Gli autori sono stati supportati da Japan Society per la promozione della scienza KAKENHI Grant JP16K11200 e 17H 02223 e la concessione per la ricerca di Kanazawa Medical University S2016-8 e C2017-3. Ringraziamo Yuhichi Kuda per il suo sostegno a scattare la foto.

Tutte le procedure vengono eseguite in conformità con i principi guida della società fisiologica del Giappone e con l'approvazione di Animal Care Comitato di Kanazawa Università medica.
1. costruzione del vetro Optrode titolare
Nota: Per creare un supporto di vetro optrode, viene utilizzato un portaelettrodo commerciale (Figura 1A).
<ol><li>Estrarre delicatamente il tubo d'acciaio per controllo di pressione dalla canna del titolare.</li>
	<li>Di foratura, allargare il foro del lato perno sedile in canna del titolare. Praticare il foro di 3 mm di diametro e 12 mm in profondità.</li>
	<li>Mettere un tubo di acciaio inox (diametro 3 mm, dello spessore di 0,5 mm e 8 mm di lunghezza; Figura 1A 2) nel foro.</li>
	<li>Inserire una ceramica dividere manicotto di accoppiamento per puntali di ⌀2.5 mm (Figura 1A1) nel foro.</li>
	<li>Fissare la canna della pinza porta elettrodo per una scanalatura a forma di L con adesivo epossidico.</li>
	<li>Praticare i fori (3 mm di diametro) nella scanalatura e allegarlo a un manipolatore con viti.</li>
</ol>2. testa Post installazione
<ol><li>Preparare un post di testa su misura fatto di un distanziatore di circuito stampato. Rendere il distanziale colonnare del circuito in una forma cuboidale con una fresa e tagliarlo in 2 post testa con una sega (Figura 1B). Appiattire la parte inferiore del post testa con una fresa.</li>
	<li>Preparare l'animale transgenico in cui un'opsina sensibile alla luce è espressa in un tipo di neurone specifico per lo studio. In questo lavoro, si utilizza il mouse transgenico (topi VGAT-ChR2) in cui i neuroni inibitori express channelrhodopsin-2 (ChR2)11 .</li>
	<li>Anestetizzare l'animale con una miscela di 0,3 mg/kg di medetomidina, 4,0 mg/kg di midazolam e 5,0 mg/kg di butorfanolo tramite la somministrazione intraperitoneale. Per confermare che l'animale è completamente anestetizzato, prova sue reazioni per pizzicare di coda.</li>
	<li>Posizionare il mouse in una cornice stereotassica su un rilievo di riscaldamento. Pulire la cornice stereotassica e il riscaldamento pad con alcool al 70% in anticipo. Posizionare i denti nel foro della barra del morso e serrare leggermente il morsetto di naso. Difficoltà entrambi i lati della testa utilizzando barre di orecchio. Quando la testa è fissata correttamente dalle barre di orecchio, stringere il morsetto del naso. Applicare una pomata oftalmica agli occhi.</li>
	<li>Radere la pelle di testa con piccole forbici e pulire il cuoio capelluto con un batuffolo di cotone di clorexidina gluconato. Prima della chirurgia, sterilizzare tutti che gli strumenti chirurgici e una testa post con un'autoclave (121 ° C, 15 min).</li>
	<li>Tagliare il cuoio capelluto lungo la linea mediana con le forbici e spingerla da parte. Effettuare l'incisione dalla parte posteriore della testa per gli occhi (circa 20 mm). Rimuovere il periostio con un batuffolo di cotone imbevuto in alcool al 70% e asciugare il cranio.</li>
	<li>Allegare il post di testa per il manipolatore. Posizionare il post testa piatta sul cranio intorno il bregma utilizzando il manipolatore.</li>
	<li>Mescolare il monomero (4 gocce), il catalizzatore (1 goccia) e polimeri (1 cucchiaino) di cemento dentale su un piccolo piatto che viene raffreddato in frigorifero in anticipo. Mettere il cemento dentale (inferiore a 1 g) sul frontale e dell'osso parietale del cranio per fissare la testa posta al cranio.</li>
	<li>Dopo il cemento dentale diventa difficile, è possibile rimuovere il mouse dalla cornice stereotassica. Mettere una pomata antibiotica sulla pelle esposta. Iniettare l'antagonista di medetomidina (0,3 mg/kg) e gli antibiotici (ossitetraciclina; 20 mg/kg). Posizionare e controllare il mouse sul tappetino calore in una gabbia fino a quando risveglia e restituirlo a una gabbia di alloggiamento.</li>
	<li>Casa l'animale in una gabbia di alloggi individuali con qualche dispositivo di arricchimento. Cambia la carta animale biancheria da letto ogni giorno per mantenere la gabbia pulita e prevenire l'infezione. Monitorare con attenzione se l'animale mostra segni di disagio. Applicare lidocaina la ferita se qualsiasi dolore è ritenuto sospetto. Amministra meloxicam o carprofen una volta ogni 24 h per 48 h dopo entrambi la testa post installazione ed il craniotomy ambulatori. La lidocaina locale può essere dato inoltre se i fans non è adeguato.
</li>
</ol>3. acclimatazione
<ol><li>(Minimo) due giorni dopo il recupero dall'anestesia, acclimatare gli animali allo stato testa-fisso nella camera di registrazione. Eseguire le sessioni di acclimatazione per almeno 5 giorni.</li>
