Name: implantation and recording of wireless electroretinogram and visual evoked potential in conscious rats
Uploaded: 2016-06-29T15:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 22 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Implantation and Recording of Wireless Electroretinogram and Visual Evoked Potential in Conscious Rats at JoVE.com

JC would like to acknowledge the David Hay Memorial Fund, The University of Melbourne for financial support in writing this manuscript. Funding for this project was provided by an ARC Linkage grant 100200129 (BVB, AJV, CTON).

倫理の文：動物実験は科学的な目的のための動物の管理と使用（2013）オーストラリア規範に従って行いました。動物の倫理承認は、動物倫理委員会、メルボルン大学から入手しました。材料は、本明細書においてのみ実験室での実験のためであり、医学的または獣医学的使用のために意図されません。 1.準備電極注：3チャンネル送信器は、同時に実施する2 ERGおよび1 VEP記録を可能にする外科的移植のために使用されます。アクティブ3と3不活性な電極が眼に取り付けるために、移植前にリング状にあらかじめ作られる必要があります。非アクティブ電極はフルカラーのシースで覆われている一方で識別目的のために、製造業者は、半分白で半分色のプラスチック製のシースを活性電極を同封しました。接地電極（透明なプラスチック製シース）が変更されません。すべてのアクティブおよび非アクティブな電動式のため頌歌行為は1.1、1.2、1.3および1.7のステップ。 <ol><li> 2細かい傾いてペンチで二本鎖ステンレス鋼電極を捩れ。 </li><li>リング電極を形成するために、残りの一つの長いストレートの鎖を残し、ステンレス鋼より線（先端から約1cm）のいずれかをトリミングします。 </li><li>電極の先端に滑らかなリングを形成し、バック自体やねじれの上に単一のステンレス鋼の鎖を折ります。 </li><li> ERG活性電極のファッションのためのこのループ〜0.2 - ループの基盤をねじることにより、直径0.5mm（ここで説明する目的のために、両眼からのERGを記録するために、このように二つの活性電極を形成）、およびERG非アクティブとVEP電極は、ループの直径は〜直径0.8mm（この例では、一つの活性VEP電極と3つのすべての非アクティブな電極のためにこれを行う）します。 </li><li>ステンレス製のネジ（直径0.7ミリメートル、長さ3ミリメートル）を中心とする円形VEP活性電極をフックので、電極は、ねじ頭部に当接しています。 </li><li>ホー第二のステンレス鋼製ねじ（直径0.7ミリメートル、長さ3ミリメートル）の周りに3不活性な電極（2 ERG、1 VEP）をk個。 </li><li>刺激を減らすために2つのステンレス鋼の鎖の鋭い端にある前方プラスチックスリーブを引き出します。 </li><li>約25℃以上10時間、2％グルタルアルデヒド中に浸漬することによって遠隔測定送信機を滅菌します。次いで滅菌生理食塩水で3回送信リンス。 </li></ol> 2.トランスミッタ移植<ol><li> 動物の準備 <ol><li> 70％エタノールで洗浄することにより、実験前に手術領域を消毒します。使用前に、すべての手術用機器をオートクレーブないときは手術中に使用中のクロルヘキシジンで機器を維持します。無菌環境を維持するために、手術中に手術用ドレープで動物をカバーしています。すべての実験者は外科用マスク、滅菌手袋とガウンを着用していることを確認します。 </li><li> 3 L /分maintaiの流速で、2％のイソフルラン - 1.5で麻酔を誘導手術全体で2 L / minで2％ - 1.5で定義さ。足の指の間の筋肉をつまん時にペダル反射の欠如によって麻酔の十分な深さを確認してください。 </li><li>胸骨に鼠径部の上から腹部の上に40ミリメートル×30ミリメートルの領域を剃ります。 </li><li>目に、額の上に後部を30ミリメートル×20ミリメートルの領域を剃るし、耳に前方。 </li><li> 2剃らエリアを消毒。額面積については10％ポビドンヨード3回（外科技師の協会が定め実践の標準と一致している、目に近い領域のアルコール系消毒薬の使用を避ける）で消毒します。腹部の上に10％のポビドンヨードおよび70％エタノールで消毒します。 </li><li>追加の局所麻酔用角膜にproxymetacaineの1滴を適用します。 </li><li>目の乾燥を防ぐために、角膜にカルボキシメチルセルロースナトリウムの1滴を適用します。 </li></ol></li><li> 外科的移植 <ol><li> 10ミリメートルの切開を行います手術用メスで耳の間の垂直方向の正中線に沿って頭の上に。 </li><li>胸骨下の正中線に沿って皮膚層を通って腹部に5ミリメートルの切開を行います。 </li><li>トンネルヘッド切開への腹部切開部から直径5mmのカニューレを皮下。 </li><li>頭部への腹部からカニューレを通して送信機の電極線（3アクティブおよび3非アクティブ）をフィード。 </li><li>送信機のベースと基準電極のままにして、無菌ガーゼで電極先端をカバーしています。 </li><li>無菌ガーゼで電極チップ（3アクティブおよび3非アクティブ）をカバー。 </li><li>定位プラットフォームにラットの頭を固定します。 </li><li>手術用ハサミで長さが30ミリメートルに額切開を拡張します。 </li><li> 〜3および9時 - 2縫合糸（0-3）でたるんだ皮膚を後退させることにより手術領域を公開します。 </li><li>ブレグマ、ラムダと正中縫合糸を公開するために滅菌ガーゼを使用して頭蓋骨を覆う骨膜を削り取ります。 </李&gt; <li> VEPアクティブで頭蓋骨を介して2つの穴をドリル定位座標を（正中線にブレグマするために5ミリメートル吻側）と非アクティブ（7ミリメートルは、腹側正中線横3ミリメートルをブレグマ）。 </li><li>既成の穴に深さ〜1ミリメートルの小さなスクリュードライバーで頭蓋骨にあらかじめ取り付けられたステンレス製ビス（直径0.7ミリメートル、長さ3ミリメートル）でVEPアクティブおよび非アクティブ電極を取り付けます。これは、基礎となる皮質組織を損傷することなく、骨にネジを固定します。 </li><li>一時的に上まぶたを撤回する0縫合糸 - ERG活性電極を埋め込むためには、8を使用します。 </li><li>優れた結膜円蓋に至るまで、目の後ろから16〜21 Gカニューレを皮下に挿入します。 </li><li>案内針を外します。 </li><li>目に向かって額から短縮プラスチックカテーテルを通して活性電極をフィード。その後、プラスチックカテーテルを取り外します。 </li><li> ELECを防止するために、電極のループに通されている、 - 一時的な縫合糸（0~8）を使用しトンネルに戻って後退からtrode。 </li><li> 1ミリメートル輪部の背後に、12時位置に優れた結膜上の0.5ミリメートルの切開を行います。根底にある強膜を露出するように鈍的切開を使用してください。 </li><li>半分の強膜の厚さで角膜輪部のすぐ後ろに0縫合糸 - 0または9から8を埋め込みます。 </li><li> ERG活性電極からの一時的な縫合糸を取り外します。 </li><li>電極の先端が角膜輪部の近くに位置して確実に3回連続結び目を結ぶことにより、半分の強膜の厚さの縫合糸​​にERG活性電極を固定します。 </li><li> （0 - - 0〜9の8）1〜2中断縫合糸を使用して、結膜フラップを閉じます。結膜は完全に快適性を向上させるためにERG電極を覆っていることを確認してください。 </li><li>まぶた後退縫合糸を取り外します。 </li><li>反対側の眼のための手順を繰り返します。 </li><li>すべてステンレス製のネジと電極線を確保するために頭蓋骨の上にシアノアクリレートゲルを適用します。 ERGアクティブ電極がアンに固定する前にきつすぎる引っ張られていないことを確認できる眼球運動。 </li><li> 0縫合糸 - 非吸収性3を使用して、ヘッドの傷を閉じます。 </li><li>腹部領域を露出するようにげっ歯類を回転させます。手術用ハサミで白線に沿って40ミリメートルに腹部の皮膚切開を延長。 </li><li>内側の腹腔を露出するように、内側の筋肉壁を通して35ミリメートルの切開を行います。 </li><li> 2本の縫合糸（3から0）を使用すると、動物の右手側内腹壁に送信機本体を取り付けます。肝臓を触れないようにしてください。 </li><li>ループ接地電極と縫合糸（3から0）で、この形状で安全な。腹腔内で自由に浮遊して置きます。 </li><li> （ - 0 3）連続縫合を使用して腹膜を閉じます。 </li><li>結節縫合（ - 0 3）を使用して、皮膚切開を閉じます。 </li></ol></li><li> 術後のケア <ol><li>それは胸骨横臥位を維持するのに十分な意識を取り戻したまで、動物を監視します。ハウス単独手術後の動物。 </li><li> carprの管理ofen皮下に4日間、一日一回鎮痛（5ミリグラム/キログラム）のために。 </li><li> 7日後に手術のために飲料水に予防的抗生物質の経口投与（Enrofloxin、5ミリグラム/キログラム）を追加します。 </li><li>最初の7日後の手術のための刺激を低減するために、皮膚の切開部位に抗炎症軟膏を適用します。 </li></ol></li></ol>覚醒ラットにおける3.行動ERGおよびVEPレコーディング<ol><li>ダークERGおよびVEPレコーディングの前に12時間のために動物を適応させます</li><li>暗赤色照明（17.4 cd.m -2、λ 最大 = 600 nm）の下にあるすべての実験操作を行います</li><li>局所麻酔（0.5％proxymetacaine）および拡張する（0.5％トロピカミド）角膜に低下を適用します。 </li><li>カスタムメイド、明確な拘束具に配慮した齧歯類を導きます。 注：このプラスチックチューブの長さを60mmに固定し、全体的な直径を有する異なるサイズのラットを収容するように調整することができます。装置の先端は、ヘッドMOを最小限にするために先細になっていますvementと正常な呼吸を可能にするために穿孔が含まれています。このテーパーフロントは全体野球の開口部に位置合わせし、ラットの頭や目の安定化を可能にします。齧歯類は、手術前に拘束（3〜5の機会）に順応されていることに注意してください。 </li><li>ボウルの開口部に位置合わせ目で全体野ボウルの前にげっ歯類を置きます。 </li><li>送信機の〜5cm以内にマグネットを通過させることにより、留置送信機の電源を入れます。送信機は受信機ベースのLEDステータスランプをチェックしてオンになっていることを確認します。 </li><li>以前21記載されているように、発光エネルギー（ すなわち、-5.6 1.52ログにcd.sm -2）の範囲に渡って信号を収集します。簡単に言えば、明るい光エネルギーでの調光器光レベル（〜80リピート）および以下で、平均以上の信号（〜1リピート）。徐々に最も暗いから明るい光レベルに1から180秒に刺激間隔を長くします。 </li><li> ERGロッドを単離するために、コーン応答は、ツインフラッシュパラダイム8を利用します 。例えば、1.52ログcd.smで2点滅を開始-2で-間500ミリ秒刺激間間隔で。 </li><li>明るく発光エネルギーでVEP信号、平均20のリピートを記録するには（ すなわち、1.52ログcd.sm -2、5秒刺激間間隔）。 </li><li>時間をかけて信号の変動によって評価されたインプラントの安定性を評価するために、7、10、14、21、28日後に手術ERGおよびVEP録音を行っています。 </li><li>キシラジン麻酔（12：1ミリグラム/キログラム）の実験期間の後、ケタミン後pentobarbiturateの心臓内注射（1.5ミリリットル/ kg）を介して、ラットを安楽死させます。 </li></ol>

