Name: dissection and observation of honey bee dorsal vessel for studies of cardiac function
Uploaded: 2016-12-12T13:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 52 s
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The authors thank Drs. Jeffrey Bloomquist and Daniel Swale for their technical comments and suggestions. This project was partially funded by the Department of Entomology and the College of Agriculture and Life Sciences at Virginia Tech.

1. Raccolta e preparazione dei soggetti di prova <ol><li> Raccogliere il numero appropriato di api dalla colonia. NOTA: Il numero necessario dipende non solo le dimensioni e la portata di questo esperimento, ma anche l&#39;abilità del ricercatore. Ad esempio, se ci sono 2 gruppi di trattamento con un campione desiderato di 10 api per gruppo, un investigatore ragionevolmente abile potrebbe raccogliere almeno 30 api per tenere conto di dissezioni senza successo e finire con 20 video utili per segnare. </li><li> Ridurre al minimo la quantità di tempo che intercorre tra la raccolta e la dissezione. NOTA: Sebbene api possono essere alloggiati in laboratorio per giorni prima dissezione, il tasso di successo di dissezioni (cioè, la probabilità di mantenere una frequenza cardiaca stabile in un vaso dorsale sezionato) è stato osservato a diminuire rispetto alla quantità di tempo che le api sono alloggiati lontano dalla colonia. <ol><li> Fornire api con una fonte di acqua e cibo, mentre ospitato in laboratorio. per example, come minimo, accessibile un 50% (w / v) di saccarosio in acqua (questo è sufficiente per durate inferiori a 6 ore). Per periodi più lunghi, forniscono le api accesso al miele. </li><li> Casa api nella notte laboratorio ad una temperatura di circa 32 ° C e 60-80% di umidità relativa per ridurre lo stress ed evitare la disidratazione. </li></ol></li><li> Prima di dissezione, anestetizzare le api brevemente per aiutare nella gestione. NOTA: Questo può diminuire il tasso di successo di dissezioni e ridurre il throughput. <ol><li> Raffreddare le api avviene mediante l&#39;immissione sul ghiaccio o in un frigorifero per il tempo sufficiente a ridurre il movimento al fine di aiutare nella gestione. </li><li> In alternativa, esporre brevemente le api a CO 2 al fine di aiutare nella gestione. NOTA: L&#39;esposizione prolungata al freddo può ridurre il tasso di successo delle dissezioni. Estesa o ripetuta esposizione al CO 2 può anche ridurre il tasso di successo delle dissezioni. </li></ol></li></ol> 2. La dissezionedi dorsale della parete addominale NOTA: Le api devono essere vivi al momento della dissezione. <ol><li> Utilizzando pinze e / o forbici microdissezione, rimuovere le gambe e le ali per facilitare la dissezione del ventre. Mantenere un piccolo beaker o simile contenitore riempito con acqua distillata vicina allo scopo di risciacquo strumenti tra dissezioni. </li><li> Mentre trattenete l&#39;ape con una pinza, utilizzare le forbici per tagliare microdissezione lateralmente lungo la parete addominale dorsale tra il primo e il secondo tergiti (vedi Figura 1). </li></ol><img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/55029/55029fig1.jpg" /> Figura 1: vista dorsale di api dell&#39;addome. L&#39;incisione iniziale deve essere fatta tra il primo e secondo tergiti, come indicato dalla linea rossa. Barra di scala = 1 mm. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55029/55029fig1large.jpg" target="_blank">Si prega di cliccare il suo</a>e per vedere una versione più grande di questa figura. <ol start="3"><li> Mentre leggermente tenendo l&#39;estremità posteriore del secondo tergite con la pinza, tagliare longitudinalmente lungo ogni lato delle api dall&#39;incisione iniziale al stinger (vedere Figura 2). Fare attenzione quando si tagliano per evitare la puntura del tratto gastrointestinale. </li></ol><img alt="figura 2" src="/files/ftp_upload/55029/55029fig2.jpg" /> Figura 2: Vista laterale di api dell&#39;addome. Il secondo e terzo incisioni devono essere effettuate lungo entrambi i lati del ventre, come indicato dalla linea rossa. Barra di scala = 1 mm. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55029/55029fig2large.jpg" target="_blank">Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> <ol start="4"><li> Scambiare le forbici per una seconda serie di pinza sottile e utilizzarli per separare accuratamente la parete addominale dorsale dal resto of dell&#39;addome. Rimuovere delicatamente il stinger e qualsiasi parte del tratto gastrointestinale che rimane attaccata alla parete addominale dorsale. Evitare rottura dell&#39;intestino, come il contenuto può rivestire la parete addominale ed impedire la visualizzazione del vaso dorsale. </li></ol><img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/55029/55029fig3.jpg" /> Figura 3: Vista del vaso dorsale. Una volta che l&#39;intestino e Stinger sono stati rimossi, il vaso dorsale è visibile lungo la linea mediana della parete addominale dorsale sezionato. Barra di scala = 1 mm. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55029/55029fig3large.jpg" target="_blank">Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> <ol start="5"><li> Disporre la parete addominale dorsali nell&#39;orientamento desiderato sotto la telecamera in modo che il vaso dorsale è visibile (vedere Figura 3). Utilizzare le forbici per tagliare microdissezione via qualsiasi eccesso abmuro dominal che impedisce la visualizzazione del vaso dorsale. La forma della parete addominale dorsale dovrebbe essere simile a una tazza poco profonda o ciotola quando si trova in modo corretto. <ol><li> Poiché il vaso dorsale non si estende nel segmento addominale hindmost delle api, rimuovere il tergite finale per migliorare la visualizzazione del vaso dorsale. </li></ol></li><li> Utilizzando una micropipetta volume regolabile, coprire il vaso dorsale con 10 ml di soluzione isotonica di mantenere condizioni fisiologiche e facilitare un battito cardiaco costante. NOTA: La soluzione consigliata è forza trimestre soluzione di Ringer (0,120 g di cloruro / L di calcio, cloruro di potassio 0,105 g / L, 0,050 g / L di bicarbonato di sodio, e 2.250 g / L di sodio cloruro), che è stato trovato per facilitare una stalla, battito cardiaco continuo. </li></ol> 3. Osservazione e modulazione di frequenza cardiaca <ol><li> Lasciare che il vaso dorsale di sedersi indisturbati fino ad ottenere una stabile, battito cardiaco continua(Di solito entro 300 sec). NOTA: Heartbeat è visualizzato come contrazioni ritmiche del vaso dorsale. Inizialmente, ci possono sembrano essere alcun battito, specialmente se l&#39;ape è stato anestetizzato, ma il cuore sarà solitamente riprendere battitura dopo riposo in soluzione isotonica per alcuni minuti e può continuare a battere per ore, purché rimane immerso nella soluzione. </li><li> Misurare la frequenza cardiaca in termini di numero di battiti al minuto (BPM). <ol><li> Registrare il numero di contrazioni osservati durante un periodo di 60 sec. Utilizzare un contatore del riscontro della mano e un timer per facilitare questo processo. </li></ol></li><li> Misurare la variazione della frequenza cardiaca registrando il BPM osservata prima e dopo il trattamento con un composto cardiomodulatory. NOTA: Sebbene il tempo necessario per osservare un effetto sulla frequenza cardiaca può variare a seconda del composto in prova, variazioni della frequenza cardiaca in genere può essere osservato in pochi minuti. <ol><li> Determinare la frequenza cardiaca di base immediatamente primal&#39;aggiunta di composti di prova. NOTA: la frequenza cardiaca post-trattamento di solito può essere determinato dopo 90 a 120 sec. </li><li> Preparare potenziali cardiomodulators (ad esempio, octopamina) sciogliendo il composto nella stessa soluzione isotonica utilizzata per bagnare il vaso dorsale. </li><li> Aggiungere i composti in esame alla soluzione circonda il vaso dorsale utilizzando un micropipetter. </li></ol></li><li> Per una maggiore precisione e un throughput più elevato, effettuare una registrazione video di ciascun soggetto di prova e quindi utilizzare i video a segnare la frequenza cardiaca in un secondo momento. NOTA: Questo consente a un singolo ricercatore di scaglionare dissezioni al fine di facilitare la produzione quasi continua di video. Durante la registrazione video, la lunghezza minima consigliata è di circa 240 sec con qualsiasi composto di prova che si aggiunge alla boa 60 sec. Questo assicura che il ricercatore ha una finestra di 60 secondi per aver frequenza basale cuore e poi un&#39;altra finestra di 60 secondi per aver post-trattamento della frequenza cardiaca 120 secdopo il trattamento. </li></ol>

