Questo lavoro è stato finanziato dal The Nature Conservancy e donatori privati, risorse Legacy Fund Foundation, Gordon e Betty Moore Foundation, Environmental Defense Fund, California Sea Grant Program, il programma nazionale della ricerca cooperativa NMFS e un NOAA Saltonstall-Kennedy Grant #13-SWR-008. Marino ricerca applicata e esplorazione (Dirk Rosen, Rick Botman, Andy Lauerman e David Jefferies) sviluppato, costruito e mantenuto il video strumento di Lander. Desideriamo ringraziare Jim Seager e SeaGIS™ software per il supporto tecnico. Capitano e pescatore commerciale Tim Maricich e membri dell'equipaggio a bordo il supporto di F/V Donna Kathleen fornito in distribuzione il Lander da 2012-2015. Grazie a tutti coloro che hanno partecipato nella raccolta di dati video o analisi (Anne Tagini, Donna Kline, lt. Amber Payne, Bryon Downey, Marisa Ponte, Rebecca Miller, Matt Merrifield, Walter Heady, Steve Rienecke, EJ Dick e John Field).

Nota: Gli screenshot di software procedura sono inclusi come File supplementari. Siete pregati di notare che i punti del software descritti di seguito sono specifici per il software prescelto (Vedi la Tabella materiali). L'approccio globale può essere esteso a qualsiasi piattaforma software stereo.
1. preparare filmati Stereo-fotocamera per l'analisi
Nota: È consigliabile calibrazione utilizzando un cubo di calibrazione. Un cubo di calibrazione è un telaio in alluminio tridimensionale con proprio puntini riflettente posizionati sulla superficie. Quando utilizzato in combinazione con software di calibrazione, un cubo di calibrazione conduce ad una maggiore precisione e accuratezza rispetto a scacchiera approcci9.
<ol><li>Calibrare le fotocamere Lander con stereo-calibrazione software (Figura 1 e Figura 2; Vedi Tabella materiali per una raccomandazione di software). Nota: Calibrazione può essere verificata prima dell'uso nel campo misurando bersagli di dimensioni note a varie distanze (Vedi supplementare Video 1). Errore di misura media per un target di 50 cm a distanze di 3 m (o meno) dovrebbe essere entro il 2% della lunghezza destinazione nota. Si noti inoltre che una determinata taratura solo sarà valida se posizioni della telecamera non cambiano uno rispetto a altro. È fondamentale prendersi cura e evitare spintoni non intenzionale delle telecamere fino a quando è stato eseguito il campionamento di tutti.</li>
	<li>Raccogliere i dati di campo utilizzando il Lander calibrato (Figura 1, complementare Video 2).</li>
	<li>Dopo aver completato studio sul campo, creare una nuova cartella di progetto contenente i file video e la calibrazione. Nota: In ogni progetto cartella ci ha bisogno di minimo di cinque file: sinistra e destra ". File di calibrazione CAM", i file video di destra e sinistro (. MP4 o. Solo in formato AVI) e l'elenco delle specie (formato. txt).</li>
	<li>Nel software di misurazione stereo, avviare un nuovo progetto di misura e caricare file video e calibrazione appropriati. Nota: Gli screenshot di tutti i passaggi di software sono disponibili tra i File supplementari.<ol>
<li>Passare a 'Misurazione' > 'Nuovo measurement file'.</li>
		<li>Impostare la directory di foto accedendo a 'Immagine' > 'cartella Foto Set' e scegliere la cartella contenente tutti i file di progetto.</li>
		<li>Caricare la telecamera a sinistra ". Cam"il file selezionando 'Stereo' > 'Telecamere' > 'Left' > 'Carica file fotocamera' e selezionando il file appropriato.</li>
		<li>Ripetere il punto 1.4.3 per caricare la fotocamera giusta ". File CAM" Nota: Questi file contengono le misurazioni di calibrazione per ogni telecamera (ad es., dimensione dei pixel, proporzioni, la distorsione radiale, decentring distorsione, ecc.) e verranno utilizzati per misurare pesce e calcolare la distanza dalla fotocamera (cioè, Z distanza).</li>
		<li>Definire la sequenza di film per il file video sinistra accedendo a 'Immagine' > 'definire la sequenza di film' e selezionando il file video telecamera a sinistra.</li>
		<li>Caricare il file video sinistro nel software di misura selezionando 'Picture' > 'carica immagine'. Nota: Assicurarsi che la casella di 'Bloccare' sia selezionata prima di caricare i file video. In questo modo entrambi i video da caricare contemporaneamente.</li>
		<li>Definire film sequenza e caricare file video per il video a destra utilizzando i menu 'Stereo' > 'immagine' > 'definire la sequenza di film' e 'Stereo' > 'immagine' > 'carica immagine'.</li>
		<li>Caricare l'elenco di specie accedendo a 'Misurazione' > 'Attributi' > ' modifica/carica file di specie'.</li>
		<li>Immettere informazioni sull'ID di indagine sotto 'Informazioni campi' > 'Modifica il valore del campo' e salvare file per creare un. Progetto EMObs.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Sincronizzare i video utilizzando flash light, handclap, bollo di tempo universale coordinato (UTC) o qualsiasi evento specifico di tempo che si verifica in entrambi i video.<ol>
<li>Se si utilizza il timestamp di UTC, telaio-passo avanti nel video sinistra fino a quando l'indicatore ora inizia un nuovo secondo. Altro fotogramma avanti fino al lampo di luce o handclap si verifica.</li>
		<li>Telaio-passo il video a destra in avanti fino a quando il timestamp corrisponde esattamente il video di sinistro. Altro telaio passo avanti fino a quando il momento esatto del lampo di luce o handclap corrisponde il video di sinistro. Nota: È importante che il video essere sincronizzati sullo stesso fotogramma. Sincronizzazione video dovrebbe essere controllata periodicamente utilizzando il timestamp video per evitare fotocamera telaio deriva durante l'analisi. Un clap mano girato potrebbe essere utilizzato anche all'inizio e alla fine del video per verificare tale diritto e sinistra video sono stati sincronizzati sullo stesso fotogramma.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Fare clic sul pulsante "Lock" per garantire video gioca insieme e manutenzione la sincronizzazione.</li>
</ol>2. generare punto conta e calcolare MaxN
Nota: Ogni pesce inizialmente è contrassegnata con un punto 2D per il più basso possibile risoluzione tassonomica. Pesce con ID incerti devono essere contrassegnati per la revisione successiva.
<ol><li>L'ora di iniziare il conteggio di pesce fino alla fine di una rotazione completa della fotocamera per garantire un utilizzo a 360 gradi. Anche aspettare fino a quando ha eliminato il sedimento (generalmente < 1-2 min dopo il contatto con il fondo).<ol>
<li>Appena il Lander inizia la prima rotazione, fare clic destro per definire un nuovo periodo di campione: «Periodo definizioni» > 'Aggiungi nuovo inizio periodo'. Immettere il nome del primo periodo come "01" e fare clic su "OK".</li>
	</ol>
</li>
	<li>Come il Lander ruota, iniziare marcatura ogni pesce che viene fornito nel telaio con un punto 2D utilizzando solo la telecamera a sinistra.<ol>
<li>Per aggiungere un punto 2D, fare clic destro, selezionare 'Aggiungi punto' e scegliere il nome corretto della specie. Etichetta al più basso livello possibile di tassonomico, selezionando «spp.» per specie sconosciute e cliccare su "OK".</li>
		<li>Continuano a segnare ogni nuovo pesce secondo punto 2.2.1 fino alla conclusione della rotazione.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Ripetere il protocollo procedure 2.1-2.2 per ogni rotazione addizionale di Lander - assicurando che un nuovo periodo è definito all'inizio di ogni rotazione della telecamera. Nota: Le curve di accumulo di specie sono state usate per determinare che otto rotazioni erano, in media, sufficiente per caratterizzare l'abbondanza di pesce nello studio presente. I ricercatori dovrebbero considerare lo svolgimento di test preliminari con rotazioni telecamera aggiuntiva, sopra più lunghi tempi di ammollo, per caratterizzare il numero ottimale di rotazioni fotocamera all'interno di un particolare ecosistema.</li>
	<li>Calcolare specie-conteggi degli individui osservati per rotazione della fotocamera.<ol>
<li>Dopo tutte le rotazioni sono state enumerate, esportare punti 2D accedendo a 'Misurazione' > 'Riassunti misura' > 'Misure puntuali' e salvare punti 2D come a. txt file.</li>