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RG and RF are employees to the commercial funder of this research (Pfizer Neusentis and Pfizer Global Research). MI was an employee of Pfizer Global Research during this research and is currently an employee of Proteostasis Therapeutics (Cambridge, USA).

視覚電気生理学の低侵襲性の性質のために、ヒト患者におけるERGおよびVEPの記録は意識的な条件下で行われており、唯一の電極配置のための局所麻酔薬の使用を必要としています。対照的に、動物モデルにおいて視覚電気生理学は、従来自主目と身体の動きを排除することによって、安定した電極配置を可能にするために、全身麻酔下で行われます。私たちの以前の出版物24と他の人...

ERGおよびVEPは、研究室や診療所の両方にそれぞれ網膜および視覚経路の完全性を評価するためにインビボツールで低侵襲性です。全視野ERGは、網膜経路1,2の異なるセルクラスを表す各要素に、異なるコンポーネントに分解することができる特徴的な波形が得られます。古典的な全視野ERG波形は、感光体の活動のポスト露光2-4を表現することが示されている初期の負の傾き（波）、から構成されています。 A波は、中間網膜、主にONバイポーラ電池5-7の電気的活動を反映して、実質的な正の波形（B波）が続きます。さらに、一ロッド応答8から円錐を単離する光量と刺激間間隔を変化させることができます。 フラッシュVEPは、網膜光刺激に応答して視覚皮質および脳幹の電位を表し、9,10。この波形は、レチノ- geniculo-線条経 ​​路11-13およびラット11,13の様々なV1ラミナで行わ皮質処理を表す後半部品のニューロンの活性を反映し、早期の成分と、初期および後期のコンポーネントに分解することができます。したがって、ERGおよびVEPの同時測定は、視覚経路に関与する構造を総合的に評価を返します。 現在、動物における電気生理学を記録するために、麻酔は、電極の安定した配置を可能にするために使用されます。そこに意識のあるラット14-16でERGおよびVEPを測定しようとする試みであったが、これらの研究は、面倒なことができ、動物の動きと自然な行動17を制限することにより、動物のストレスにつながる可能性があり、有線の設定を、使用してきました。改善された小型化とバッテリー寿命を含む無線技術の最近の進歩により、ERG ANのための遠隔測定方法を実現することが可能ですDのVEP記録、有線記録に関連したストレスを減少させ、長期の生存率を向上させることができます。テレメトリプローブの完全に内在安定した注入は、慢性体温、血圧18、アクティビティ19の監視だけでなく、脳波20のための成功することが証明されています。技術のこのような進歩はまた、慢性研究のためのプラットフォームの有用性を増加させる、意識的な記録の再現性と安定性を支援します。

