SEJにNIH助成R01HL105635でサポートされています。著者は、技術的な助言のためにディエゴ・V.Bohórquezに感謝したいと思います。我々はまた、技術支援、デュークヒトワクチン研究所研究フローサイトメトリー共有リソース機能（ダーラム、ノースカロライナ州）でのフローサイトメトリーを実行するためのR.イアンカミングに感謝します。フローサイトメトリー国立衛生研究所、アレルギーの国立研究所感染症（UC6-AI058607）から建設のための部分的なサポートを受けデューク大学の地域の生物学的封じ込め実験室で行いました。

動物を対象とする手順は、デューク大学の施設内動物管理使用委員会（IACUC）によって承認されています。 ファーストブルーの1鼻腔内投与ファーストブルーの場合、少なくとも2日間、マウスを安楽死前に染料を管理します。染料は、最大8週間持続します。 <ol><li>呼吸が遅くし始めるまで光吸入麻酔（2.5％セボフルラン）でマウスを麻酔。 </li><li>マウスを確保するために時折一時停止、ゆっくり鼻孔に染料溶液40μl（0.4mMのファーストブルー、1％ジメチルスルホキシド、DMSO、リン酸緩衝生理食塩水、PBS）を植え付ける濾過ヒントを200μlのピペットを使用して溶液を吸引され（ 図1A）。 </li><li> 、垂直方向にマウスを押したままヘッドアップ、そして優しく色素が肺全体に広がる確保するために胸をマッサージします。 </li></ol>解剖と分析日に2.準備<ol><li> 10ミリリットルを準備0; 表1に指定されている成分を組み合わせることによって神経節解離ソリューション（GADS）。 </li><li>専用ラボエリア内のRNAの抽出を行います。実験を開始する前に、70％エタノール、10％の漂白剤、およびRNaseの汚染除去試薬と清浄な表面。これは、RNA遠心分離機、任意のチューブラック、およびピペットを含んでいます。専用のフィルターチップボックスはRNAのみでの使用のためにそこにあることを確認してください。これはサンプルを汚染するとして、DNA調製のために、この機器やエリアを使用しないでください。 </li><li> RNaseフリー水を用いて新鮮な70％、および80％エタノールを混合します。 RNAの抽出に使用されるサンプルごとに1 mlで調製します。 </li></ol><table fo:keep-together.within-page="1"><tbody><tr><td> 成分 </td><td> 量 </td></tr><tr><td>高度なDMEM / F12 </td><td> 9.5ミリリットル</td></tr><tr><td>グルタミン</td><td> 100μlの</td></tr><tr><td> HEPES（10mMの） </td><td> 100μlの</td></tr><tr><td> N2サプリメント</td><td> 100μlの</td></tr><tr><td> B27（なしビタミンA） </td><td> 200μlの</td></tr><tr><td> NGF（50μg/ mlの） </td><td> 10μlの</td></tr></tbody></table> 神経節解離ソリューション（GADS） 表 1. 試薬混合物。 3.解剖手順<ol><li> 500μlのGADS、各実験試料について1、ポジティブソート制御のための1、および負の仕分け制御のための1つの1.5 mlチューブを埋めます。解剖を通してチューブを氷上に保管してください。 </li><li>節状神経節を解剖し、解離を促進するために、二つの部分のカットを行い、その後、実験試料管に入れて。節状神経節16とDRG 17の解剖については、次のJoveのプロトコルを参照してください。 </li><li>ソートのコントロールのために、このような後根神経節（DRG）などの神経節を、解剖し、部分的に非標識カット。ポジティブコントロールと2 gangliための2つの神経節を使用しますネガティブコントロールのために。 </li><li>成功した並べ替えのための十分な結節ニューロンを得るためには、GADSを含む1つの実験サンプル管に5匹のマウスからの神経節を兼ね備えています。 </li></ol> 4.知覚神経節解離<ol><li>チューブ内の神経節を残して、500μlのGADSをピペット。一度1mlのPBSを添加することにより洗浄神経節は、その後、PBSをピペット、チューブの底に沈殿する神経節を待ちます。 </li><li> 1ミリリットルGADSと消化酵素の22μlの（コラゲナーゼI / IIおよびプロテアーゼ混合物は、2.5 mg / mlで中のH 2 O）を各チューブを追加します。 </li><li>陽性対照チューブに20μlのファーストブルー（5.26ミリモル）を追加します。 </li><li>既に37℃に設定した水浴または加熱ブロックにチューブを入れてください。 注：神経節消化の時間は、消化酵素の年齢に依存します。消化酵素を溶解する1ヶ月以内に、30分間のダイジェスト、2の内部 - 6ヶ月、45分間のダイジェスト。酵素は6ヶ月以上古いものであれば、神経節Fをダイジェストまたは60分。 </li><li> 15分毎に振盪管簡単と神経節を確実にするために、それらをフリック溶液で覆われています。 </li><li>神経節が消化されている間、粒子溶液（ポリビニルピロリドンで被覆されたコロイドシリカ粒子）を用いた密度勾配を調製します。 <ol><li> GADS、サンプルあたり500μlの12％の粒子溶液を混ぜます。 </li><li> GADS、サンプルあたり500μlの28％粒子溶液を混ぜます。 </li><li>ゆっくりと慎重に、各サンプルの新しい1.5 mlチューブに400μlの28％濃度溶液の上に400μlの12％濃度の溶液を添加します。 2つの層が混在しないようにしてください。二つの異なる層は、チューブ内に表示されるはずです。他のより暗い1。 </li></ol></li><li>神経節を消化されている間、（1ファーストブルー陽性およびサンプルを分類ごとに1ファーストブルー負のチューブ）をソートするための新しい1.5 mlのコレクションチューブにラベルを付けます。干渉しないようにソート機能要件に応じて、これらのチューブは、取り外し可能な蓋を持っている必要がありますセルソーターた電子。 </li><li>適当な消化時間後、消化酵素でGADSを除去し、1mlのPBSで2回神経節を洗います。各チューブに新鮮なGADSの200μLを加えます。 </li><li>離れて細胞を破壊するには、上下に数回200μlの100μlの容量に設定さピペット、ピペット神経節を使用してください。組織のない無傷の作品が見られなくなるまで繰り返します。溶液中の気泡を作成しないでください。 </li><li> 70μmのセルストレーナーを通して解離した細胞を渡します。 </li><li>残された残りの浮遊細胞をピックアップし、セルストレーナーを介して追加のソリューションを渡すために、元の解離管に別の100μlのGADSを追加します。新しいピペットチップを使用して、ストレーナを通過し、メッシュにしがみついた残りの細胞含有液を収集します。 GADSに懸濁された細胞の最終容量は300μLです。 </li><li>慎重に以前に作られた密度勾配の上に細胞を300μlをレイヤー。 Cの泡と混合を避けます密度層を有するells。 </li><li>室温で2900×gで10分間遠心します。 </li><li>細胞は遠心分離器であるが、以下のように、溶解バッファー（実験サンプルあたり1ミリリットル）を混ぜる：10μlの2-メルカプトエタノール（RNA抽出キットから）1ミリリットルのBuffer RLTインチ<ol><li>ファーストブルー正のコレクションチューブに300μlの溶解バッファーとファーストブルー負のコレクションチューブ（ステップ4.7からラベルされたチューブ）に600μlのを追加します。この体積は、収集されると予想される細胞の数に依存します。 7000細胞600μlを添加するために、&lt;2,000細胞、300μlを添加する&gt;が。