		<li>Aprire il file di punto di 2D.txt salvato come un foglio di calcolo e creare una tabella pivot di specie e il numero di rotazione per riepilogare i conteggi (tabella 1) accedendo a 'Insert' > 'Tabella pivot'. Selezionare "Genere e specie" per "Etichetta di riga" e "Periodo" per 'Etichetta di colonna'.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Scegliere il MaxN per ciascuna specie selezionando la rotazione della fotocamera che ha il maggior numero di individui di questa specie (tabella 1).</li>
	<li>Per pesci identificati solo al genere, selezionare un livello di genere MaxN basato sulla rotazione che aveva il maggior numero di individui identificati per specie in quel particolare genere. Nota: Questo passaggio consente di evitare duplicazioni singoli pesci che erano solo identificabili a gruppi tassonomici superiori (ad es., solo per genere o famiglia). Ad esempio, in tabella 1, ' giri 1' contenevano 10 non identificato Sebastes spp e 33 membri del genere Sebastes identificato alla specie, mentre ' rotazione 3' conteneva solo due non identificati Sebastes spp e 43 membri di il genere Sebastes identificato alla specie. Pertanto ' rotazione 3' sarebbe stati utilizzati per conteggio MaxN sconosciuto Sebastes spp. In questo modo, il conservatore presupposto che 8 del non identificato Sebastes spp ' giri 1' sono stati identificati in ' rotazione 8'.</li>
	<li>Se più rotazioni hanno lo stesso numero di MaxN per una data specie, scegliere la prima rotazione con MaxN per misurazioni del punto 3D.</li>
	<li>Per ciascuna specie, prendere misure 3D di pesce nella rotazione che MaxN si è verificato.<ol>
<li>Utilizzare i punti 2D salvati raccolti nei passaggi 2.1-2.3 per spostarsi il pesce stesso esatto per misurazione 3D.</li>
		<li>Zoom in almeno 4 volte per meglio identificare la punta del muso di pesce e i bordi delle pinne caudali (Figura 3). Nota: Potrebbe essere necessario al passaggio di fotogramma in avanti o indietro per trovare il migliore orientamento dei pesci per una misurazione 3D. L'orientamento 'migliore' è uno dove sia il muso e i bordi delle pinne caudali sono visibili in entrambe le fotocamere.</li>
		<li>Manualmente, fare clic sulla punta del muso, quindi il bordo della coda nella telecamera a sinistra, quindi ripetere la selezione nello stesso ordine nel video giusto.</li>
		<li>Selezionare identificazione di specie corretta dal menu a discesa, come è stato fatto in 2.2.1.</li>
		<li>Se una misura di lunghezza 3D non è possibile, per istanza se la testa e la coda del pesce non sono visibili in entrambe le fotocamere, quindi contrassegnare un punto 3D invece da sinistra cliccando la stessa posizione del pesce in entrambi i video di sinistra e destra. Compila i campi di informazioni come prima e lasciare il commento "Escludere dalla lunghezza di misurazione". Nota: MaxN può verificarsi in diverse rotazioni delle telecamere per le diverse specie; Tuttavia, per qualsiasi data specie, misure dovrebbero verificarsi in una rotazione solo (tabella 1).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Dopo aver completato misurazioni 3D per tutti i pesci, esportare file di as.txt di dati per ulteriori analisi.<ol>
<li>Passare a 'Misurazione' > 'Riassunti misura' > 'misure di lunghezza e punto 3D' e Save file da esportare.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. 95% Z distanza procedura per aree di indagine specie-specifici
Nota: La distanza di 95% Z è una stima della distanza media che una specie potrebbe essere identificata attendibilmente in un dato studio pur escludendo i casi di eccezionali condizioni di limpidezza dell'acqua o illuminazione. Questo calcolo tiene conto della media condizioni oceanografiche per un dato studio e dovrà essere ri-calcolato per ogni nuovo studio.
<ol><li>Utilizzare l'avvio semplice per determinare se la dimensione del campione è abbastanza grande per caratterizzare la distanza di rilevamento affidabile per ciascuna specie.<ol>
<li>Per ogni classe di dimensione del campione (ad es., bidoni di dimensione del campione di 5 pesci), prendono 1.000 casuale disegna delle dimensioni campione selezionato con sostituzione dalla popolazione campione e calcolare la media quantile 95% delle distanze di questi 1.000 disegna e trama risultante curva asintotica. Vedere il codice fornito in supplementare file 1 & 2.</li>
		<li>Verificare che un campionamento adeguato sono stato ottenuto confrontando la dimensione effettiva del campione con l'asintoto 95% Z distanza con l'aumento della dimensione del campione.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Calcolare il valore di 95% Z distanza come il quantile 95% di distanza dalla fotocamera misurata per una specie attraverso tutte le indagini.</li>
	<li>Calcolare l'area efficace intervistato per ciascuna specie utilizzando il valore di 95% Z. Nota: Nel caso di un Lander rotante, i valore di 95% Z rappresenta il raggio esterno di un'andana intervistata, con il raggio interno determinata dalla configurazione fisica dello strumento e come chiudere alla base le telecamere sono in grado di osservare. Come il Lander ruota, è formata un'area di indagine a forma di ' ciambella' (Figura 4).<ol>
<li>Calcolare area censita come: <img alt="Equation 1" src="/files/ftp_upload/56635/56635eq1.jpg"> Nota: ad esempio, una specie relativamente grande come Yelloweye Rockfish (Sebastes ruberrimus) aveva una distanza di 95% Z di 3,3 m e un'area di indagine efficace di 30,9 m2 per distribuzione Lander: 34,3 m2 (cerchio esterno) - 3,4 m2 (interno cerchio) = 30,9 m2 (area di indagine totale).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Utilizzando l'area calcolata intervistate (punto 3.3.1), Converti singole specie i conteggi (MaxN) in stime di densità per ogni rilevamento visivo utilizzando l'equazione: <img alt="Equation 2" src="/files/ftp_upload/56635/56635eq2v3.jpg"> Nota: Una procedura simile potrebbe essere utilizzata per calcolare una densità volumetrica, piuttosto che una densità areale; Tuttavia, tale processo non è descritto qui.</li>
</ol><img alt="Table 1" src="/files/ftp_upload/56635/56635table1.jpg"> Tabella 1: tabella riassuntiva esempio MaxN. La selezione di MaxN per ogni specie è dimostrata con testo rosso e grassetto. Si noti che un conservatore MaxN non identificato Sebastes spp è stata determinata dalla rotazione con la maggior parte Sebastes identificato alla specie (rotazione 3). Inoltre, mentre questo studio ha usato otto rotazioni fotocamera, solo quattro rotazioni vengono visualizzati nella tabella 1 per semplicità. Il processo di selezione MaxN è identico indipendentemente dal numero di rotazioni.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56635/56635fig1.jpg"> Figura 1: Lander video Stereo. Chiave hardware è numerato (1) 300m ombelicale, (2) due videoregistratori digitali (DVR) con schede di memoria rimovibili 32 GB all'interno della bottiglia impermeabile, l'output 3.000 lumen di luci (3) due LED ad una temperatura di colore di 5.000 K e (4). due telecamere con risoluzione di linea (TVL) 620 TV. <a href="//cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/56635/56635fig1large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56635/56635fig2.jpg"> Figura 2: cubo di calibrazione (500 x 500 x 300 mm). Esempio di una taratura con un 'cubo di calibrazione' mostrato in due diversi orientamenti: (A) lato destro del cubo è spinto verso telecamere, e (B) la faccia del cubo è parallelo alla faccia delle telecamere. I punti rossi indicano i punti di riferimento utilizzati in questo metodo di calibrazione particolare e devono sempre essere identificati nell'ordine numerato. <a href="//cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/56635/56635fig2large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56635/56635fig3.jpg"> Figura 3: misura 3D immessi sul Sebastes miniatus. La punta del muso e punta della coda sono stati identificati in ogni fotogramma della fotocamera per consentire misurazione stereo. <a href="//cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/56635/56635fig3large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56635/56635fig4.jpg"> Figura 4: Area intervistato dallo strumento del Lander. Area effettiva rilevata dallo strumento Lander confinava con la minima distanza Z e la distanza di 95% Z per ciascuna specie. Si noti che questa zona creato un volume di indagine a forma di ' ciambella' intorno il Lander. <a href="//cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/56635/56635fig4large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>