<table><tbody><tr><td>Bioamplifier</td><td>ADInstruments</td><td>ML 135</td><td>Amplifies ERG and VEP signals</td></tr><tr><td>Carboxymethylcellulose sodium 1.0%</td><td>Allergan</td><td>CAS 0009000-11-7</td><td>Maintain corneal hydration during surgery</td></tr><tr><td>Carprofen 0.5%</td><td>Pfizer Animal Health Group</td><td>CAS 53716-49-7</td><td>Post-surgery analgesia, given with injectable saline for fluid replenishment</td></tr><tr><td>Chlorhexadine 0.5%</td><td>Orion Laboratories</td><td>27411, 80085</td><td>Disinfection of surgical instrument</td></tr><tr><td>Cyanoacrylate gel activator</td><td>RS components</td><td>473-439</td><td>Quickly dries cyanoacrylate gel</td></tr><tr><td>Cyanocrylate gel&amp;nbsp;</td><td>RS components</td><td>473-423</td><td>Fix stainless screws to skull</td></tr><tr><td>Dental burr</td><td>Storz Instruments, Bausch and Lomb</td><td>E0824A</td><td>Miniature drill head of ~ 0.7 mm diameter for making a small hole in the skull over each hemisphere to implant VEP screws</td></tr><tr><td>Drill</td><td>Bosch</td><td>Dremel 300 series</td><td>Automatic drill for trepanning</td></tr><tr><td>Enrofloxin</td><td>Troy Laboratories</td><td></td><td>Prophylactic antibiotic post surgey</td></tr><tr><td>Ganzfeld integrating sphere</td><td>Photometric Solutions International</td><td></td><td>Custom designed light stimulator: 36 mm diameter, 13 cm aperture size</td></tr><tr><td>Gauze swabs</td><td>Multigate Medical Products Pty Ltd</td><td>57-100B</td><td>Dries surgical incision and exposed skull surface during surgery</td></tr><tr><td>Isoflurane 99.9%</td><td>Abbott Australasia Pty Ltd</td><td>CAS 26675-46-7</td><td>Proprietory Name: Isoflo(TM) Inhalation anaaesthetic. Pharmaceutical-grade inhalation anesthetic mixed with oxygen gas for VEP electrode implant surgery</td></tr><tr><td>Kenacomb ointment</td><td>Aspen Pharma Pty Ltd</td><td></td><td>To reduce skin irritation and itching after surgery</td></tr><tr><td>Luxeon LEDs</td><td>Phillips Lighting Co.</td><td></td><td>For light stimulation, twenty 5 W and one 1 W LEDs, controlled by Scope software</td></tr><tr><td>Needle (macrosurgery)</td><td>World Precision Instruments</td><td>501959</td><td>for suturing abdominal and head surgery, used with 3 - 0 suture, eye needle, cutting edge 5/16 circle Size 1, 15 mm</td></tr><tr><td>Needle holder (macrosurgery)</td><td>World Precision Instruments</td><td>500224</td><td>To hold needle during abdominal and head surgery</td></tr><tr><td>Needle holder (microsurgery)</td><td>World Precision Instruments</td><td>555419NT</td><td>To hold needle during ocular surgery</td></tr><tr><td>Optiva catheter</td><td>Smiths Medical International LTD</td><td>16 or 21 G</td><td>Guide corneal active electrodes from skull to conjunctiva</td></tr><tr><td>Povidone iodine 10%</td><td>Sanofi-Aventis</td><td>CAS 25655-41-8</td><td>Proprietory name: Betadine, Antiseptic to prepare the shaved skin for surgery 10%, 500 ml</td></tr><tr><td>Powerlab data acquisition system</td><td>ADInstruments</td><td>ML 785</td><td>Acquire signal from telemetry transmitter, paired to telemetry data converter</td></tr><tr><td>Proxymetacaine 0.5%</td><td>Alcon Laboratories&amp;nbsp;</td><td>CAS 5875-06-9</td><td>Topical ocular analgesia</td></tr><tr><td>Restrainer</td><td>cutom made</td><td></td><td>Front of the restrainer is tapered to minimize head movement, length can be adjusted to accommodate different rat length, overall diameter is 60 mm.