	<li>Durante le sessioni di acclimatazione, metti l'animale nella camera di registrazione con il post testa fissato ad una pinza su misura. Durante la sessione, al fine di limitare il movimento, copre il corpo con un mezzo tubo di resina su misura (Figura 1), realizzati con una stampante 3D. Nota: Il giorno 1, la sessione di acclimatazione deve essere lunga 5 min. Esso è poi aumentato ogni giorno a 10, 20, 40 e 60 min per giorni 2, 3, 4 e 5, rispettivamente.</li>
	<li>Alla fine di ogni sessione, dare all'animale una ricompensa in cibo. Se l'animale si sforza continuamente durante l'acclimatazione, interrompere la sessione.</li>
</ol>4. craniotomia
Nota: Dopo l'acclimatazione, un craniotomy è fatta sopra la regione del cervello per la registrazione. Il craniotomy è effettuato nella cornice stereotassica in anestesia, come con la testa post installazione. La procedura di post-funzionamento è lo stesso come la testa post installazione.
<ol><li>Prima il craniotomy, pulire il cranio con un batuffolo di cotone con clorexidina gluconato e 70% di alcol.</li>
	<li>Raschiare accuratamente il cranio sopra il sito di registrazione con un trapano odontoiatrico. Quando l'osso diventa abbastanza sottile, tagliare con la punta del bisturi e rimuoverlo.</li>
	<li>Mettere cemento dentale intorno alla regione esposta al fine di rafforzare il cranio.</li>
	<li>Coprire l'area di cervello esposto con adesivo siliconico dopo il cemento dentale diventa difficile. Post-operatorio si procede come descritto al punto 2.8.</li>
</ol>5. elettrofisiologici registrazione
<ol><li>Permettere all'animale di recuperare per almeno 1 giorno dopo il craniotomy prima di eseguire la registrazione elettrofisiologica. Metti l'animale nella camera di registrazione allo stesso modo che è stato fatto durante le sessioni di acclimatazione quando verrà avviata la registrazione.</li>
	<li>Rendere le pipette in vetro dai capillari di vetro borosilicato (OD = 1.5 mm, ID = 0,9 mm, lunghezza 90,0 mm) tirato su un estrattore di elettrodo. Loro diametro della punta è 2-3 µm, e la loro resistenza è 4 – 6 MΩ quando sono pieni di 10mm PBS. La lunghezza dell'elettrodo è di 40 – 50 mm. In alcune registrazioni, neurobiotin 2% viene aggiunto alla PBS da 10 mM.</li>
	<li>Allegare la pipetta di vetro riempito al titolare della optrode su misura.</li>
	<li>Mettere il filo in argento rivestito Ag-Cl (0,2 mm di diametro) nella pipetta di vetro. Collegare il filo d'argento ad un pin tramite un sottile filo elettrico rivestito. Collegare il pin per l'headstage dell'amplificatore registrazione.</li>
	<li>Collegare il cavo di patch in fibra ottica (core = 960 µm, rivestimento = 1.000 µm, NA = 0,63) con una ghiera di zirconia (OD = 2,5 mm) per la scissione il manicotto sul titolare del optrode di accoppiamento. Spingere il cavo di patch nel manicotto finché la punta della ferrula contatto sul retro della pipetta di vetro. Il cavo di patch offre la luce (lunghezza d'onda = 465 nm) da LED. La luce del LED è controllata da un driver di LED singolo canale.</li>
	<li>Rimuovere l'adesivo del silicone sopra il craniotomy. Metta salina riscaldata (38 ° C) sulla superficie del cervello periodicamente per evitare che la superficie del cervello secchi durante la sessione di registrazione. Se necessario, rimuovere il dura con le pinzette taglienti.</li>
	<li>Inserire l'elettrodo di vetro nel tessuto del cervello con un manipolatore. Quando è inserito, monitorare la resistenza dell'elettrodo. Sostituire l'elettrodo quando la resistenza è inferiore al previsto perché la punta dell'elettrodo può essere danneggiata. Alla profondità di interesse, ricerca e isolare le punte di singola unità di regolazione della profondità di 2-5 µm.</li>
	<li>Dopo la singola unità è isolata, consegnare la luce del LED e osservare la risposta agli stimoli leggeri.</li>
	<li>Registrare le attività neurale dopo l'identificazione dei tipi cellulari. Eseguire le registrazioni per 2 – 3 h. Se la registrazione viene effettuata in giorni consecutivi (2 giorni al massimo), coprire il craniotomy con adesivo siliconico. Quando la registrazione è terminata e l'animale viene sacrificato, recuperare il post testa e metterlo in acetone a lavare e riutilizzare.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Rajasethupathy, P., Ferenczi, E., Deisseroth, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Targeting+neural+circuits.">Targeting neural circuits.</a> Cell. 165 (3), 524-534 (2016).</li><li>Gore, F., Schwartz, E. C., Salzman, C. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Manipulating+neural+activity+in+physiologically+classified+neurons:+triumphs+and+challenges.">Manipulating neural activity in physiologically classified neurons: triumphs and challenges.</a> Philosophical Transactions of the Royal Society of London. Series B, Biological Sciences. 370 (1677), 20140216 (2015).</li><li>Ono, M., Bishop, D. C., Oliver, D. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identified+GABAergic+and+glutamatergic+neurons+in+the+mouse+inferior+colliculus+share+similar+response+properties.">Identified GABAergic and glutamatergic neurons in the mouse inferior colliculus share similar response properties.</a> Journal of Neuroscience. 37 (37), 8952-8964 (2017).</li><li>Ono, M., Bishop, D. C., Oliver, D. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-lasting+sound-evoked+afterdischarge+in+the+auditory+midbrain.">Long-lasting sound-evoked afterdischarge in the auditory midbrain.</a> Scientific Reports. 6, 20757 (2016).</li><li>Munoz, W., Tremblay, R., Rudy, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Channelrhodopsin-assisted+patching:+in+vivo+recording+of+genetically+and+morphologically+identified+neurons+throughout+the+brain.">Channelrhodopsin-assisted patching: in vivo recording of genetically and morphologically identified neurons throughout the brain.</a> Cell Reports. 9 (6), 2304-2316 (2014).</li><li>Lima, S. Q., Hromadka, T., Znamenskiy, P., Zador, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=PINP:+a+new+method+of+tagging+neuronal+populations+for+identification+during+in+vivo+electrophysiological+recording.">PINP: a new method of tagging neuronal populations for identification during in vivo electrophysiological recording.</a> PLoS One. 4 (7), e6099 (2009).</li><li>Kuwada, S., Batra, R., Stanford, T. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Monaural+and+binaural+response+properties+of+neurons+in+the+inferior+colliculus+of+the+rabbit:+effects+of+sodium+pentobarbital.">Monaural and binaural response properties of neurons in the inferior colliculus of the rabbit: effects of sodium pentobarbital.</a> Journal of Neurophysiology. 61 (2), 269-282 (1989).</li><li>Populin, L. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anesthetics+change+the+excitation/inhibition+balance+that+governs+sensory+processing+in+the+cat+superior+colliculus.">Anesthetics change the excitation/inhibition balance that governs sensory processing in the cat superior colliculus.</a> Journal of Neuroscience. 25 (25), 5903-5914 (2005).</li><li>Duque, D., Malmierca, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stimulus-specific+adaptation+in+the+inferior+colliculus+of+the+mouse:+anesthesia+and+spontaneous+activity+effects.">Stimulus-specific adaptation in the inferior colliculus of the mouse: anesthesia and spontaneous activity effects.</a> Brain Structure and Function. 220 (6), 3385-3398 (2015).</li><li>Cai, R., Richardson, B. D., Caspary, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Responses+to+predictable+versus+random+temporally+complex+stimuli+from+single+units+in+auditory+thalamus:+impact+of+aging+and+anesthesia.">Responses to predictable versus random temporally complex stimuli from single units in auditory thalamus: impact of aging and anesthesia.</a> Journal of Neuroscience. 36 (41), 10696-10706 (2016).</li><li>Zhao, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cell+type-specific+channelrhodopsin-2+transgenic+mice+for+optogenetic+dissection+of+neural+circuitry+function.">Cell type-specific channelrhodopsin-2 transgenic mice for optogenetic dissection of neural circuitry function.</a> Nature Methods. 8 (9), 745-752 (2011).</li><li>Ito, T., Bishop, D. C., Oliver, D. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Two+classes+of+GABAergic+neurons+in+the+inferior+colliculus.">Two classes of GABAergic neurons in the inferior colliculus.</a> Journal of Neuroscience. 29 (44), 13860-13869 (2009).</li><li>Ono, M., Yanagawa, Y., Koyano, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=GABAergic+neurons+in+inferior+colliculus+of+the+GAD67-GFP+knock-in+mouse:+electrophysiological+and+morphological+properties.">GABAergic neurons in inferior colliculus of the GAD67-GFP knock-in mouse: electrophysiological and morphological properties.</a> Neuroscience Research. 51 (4), 475-492 (2005).</li><li>Chen, Q., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Imaging+neural+activity+using+Thy1-GCaMP+transgenic+mice.">Imaging neural activity using Thy1-GCaMP transgenic mice.</a> Neuron. 76 (2), 297-308 (2012).</li><li>Hirai, Y., Nishino, E., Ohmori, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Simultaneous+recording+of+fluorescence+and+electrical+signals+by+photometric+patch+electrode+in+deep+brain+regions+in+vivo.">Simultaneous recording of fluorescence and electrical signals by photometric patch electrode in deep brain regions in vivo.</a> Journal of Neurophysiology. 113 (10), 3930-3942 (2015).</li><li>LeChasseur, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+microprobe+for+parallel+optical+and+electrical+recordings+from+single+neurons+in+vivo.">A microprobe for parallel optical and electrical recordings from single neurons in vivo.</a> Nature Methods. 8 (4), 319-325 (2011).</li><li>Abaya, T. V., Blair, S., Tathireddy, P., Rieth, L., Solzbacher, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+3D+glass+optrode+array+for+optical+neural+stimulation.">A 3D glass optrode array for optical neural stimulation.</a> Biomedical Optics Express. 3 (12), 3087-3104 (2012).</li><li>Bittner, K. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Conjunctive+input+processing+drives+feature+selectivity+in+hippocampal+CA1+neurons.">Conjunctive input processing drives feature selectivity in hippocampal CA1 neurons.</a> Nature Neuroscience. 18 (8), 1133-1142 (2015).</li></ol>