<ol>
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E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Estimating+seabird+densities+from+vessel+transects:+Distance+sampling+and+implications+for+strip+transects.">Estimating seabird densities from vessel transects: Distance sampling and implications for strip transects.</a> Aquat. Bio. 4 (3), 297-309 (2008).</li><li>Caselle, J. E., Rassweiler, A., Hamilton, S. L., Warner, R. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Recovery+trajectories+of+kelp+forest+animals+are+rapid+yet+spatially+variable+across+a+network+of+temperate+marine+protected+areas+Recovery+trajectories+of+kelp+forest+animals+are+rapid+yet+spatially+variable+across+a+network+of+temperate+marine+protected.">Recovery trajectories of kelp forest animals are rapid yet spatially variable across a network of temperate marine protected areas Recovery trajectories of kelp forest animals are rapid yet spatially variable across a network of temperate marine protected.</a> Nat. Publ. Gr. , 1-14 (2015).</li><li>Starr, R. M., Wendt, D. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Variation+in+Responses+of+Fishes+across+Multiple+Reserves+within+a+Network+of+Marine+Protected+Areas+in+Temperate+Waters.">Variation in Responses of Fishes across Multiple Reserves within a Network of Marine Protected Areas in Temperate Waters.</a> Plos One. 10 (3), 0118502 (2015).</li><li>Lester, S., Halpern, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biological+effects+within+no-take+marine+reserves:+a+global+synthesis.">Biological effects within no-take marine reserves: a global synthesis.</a> Mar. Ecol. Prog. Ser. 384, 33-46 (2009).</li></ol>

Gli autori non hanno nulla a rivelare

La metrica MaxN tradizionale si basa sull'idea di contare un numero minimo garantito di individui presenti durante l'indagine. Se un certo numero di pesci visibili simultaneamente in un singolo fotogramma, non può esserci alcun meno presente, ma poiché i pesci sono mobili e distribuite in modo eterogeneo, la probabilità di vedere contemporaneamente tutti gli individui durante un singolo fotogramma del video è bassa . È quindi probabile che tradizionale MaxN sottovaluta pesce vero abbondanza16...

