circuit allows us to manipulate neuronal activity in spatially and temporally patterned ways9-13. Typically, specimens are broadly illuminated with a mercury lamp or LED, so specificity of the target neurons is controlled by binary gene expression systems such as the Gal4-UAS system14,15. In this work, to improve the spatial resolution to "sub-genetic resolution", we locally illuminated a subset of neurons in the ventral nerve cord using lasers implemented in a conventional confocal microscope. While monitoring the motion of the body wall of the semi-intact larvae, we interactively activated or inhibited neural activity with channelrhodopsin16,17 or halorhodopsin18-20, respectively. By spatially and temporally restricted illumination of the neural tissue, we can manipulate the activity of specific neurons in the circuit at a specific phase of behavior. This method is useful for studying the relationship between the activities of a local neural assembly in the ventral nerve cord and the spatiotemporal pattern of motor output.

Optogenetic Perturbation of Neural Activity with Laser Illumination in Semi-intact Drosophila Larvae in Motion

Here we describe a protocol for optogenetic manipulation of motoneuronal activity while monitoring changes in motor output (muscle contraction) in semi-intact Drosophila larvae using lasers within a conventional confocal microscope. This technique enables researchers to achieve local perturbation of neural activity in a few neuromeres to elucidate the dynamics of motor circuits.

세미 그대로의 레이저 조명과 신경 활동의 Optogenetic 섭동<em&gt; 초파리</em모션&gt; 유충

Drosophila larval locomotion is a splendid model system in developmental and physiological neuroscience, by virtue of the genetic accessibility of the ...

Neural Activity Propagation in an Unfolded Hippocampal Preparation with a Penetrating Micro-electrode Array

This protocol describes a method for preparing a new in vitro flat hippocampus preparation combined with a micro-machined array to map neural activity in the hippocampus. The transverse hippocampal slice preparation is the most common tissue preparation to study hippocampus electrophysiology. A longitudinal hippocampal slice was also developed in order to investigate longitudinal connections in the hippocampus. The intact mouse hippocampus can also be maintained in vitro because its thickness allows adequate oxygen diffusion. However, these three preparations do not provide direct access to neural propagation since some of the tissue is either missing or folded. The unfolded intact hippocampus provides both transverse and longitudinal connections in a flat configuration for direct access to the tissue to analyze the full extent of signal propagation in the hippocampus in vitro. In order to effectively monitor the neural activity from the cell layer, a custom made penetrating micro-electrode array (PMEA) was fabricated and applied to the unfolded hippocampus. The PMEA with 64 electrodes of 200 &#181;m in height could record neural activity deep inside the mouse hippocampus. The unique combination of an unfolded hippocampal preparation and the PMEA provides a new in-vitro tool to study the speed and direction of propagation of neural activity in the two-dimensional CA1-CA3 regions of the hippocampus with a high signal to noise ratio.

We have developed an in vitro unfolded hippocampus which preserves CA1-CA3 array of neurons. Combined with the penetrating micro-electrode array, neural activity can be monitored in both the longitudinal and transverse orientations. This method provides advantages over hippocampal slice preparations as the propagation in the entire hippocampus can be recorded simultaneously.

관통 마이크로 전극 배열을 펼친 해마 준비에 신경 활동 전파

This protocol describes a method for preparing a new in vitro flat hippocampus preparation combined with a micro-machined array to map neural activity in ...

Extracellular Recording of Neuronal Activity Combined with Microiontophoretic Application of Neuroactive Substances in Awake Mice

Differences in the activity of neurotransmitters and neuromodulators, and consequently different neural responses, can be found between anesthetized and awake animals. Therefore, methods allowing the manipulation of synaptic systems in awake animals are required in order to determine the contribution of synaptic inputs to neuronal processing unaffected by anesthetics. Here, we present methodology for the construction of electrodes to simultaneously record extracellular neural activity and release multiple neuroactive substances at the vicinity of the recording sites in awake mice. By combining these procedures, we performed microiontophoretic injections of gabazine to selectively block GABAA receptors in neurons of the inferior colliculus of head-restrained mice. Gabazine successfully modified neural response properties such as the frequency response area and stimulus-specific adaptation. Thus, we demonstrate that our methods are suitable for recording single-unit activity and for dissecting the role of specific neurotransmitter receptors in auditory processing.
The main limitation of the described procedure is the relatively short recording time (~3 hr), which is determined by the level of habituation of the animal to the recording sessions. On the other hand, multiple recording sessions can be performed in the same animal. The advantage of this technique over other experimental procedures used to manipulate the level of neurotransmission or neuromodulation (such as systemic injections or the use of optogenetic models), is that the drug effect is confined to the local synaptic inputs to the target neuron. In addition, the custom-manufacture of electrodes allows adjustment of specific parameters according to the neural structure and type of neuron of interest (such as the tip resistance for improving the signal-to-noise ratio of the recordings).

We present methods for the construction of electrodes to simultaneously record extracellular neural activity and release multiple neuroactive substances at the vicinity of the recording sites in awake mice. This technique allows the detailed analysis of putative local synaptic inputs to the neuron of interest.

깨어 마우스의 신경 활성 물질의 Microiontophoretic 응용 프로그램과 결합하여 신경 활동의 세포 외 기록

Differences in the activity of neurotransmitters and neuromodulators, and consequently different neural responses, can be found between anesthetized and ...