これはかなりの溶解緩衝液を希釈しないソートシース流体を保証します。 </li></ol></li><li>遠心分離が完了したら、慎重に取り外し、トップ700μlの層を捨てます。この層は、他の方法で細胞選別を妨害する細胞の破片の大部分が含まれています。 </li><li>溶液およびピペットを含む残りの細胞に700μlの新鮮なGADSを追加TE数回上下に混合します。 </li><li>細胞をペレットに2900×gで15分間遠心します。 </li><li>細胞は遠心分離器であるが、1ミリリットルのGADSに5μlのDNアーゼ（10mg / ml）を添加することにより、GADS（サンプルあたり500μl）をソート混ぜます。 </li><li>遠心分離が完了したら、慎重に細胞ペレットを残し、上澄み液を除去し、廃棄します。 </li><li>再懸濁200で細胞ペレット - と200μlの数倍に設定千μlをピペットで上下にピペッティングすることにより、GADSをソート300μLを。氷の上にサンプルを置きます。細胞は、今ソートする準備ができています。 </li></ol> 5.蛍光活性化細胞（FAC）並べ替え注：このセクションでは、運用FACSソーターの知識や熟練者の支援を必要とします。 <ol><li>細胞生存度を試験するために、各サンプルに1μlのヨウ化プロピジウム（PI）ストック溶液（50μg/ ml）を加えます。 2チューブ、PIと1と1なしに負の制御を分割します。 PIは死んだ細胞のDNAと結合します。もし最初のいくつかの種類の後に標識する全く死んだ細胞が存在しない、PIの使用は必要ありません。 </li><li>交通細胞を氷上で例えば 、BD FACS AriaIIは、歌姫8ソフトウェアを実行して、楽器フローサイトメトリーします。 </li><li>セルサイズがこの集団内の変数であるため、ソートに大ノズル（100μm）を使用します。ストレス細胞経験の量を減少させ、細胞生存率は、低圧（20 PSI）を使用して増加させます。 </li><li>必要に応じて、解析プロット、前方散乱、側方散乱（SSC）、ファーストブルー、およびPIを設定するために、FACSソーターのソフトウェアを使用してください。 </li><li>細胞を再懸濁するために、そっとソーターにロードする前にサンプルを簡単にボルテックス。 </li><li>ゲート閾値（ 図2A）を設定するために、ネガティブコントロール、無ファーストブルーまたはPIで始まります。これは、細胞集団内の自己蛍光の量を決定します。オプション：死んだ細胞の集団があるかどうかを識別するために、PIで負のサンプルを実行します。 </li><li>陽性対照サンプル（株式会社を並べ替えます補正パラメータを設定するには、）ファーストブルーでubated。 </li><li>ゲートおよびパラメータを設定した後、実験サンプルを選別始めます。試料は、RNA溶解緩衝液を含む準備コレクションチューブにソートされます。 </li><li>細胞選別が完了するまで氷上でソートされたサンプルを保管してください。 </li><li>細胞がソートされた直後のRNA抽出工程を開始します。 </li></ol> 6. RNA抽出<ol><li> 1分間、溶解緩衝液で渦選別された細胞をホモジナイズします。 </li><li>数回ピペッティングにより70％エタノールとミックスの1ボリュームを追加します。 </li><li>スピンカラムに700μlのサンプルまで移します。 8000 x gで15秒間遠心します。フロースルーを捨てます。 <ol><li>試料の全量をスピンカラムを通過するまで繰り返します。 </li></ol></li><li>メーカーのprotocoに従って、DNase処理工程を含む、350μlのBuffer RW1を追加し、RNA精製プロセスを続行細胞についてリットル。 </li><li> RNAを抽出した後、製造業者の仕様書に従って、マイクロ流体電気泳動システムを用いてRNAの品質をテストします。 </li></ol>