Lungo la costa del Pacifico degli Stati Uniti, molte delle specie importanti alla pesca commerciale e ricreativa demersali (ad es., la scorpena complesse (Sebastes spp.) e Lingcod (Ophiodon elongatus)) sono fortemente associati con habitat di alto rilievo, fondo duro1,2,3,4,5. Goccia di stereo-video telecamere è uno strumento attraente non estrattivo da utilizzare in habitat rocciosi a causa della relativa facilità e semplicità di funzionamento. Una varietà di sistemi stereo-videocamera sia stato sviluppato e distribuito nell'emisfero australe, acque poco profonde ecosistemi6,7,8,9,10, e Recentemente, goccia-telecamere video hanno guadagnato trazione come strumento di gestione per gli ambienti di reef roccioso di acque profonde lungo la costa del Pacifico11,12,13. Abbiamo cercato di modificare questi disegni di stereo-fotocamera esistenti utilizzando un sistema stereo-videocamera (in appresso denominato "Lander") per caratterizzare in modo più efficiente le popolazioni di pesci in altorilievo fondali lungo la costa centrale del Pacifico (Vedi tabella di Materiali). Il Lander usato era diverso rispetto ai sistemi video esistenti perché telecamere sono stati montati in un bar centrale rotante, che ha permesso per un 360° pieno di copertura del fondo marino alla goccia posizione14. Il Lander completato un giro completo al minuto, che ci ha permesso di caratterizzare l'abbondanza e la composizione della comunità di un'area rapidamente e raggiungere lo stesso livello di potenza statistica con meno distribuzioni di Lander. (Vedi Starr (2016)14 per maggiori dettagli sulle specifiche della configurazione del Lander). Prove preliminari del sistema di studio ha suggerito che otto rotazioni delle telecamere ai nostri sondaggi erano sufficienti per caratterizzare la ricchezza e l'abbondanza di specie. Questa determinazione è stata effettuata tramite un'osservazione dei rendimenti decrescenti in abbondanza di specie e densità di pesce sopra gocce più a lungo. Si consiglia di che uno studio pilota, tra cui tempi di ammollo condotte in qualsiasi nuovo sistema per determinare il tempo di immersione ottimale per una specie di dato ecosistema/Studio.
Utilizzando telecamere stereo accoppiati, entrambi totale area di indagine e densità assoluta pesce può essere calcolato per ogni sondaggio dei video; Tuttavia, l'uso di telecamere a rotazione ha reso necessaria la modifica di pesce tradizionale conteggio metriche. Sistemi stazionari di video utilizzano più spesso "MaxN" come una conservatore Conte di pesci su una distribuzione6,10. MaxN tradizionale viene descritto il numero massimo di pesci di una data specie osservata insieme in un singolo fotogramma video, al fine di evitare il doppio conteggio un pesce che ha lasciato e siamo tornati al telaio. MaxN è stata quindi una stima del numero minimo di pesce conosciuto per essere presente e può sottostimare il pesce vero abbondanza6,10. La metrica MaxN è stata ridefinita per rappresentare il maggior numero di pesci visti in ogni rotazione completa delle telecamere.
La seconda modifica ai precedenti metodi video stereo doveva rappresentare il fatto che le specie di varie dimensioni, colore, e forme hanno differenti distanze massime di identificazione affidabile. Ad esempio, specie di grandi dimensioni ad esempio o. elongatus hanno una forma allungata distinta e possono essere identificati attendibilmente a distanze molto maggiori rispetto alle specie piccole e criptico come il Squarespot Rockfish (Sebastes hopkinsi). Queste diverse gamme massime di rilevabilità cambiano zona efficace campionata mediante il Lander per ciascuna specie. Perché le telecamere stereo permettono di posizionare ogni pesce in uno spazio tridimensionale con un alto grado di precisione, si può determinare la distanza dalle telecamere che ogni pesce è stato misurato (vale a dire, la "distanza Z", denominato per l'asse "z" che è perpendicolare alla linea retta tracciata tra le telecamere). Per ciascuna specie, la distanza entro il quale il 95% di tutti gli individui sono stati osservati (in appresso "distanza 95% Z") è stata considerata come il raggio dell'area di indagine ed è stata usata per calcolare l'area totale intervistato. Oltre alle caratteristiche specie-specifiche, identificabilità saranno influenzate dalle condizioni ambientali come torbidità dell'acqua. Poiché questi fattori possono variare nel tempo e nello spazio, è importante usare la statistica del 95% Z solo in forma aggregata. Mentre sarà altamente accurata per grandi campioni, qualsiasi un'indagine individuale può variare nell'area esaminata.
Il protocollo descritto di seguito vengono fornite indicazioni su come creare e utilizzare queste metriche. Anche se il fuoco era di caratterizzare acque profonde habitat rupestre lungo la costa del Pacifico, la metodologia descritta per modificate MaxN conteggio è facilmente applicabile a qualsiasi sistema di goccia-fotocamera rotante. Il numero di rotazioni fotocamera necessarie per caratterizzare popolazioni ittiche dipenderà molto dinamica degli ecosistemi locali, ma la concettualizzazione della modificate MaxN rimarrà la stessa. Allo stesso modo, considerando che abbiamo usato software di fotogrammetria 3D per analizzare video stereo, le tecniche descritte nel presente documento sono facilmente applicate di piattaforme software, purché la posizione precisa del pesce nello spazio tridimensionale è possibile. Inoltre, l'approccio di applicare un valore di 95% Z distanza potrebbe essere considerato in futuro studi con stereo-telecamere per conto per specie-specifici intervalli di rilevabilità e calcolare con maggiore precisione abbondanza di pesce.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" style="width:877px;" width="876">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="84">
			<td height="84" style="height:84px;width:201px;">calibration cube</td>
			<td style="width:193px;">SeaGIS</td>
			<td style="width:279px;">http://www.seagis.com.au/hardware.html</td>
			<td style="width:204px;">1000x1000x500 mm is the preferred dimensions. Other methods of calibration are available.&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:201px;">CAL calibration software</td>
			<td style="width:193px;">SeaGIS</td>
			<td style="width:279px;">http://www.seagis.com.au/bundle.html</td>
			<td style="width:204px;"></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:201px;">EventMeasure stereo measurement software</td>
			<td style="width:193px;">SeaGIS</td>
			<td style="width:279px;">http://www.seagis.com.au/event.html</td>
			<td style="width:204px;"></td>
		</tr>
		<tr height="84">
			<td height="84" style="height:84px;width:201px;">Statistical software</td>
			<td style="width:193px;">R Core Team 2017 (v. 3.4.0)</td>
			<td style="width:279px;"></td>
			<td style="width:204px;">Bootstrapping code can be found: https://github.com/rfields2017/JoVE-Bootstrap-Function</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:201px;">Spreadsheet Software</td>
			<td style="width:193px;">Microsoft Excel</td>
			<td style="width:279px;"></td>
			<td style="width:204px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:201px;">2&#160; waterproof cameras</td>
			<td style="width:193px;">Deep Sea Power and Light</td>
			<td style="width:279px;"></td>
			<td style="width:204px;">HD quality preferred</td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:201px;">2 depth rated, waterproof lights</td>
			<td style="width:193px;">Deep Sea Power and Light : 3000 lumen LED with 5000k color temperature</td>
			<td style="width:279px;"></td>
			<td style="width:204px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:201px;">DVR recorder</td>
			<td style="width:193px;">Stack LTD DVR</td>
			<td style="width:279px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:201px;">standard PC</td>
			<td style="width:193px;"></td>
			<td style="width:279px;"></td>
			<td>Windows 10 preferred OS</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:201px;">rotating Lander platform</td>
			<td style="width:193px;">Marine Applied Research and Engineering (MARE)</td>
			<td style="width:279px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