&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Scapel blade</td><td>R.G. Medical Supplies</td><td>SNSM0206</td><td>For surgical incision</td></tr><tr><td>Scissors (macrosurgery)</td><td>World Precision Instruments</td><td>501225</td><td>for cutting tissue on the abodmen and forhead</td></tr><tr><td>Scissors (microsurgery)</td><td>World Precision Instruments</td><td>501232</td><td>To dissect the conjunctiva for electrode attachment</td></tr><tr><td>Scope Software</td><td>ADInstruments</td><td>version 3.7.6</td><td>Simultaneously triggers the stimulus via the ADI Powerlab system and collects data</td></tr><tr><td>Shaver</td><td>Oster</td><td>Golden A5</td><td>Shave fur from surgical areas</td></tr><tr><td>Stainless streel screws&amp;nbsp;</td><td>MicroFasteners</td><td>L001.003CS304</td><td>0.7 mm shaft diameter, 3 mm in length&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Stereotaxic frame</td><td>David Kopf</td><td>Model 900</td><td>A small animal stereotaxic instrument for locating the implantation landmarks on the skull</td></tr><tr><td>Surgical drape</td><td>Vital Medical Supplies</td><td>GM29-612EE</td><td>Ensure sterile enviornment during surgery</td></tr><tr><td>Suture (macrosurgery)</td><td>Ninbo medical needles</td><td>3-0</td><td>for suturing abdominal and head surgery, sterile silk braided, 60 cm</td></tr><tr><td>Suture needle (microsurgery)</td><td>Ninbo medical needles</td><td>8-0 or 9-0</td><td>for ocular surgery including, suturing electrode to sclera and closing conjunctival wound, nylon suture, 3/8 circle 1 &amp;times; 5, 30 cm</td></tr><tr><td>Telemetry data converter&amp;nbsp;</td><td>DataSciences International</td><td>R08</td><td>allows telemetry signal to interface with data collection software</td></tr><tr><td>Telemetry Data Exchange Matrix</td><td>DataSciences International</td><td></td><td>Gathers data from transmitters, pair with receiver</td></tr><tr><td>Telemetry data receiver</td><td>DataSciences International</td><td>RPC-1</td><td>Receives telemetry data from transmitter</td></tr><tr><td>Telemetry transmitter</td><td>DataSciences International</td><td>F50-EEE</td><td>3 channel telemetry transmitter</td></tr><tr><td>Tropicamide 0.5%</td><td>Alcon Laboratories&amp;nbsp;</td><td></td><td>Iris dilation</td></tr><tr><td>Tweezers (macrosurgery)</td><td>World Precision Instruments</td><td>500092</td><td>Manipulate tissues during abdominal and head surgery</td></tr><tr><td>Tweezers (microsurgery)</td><td>World Precision Instruments</td><td>500342</td><td>Manipulate tissues during ocular surgery</td></tr></tbody></table>

implantation and recording of wireless electroretinogram and visual evoked potential in conscious rats

フルフィールド電図（ERG）と視覚誘発電位（VEP）は、実験室や臨床現場の両方で網膜および視覚経路の完全性を評価するための便利なツールです。現在、前臨床ERGおよびVEP測定値が安定した電極の配置を確実にするために、麻酔を用いて行われます。しかし、麻酔が非常に存在することは、正常な生理学的反応を汚染することが示されています。これらの麻酔の交絡を克服するために、我々は、意識のあるラットにERGおよびVEPをアッセイするための新しいプラットフォームを開発しています。電極は、外科的にERGをアッセイし、硬膜外視覚皮質の上VEPを測定するために、目にサブ結膜に注入されます。振幅および感度/タイミングパラメータの範囲は、発光エネルギーを増加させることERGおよびVEPの両方についてアッセイします。 ERGおよびVEP信号が少なくとも4週間後の外科的移植のための安定した再現性であることが示されています。麻酔なしERGおよびVEP信号を記録するこの能力は、前臨床の中で困惑しますettingは、臨床データに優れた翻訳を提供する必要があります。