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著者らは、開示することは何もありません。

このプロトコルは、迷走神経の節状神経節で気道神経支配ニューロンをターゲットにする方法を説明しています。一旦標識神経節を穏やかに最適細胞数および生存率を維持するために分離されています。これらのニューロンは、その後、FACは、溶解緩衝液に直接ソートされ、RNAが抽出されます。このプロトコルの重要性は、標的に切り分け、および特定の感覚細胞集団の品質を維持する能力?...

体性感覚神経は、熱的、機械的、化学的、および内因性と環境因子によって引き起こされる有害な刺激を伝達します。これらの求心性神経の細胞体は、後根、三叉神経、または結節神経節のように、知覚神経節に位置しています。それぞれの感覚神経節は、身体の特定の領域を神経支配し、その領域内の別々の臓器や組織を神経支配する細胞が含まれています。三叉神経節は、顔、目、髄膜または上気道1を神経支配するニューロンを含む、頭蓋骨内に配置されている間、例えば、後根神経節（DRG）は、脊柱に配置され、身体や手足全体のプロセスを拡張します2。迷走神経の節状神経節は、頭蓋骨下の首に位置し、消化管、心臓、および下気道や肺3を通して神経繊維を拡張する細胞体が含まれます。ヒトでは節状神経節は、しかし、マウスでそれが融合されて、一人で立っていますまた、肺4を神経支配頚神経節、と。この融合した神経節は、しばしば頸静/結節複雑、迷走神経節、あるいは単に節状神経節5と呼ばれています。ここでは、結節性神経節と呼ばれています。 結節の求心性線維は、脳幹内の孤束核（NTS）の核に内臓からの情報を渡します。このユニークな神経節への感覚入力は、このような腸運動性6、心拍数7、呼吸8,9、および刺激性活性化呼吸応答10,11として機能し、多様な配列を制御します。機能や神経支配器官のこのような多様性と、個々のニューロン経路を研究するために、節状神経節の臓器特異的亜集団を標的とし、単離することが重要です。しかし、結節のサイズが小さく、それが、これは簡単な作業ではありません含まれているニューロンの数が限られて与えられました。神経節結節各マウスは、およそ5,000のニューロン12が含まれています衛星細胞を支持する大規模な集団に加えました。 5000結節ニューロンの、唯一の三から五までパーセントの神経支配気道。そのため、呼吸器刺激や病理に対する気道-神経支配ニューロン内の任意の機能、形態学的または分子変化は、高密度に充填された節状神経節に失われます。 この問題を解決するために、この方法は、気道を神経支配するニューロンを同定および単離するために開発されました。気道は、その後の神経支配の結節ニューロンを同定するために蛍光トレーサー色素に曝露しました。ファーストブルーは、ニューロンによってピックアップし、それが最大8週間13のために保持され、それらの細胞体に素早く移動した- 15。一度同定、まだ効率的な、穏やかな分離プロトコルは、蛍光活性化細胞（FAC）ソートする色素標識および細胞生存率を維持するために使用しました。選別された細胞は、遺伝子発現またはfを決定するために、高品質のリボ核酸（RNA）を抽出するために使用されまたは他の下流の分子解析。このプロトコルは、関心のある組織を神経支配する感覚ニューロンを単離するのに有用で堅牢な技術を提供します。

<table><tbody><tr><td>Fast Blue</td><td>Polysciences, Inc.</td><td>17740-2</td><td>stock 2 mg/ml in water</td></tr><tr><td>NeuroTrace 530/615 red Nissle stain</td><td>Life Technologies</td><td>N21482</td><td></td></tr><tr><td>Dimethyl Sulfoxide (DMSO)</td><td>Fisher Scientific</td><td>D128-500</td><td></td></tr><tr><td>Dulbecco&#039;s Phosphate Buffered Saline (PBS) Ca and Mg free</td><td>Gibco</td><td>14190-144</td><td></td></tr><tr><td>Advanced DMEM/F12</td><td>Gibco</td><td>12634-010</td><td></td></tr><tr><td>glutamine (Glutamax)</td><td>Gibco</td><td>35050-061</td><td></td></tr><tr><td>HEPES</td><td>Gibco</td><td>15630-080</td><td></td></tr><tr><td>N2</td><td>Gibco</td><td>17502-048</td><td></td></tr><tr><td>B27 (no vitamin A)</td><td>Gibco</td><td>12587-010</td><td></td></tr><tr><td>Nerve Growth Factor (NGF)</td><td>Sigma</td><td>N6009</td><td>stock 50 &amp;micro;g/ml in PBS/10% FBS</td></tr><tr><td>digestion enzyme, Liberase DH Research Grade</td><td>Roche</td><td>5401054001</td><td>stock 2.5 mg/ml in water</td></tr><tr><td>particle solution (Percoll)</td><td>Sigma</td><td>P1644-25ML</td><td></td></tr><tr><td>Heating block</td><td>LabNet</td><td></td><td></td></tr><tr><td>70 &amp;micro;m cell strainer</td><td>Falcon</td><td>352350</td><td></td></tr><tr><td>Absolute Ethanol (200 proof)</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP2818-500</td><td></td></tr><tr><td>RNase free water</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP2484-100</td><td></td></tr><tr><td>RNase decontamination reagent, RNase AWAY</td><td>invitrogen</td><td>10328-011</td><td></td></tr><tr><td>2-mercaptoethanol</td><td>VWR</td><td>EM-6010</td><td></td></tr><tr><td>RNA extraction kit, RNeasy Plus Micro Kit</td><td>Qiagen</td><td>74034</td><td></td></tr><tr><td>DNase kit, RNase-Free DNase Set</td><td>Qiagen</td><td>79254</td><td></td></tr><tr><td>DNase</td><td>Sigma</td><td>D5025-15KU</td><td>stock 10 mg/ml in 0.15 M NaCl</td></tr><tr><td>Propidium Iodide</td><td>Sigma</td><td>P4170-10MG</td><td>stock 10 &amp;micro;g/ml in PBS</td></tr><tr><td>Microfluidic electrophoresis system (TapeStation 2200)</td><td>Agilent</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