Gli autori non hanno nulla a rivelare.

Optogenetica è diventato un potente strumento in neuroscienze. È stato utilizzato per identificare tipi specifici neuroni in vivo così come manipolare l'attività di specifici circuiti neuronali. Il chiarimento delle attività neurale di diversi tipi di un neurone promuove la comprensione del meccanismo dei circuiti neurali. Qui, abbiamo dimostrato un metodo per fornire la luce per il sito di registrazione attraverso un elettrodo di vetro nell'IC di sveglio VGAT-ChR2 topi.
Ci sono ...

Il sistema nervoso centrale è costituito da vari tipi di neuroni, che hanno funzioni diverse. Funzionano di questi diversi tipi di neuroni all'interno del circuito neurale è una delle preoccupazioni principali nell'ambito delle neuroscienze. Tuttavia, in molte regioni del cervello, è stato impossibile distinguere i tipi di un neurone in registrazioni in vivo di attività elettrica perché non c'è nessuna differenza evidente in segnale elettrico spike stesso, con alcune eccezioni. Gli avanzamenti recenti nella optogenetica hanno fatto un passo avanti1,2. Utilizzando animali transgenici in cui opsina sensibili alla luce (ad es., channelrhodopsin-2) è espresso in tipi neuronali specifici, è diventato possibile distinguere i tipi di un neurone in modo efficiente in vivo registrazioni3, 4,5,6. In questi animali, i neuroni con crepuscolare opsina sono eccitati dando stimoli leggeri durante le registrazioni elettriche, ma altri neuroni non sono. I neuroni di opsin-positivi, di conseguenza, sono facilmente distinguibili da altri tipi di neurone dalle loro risposte alla luce.
In esperimenti di optogenetica, è fondamentale per fornire la luce per il sito di registrazione. Come una metodica non invasiva, la luce è spesso diretto dalla superficie del cervello. Tuttavia, poiché la forza della luce riduce come esso passa attraverso il tessuto cerebrale, è difficile stimolare le regioni del cervello profondo dalla superficie del cervello. Soprattutto, è difficile per la luce di stimolazione raggiungere le regioni del cervello profondo quando la trasparenza ottica della superficie del cervello è bassa, come è spesso il caso con registrazioni da animali svegli. Esperimenti elettrofisiologici spesso sono stati effettuati su animali anestetizzati, perché il movimento del corpo provoca rumore nelle registrazioni. Come è ben documentato, tuttavia, l'anestesia è conosciuto per cambiare le risposte neurali7,8,9,10. Pertanto, è necessario utilizzare animali svegli al fine di studiare le risposte neurali senza gli effetti artificiali dell'anestesia. A differenza di esperimenti con animali anestetizzati, registrazioni elettrofisiologiche sono effettuate dopo il recupero da un intervento chirurgico negli esperimenti con gli animali svegli. Durante l'intervallo tra la chirurgia e le registrazioni, l'essudato di tessuto spesso si accumula sulla superficie del cervello e rende la trasparenza ottica della superficie del cervello basso.
Qui, descriviamo un metodo per registrare le registrazioni unitario da un mouse sveglio utilizzando un optrode di vetro su misura. In questo metodo, la luce è consegnato attraverso l'elettrodo di vetro di registrazione in modo che è possibile stimolare in modo affidabile il neurone registrato con la luce nelle regioni del cervello profondo. Questo sistema su misura optrode costituito da materiali accessibile e poco costosi ed è facile da montare.

<table><tbody><tr><td>Electrode holder</td><td>Molecular Device</td><td>1-HL-U</td><td>pipette holder for microelectrode amplifier</td></tr><tr><td>Ceramic split mating sleeve</td><td>Thorlabs</td><td>ADAF1</td><td>f2.5 mm ferrule</td></tr><tr><td>Circuit board spacer</td><td>Teishin Denki</td><td>SPA-320</td><td>f8.0 mm, 20.0 mm long</td></tr><tr><td>Stereotaxic frame for mice</td><td>Narishige</td><td>SR-6M-HT</td><td>Stereotaxic instruments for mice</td></tr><tr><td>Manipulator</td><td>Narishige</td><td>NA</td><td>Manual manipulator</td></tr><tr><td>Superbond</td><td>Sun Medical</td><td>M: 204610557</td><td>Dental adhesive resin cement</td></tr><tr><td>Form2</td><td>Formlabs</td><td>NA</td><td>3D printer</td></tr><tr><td>Kwik-Sil</td><td>WPI</td><td>KWIK-SIL</td><td>Low toxicity silicone adhesive</td></tr><tr><td>Borosilicate glass capillaries</td><td>Narishige</td><td>GD-1.5</td><td>OD 1.5 mm, ID 0.9 mm, 90.0 mm long</td></tr><tr><td>Fiber-optic patch cord</td><td>Doric Lenses</td><td>MFP_960/1000/2200-0.63_1m_FCM-ZF2.5</td><td>Monofiberoptic patchcord, OD, 2.5 mm, core = 960 mm, cladding = 1000 mm, NA = 0.63</td></tr><tr><td>Connectrized LED</td><td>Doric Lenses</td><td>LEDC-1B_FC</td><td>Central wave length = 465 nm, output power = 45 mW (Core 960 mm 0.63 NA )</td></tr><tr><td>LED driver</td><td>Doric Lenses</td><td>LEDRV_1CH_1000</td><td>1 ch LED driver, maximum output = 1000 mA</td></tr><tr><td>Electrode puller</td><td>Narishige</td><td>PB-7</td><td>Dual-stage glass micropipette puller</td></tr><tr><td>Borosilicate glass capillary</td><td>Narishige</td><td>GD-1.5</td><td>Bolosilicate glass capillary, OD, 1.5mm, ID, 0.9 mm, 90.0 mm long</td></tr><tr><td>GENTACIN</td><td>MSD CO., Ltd</td><td>185711173</td><td>Antibiotic ointment</td></tr><tr><td>Terramycin&amp;reg;-LA</td><td>Zoetis</td><td>G 333</td><td>Oxytetracycline</td></tr><tr><td>Tg(Slc32a1- COP4*H134R/EYFP)8Gfng/J</td><td>Jackson Labs</td><td>#14548</td><td>VGAT-ChR2 mice</td></tr><tr><td>Multiclamp 700B</td><td>Molecular Devices</td><td>2500-0157</td><td>Microelectrode amplifier</td></tr></tbody></table>