Recording Temperature-induced Neuronal Activity through Monitoring Calcium Changes in the Olfactory Bulb of Xenopus laevis

The olfactory system, specialized in the detection, integration and processing of chemical molecules is likely the most thoroughly studied sensory system. However, there is piling evidence that olfaction is not solely limited to chemical sensitivity, but also includes temperature sensitivity. Premetamorphic Xenopus laevis are translucent animals, with protruding nasal cavities deprived of the cribriform plate separating the nose and the olfactory bulb. These characteristics make them well suited for studying olfaction, and particularly thermosensitivity. The present article describes the complete procedure for measuring temperature responses in the olfactory bulb of X. laevis larvae. Firstly, the electroporation of olfactory receptor neurons (ORNs) is performed with spectrally distinct dyes loaded into the nasal cavities in order to stain their axon terminals in the bulbar neuropil. The differential staining between left and right receptor neurons serves to identify the &#947;-glomerulus as the only structure innervated by contralateral presynaptic afferents. Secondly, the electroporation is combined with focal bolus loading in the olfactory bulb in order to stain mitral cells and their dendrites. The 3D brain volume is then scanned under line-illumination microscopy for the acquisition of fast calcium imaging data while small temperature drops are induced at the olfactory epithelium. Lastly, the post-acquisition analysis allows the morphological reconstruction of the thermosensitive network comprising the &#947;-glomerulus and its innervating mitral cells, based on specific temperature-induced Ca2+ traces. Using chemical odorants as stimuli in addition to temperature jumps enables the comparison between thermosensitive and chemosensitive networks in the olfactory bulb.

Recording Temperature-induced Neuronal Activity through Monitoring Calcium Changes in the Olfactory Bulb of Xenopus laevis

Here we describe a protocol for measuring and analyzing temperature responses in the olfactory bulb of Xenopus laevis. Olfactory receptor neurons and mitral cells are differentially stained, after which calcium changes are recorded, reflecting a sensitivity of some neural networks in the bulb to temperature drops induced at the nose.

의 후각 망울에서 칼슘의 변경 사항을 모니터링을 통해 온도에 의한 신경 세포의 활동을 기록<em&gt; Xenopus의의 laevis의</em

The olfactory system, specialized in the detection, integration and processing of chemical molecules is likely the most thoroughly studied sensory system. ...

Time-dependent Increase in the Network Response to the Stimulation of Neuronal Cell Cultures on Micro-electrode Arrays

Micro-electrode arrays (MEAs) can be used to investigate drug toxicity, design paradigms for next-generation personalized medicine, and study network dynamics in neuronal cultures. In contrast with more traditional methods, such as patch-clamping, which can only record activity from a single cell, MEAs can record simultaneously from multiple sites in a network, without requiring the arduous task of placing each electrode individually. Moreover, numerous control and stimulation configurations can be easily applied within the same experimental setup, allowing for a broad range of dynamics to be explored. One of the key dynamics of interest in these in vitro studies has been the extent to which cultured networks display properties indicative of learning. Mouse neuronal cells cultured on MEAs display an increase in response following training induced by electrical stimulation. This protocol demonstrates how to culture neuronal cells on MEAs; successfully record from over 95% of the plated dishes; establish a protocol to train the networks to respond to patterns of stimulation; and sort, plot, and interpret the results from such experiments. The use of a proprietary system for stimulating and recording neuronal cultures is demonstrated. Software packages are also used to sort neuronal units. A custom-designed graphical user interface is used to visualize post-stimulus time histograms, inter-burst intervals, and burst duration, as well as to compare the cellular response to stimulation before and after a training protocol. Finally, representative results and future directions of this research effort are discussed.

Mouse neuronal cells cultured on multi-electrode arrays display an increase in response following electrical stimulation. This protocol demonstrates how to culture neurons, how to record activity, and how to establish a protocol to train the networks to respond to patterns of stimulation.

미세 전극 배열에서 신경 세포 배양의 자극에 대한 네트워크 반응의 시간 의존적 증가

Micro-electrode arrays (MEAs) can be used to investigate drug toxicity, design paradigms for next-generation personalized medicine, and study network ...

Quadruple Immunostaining of the Olfactory Bulb for Visualization of Olfactory Sensory Axon Molecular Identity Codes

The mouse olfactory system is often used to study mechanisms of neural circuit formation&#12288;because of its simple anatomical structure. An Olfactory Sensory Neuron (OSN) is a bipolar cell with a single dendrite and a single unbranched axon. An OSN expresses only one Olfactory Receptor (OR) gene, OSNs expressing a given type of OR converge their axons to a few sets of invariant glomeruli in the Olfactory Bulb (OB). A remarkable feature of OSN projection is that the expressed ORs play instructive roles in axonal projection. ORs regulate the expression of multiple axon-sorting molecules and generate the combinatorial molecular code of axon-sorting molecules at the OSN axon termini. Thus, to understand the molecular mechanisms of OR-specific axon guidance mechanisms, it is vital to characterize their expression profiles at the OSN axon termini within the same glomerulus. The aim of this article was to introduce methods for collecting as many glomeruli as possible on a single OB section and for performing immunostaining using multiple antibodies. This would allow the comparison and analysis of the expression patterns of axon-sorting molecules without staining variation between OB sections.

Olfactory sensory neurons express a wide variety of axon-sorting molecules to establish proper neural circuitry. This protocol describes an immunohistochemical staining method to visualize combinatorial expressions of axon-sorting molecules at the axon termini of olfactory sensory neurons.

후각 감각 축색 돌연변이 분자 식별 코드의 시각화를위한 뒷 전구의 4 배 면역 면역 측정법

The mouse olfactory system is often used to study mechanisms of neural circuit formation&#12288;because of its simple anatomical structure. An Olfactory ...

메뚜기에 신경 활동을 특성화하기 위해 다중 단위 기록 방법 (

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