development of new methods for quantifying fish density using underwater stereo-video tools

L'uso di sistemi di videocamera in studi ecologici di pesce continua a guadagnare trazione come un metodo praticabile, non estrattivi di lunghezze di pesce misura e stima abbondanza di pesce. Abbiamo sviluppato e implementato uno strumento rotante di stereo-videocamera che copre a 360 gradi del campionamento, che massimizza lo sforzo di campionamento rispetto agli strumenti di telecamera fissa. Vari studi hanno dettagliato la capacità dei sistemi statici, stereo-fotocamera per ottenere misurazioni altamente accurati e precisi di pesce; il fuoco qui è stato sullo sviluppo di approcci metodologici per quantificare la densità di pesce utilizzando sistemi rotanti di macchina fotografica. Il primo approccio era quello di sviluppare una modificazione della metrica MaxN, che in genere è un conservatore conteggio del numero minimo di pesci osservati su un'indagine della camera. Ridefiniamo MaxN per essere il numero massimo di pesci osservata in qualsiasi rotazione specificata del sistema di telecamere. Quando vengono prese precauzioni per evitare il doppio conteggio, questo metodo per MaxN può riflettere più accuratamente la vera abbondanza di quella ottenuta da una telecamera fissa. In secondo luogo, perché stereo-video permette di pesce deve essere mappato nello spazio tridimensionale, una stima precisa della distanza dalla fotocamera può essere ottenuta per ogni pesce. Utilizzando il percentile 95% della distanza osservata dalla fotocamera per istituire aree specifici della specie censite, si tiene conto di differenze di rilevabilità tra specie, evitando di diluire le stime di densità utilizzando la distanza massima che era di una specie osservato. Contabilità per questa gamma di rilevabilità è fondamentale per stimare con precisione le abbondanze di pesce. Questa metodologia faciliterà l'integrazione di strumenti stereo-video nella scienza applicata e contesti di gestione a rotazione.

Tra il 2013 e 2014, abbiamo condotto 816 sondaggi con il Lander stereo-video rotante (Figura 1) lungo la costa centrale della California e dati raccolti MaxN e 95% Z distanza (Figura 4) su più di 20 specie. C'erano schemi chiari nella gamma efficace rilevabile delle specie osservate, probabilmente a causa dell'interazione delle dimensioni della specie, forma e colorazione (Figura 5). Per esempio, la...

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Development of New Methods for Quantifying Fish Density Using Underwater Stereo-video Tools

Descriviamo un nuovo metodo per contare i pesci e la stima relativa abbondanza (MaxN) e densità di pesce utilizzando sistemi stereo-videocamera di rotazione. Inoltre dimostriamo come utilizzare distanza dalla fotocamera (Z distanza) per stimare la rilevabilità specie-specifici.

Sviluppo di nuovi metodi per quantificare la densità di pesce utilizzando strumenti di Stereo-video subacquei

The use of video camera systems in ecological studies of fish continues to gain traction as a viable, non-extractive method of measuring fish lengths and ...

development-new-methods-for-quantifying-fish-density-using-underwater

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Environment

9.2K Views.  Moss Landing Marine Laboratories. Descriviamo un nuovo metodo per contare i pesci e la stima relativa abbondanza (MaxN) e densità di pesce utilizzando sistemi stereo-videocamera di rotazione. Inoltre dimostriamo come utilizzare distanza dalla fotocamera (Z distanza) per stimare la rilevabilità specie-specifici.