optogenetics identification of a neuronal type with a glass optrode in awake mice

È delle principali preoccupazioni in neuroscienze come i diversi tipi di neuroni funzionano in circuiti neurali. Gli avanzamenti recenti nella optogenetica hanno permesso l'identificazione del tipo di un neurone in vivo esperimenti elettrofisiologici nelle regioni del cervello ampio. In esperimenti di optogenetica, è fondamentale per fornire la luce per il sito di registrazione. Tuttavia, è spesso difficile fornire la luce di stimolazione per le regioni del cervello profondo dalla superficie del cervello. Soprattutto, è difficile per la luce di stimolazione raggiungere le regioni del cervello profondo quando la trasparenza ottica della superficie del cervello è bassa, come è spesso il caso con registrazioni da animali svegli. Qui, descriviamo un metodo per registrare le risposte di spike alla luce da un mouse sveglio utilizzando un optrode di vetro su misura. In questo metodo, la luce è consegnato attraverso l'elettrodo di vetro di registrazione in modo che è possibile stimolare in modo affidabile il neurone registrato con la luce nelle regioni del cervello profondo. Questo sistema su misura optrode costituito da materiali accessibile e poco costosi ed è facile da montare.

In Figura 2, abbiamo esaminato gli effetti della dimensione del suggerimento e la lunghezza delle pipette di vetro sul potere della luce sulla punta delle pipette (Figura 2A-B). Il potere della luce è stato misurato da un misuratore di potenza ottica posizionato a 1 mm dalla punta. Tutta la sua lunghezza era impostata a 50 ± 2 mm quando varia la dimensione di punta, mentre la dimensione di punta era impostata s...

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Optogenetics Identification of a Neuronal Type with a Glass Optrode in Awake Mice

Optogenetica identificazione di un tipo di un neurone con un Optrode di vetro in topi svegli

Questo lavoro introduce un metodo per eseguire un unitario optogenetica registrazione in modo affidabile da un mouse sveglio usando un optrode di vetro su misura.

It is a major concern in neuroscience how different types of neurons work in neural circuits. Recent advances in optogenetics have enabled the ...

optogenetics-identification-neuronal-type-with-glass-optrode-awake

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Neuroscience

6.7K Views.  Kanazawa Medical University. Questo lavoro introduce un metodo per eseguire un unitario optogenetica registrazione in modo affidabile da un mouse sveglio usando un optrode di vetro su misura.

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Electrophysiological Characterization of GFP-Expressing Cell Populations in the Intact Retina

Studying the physiological properties and synaptic connections of specific neurons in the intact tissue is a challenge for those cells that lack conspicuous morphological features or show a low population density. This applies particularly to retinal amacrine cells, an exceptionally multiform class of interneurons that comprise roughly 30 subtypes in mammals1. Though being a crucial part of the visual processing by shaping the retinal output2, most of these subtypes have not been studied up to now in a functional context because encountering these cells with a recording electrode is a rare event.
Recently, a multitude of transgenic mouse lines is available that express fluorescent markers like green fluorescent protein (GFP) under the control of promoters for membrane receptors or enzymes that are specific to only a subset of neurons in a given tissue3,4. These pre-labeled cells are therefore accessible to directed microelectrode targeting under microscopic control, permitting the systematic study of their physiological properties in situ. However, excitation of fluorescent markers is accompanied by the risk of phototoxicity for the living tissue. In the retina, this approach is additionally hampered by the problem that excitation light causes appropriate stimulation of the photoreceptors, thus inflicting photopigment bleaching and transferring the retinal circuits into a light-adapted condition. These drawbacks are overcome by using infrared excitation delivered by a mode-locked laser in short pulses of the femtosecond range. Two-photon excitation provides energy sufficient for fluorophore excitation and at the same time restricts the excitation to a small tissue volume minimizing the hazards of photodamage5. Also, it leaves the retina responsive to visual stimuli since infrared light (&gt;850 nm) is only poorly absorbed by photopigments6.
In this article we demonstrate the use of a transgenic mouse retina to attain electrophysiological in situ recordings from GFP-expressing cells that are visually targeted by two-photon excitation. The retina is prepared and maintained in darkness and can be subjected to optical stimuli which are projected through the condenser of the microscope (Figure 1). Patch-clamp recording of light responses can be combined with dye filling to reveal the morphology and to check for gap junction-mediated dye coupling to neighboring cells, so that the target cell can by studied on different experimental levels.