a method to target and isolate airway-innervating sensory neurons in mice

体性感覚神経は、熱的、機械的、化学的、および内因性と環境因子によって引き起こされる有害な刺激を伝達します。これらの求心性ニューロンの細胞体は、感覚神経節内に配置されています。感覚神経節は、身体の特定の器官または一部を支配します。例えば、後根神経節（DRG）は、脊柱に配置され、身体や手足全体のプロセスを拡張します。三叉神経節は、頭蓋骨に位置し、顔を支配し、上気道されています。節状神経節の迷走神経求心性神経は、腸、心臓、肺全体に延びています。呼吸数、気道の炎症、および咳反射：結節ニューロンは、以下のような機能の多様な配列を制御します。したがって、それらの機能を理解し、操作するために、気道特定のニューロンのサブ集団を同定し、単離することが重要です。マウスでは、気道は、気道固有の結節ニューロンの逆行性トレーシングのために、蛍光トレーサー染料、ファーストブルーにさらされています秒。結節神経節を解離し、蛍光活性化細胞（FAC）選別染料陽性細胞を収集するために使用されます。次に、高品質のリボ核酸（RNA）は、次世代配列決定のための色素陽性の細胞から抽出されます。この方法は、気道の特定の神経細胞の遺伝子発現を使用して決定されます。

この方法を使用して、気道神経支配するニューロンは、鼻腔内にファーストブルー（ 図1A）を浸透することによって標識されます。 2日後、ファーストブルー標識された細胞は、節状神経節（ 図1C）に表示されます。節状神経節の全ニューロン集団の5％ - これらの細胞は、3を構成しています。この目的のために使用されてきた他の逆行性染?...

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A Method to Target and Isolate Airway-innervating Sensory Neurons in Mice

Organ specific sensory neurons are difficult to identify. Fast Blue tracing is used to identify nodose neurons innervating the airways for cell sorting. Sorted nodose neurons are used to extract high quality ribonucleic acid (RNA) for sequencing. Using this protocol, gene expression of airway specific neurons is determined.

方法は、標的とマウスにおけるアイソ気道-神経支配感覚ニューロンへ

Somatosensory nerves transduce thermal, mechanical, chemical, and noxious stimuli caused by both endogenous and environmental agents. The cell bodies of ...

a-method-to-target-isolate-airway-innervating-sensory-neurons

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Neuroscience

13.1K ビュー.  Yale University. Organ specific sensory neurons are difficult to identify. Fast Blue tracing is used to identify nodose neurons innervating the airways for cell sorting. Sorted nodose neurons are used to extract high quality ribonucleic acid (RNA) for sequencing. Using this protocol, gene expression of airway specific neurons is determined.

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A Reversible, Non-invasive Method for Airway Resistance Measurements and Bronchoalveolar Lavage Fluid Sampling in Mice

Airway hyperreactivity (AHR) measurements and bronchoalveolar lavage (BAL) fluid sampling are essential to experimental asthma models, but repeated procedures to obtain such measurements in the same animal are generally not feasible.  Here, we demonstrate protocols for obtaining from mice repeated measurements of AHR and bronchoalveolar lavage fluid samples.  Mice were challenged intranasally seven times over 14 days with a potent allergen or sham treated.  Prior to the initial challenge, and within 24 hours following each intranasal challenge, the same animals were anesthetized, orally intubated and mechanically ventilated.  AHR, assessed by comparing dose response curves of respiratory system resistance (RRS) induced by increasing intravenous doses of acetylcholine (Ach) chloride between sham and allergen-challenged animals, were determined.  Afterwards, and via the same intubation, the left lung was lavaged so that differential enumeration of airway cells could be performed.  These studies reveal that repeated measurements of AHR and BAL fluid collection are possible from the same animals and that maximal airway hyperresponsiveness and airway eosinophilia are achieved within 7-10 days of initiating allergen challenge.  This novel technique significantly reduces the number of mice required for longitudinal experimentation and is applicable to diverse rodent species, disease models and airway physiology instruments.  