Video: Development of New Methods for Quantifying Fish Density Using Underwater Stereo-video Tools

Methods for Performing Crosses in Setaria viridis, a New Model System for the Grasses

Setaria viridis is an emerging model system for C4 grasses. It is closely related to the bioenergy feed stock switchgrass and the grain crop foxtail millet. Recently, the 510 Mb genome of foxtail millet, S. italica, has been sequenced 1,2 and a 25x coverage genome sequence of the weedy relative S. viridis is in progress. S. viridis has a number of characteristics that make it a potentially excellent model genetic system including a rapid generation time, small stature, simple growth requirements, prolific seed production 3 and developed systems for both transient and stable transformation 4. However, the genetics of S. viridis is largely unexplored, in part, due to the lack of detailed methods for performing crosses. To date, no standard protocol has been adopted that will permit rapid production of seeds from controlled crosses.
The protocol presented here is optimized for performing genetic crosses in S. viridis, accession A10.1. We have employed a simple heat treatment with warm water for emasculation after pruning the panicle to retain 20-30 florets and labeling of flowers to eliminate seeds resulting from newly developed flowers after emasculation. After testing a series of heat treatments at permissive temperatures and varying the duration of dipping, we have established an optimum temperature and time range of 48 &deg;C for 3-6 min. By using this method, a minimum of 15 crosses can be performed by a single worker per day and an average of 3-5 outcross progeny per panicle can be recovered. Therefore, an average of 45-75 outcross progeny can be produced by one person in a single day. Broad implementation of this technique will facilitate the development of recombinant inbred line populations of S. viridis X S. viridis or S. viridis X S. italica, mapping mutations through bulk segregant analysis and creating higher order mutants for genetic analysis.

Methods for Performing Crosses in Setaria viridis, a New Model System for the Grasses

We have developed a methodology for performing crosses in Setaria viridis (S. viridis). The method involves pruning the panicle prior to a hot water treatment to kill viable pollen. Crosses are performed following a well-controlled growth regime and typically result in the recovery of 1 to 7 cross-pollinated seed/s per panicle.

Metodi per l&#39;esecuzione di Croci nel<em&gt; Setaria viridis</em&gt;, Un nuovo sistema Modello per le Erbe

Setaria viridis is an emerging model system for C4 grasses. It is closely related to the bioenergy feed stock switchgrass and the grain crop foxtail ...

Ricerca

Ambiente

A Fish-feeding Laboratory Bioassay to Assess the Antipredatory Activity of Secondary Metabolites from the Tissues of Marine Organisms

Marine chemical ecology is a young discipline, having emerged from the collaboration of natural products chemists and marine ecologists in the 1980s with the goal of examining the ecological functions of secondary metabolites from the tissues of marine organisms. The result has been a progression of protocols that have increasingly refined the ecological relevance of the experimental approach. Here we present the most up-to-date version of a fish-feeding laboratory bioassay that enables investigators to assess the antipredatory activity of secondary metabolites from the tissues of marine organisms. Organic metabolites of all polarities are exhaustively extracted from the tissue of the target organism and reconstituted at natural concentrations in a nutritionally appropriate food matrix. Experimental food pellets are presented to a generalist predator in laboratory feeding assays to assess the antipredatory activity of the extract. The procedure described herein uses the bluehead, Thalassoma bifasciatum, to test the palatability of Caribbean marine invertebrates; however, the design may be readily adapted to other systems. Results obtained using this laboratory assay are an important prelude to field experiments that rely on the feeding responses of a full complement of potential predators. Additionally, this bioassay can be used to direct the isolation of feeding-deterrent metabolites through bioassay-guided fractionation. This feeding bioassay has advanced our understanding of the factors that control the distribution and abundance of marine invertebrates on Caribbean coral reefs and may inform investigations in diverse fields of inquiry, including pharmacology, biotechnology, and evolutionary ecology.

This bioassay employs a model predatory fish to assess the presence of feeding-deterrent metabolites from organic extracts of the tissues of marine organisms at natural concentrations using a nutritionally comparable food matrix.

Un pesce-alimentare Laboratorio Bioassay per valutare l&#39;attività di antipredatory Secondary metaboliti dai tessuti di organismi marini

Marine chemical ecology is a young discipline, having emerged from the collaboration of natural products chemists and marine ecologists in the 1980s with ...

Methods of Soil Resampling to Monitor Changes in the Chemical Concentrations of Forest Soils

Recent soils research has shown that important chemical soil characteristics can change in less than a decade, often the result of broad environmental changes. Repeated sampling to monitor these changes in forest soils is a relatively new practice that is not well documented in the literature and has only recently been broadly embraced by the scientific community. The objective of this protocol is therefore to synthesize the latest information on methods of soil resampling in a format that can be used to design and implement a soil monitoring program. Successful monitoring of forest soils requires that a study unit be defined within an area of forested land that can be characterized with replicate sampling locations. A resampling interval of 5 years is recommended, but if monitoring is done to evaluate a specific environmental driver, the rate of change expected in that driver should be taken into consideration. Here, we show that the sampling of the profile can be done by horizon where boundaries can be clearly identified and horizons are sufficiently thick to remove soil without contamination from horizons above or below. Otherwise, sampling can be done by depth interval. Archiving of sample for future reanalysis is a key step in avoiding analytical bias and providing the opportunity for additional analyses as new questions arise.

Repeated soil sampling has recently been shown to be an effective way to monitor forest soil change over years and decades. To support its use, a protocol is presented that synthesizes the latest information on soil resampling methods to aid in the design and implementation of successful soil monitoring programs.

I metodi di ricampionamento suolo per monitorare i cambiamenti delle concentrazioni chimiche di foresta Suoli

Recent soils research has shown that important chemical soil characteristics can change in less than a decade, often the result of broad environmental ...