This article depicts the recording of individual cells from fluorescently tagged neuronal populations in the intact mouse retina. By using two-photon infrared excitation transgenetically labeled cells were targeted for patch-clamp recording to study their light responses, receptive field properties, and morphology.

Caratterizzazione elettrofisiologica di GFP-Esprimendo popolazioni di cellule nella retina intatto

Studying the physiological properties and synaptic connections of specific neurons in the intact tissue is a challenge for those cells that lack ...

Ricerca

Neuroscienze

A Method for High Fidelity Optogenetic Control of Individual Pyramidal Neurons In vivo

Optogenetic methods have emerged as a powerful tool for elucidating neural circuit activity underlying a diverse set of behaviors across a broad range of species. Optogenetic tools of microbial origin consist of light-sensitive membrane proteins that are able to activate (e.g., channelrhodopsin-2, ChR2) or silence (e.g., halorhodopsin, NpHR) neural activity ingenetically-defined cell types over behaviorally-relevant timescales. We first demonstrate a simple approach for adeno-associated virus-mediated delivery of ChR2 and NpHR transgenes to the dorsal subiculum and prelimbic region of the prefrontal cortex in rat. Because ChR2 and NpHR are genetically targetable, we describe the use of this technology to control the electrical activity of specific populations of neurons (i.e., pyramidal neurons) embedded in heterogeneous tissue with high temporal precision. We describe herein the hardware, custom software user interface, and procedures that allow for simultaneous light delivery and electrical recording from transduced pyramidal neurons in an anesthetized in vivo preparation. These light-responsive tools provide the opportunity for identifying the causal contributions of different cell types to information processing and behavior.

A Method for High Fidelity Optogenetic Control of Individual Pyramidal Neurons In vivo

The recent development of neuroscience tools that combine genetics and optics, termed "optogenetics", enables control over neural circuit activity with an unprecedented level of spatial and temporal resolution. Here we provide a protocol for integrating in vivo recording with optogenetic manipulation of genetically-defined subsets of prefrontal cortical and subicular pyramidal neurons.

Un metodo per High Fidelity optogenetic controllo dei singoli Piramidale neuroni<em&gt; In vivo</em

Optogenetic methods  have emerged as a powerful tool for elucidating neural circuit activity  underlying a diverse set of behaviors across a broad range ...

Laser-scanning Photostimulation of Optogenetically Targeted Forebrain Circuits

The sensory forebrain is composed of intricately connected cell types, of which functional properties have yet to be fully elucidated. Understanding the interactions of these forebrain circuits has been aided recently by the development of optogenetic methods for light-mediated modulation of neuronal activity. Here, we describe a protocol for examining the functional organization of forebrain circuits&#160;in vitro using laser-scanning photostimulation of channelrhodopsin, expressed optogenetically via viral-mediated transfection. This approach also exploits the utility of cre-lox recombination in transgenic mice to target expression in specific neuronal cell types. Following transfection, neurons are physiologically recorded in slice preparations using whole-cell patch clamp to measure their evoked responses to laser-scanning photostimulation of channelrhodopsin expressing fibers. This approach enables an assessment of functional topography and synaptic properties. Morphological correlates can be obtained by imaging the neuroanatomical expression of channelrhodopsin expressing fibers using confocal microscopy of the live slice or post-fixed tissue. These methods enable functional investigations of forebrain circuits that expand upon more conventional approaches.

We describe a method for characterizing the functional topography and synaptic properties of forebrain circuits using an optogenetic approach to photostimulate neuronal populations&#160;in vitro.

Laser-scanning Fotostimolazione di circuiti prosencefalo Optogenetically mirati

The sensory forebrain is composed of intricately connected cell types, of which functional properties have yet to be fully elucidated. Understanding the ...

Optogenetic Manipulation of Neuronal Activity to Modulate Behavior in Freely Moving Mice

Optogenetic modulation of neuronal circuits in freely moving mice affects acute and long-term behavior. This method is able to perform manipulations of single neurons and region-specific transmitter release, up to whole neuronal circuitries in the central nervous system, and allows the direct measurement of behavioral outcomes. Neurons express optogenetic tools via an injection of viral vectors carrying the DNA of choice, such as Channelrhodopsin2 (ChR2). Light is brought into specific brain regions via chronic optical implants that terminate directly above the target region. After two weeks of recovery and proper tool-expression, mice can be repeatedly used for behavioral tests with optogenetic stimulation of the neurons of interest.
Optogenetic modulation has a high temporal and spatial resolution that can be accomplished with high cell specificity, compared to the commonly used methods such as chemical or electrical stimulation. The light does not harm neuronal tissue and can therefore be used for long-term experiments as well as for multiple behavioral experiments in one mouse. The possibilities of optogenetic tools are nearly unlimited and enable the activation or silencing of whole neurons, or even the manipulation of a specific receptor type by light.
The results of such behavioral experiments with integrated optogenetic stimulation directly visualizes changes in behavior caused by the manipulation. The behavior of the same animal without light stimulation as a baseline is a good control for induced changes. This allows a detailed overview of neuronal types or neurotransmitter systems involved in specific behaviors, such as anxiety. The plasticity of neuronal networks can also be investigated in great detail through long-term stimulation or behavioral observations after optical stimulation. Optogenetics will help to enlighten neuronal signaling in several kinds of neurological diseases.