Repeated measurements of rodent respiratory physiology and sampling of airway inflammatory cells are desirable, but generally not feasible. Here we describe a repeatable method for orally intubating mice that permits repeated measurements of airway hyperreactivity and sampling of airway inflammatory cells.

気道抵抗測定とマウスにおける気管支肺胞洗浄液のサンプリングのためのリバーシブル、非侵襲的方法

Airway hyperreactivity (AHR) measurements and bronchoalveolar lavage (BAL) fluid sampling are essential to experimental asthma models, but repeated ...

生物学

Facial Nerve Axotomy in Mice: A Model to Study Motoneuron Response to Injury

The goal of this surgical protocol is to expose the facial nerve, which innervates the facial musculature, at its exit from the stylomastoid foramen and either cut or crush it to induce peripheral nerve injury. Advantages of this surgery are its simplicity, high reproducibility, and the lack of effect on vital functions or mobility from the subsequent facial paralysis, thus resulting in a relatively mild surgical outcome compared to other nerve injury models. A major advantage of using a cranial nerve injury model is that the motoneurons reside in a relatively homogenous population in the facial motor nucleus in the pons, simplifying the study of the motoneuron cell bodies. Because of the symmetrical nature of facial nerve innervation and the lack of crosstalk between the facial motor nuclei, the operation can be performed unilaterally with the unaxotomized side serving as a paired internal control. A variety of analyses can be performed postoperatively to assess the physiologic response, details of which are beyond the scope of this article. For example, recovery of muscle function can serve as a behavioral marker for reinnervation, or the motoneurons can be quantified to measure cell survival. Additionally, the motoneurons can be accurately captured using laser microdissection for molecular analysis. Because the facial nerve axotomy is minimally invasive and well tolerated, it can be utilized on a wide variety of genetically modified mice. Also, this surgery model can be used to analyze the effectiveness of peripheral nerve injury treatments. Facial nerve injury provides a means for investigating not only motoneurons, but also the responses of the central and peripheral glial microenvironment, immune system, and target musculature. The facial nerve injury model is a widely accepted peripheral nerve injury model that serves as a powerful tool for studying nerve injury and regeneration.

We present a surgical protocol detailing how to perform a cut or crush axotomy on the facial nerve in the mouse. The facial nerve axotomy can be employed to study the physiological response to nerve injury and test therapeutic techniques.

マウスにおける顔面神経軸索切断：傷害に運動ニューロン応答を研究するためのモデル

The goal of this surgical protocol is to expose the facial nerve, which innervates the facial musculature, at its exit from the stylomastoid foramen and ...

医学

Direct Visualization of the Murine Dorsal Cochlear Nucleus for Optogenetic Stimulation of the Auditory Pathway

Investigation into the use of virus-mediated gene transfer to arrest or reverse hearing loss has largely been relegated to the peripheral auditory system. Few studies have examined gene transfer to the central auditory system. The dorsal cochlear nucleus (DCN) of the brainstem, which contains second order neurons of the auditory pathway, is a potential site for gene transfer. In this protocol, a technique for direct and maximal exposure of the murine DCN via a posterior fossa approach is demonstrated. This approach allows for either acute or survival surgery. Following direct visualization of the DCN, a host of experiments are possible, including injection of opsins into the cochlear nucleus and subsequent stimulation by an optical fiber coupled to a blue light laser.&#160;Other neurophysiology experiments, such as electrical stimulation and neural injector tracings are also feasible.&#160;The level of visualization and the duration of stimulation achievable make this approach applicable to a wide range of experiments.

The goal of this protocol is to outline a surgical approach to provide direct access to the dorsal cochlear nucleus in a murine model.

聴覚路の光遺伝学的刺激のためのマウス背側蝸牛神経核の直接可視化

Investigation into the use of virus-mediated gene transfer to arrest or reverse hearing loss has largely been relegated to the peripheral auditory system. ...