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	<li>Klowden, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Circulatory+Systems.">Circulatory Systems.</a> Physiological Systems in Insects, 3rd Edition. , 365-413 (2013).</li><li>League, G. P., Onuh, O. C., Hillyer, J. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparative+structural+and+functional+analysis+of+the+larval+and+adult+dorsal+vessel+and+its+role+in+hemolymph+circulation+in+the+mosquito+Anopheles+gambiae.">Comparative structural and functional analysis of the larval and adult dorsal vessel and its role in hemolymph circulation in the mosquito Anopheles gambiae.</a> J Exp Biol. 218 (Pt 3), 370-380 (2015).</li><li>Wasserthal, L. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Oscillating+Hemolymph+Circulation+in+the+Butterfly+Papilio-Machaon+L+Revealed+by+Contact+Thermography+and+Photocell+Measurements.">Oscillating Hemolymph Circulation in the Butterfly Papilio-Machaon L Revealed by Contact Thermography and Photocell Measurements.</a> J Comp Physiol. 139 (2), 145-163 (1980).</li><li>Wasserthal, L. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Interaction+of+circulation+and+tracheal+ventilation+in+holometabolous+insects.">Interaction of circulation and tracheal ventilation in holometabolous insects.</a> Adv Insect Physiol. 26, 297-351 (1996).</li><li>Schwab, E. R., Chilson, R. A., Eddleman, C. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heartbeat+Rate+Modulation+Mediated+by+the+Ventral+Nerve+Cord+in+the+Honey-Bee,+Apis-Mellifera.">Heartbeat Rate Modulation Mediated by the Ventral Nerve Cord in the Honey-Bee, Apis-Mellifera.</a> J Comp Physiol B-Biochem Syst Environ Physiol. 161 (6), 602-610 (1991).</li><li>Kaiser, W., Weber, T., Otto, D., Miroschnikow, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Oxygen+supply+of+the+heart+and+electrocardiogram+potentials+with+reversed+polarity+in+sleeping+and+resting+honey+bees.">Oxygen supply of the heart and electrocardiogram potentials with reversed polarity in sleeping and resting honey bees.</a> Apidologie. 45 (1), 73-87 (2014).</li><li>Papaefthimiou, C., Theophilidis, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Octopamine--a+single+modulator+with+double+action+on+the+heart+of+two+insect+species+(Apis+mellifera+macedonica+and+Bactrocera+oleae):+Acceleration+vs.+inhibition.">Octopamine--a single modulator with double action on the heart of two insect species (Apis mellifera macedonica and Bactrocera oleae): Acceleration vs. inhibition.</a> J Insect Physiol. 57 (2), 316-325 (2011).</li><li>Castro, C. A., Hogan, J. B., Benson, K. A., Shehata, C. W., Landauer, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Behavioral-Effects+of+Vehicles+-+Dmso,+Ethanol,+Tween-20,+Tween-80,+and+Emulphor-620.">Behavioral-Effects of Vehicles - Dmso, Ethanol, Tween-20, Tween-80, and Emulphor-620.</a> Pharmacol Biochem Behav. 50 (4), 521-526 (1995).</li><li>Papaefthimiou, C., Papachristoforou, A., Theophilidis, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biphasic+responses+of+the+honeybee+heart+to+nanomolar+concentrations+of+amitraz.">Biphasic responses of the honeybee heart to nanomolar concentrations of amitraz.</a> Pestic Biochem Phys. 107 (1), 132-137 (2013).</li><li>Roeder, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Octopamine+in+invertebrates.">Octopamine in invertebrates.</a> Prog Neurobiol. 59 (5), 533-561 (1999).</li><li>Johnson, E., Ringo, J., Dowse, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modulation+of+Drosophila+heartbeat+by+neurotransmitters.">Modulation of Drosophila heartbeat by neurotransmitters.</a> J Comp Physiol B. 167 (2), 89-97 (1997).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