With optogenetic manipulation of specific neuronal populations or brain regions, behavior can be modified with high temporal and spatial resolution in freely moving animals. By using different optogenetic tools in combination with chronically implanted optical fibers, a variety of neuronal modulations and behavioral testing can be performed.

Manipolazione optogenetica dell'attività neuronale per modulare il comportamento nei topi in movimento libero

Optogenetic modulation of neuronal circuits in freely moving mice affects acute and long-term behavior. This method is able to perform manipulations of ...

Comportamento

In vivo Optogenetic Stimulation of the Rodent Central Nervous System

The ability to probe defined neural circuits in awake, freely-moving animals with cell-type specificity, spatial precision, and high temporal resolution has been a long sought tool for neuroscientists in the systems-level search for the neural circuitry governing complex behavioral states. Optogenetics is a cutting-edge tool that is revolutionizing the field of neuroscience and represents one of the first systematic approaches to enable causal testing regarding the relation between neural signaling events and behavior. By combining optical and genetic approaches, neural signaling can be bi-directionally controlled through expression of light-sensitive ion channels (opsins) in mammalian cells. The current protocol describes delivery of specific wavelengths of light to opsin-expressing cells in deep brain structures of awake, freely-moving rodents for neural circuit modulation. Theoretical principles of light transmission as an experimental consideration are discussed in the context of performing in vivo optogenetic stimulation. The protocol details the design and construction of both simple and complex laser configurations and describes tethering strategies to permit simultaneous stimulation of multiple animals for high-throughput behavioral testing.

In vivo Optogenetic Stimulation of the Rodent Central Nervous System

Optogenetics has become a powerful tool for use in behavioral neuroscience experiments. This protocol offers a step-by-step guide to the design and set-up of laser systems, and provides a full protocol for carrying out multiple and simultaneous in vivo optogenetic stimulations compatible with most rodent behavioral testing paradigms.

In vivo optogenetic stimolazione del sistema nervoso centrale Roditore

The ability to probe defined neural circuits in awake, freely-moving animals with cell-type specificity, spatial precision, and high temporal resolution ...

A Guide to In vivo Single-unit Recording from Optogenetically Identified Cortical Inhibitory Interneurons

A major challenge in neurophysiology has been to characterize the response properties and function of the numerous inhibitory cell types in the cerebral cortex. We here share our strategy for obtaining stable, well-isolated single-unit recordings from identified inhibitory interneurons in the anesthetized mouse cortex using a method developed by Lima and colleagues1. Recordings are performed in mice expressing Channelrhodopsin-2 (ChR2) in specific neuronal subpopulations. Members of the population are identified by their response to a brief flash of blue light. This technique &#8211; termed &#8220;PINP&#8221;, or Photostimulation-assisted Identification of Neuronal Populations &#8211; can be implemented with standard extracellular recording equipment. It can serve as an inexpensive and accessible alternative to calcium imaging or visually-guided patching, for the purpose of targeting extracellular recordings to genetically-identified cells. Here we provide a set of guidelines for optimizing the method in everyday practice. We refined our strategy specifically for targeting parvalbumin-positive (PV+) cells, but have found that it works for other interneuron types as well, such as somatostatin-expressing (SOM+) and calretinin-expressing (CR+) interneurons.

A Guide to In vivo Single-unit Recording from Optogenetically Identified Cortical Inhibitory Interneurons

Here we describe our strategy for obtaining stable, well-isolated single-unit recordings from identified inhibitory interneurons in the anesthetized mouse cortex. Neurons expressing ChR2 are identified by their response to blue light. The method uses standard extracellular recording equipment, and serves as an inexpensive alternative to calcium imaging or visually-guided patching.

Una guida per<em&gt; In vivo</em&gt; Singola unità di registrazione da Optogenetically Identificato corticale inibitorio interneuroni

A major challenge in neurophysiology has been to characterize the response properties and function of the numerous inhibitory cell types in the cerebral ...

Direct Visualization of the Murine Dorsal Cochlear Nucleus for Optogenetic Stimulation of the Auditory Pathway

Investigation into the use of virus-mediated gene transfer to arrest or reverse hearing loss has largely been relegated to the peripheral auditory system. Few studies have examined gene transfer to the central auditory system. The dorsal cochlear nucleus (DCN) of the brainstem, which contains second order neurons of the auditory pathway, is a potential site for gene transfer. In this protocol, a technique for direct and maximal exposure of the murine DCN via a posterior fossa approach is demonstrated. This approach allows for either acute or survival surgery. Following direct visualization of the DCN, a host of experiments are possible, including injection of opsins into the cochlear nucleus and subsequent stimulation by an optical fiber coupled to a blue light laser.&#160;Other neurophysiology experiments, such as electrical stimulation and neural injector tracings are also feasible.&#160;The level of visualization and the duration of stimulation achievable make this approach applicable to a wide range of experiments.