Protocols for Quantifying Transferable Pesticide Residues in Turfgrass Systems

Plant canopies in established turfgrass systems can intercept an appreciable amount of sprayed pesticides, which can be transferred through various routes onto humans. For this reason, transferable pesticide residue experiments are required for registration and re-registration by the United States Environmental Protection Agency (USEPA). Although such experiments are required, limited specificity is required pertaining to experimental approach. Experimental approaches used to assess pesticide transfer to humans including hand wiping with cotton gloves, modified California roller (moving a roller of known mass over cotton cloth) and soccer ball roll (ball wrapped with sorbent strip) over three treated turfgrass species (creeping bentgrass, hybrid bermudagrass and tall fescue maintained at 0.4, 5 and 9 cm, respectively) are presented. The modified California roller is the most extensively utilized approach to date, and is best suited for use at low mowing heights due to its reproducibility and large sampling area. The soccer ball roll is a less aggressive transfer approach; however, it mimics a very common occurrence in the most popular international sport, and has many implications for nondietary pesticide exposure from hand-to-mouth contact. Additionally, this approach may be adjusted for other athletic activities with limited modification. Hand wiping is the best approach to transfer pesticides at higher mowing heights, as roller-based approaches can lay blades over; however, it is more subjective due to more variable sampling pressure. Utility of these methods across turfgrass species is presented, and additional considerations to conduct transferable pesticide residue research in turfgrass systems are discussed.

Transferable pesticide residue experiments in turfgrass systems are integral components of human risk exposure assessments. Experimental approaches to measure transferable residues should be adjusted to the human interaction of interest and turfgrass system dynamics. Three transferable pesticide residue protocols are presented and the suitability across three turfgrass systems is discussed.

Protocolli per la quantificazione residui di antiparassitari Valori in Turfgrass Sistemi

Plant canopies in established turfgrass systems can intercept an appreciable amount of sprayed pesticides, which can be transferred through various routes ...

High-pressure, High-temperature Deformation Experiment Using the New Generation Griggs-type Apparatus

In order to address geological processes at great depths, rock deformation should ideally be tested at high pressure (&#62; 0.5 GPa) and high temperature (&#62; 300 &#176;C). However, because of the low stress resolution of current solid-pressure-medium apparatuses, high-resolution measurements are today restricted to low-pressure deformation experiments in the gas-pressure-medium apparatus. A new generation of solid-medium piston-cylinder (&#34;Griggs-type&#34;) apparatus is here described. Able to perform high-pressure deformation experiments up to 5 GPa and designed to adapt an internal load cell, such a new apparatus offers the potential to establish a technological basis for high-pressure rheology. This paper provides video-based detailed documentation of the procedure (using the &#34;conventional&#34; solid-salt assembly) to perform high-pressure, high-temperature experiments with the newly designed Griggs-type apparatus. A representative result of a Carrara marble sample deformed at 700 &#176;C, 1.5 GPa and 10-5 s-1 with the new press is also given. The related stress-time curve illustrates all steps of a Griggs-type experiment, from increasing pressure and temperature to sample quenching when deformation is stopped. Together with future developments, the critical steps and limitations of the Griggs apparatus are then discussed.

Rock deformation needs to be quantified at high pressure. A description of the procedure to perform deformation experiments in a newly designed solid-medium Griggs-type apparatus is here given. This provides technological basis for future rheological studies at pressures up to 5 GPa.

Esperimento di deformazione ad alta pressione, alta temperatura utilizzando l'apparato di Griggs-tipo di nuova generazione

In order to address geological processes at great depths, rock deformation should ideally be tested at high pressure (&#62; 0.5 GPa) and high temperature ...

Bioindication Testing of Stream Environment Suitability for Young Freshwater Pearl Mussels Using In Situ Exposure Methods

Knowledge of habitat suitability for freshwater mussels is an important step in the conservation of this endangered species group. We describe a protocol for performing in situ juvenile exposure tests within oligotrophic river catchments over one-month and three-month periods. Two methods (in both modifications) are presented to evaluate the juvenile growth and survival rate. The methods and modifications differ in value for the locality bioindication and each has its benefits as well as limitations. The sandy cage method works with a large set of individuals, but only some of the individuals are measured and the results are evaluated in bulk. In the mesh cage method, the individuals are kept and measured separately, but a low individual number is evaluated. The open water exposure modification is relatively easy to apply; it shows the juvenile growth potential of sites and can also be effective for water toxicity testing. The within-bed exposure modification needs a high workload but is closer to the conditions of a natural juvenile environment and it is better for reporting the real suitability of localities. On the other hand, more replications are needed in this modification due to its high-hyporheic environment variability.

Bioindication Testing of Stream Environment Suitability for Young Freshwater Pearl Mussels Using In Situ Exposure Methods

In situ bioindications enable determination of the suitability of an environment for endangered mussel species. We describe two methods based on the juvenile exposure of freshwater pearl mussels in cages to oligotrophic river habitats. Both methods are implemented in variants for open water and hyporheic water environments.

Bioindicazione test di idoneità ambiente Stream per giovani d'acqua dolce perla cozze utilizzando metodi di esposizione In Situ

Knowledge of habitat suitability for freshwater mussels is an important step in the conservation of this endangered species group. We describe a protocol ...

Necropsy-based Wild Fish Health Assessment

Anthropogenic influences from increased nutrients and chemical contaminants, to habitat alterations and climate change, can have significant effects on fish populations. Adverse effects monitoring, utilizing biomarkers from the organismal to the molecular level, can be used to assess the cumulative effects on fishes and other organisms. Fish health has been used worldwide as an indicator of aquatic ecosystem health. The necropsy-based fish health assessment provides data on visible abnormalities and lesions, parasites, condition and organosomatic indices. These can be compared by site, season and sex, as well as temporally, to document change over time. Severity ratings can be assigned to various observations to calculate a fish health index for more quantitative assessment. A drawback of the necropsy-based assessment is that it is based on visual observations and condition factors, which are not as sensitive as tissue and subcellular biomarkers for sublethal effects. Additionally, it is rarely possible to identify causes or risk factors associated with observed abnormalities. So, for instance a raised lesion or "tumor" on the fins, lips or body surface may be a neoplasm. However, it could also be a response to a parasite, chronic inflammation or hyperplasia of normal cells in response to an irritant. Conversely, neoplasms, certain parasites, other infectious agents and many tissue changes are not visible and so may be underestimated. However, during the necropsy-based assessment, blood (plasma), tissues for histopathology (microscopic pathology), genomics and other molecular analyses, and otoliths for aging can be collected. These downstream analyses, together with geospatial analyses, habitat assessments, water quality and contaminant analyses can all be important in comprehensive ecosystem evaluations.