神経科学

Perforated Patch-clamp Recording of Mouse Olfactory Sensory Neurons in Intact Neuroepithelium: Functional Analysis of Neurons Expressing an Identified Odorant Receptor

Analyzing the physiological responses of olfactory sensory neurons (OSN) when stimulated with specific ligands is critical to understand the basis of olfactory-driven behaviors and their modulation. These coding properties depend heavily on the initial interaction between odor molecules and the olfactory receptor (OR) expressed in the OSNs. The identity, specificity and ligand spectrum of the expressed OR are critical. The probability to find the ligand of the OR expressed in an OSN chosen randomly within the epithelium is very low. To address this challenge, this protocol uses genetically tagged mice expressing the fluorescent protein GFP under the control of the promoter of defined ORs. OSNs are located in a tight and organized epithelium lining the nasal cavity, with neighboring cells influencing their maturation and function. Here we describe a method to isolate an intact olfactory epithelium and record through patch-clamp recordings the properties of OSNs expressing defined odorant receptors. The protocol allows one to characterize OSN membrane properties while keeping the influence of the neighboring tissue. Analysis of patch-clamp results yields&#160;a precise quantification of ligand/OR interactions, transduction pathways and pharmacology, OSNs&#39; coding properties and their modulation at the membrane level.&#160;

Analyzing the physiological properties of olfactory sensory neurons still faces technical limitations. Here we record them through perforated patch-clamp in an intact preparation of the olfactory epithelium in gene-targeted mice. This technique allows the characterization of membrane properties and responses to specific ligands of neurons expressing defined olfactory receptors.

無傷の神経上皮におけるマウス嗅細胞の穿孔パッチクランプ記録：同定された嗅覚受容体を発現するニューロンの機能解析

Analyzing the physiological responses of olfactory sensory neurons (OSN) when stimulated with specific ligands is critical to understand the basis of ...

In-depth Physiological Analysis of Defined Cell Populations in Acute Tissue Slices of the Mouse Vomeronasal Organ

In most mammals, the vomeronasal organ (VNO) is a chemosensory structure that detects both hetero- and conspecific social cues. Vomeronasal sensory neurons (VSNs) express a specific type of G protein-coupled receptor (GPCR) from at least three different chemoreceptor gene families allowing sensitive and specific detection of chemosensory cues. These families comprise the V1r and V2r gene families as well as the formyl peptide receptor (FPR)-related sequence (Fpr-rs) family of putative chemoreceptor genes. In order to understand the physiology of vomeronasal receptor-ligand interactions and downstream signaling, it is essential to identify the biophysical properties inherent to each specific class of VSNs.
The physiological approach described here allows identification and in-depth analysis of a defined population of sensory neurons using a transgenic mouse line (Fpr-rs3-i-Venus). The use of this protocol, however, is not restricted to this specific line and thus can easily be extended to other genetically modified lines or wild type animals.

Here, we describe a physiological approach that allows identification and in-depth analysis of a defined population of sensory neurons in acute coronal tissue slices of the mouse vomeronasal organ using whole-cell patch-clamp recordings.

マウス鋤鼻器官の急性組織スライスで定義された細胞集団の中で、深さ生理学的解析

In most mammals, the vomeronasal organ (VNO) is a chemosensory structure that detects both hetero- and conspecific social cues. Vomeronasal sensory ...

The Preparation of Oblique Spinal Cord Slices for Ventral Root Stimulation

Electrophysiological recordings from spinal cord slices have proven to be a valuable technique to investigate a wide range of questions, from cellular to network properties. We show how to prepare viable oblique slices of the spinal cord of young mice (P2 - P11). In this preparation, the motoneurons retain&#160;their axons coming out from the ventral roots of the&#160;spinal cord. Stimulation of these axons elicits back-propagating action potentials invading the motoneuron&#160;somas and exciting the motoneuron&#160;collaterals within the spinal cord. Recording of antidromic action potentials is an immediate, definitive and elegant way to characterize motoneuron identity, which surpasses&#160;other identification methods. Furthermore, stimulating the motoneuron collaterals is a simple and reliable way to excite the collateral targets of the motoneurons within the spinal cord, such as other motoneurons or Renshaw cells. In this protocol, we present antidromic recordings from the motoneuron somas as well as Renshaw cell excitation, resulting from ventral root stimulation.