The goal of this protocol is to outline a surgical approach to provide direct access to the dorsal cochlear nucleus in a murine model.

Visualizzazione diretta del Murine Dorsale Cochlear Nucleus per optogenetic stimolazione del percorso uditivo

Investigation into the use of virus-mediated gene transfer to arrest or reverse hearing loss has largely been relegated to the peripheral auditory system. ...

Laser-guided Neuronal Tracing In Brain Explants

We present a technique which combines an in vitro tracer injection protocol, which uses a series of electrical and pressure pulses to increase dye uptake through electroporation in brain explants with targeted laser illumination and matching filter goggles during the procedure. The described technique of in vitro electroporation by itself yields relatively good visual control for targetting certain areas of the brain. By combining it with laser excitation of fluorescent genetic markers and their read-out through band-passing filter goggles, which can pick up the emissions of the genetically labeled cells/nuclei and the fluorescent tracing dye, a researcher can substantially increase the accuracy of injections by finding the area of interest and controlling for the dye-spread/uptake in the injection area much more efficiently. In addition, the laser illumination technique allows to study the functionality of a given neurocircuit by providing information about the type of neurons projecting to a certain area in cases where the GFP expression is linked to the type of transmitter expressed by a subpopulation of neurons.

We describe a technique to label neurons and their processes via anterograde or retrograde tracer injections into brain nuclei using an in vitro preparation. We modified an existing method of in vitro tracer electroporation by taking advantage of fluorescently labeled mouse mutants and basic optical equipment in order to increase labeling accuracy.

Neuronal Tracing negli espianti cerebrali a guida laser

We present a technique which combines an in vitro tracer injection protocol, which uses a series of electrical and pressure pulses to increase dye uptake ...

Optogenetic Manipulation of Neural Circuits During Monitoring Sleep/wakefulness States in Mice

In recent years, optogenetics has been widely used in many fields of neuroscientific research. In many cases, an opsin, such as channel rhodopsin 2 (ChR2), is expressed by a virus vector in a particular type of neuronal cells in various Cre-driver mice. Activation of these opsins is triggered by application of light pulses which are delivered by laser or LED through optic cables, and the effect of activation is observed with very high time resolution. Experimenters are able to acutely stimulate neurons while monitoring behavior or another physiological outcome in mice. Optogenetics can enable useful strategies to evaluate function of neuronal circuits in the regulation of sleep/wakefulness states in mice. Here we describe a technique for examining the effect of optogenetic manipulation of neurons with a specific chemical identity during electroencephalogram (EEG) and electromyogram (EMG) monitoring to evaluate the sleep stage of mice. As an example, we describe manipulation of GABAergic neurons in the bed nucleus of the stria terminalis (BNST). Acute optogenetic excitation of these neurons triggers a rapid transition to wakefulness when applied during NREM sleep. Optogenetic manipulation along with EEG/EMG recording can be applied to decipher the neuronal circuits that regulate sleep/wakefulness states.

Here, we describe methods of optogenetic manipulation of particular types of neurons during monitoring of sleep/wakefulness states in mice, presenting our recent work on the bed nucleus of the stria terminalis as an example.

Manipolazione optogenetica dei circuiti neurali durante il monitoraggio degli stati di sonno/veglia nei topi

In recent years, optogenetics has been widely used in many fields of neuroscientific research. In many cases, an opsin, such as channel rhodopsin 2 ...

Optrode Array for Simultaneous Optogenetic Modulation and Electrical Neural Recording

During the last decade, optogenetics has become an essential tool for the investigation of neural signaling due to its unique capability of selective neural modulation or monitoring. As specific types of neuronal cells can be genetically modified to express opsin proteins, optogenetics enables optical stimulation or inhibition of the selected neurons. There have been several technological advances in the optical system for optogenetics. Recently, it was proposed to combine the optical waveguide for light delivery with electrophysiological recording to simultaneously monitor the neural responses to optogenetic stimulation or inhibition. In this study, an implantable optrode array (2x2 optical fibers) was developed with embedded multichannel electrodes. 
A light-emitting diode (LED) was employed as a light source, and a microfabricated microlens array was integrated to provide sufficient light power at the tip of the optical fibers. The optrode array system comprises the disposable part and the reusable part. The disposable part has optical fibers and electrodes, while the reusable part has the LED and electronic circuitry for light control and neural signal processing. The novel design of the implantable optrode array system is introduced in the accompanying video in addition to the procedure of the optrode implantation surgery, optogenetic light stimulation, and the electrophysiological neural recording. The results of in vivo experiments successfully showed time-locked neural spikes evoked by the light stimuli from hippocampal excitatory neurons of mice.

Here, we present the fabrication method of an optrode system with optical fibers for light delivery and an electrode array for neural recording. In vivo experiments with transgenic mice expressing channelrhodopsin-2 show the feasibility of the system for simultaneous optogenetic stimulation and electrophysiological recording.

Optrode Array per la modulazione optogenetica simultanea e la registrazione neurale elettrica

During the last decade, optogenetics has become an essential tool for the investigation of neural signaling due to its unique capability of selective ...

Optogenetica identificazione di un tipo di un neurone con un Optrode di vetro in topi svegli

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