感光体の応答は、ラムとピューのモデルに基づいて、それぞれの動物のためのトップ2の発光エネルギー（1.20、1.52ログCSM -2）でERG応答の最初の下降脚の先端に遅れガウシアンをフィッティングすることによって分析されます22は 、フードとバーチ23によって定式化。この式は、振幅と感度パラメータを返し、（それぞれ図1Cおよび<...

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Implantation and Recording of Wireless Electroretinogram and Visual Evoked Potential in Conscious Rats

私たちは、記録が麻酔の交絡せずに行われている人間の状態により類似している眼（網膜電位）と覚醒ラットにおける脳（視覚誘発電位）、からの視覚的な電気生理学的信号を測定するための外科的移植や録音手順を示しています。

覚醒ラットに移植し、無線電図の記録と視覚誘発電位

The full-field electroretinogram (ERG) and visual evoked potential (VEP) are useful tools to assess retinal and visual pathway integrity in both ...

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Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Behavior

8.7K ビュー.  University of Melbourne. 私たちは、記録が麻酔の交絡せずに行われている人間の状態により類似している眼（網膜電位）と覚醒ラットにおける脳（視覚誘発電位）、からの視覚的な電気生理学的信号を測定するための外科的移植や録音手順を示しています。 

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A Wireless, Bidirectional Interface for In Vivo Recording and Stimulation of Neural Activity in Freely Behaving Rats

In vivo electrophysiology is a powerful technique to investigate the relationship between brain activity and behavior at a millisecond and micrometer scale. However, current methods mostly rely on tethered cable recordings or only use unidirectional systems, allowing either recording or stimulation of neural activity, but not at the same time or same target. Here, a new wireless, bidirectional device for simultaneous multichannel recording and stimulation of neural activity in freely behaving rats is described. The system operates through a single portable head stage that both transmits recorded activity and can be targeted in real-time for brain stimulation using a telemetry-based multichannel software. The head stage is equipped with a preamplifier and a rechargeable battery, allowing stable long-term recordings or stimulation for up to 1 h. Importantly, the head stage is compact, weighs 12 g (including battery) and thus has minimal impact on the animal&#180;s behavioral repertoire, making the method applicable to a broad set of behavioral tasks. Moreover, the method has the major advantage that the effect of brain stimulation on neural activity and behavior can be measured simultaneously, providing a tool to assess the causal relationships between specific brain activation patterns and behavior. This feature makes the method particularly valuable for the field of deep brain stimulation, allowing precise assessment, monitoring, and adjustment of stimulation parameters during long-term behavioral experiments. The applicability of the system has been validated using the inferior colliculus as a model structure.

A Wireless, Bidirectional Interface for In Vivo Recording and Stimulation of Neural Activity in Freely Behaving Rats

A wireless, bidirectional system for multi-channel neural recordings and stimulation in freely behaving rats is introduced. The system is light and compact, thus having minimal impact on the animal&#180;s behavioral repertoire. Moreover, this bidirectional system provides a sophisticated tool to assess causal relationships between brain activation patterns and behavior.

ワイヤレス、 In Vivo記録そして自由行動下ラットにおける神経活動の刺激のための双方向インタ フェース

In vivo electrophysiology is a powerful technique to investigate the relationship between brain activity and behavior at a millisecond and micrometer ...

行動学

Simultaneous Recording of Electroretinography and Visual Evoked Potentials in Anesthetized Rats

The electroretinogram (ERG) and visual evoked potential (VEP) are commonly used to assess the integrity of the visual pathway. The ERG measures the electrical responses of the retina to light stimulation, while the VEP measures the corresponding functional integrity of the visual pathways from the retina to the primary visual cortex following the same light event. The ERG waveform can be broken down into components that reflect responses from different retinal neuronal and glial cell classes. The early components of the VEP waveform represent the integrity of the optic nerve and higher cortical centers. These recordings can be conducted in isolation or together, depending on the application. The methodology described in this paper allows simultaneous assessment of retinal and cortical visual evoked electrophysiology from both eyes and both hemispheres. This is a useful way to more comprehensively assess retinal function and the upstream effects that changes in retinal function can have on visual evoked cortical function.