The protocol presented here provides a simple and effective approach to testing pharmacological compounds for their effects on honey bee heart rate. As observed in prior experiments that either transect the ventral nerve cord of a living insect5 or dissect out the ventral nerve cord when exposing the dorsal vessel7, the loss of central nervous system regulation results in a stable, low frequency heartbeat. The low frequency of beats allows the investigator to visually assess heart rate without havin...

L&#39;obiettivo generale di questa metodologia è quello di consentire al ricercatore di rapidamente e facilmente osservare e quantificare l&#39;effetto che un agente farmacologico ha sulla frequenza cardiaca di api mellifere. Api, come altri insetti, hanno un sistema circolatorio aperto che diffonde emolinfa, l&#39;equivalente insetti di sangue, durante la cavità del corpo, conosciuto come hemocoel. La circolazione di emolinfa è essenziale per il trasporto di sostanze nutritive, fattori immunitari, rifiuti, così neurohormones e altre molecole di segnalazione 1. La circolazione è facilitata dal vaso dorsale, che si estende lungo la linea mediana dorsale dell&#39;insetto, nonché organi pulsatile accessori. Il vaso dorsale è divisa in due sezioni funzionalmente distinte, designato cuore nell&#39;addome e l&#39;aorta nel torace e la testa. contrazioni propagate nel emolinfa cuore pompa verso il torace e la testa, mentre gli organi pulsatile accessori assicurano il flusso di emolinfa alle estremità. <pclass = &quot;jove_content&quot;&gt; funzione cardiaca insetti può essere osservato usando una varietà di metodi, a seconda delle dimensioni, fase fisiologia, o la vita dell&#39;insetto. Un approccio comune per l&#39;osservazione della frequenza cardiaca in larve o insetti più piccoli è l&#39;uso di immagini intravitale 2. Questo metodo è meno utili api adulte, tuttavia, in quanto può essere difficile visualizzare chiaramente il vaso dorsale attraverso la parete addominale. Un approccio stabilito per la registrazione della frequenza cardiaca in una varietà di insetti, comprese le api, è l&#39;uso di contatto termografia, che utilizza termistori applicati all&#39;esterno dell&#39;insetto per rilevare pulsazioni cardiache 3,4. La frequenza cardiaca in api adulte è stato registrato anche utilizzando una tecnica elettrofisiologico per misurare una elettrica 4,5 segnale di impedenza. Questa tecnica richiede l&#39;inserimento di elettrodi nell&#39;animale vicino al cuore e l&#39;utilizzo di un convertitore di impedenza per registrare battiti cardiaci 4. Analogamente, elettrocardiogrammi sono stati utilizzati per DATECt segnali elettrici prodotti dal cuore e combinati con registrazione video delle api per osservare variazioni dell&#39;attività cardiaca 6. Un distinto vantaggio di questi approcci è che la frequenza cardiaca viene valutata in intatto, ape vivente, piuttosto che in un campione sezionato, che contribuisce a garantire la disponibilità della gamma di risposte fisiologiche del soggetto. Le sfide di questi approcci includono la contabilità per l&#39;immobilizzazione o anestesia del soggetto, la necessità di limitare le variabili esterne e stimoli che potrebbero alterare la frequenza cardiaca, oltre a determinare un metodo di consegna appropriato quando il test agenti farmacologici. Un altro approccio che è stato usato per studiare l&#39;attività cardiaca ape è di sezionare parzialmente l&#39;insetto per esporre cuore, quindi misurare contrazioni vaso dorsale usando un trasduttore di spostamento forza 7. In questo protocollo, il cuore è continuamente bagnata con la corsa soluzione fisiologica e di prova compounds possono essere sciolti in questa soluzione per applicazione al soggetto 7. Una differenza significativa tra questo metodo e quelli precedentemente descritti è che il cordone nervoso ventrale è rimosso, eliminando il ruolo che il sistema nervoso centrale ha dimostrato di giocare in modulazione di frequenza cardiaca 5. Il risultato è che il battito cardiaco basale, che è di solito piuttosto irregolare, stabilizza ad una frequenza molto bassa e l&#39;ampiezza a quello tipicamente osservato in un insetto vivente 5,7. Ciò che tutti questi metodi hanno in comune è che essi richiedono attrezzature altamente specializzate e spesso costosi, oltre ad un certo livello di competenza, per essere realizzato. Forse il più grande svantaggio è che nessuno di questi approcci sono particolarmente adatti per gli esperimenti che coinvolgono test un gran numero di soggetti, come ad esempio lo screening di una libreria di composti potenzialmente cardiomodulatory. Il maggior punto di forza dell&#39;approccio qui descrittoè la sua semplicità. Il protocollo è relativamente facile da padroneggiare la configurazione richiede poco spazio, ed è necessario solo un ingresso finanziario minimo. Il metodo richiede poco più di alcune api, alcuni strumenti chirurgici, una soluzione isotonica, e di un microscopio digitale o un microscopio tradizionale con una fotocamera digitale. Le api sono sezionati per visualizzare il vaso dorsale e video digitali vengono utilizzati per registrare la frequenza cardiaca prima e dopo il trattamento con agenti farmacologici. Sebbene la registrazione video non è effettivamente necessario per osservare i cambiamenti nella frequenza cardiaca, sarà notevolmente aumentare il throughput (cioè, il numero di soggetti che possono essere elaborati in un determinato periodo di tempo). L&#39;investigatore può massimizzare l&#39;efficienza registrando un gran numero di video in una sola volta e poi segnando questi video in un momento più conveniente. Un altro vantaggio di questo approccio è che i video permettono al ricercatore di ricominciare, se il processo di punteggio essere interrotto, e rendere più facile per la vdel visualizzatore accecare al trattamento, al fine di ridurre i pregiudizi.