The health of wild fishes can be used as an indicator of aquatic ecosystem health. Necropsy-based fish health assessments provide documentation of visible lesions or abnormalities, data used to calculate condition indices as well as the opportunity to collect tissues for microscopic evaluation, gene expression and other more in-depth analyses.

Valutazione di salute basati su autopsia pesce selvatico

Anthropogenic influences from increased nutrients and chemical contaminants, to habitat alterations and climate change, can have significant effects on ...

A New Portable In Vitro Exposure Cassette for Aerosol Sampling

This protocol introduces a new in vitro exposure system, capable of being worn, including its characterization and performance. Air-liquid interface (ALI) in vitro exposure systems are often large and bulky, making transport to the field and operation at the source of emission or within the breathing zone difficult. Through miniaturization of these systems, the lab can be brought to the field, expediting processing time and providing a more appropriate exposure method that does not alter the aerosol prior to contacting the cells. The Portable In vitro Exposure Cassette (PIVEC) adapts a 37 mm filter cassette to allow for in vitro toxicity testing outside of a traditional laboratory setting. The PIVEC was characterized using three sizes of copper nanoparticles to determine deposition efficiency based on gravimetric and particle number concentration analysis. Initial cytotoxicity experiments were performed with exposed lung cells to determine the ability of the system to deposit particles while maintaining cell viability. The PIVEC provides a similar or increased deposition efficiency when comparing to available perpendicular flow in vitro exposure devices. Despite the lower sample throughput, the small size gives some advantages to the current in vitro ALI exposure systems. These include the ability to be worn for personal monitoring, mobility from the laboratory to the source of emission, and the option to set-up multiple systems for spatial resolution while maintaining a lower user cost. The PIVEC is a system capable of collecting aerosols in the field and within the breathing zone onto an air-interfaced, in vitro model.

A New Portable In Vitro Exposure Cassette for Aerosol Sampling

Here, we present a protocol to perform portable cellular aerosol exposures and measure cellular response. The method uses cells, grown at the air-liquid interface, mimicking in vivo physiology. Cellular response to copper nanoparticle aerosols was observed as oxidative stress through reactive oxygen species generation and cytotoxicity as lactate dehydrogenase release.

Una nuovo portatile In Vitro l'esposizione Cassette per il campionamento di Aerosol

This protocol introduces a new in vitro exposure system, capable of being worn, including its characterization and performance. Air-liquid interface (ALI) ...

Combined Size and Density Fractionation of Soils for Investigations of Organo-Mineral Interactions

Combined size and density fractionation (CSDF) is a method used to physically separate soil into fractions differing in particle size and mineralogy. CSDF relies on sequential density separation and sedimentation steps to isolate (1) the free light fraction (uncomplexed organic matter), (2) the occluded light fraction (uncomplexed organic matter trapped in soil aggregates) and (3) a variable number of heavy fractions (soil minerals and their associated organic matter) differing in composition. Provided that the parameters of the CSDF (dispersion energy, density cut-offs, sedimentation time) are properly selected, the method yields heavy fractions of relatively homogeneous mineral composition. Each of these fractions is expected to have a different complexing ability towards organic matter, rendering this a useful method to isolate and study the nature of organo-mineral interactions. Combining density and particle size separation brings an improved resolution compared to simple size or density fractionation methods, allowing the separation of heavy components according to both mineralogy and size (related to surface area) criteria. As is the case for all physical fractionation methods, it may be considered as less disruptive or aggressive than chemically-based extraction methods. However, CSDF is a time-consuming method and furthermore, the quantity of material obtained in some fractions can be limiting for subsequent analysis. Following CSDF, the fractions may be analyzed for mineralogical composition, soil organic carbon concentration and organic matter chemistry. The method provides quantitative information about organic carbon distribution within a soil sample and brings light to the sorptive capacity of the different, naturally-occurring mineral phases, thus providing mechanistic information about the preferential nature of organo-mineral interactions in soils (i.e., which minerals, what type of organic matter).

Combined size and density fractionation (CSDF) is a method to physically separate soil into fractions differing in texture (particle size) and mineralogy (density). The purpose is to isolate fractions with different reactivities towards soil organic matter (SOM), in order to better understand organo-mineral interactions and SOM dynamics.

Dimensione combinata e densità frazionamento dei terreni per le indagini delle interazioni di Organo-minerali

Combined size and density fractionation (CSDF) is a method used to physically separate soil into fractions differing in particle size and mineralogy. CSDF ...

A Method for Quantifying Foliage-Dwelling Arthropods

Terrestrial arthropods play an important role in our environment. Quantifying arthropods in a way that allows for a precise index or estimates of density requires a method with high detection probability and a known sampling area. While most described methods provide a qualitative or semi-quantitative estimate adequate for describing species presence, richness, and diversity, few provide an adequately consistent detection probability and known or consistent sampling areas to provide an index or estimate with adequate precision to detect differences in abundance across environmental, spatial, or temporal variables. We describe how to quantify leaf-dwelling arthropods by sealing the leaves and end of branches in a bag, clipping and freezing the bagged material, and rinsing the previously frozen material in water to separate arthropods from the substrate and quantify them. As we demonstrate, this method can be used at a landscape scale to quantify leaf-dwelling arthropods with adequate precision to test for and describe how spatial, temporal, environmental, and ecological variables influence arthropod richness and abundance. This method allowed us to detect differences in density, richness, and diversity of leaf-dwelling arthropods among 5 genera of trees commonly found in southeastern deciduous forests.

We describe how to quantify leaf dwelling arthropods by sealing the leaves and end of branches in a bag, clipping and freezing the bagged material, and rinsing the previously frozen material in water to separate arthropods from the substrate for quantification.

Un metodo per quantificare gli artropodi Foliage-Dwelling

Terrestrial arthropods play an important role in our environment. Quantifying arthropods in a way that allows for a precise index or estimates of density ...

Sviluppo di nuovi metodi per quantificare la densità di pesce utilizzando strumenti di Stereo-video subacquei

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Un pesce-alimentare Laboratorio Bioassay per valutare l'attività di antipredatory Secondary metaboliti dai tessuti di organismi marini