We show how to prepare oblique slices of the spinal cord in young mice. This preparation allows for the stimulation of the ventral roots.

前根刺激のための斜め脊髄スライスの調製

Electrophysiological recordings from spinal cord slices have proven to be a valuable technique to investigate a wide range of questions, from cellular to ...

Investigation of Activated Mouse Olfactory Sensory Neurons via Combined Immunostaining and in situ Hybridization

Animals rely on chemical communication to convey and perceive relevant environmental information, ranging from assessment of food quality to detection of available mating partners or threats. In mice, this task is executed primarily by the olfactory system and its underlying subsystems, including the main and accessory olfactory systems. Both have peripheral organs populated by sensory neurons expressing G-protein coupled receptors able to bind chemical cues that reach the nasal cavity. Even though the molecular characteristics of these receptors is well understood, little is known about their cognate specific ligands. The method described here combines in situ hybridization detection of olfactory or vomeronasal receptors with immunodetection of phosphorylated ribosomal protein S6 (pS6) - a marker of neuronal activation. This protocol was devised to identify neurons activated after a single event of exposure to purified or complex chemical stimuli detected by the olfactory organs. Importantly, this technique allows the investigation of neurons triggered in biologically relevant contexts. Ideally, this method should be used to probe the molecular biology of the olfactory system and to study olfactory behaviors.

Investigation of Activated Mouse Olfactory Sensory Neurons via Combined Immunostaining and in situ Hybridization

This protocol combines in situ hybridization with immunofluorescence to identify olfactory and vomeronasal receptor genes expressed in olfactory sensory neurons after activation by chemical stimuli in the mouse.

Animals rely on chemical communication to convey and perceive relevant environmental information, ranging from assessment of food quality to detection of ...

マウス交感神経ニューロンの標的化:腰椎交感神経切除術アプローチ

Surgical Lumbar Sympathectomy in Mice

Peripheral nerve injuries are common, and full functional recovery after injury is achieved in only 10% of patients. The sympathetic nervous system plays many critical roles in maintaining bodily homeostasis, but it has rarely been studied in the context of peripheral nerve injury. The extent of postganglionic sympathetic neuronal functions in distal targets in the periphery is currently unclear. To better explore the role of sympathetic innervation of peripheral targets, a surgical &#34;knock-out&#34; model provides an alternative approach. Although this can be achieved chemically, chemical destruction of postganglionic sympathetic neurons can be nonspecific and dose-dependent. The use of a surgical lumbar sympathectomy in mice, once thought to be &#34;virtually not practicable&#34; in small animals, allows for specific targeting of postganglionic sympathetic neurons that innervate the hind limbs. This manuscript describes how to surgically remove the L2-L5 lumbar sympathetic ganglia from a mouse as a survival surgery, which reliably decreases the hind paw sweat response and the number of sympathetic axons in the sciatic nerve.

著者スポットライト:交感神経ニューロンの可塑性の探索

This manuscript presents a protocol for surgically removing the postganglionic lumbar sympathetic neurons from a mouse. This procedure will facilitate a multitude of studies aimed at investigating the role of sympathetic innervation in distal tissue targets.

マウスの外科的腰椎交感神経切除術

Peripheral nerve injuries are common, and full functional recovery after injury is achieved in only 10% of patients. The sympathetic nervous system plays ...

方法は、標的とマウスにおけるアイソ気道-神経支配感覚ニューロンへ

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気道抵抗測定とマウスにおける気管支肺胞洗浄液のサンプリングのためのリバーシブル、非侵襲的方法

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聴覚路の光遺伝学的刺激のためのマウス背側蝸牛神経核の直接可視化

無傷の神経上皮におけるマウス嗅細胞の穿孔パッチクランプ記録：同定された嗅覚受容体を発現するニューロンの機能解析

マウス鋤鼻器官の急性組織スライスで定義された細胞集団の中で、深さ生理学的解析

前根刺激のための斜め脊髄スライスの調製

Investigation of Activated Mouse Olfactory Sensory Neurons via Combined Immunostaining and in situ Hybridization

マウスの外科的腰椎交感神経切除術

マウスの外科的腰椎交感神経切除術

マウスの外科的腰椎交感神経切除術