<table><tbody><tr><td>Dino-Lite Edge digital USB microscope</td><td>Dino-Lite</td><td>AM4815ZT</td><td>Any digital microscope or similar setup will suffice</td></tr><tr><td>Microscope stand</td><td>Dino-Lite</td><td>RK-10</td><td>Any stand appropriate for the digital microscope</td></tr><tr><td>Laptop or PC</td><td></td><td></td><td>Necessary for digital microscope</td></tr><tr><td>Microdissection scissors (Vannas, 8 cm, Straight, 5 mm Blades)</td><td>World Precision Instruments</td><td>14003</td><td>Any similar scissors suitable for microdissection will suffice</td></tr><tr><td>Microdissecting Forceps, 10.2 cm, Angled (2 pair)</td><td>World Precision Instruments</td><td>504482</td><td>Any similar forceps suitable for microdissection will suffice</td></tr><tr><td>Ringers solution 1/4 strength tablets&amp;nbsp;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>96724-100TAB</td><td></td></tr><tr><td>Dissecting tray</td><td></td><td></td><td>Any surface suitable for microdissection</td></tr><tr><td>Single channel 10 &amp;micro;l pipette</td><td></td><td></td><td>Any device capable of accurately delivering 10 &amp;micro;l volume</td></tr><tr><td>Pipette tips</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Small beaker or container of water</td><td></td><td></td><td>Used to rinse instruments between subjects</td></tr><tr><td>Hand tally counter</td><td>Office Depot</td><td>295033</td><td>Any similar product will suffice</td></tr><tr><td>Timer</td><td>Office Depot</td><td>644219</td><td>Any similar product will suffice</td></tr><tr><td>Deionized water</td><td></td><td></td><td>Preparation of Ringers solution and rinsing instruments</td></tr></tbody></table>

dissection and observation of honey bee dorsal vessel for studies of cardiac function