This protocol describes simultaneous measurement of electroretinogram and visual evoked potentials in anesthetized rats.

麻酔ラットにおける電図および視覚誘発電位の同時記録

The electroretinogram (ERG) and visual evoked potential (VEP) are commonly used to assess the integrity of the visual pathway. The ERG measures the ...

神経科学

Simultaneous Recordings of Cortical Local Field Potentials, Electrocardiogram, Electromyogram, and Breathing Rhythm from a Freely Moving Rat

Monitoring the physiological dynamics of the brain and peripheral tissues is necessary for addressing a number of questions about how the brain controls body functions and internal organ rhythms when animals are exposed to emotional challenges and changes in their living environments. In general experiments, signals from different organs, such as the brain and the heart, are recorded by independent recording systems that require multiple recording devices and different procedures for processing the data files. This study describes a new method that can simultaneously monitor electrical biosignals, including tens of local field potentials in multiple brain regions, electrocardiograms that represent the cardiac rhythm, electromyograms that represent awake/sleep-related muscle contraction, and breathing signals, in a freely moving rat. The recording configuration of this method is based on a conventional micro-drive array for cortical local field potential recordings in which tens of electrodes are accommodated, and the signals obtained from these electrodes are integrated into a single electrical board mounted on the animal's head. Here, this recording system was improved so that signals from the peripheral organs are also transferred to an electrical interface board. In a single surgery, electrodes are first separately implanted into the appropriate body parts and the target brain areas. The open ends of all of these electrodes are then soldered to individual channels of the electrical board above the animal's head so that all of the signals can be integrated into the single electrical board. Connecting this board to a recording device allows for the collection of all of the signals into a single device, which reduces experimental costs and simplifies data processing, because all data can be handled in the same data file. This technique will aid the understanding of the neurophysiological correlates of the associations between central and peripheral organs.

This study introduces a method for the simultaneous recording of local field potentials in the brain, electrocardiograms, electromyograms, and breathing signals of a freely moving rat. This technique, which reduces experimental costs and simplifies data analysis, will contribute to the understanding of the interactions between the brain and peripheral organs.

皮質局所電界電位、心電図、筋電図、呼吸リズム自由行動ラットからの同時録音

Monitoring the physiological dynamics of the brain and peripheral tissues is necessary for addressing a number of questions about how the brain controls ...

Preparing a Rat Model to Assess Visual Pathway Integrity Using an Electrophysiology Setup

Source: Nguyen, C. T. et al., <a href="https://appjove.unicartagenaproxy.elogim.com/v/54158">Simultaneous Recording of Electroretinography and Visual Evoked Potentials in Anesthetized Rats.</a>&#160;J. Vis. Exp. (2016)
This video demonstrates the preparation of a rat model to study retinal health and visual pathway integrity. Visual evoked potential and electroretinography reference and active electrodes are connected to the rat, followed by aligning the platform with the rat in front of the Ganzfeld bowl for even retinal illumination and closing the Faraday cage to avoid external interference.

電気生理学セットアップを使用して視覚経路の完全性を評価するためのラットモデルの準備

All procedures involving animal models have been reviewed by the local institutional animal care committee and the JoVE veterinary review board.
1. ...

JoVE Encyclopedia of Experiments

Neurophysiology

Electrophysiology Techniques

In Vivo Electrophysiological Recordings of Brain Activities from Multiple Sites in Rats

Source: Haumesser, J. K., et al. <a href="https://appjove.unicartagenaproxy.elogim.com/v/55940">Acute In Vivo Electrophysiological Recordings of Local Field Potentials and Multi-unit Activity from the Hyperdirect Pathway in Anesthetized Rats.</a> J. Vis. Exp.(2017).
This video demonstrates the detailed procedure for preparing an anesthetized rat for electrophysiological recordings of brain activity from multiple sites. The scalp is dissected to access the skull, and holes are drilled at precise locations to install and secure electrodes. Tungsten microwire electrodes are then inserted into the targeted location to record the data.

ラットの複数の部位からの脳活動のin vivo電気生理学的記録

Implanting a Wireless Bidirectional Microelectrode System in a Rat Brain

Source: Melo-Thomas, L., et al., <a href="https://appjove.unicartagenaproxy.elogim.com/v/56299">A Wireless, Bidirectional Interface for In Vivo Recording and Stimulation of Neural Activity in Freely Behaving Rats.</a> J. Vis. Exp. (2017)
The video demonstrates a procedure for implanting a wireless bidirectional multichannel electrode unit into a rat brain to record and stimulate multichannel neural networks.

ラット脳への無線双方向微小電極システムの移植

Recording of Visual Evoked Potentials via the Skull Electrodes in a Rat Model

Source: You, Y., et al. <a href="https://appjove.unicartagenaproxy.elogim.com/v/52934">Visual Evoked Potential Recording in a Rat Model of Experimental Optic Nerve Demyelination.</a> J. Vis. Exp. (2015).
This video demonstrates the process of measuring visual evoked potentials or VEPs in a dark-adapted, anesthetized rat with pre-implanted skull electrodes, which record the electrical signals from the brain&#39;s visual cortex in response to light stimuli.

ラットモデルにおける頭蓋骨電極による視覚誘発電位の記録

All procedures involving animal models have been reviewed by the local institutional animal care committee and the JoVE veterinary review board.
1. VEP ...

Implanting an On-Head Electrode System in a Rat Model for Real-Time Seizure Detection

Source: Koz&#225;k, G., et al. <a href="https://appjove.unicartagenaproxy.elogim.com/v/56669">Chronic Transcranial Electrical Stimulation and Intracortical Recording in Rats.</a> J. Vis. Exp. (2018).
This video demonstrates the method of implanting an on-head electrode system in an anesthetized rat for real-time seizure detection. The procedure includes placing stimulation and recording electrodes, securing them with dental cement, and connecting them to a head-mounted amplifier.

ラットモデルに頭部電極システムを埋め込むことで、リアルタイムに発作を検出

Concurrent Electroencephalographic and Local Field Potential Recordings in an Anesthetized Rat

Source: Kang, S., et al. <a href="https://appjove.unicartagenaproxy.elogim.com/v/56447">Concurrent Recording of Co-localized Electroencephalography and Local Field Potential in Rodent.</a> J. Vis. Exp. (2017).
This video demonstrates the procedure for concurrent recordings of co-localized electroencephalography (EEG) and local field potentials (LFPs) in an anesthetized rat. The process involves preparing the rat and attaching stimulating electrodes to its whisker pads. An EEG spider electrode is placed on the rat&#39;s skull for surface EEG measurements. At the same time, a multi-channel microelectrode is inserted into a specific brain region through a burr hole in the skull to record neural activity from a localized brain area.

麻酔ラットにおける脳波および局所電位記録の同時実施

Recording of Electroretinogram and Visual Evoked Potential in a Rat

Source: Charng, J. et al. <a href="https://appjove.unicartagenaproxy.elogim.com/v/54160">Implantation and Recording of Wireless Electroretinogram and Visual Evoked Potential in Conscious Rats.</a> J. Vis. Exp. (2016).
This video demonstrates how to record electroretinogram (ERG) and visual evoked potential (VEP) in a conscious rat. The rat, with surgically implanted electrodes, is first dark-adapted. After applying dilating drops, the animal is placed in a restrainer and positioned in a Ganzfeld bowl. The ERG and VEP signals are then recorded.

覚醒ラットに移植し、無線電図の記録と視覚誘発電位

要約

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この動画の章

ワイヤレス、 In Vivo記録そして自由行動下ラットにおける神経活動の刺激のための双方向インタフェース

麻酔ラットにおける電図および視覚誘発電位の同時記録

皮質局所電界電位、心電図、筋電図、呼吸リズム自由行動ラットからの同時録音

電気生理学セットアップを使用して視覚経路の完全性を評価するためのラットモデルの準備

ラットの複数の部位からの脳活動のin vivo電気生理学的記録

ラット脳への無線双方向微小電極システムの移植

ラットモデルにおける頭蓋骨電極による視覚誘発電位の記録

ラットモデルに頭部電極システムを埋め込むことで、リアルタイムに発作を検出

麻酔ラットにおける脳波および局所電位記録の同時実施

Recording of Electroretinogram and Visual Evoked Potential in a Rat

覚醒ラットに移植し、無線電図の記録と視覚誘発電位

要約

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ラットの複数の部位からの脳活動のin vivo電気生理学的記録

ラット脳への無線双方向微小電極システムの移植

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Recording of Electroretinogram and Visual Evoked Potential in a Rat

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