The European honey bee, Apis mellifera L., is a valuable agricultural and commercial resource noted for producing honey and providing crop pollination services, as well as an important model social insect used to study memory and learning, aging, and more. Here we describe a detailed protocol for the dissection of the dorsal abdominal wall of a bee in order to visualize its dorsal vessel, which serves the role of the heart in the insect. A successful dissection will expose a functional heart that, under the proper conditions, can maintain a steady heartbeat for an extended period of time. This allows the investigator to manipulate heart rate through the application of cardiomodulatory compounds to the dorsal vessel. By using either a digital microscope or a microscope equipped with a digital camera, the investigator can make video recordings of the dorsal vessel before and after treatment with test compounds. The videos can then be scored at a time convenient to the user in order to determine changes in heart rate, as well as changes in the pattern of heartbeats, following treatment. The advantages of this protocol are that it is relatively inexpensive to set up, easy to learn, requires little space or equipment, and takes very little time to conduct.

Poiché molti dei composti farmacologicamente attivi che possono essere testati utilizzando questo protocollo non sono solubili in acqua, è necessario avere un solvente affidabile che consenta composti di prova da consegnare tramite la soluzione isotonica utilizzata per bagnare il vaso dorsale. Dimetilsolfossido (DMSO) è un solvente che viene comunemente utilizzato come veicolo per fornire farmaci sperimentali e altri composti negli animali 8, ed è stato usato con successo ...

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Dissection and Observation of Honey Bee Dorsal Vessel for Studies of Cardiac Function

The abdominal dorsal vessel of the honey bee and other insects serves as the functional equivalent of the mammalian heart and plays an important role in nutrient transport, waste removal, immune function, and more. Here we describe a protocol for the visualization and pharmacological manipulation of bee heart rate.

Dissezione e di osservazione di Honey Bee dorsale della nave per gli studi della funzione cardiaca

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10.8K Views.  Virginia Tech. The abdominal dorsal vessel of the honey bee and other insects serves as the functional equivalent of the mammalian heart and plays an important role in nutrient transport, waste removal, immune function, and more. Here we describe a protocol for the visualization and pharmacological manipulation of bee heart rate.

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We present a protocol for the analysis of coronary vessels in whole embryonic murine hearts up to E15.5, using standard immunological staining methods followed by optical clearance and confocal microscopy. This technique enables visualization of blood vessels throughout the entire heart without the need for time-consuming analysis of serial sections.

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The Drosophila heart sectioning and fluorescence imaging protocol simplifies studying heart structure and pathologies. This approach involves straightforward sectioning, staining, and imaging, bypassing the technical expertise needed for traditional dissection. It enhances accessibility, making Drosophila a more widely usable model for cardiac-related research within the broader scientific community.

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Genetica

Heart Dissection in Larval, Juvenile and Adult Zebrafish, Danio rerio

Zebrafish have become a beneficial and practical model organism for the study of embryonic heart development (see recent reviews1-6), however, work examining post-embryonic through adult cardiac development has been limited7-10. Examining the changing morphology of the maturing and aging heart are restricted by the lack of techniques available for staging and isolating juvenile and adult hearts. In order to analyze heart development over the fish's lifespan, we dissect zebrafish hearts at numerous stages and photograph them for further analysis11. The morphological features of the heart can easily be quantified and individual hearts can be further analyzed by a host of standard methods. Zebrafish grow at variable rates and maturation correlates better with fish size than age, thus, post-fixation, we photograph and measure fish length as a gauge of fish maturation. This protocol explains two distinct, size dependent dissection techniques for zebrafish, ranging from larvae 3.5mm standard length (SL) with hearts of 100&mu;m ventricle length (VL), to adults, with SL of 30mm and VL 1mm or larger. Larval and adult fish have quite distinct body and organ morphology. Larvae are not only significantly smaller, they have less pigment and each organ is visually very difficult to identify. For this reason, we use distinct dissection techniques.
We used pre-dissection fixation procedures, as we discovered that hearts dissected directly after euthanization have a more variable morphology, with very loose and balloon like atria compared with hearts removed following fixation. The fish fixed prior to dissection, retain in vivo morphology and chamber position (data not shown). In addition, for demonstration purposes, we take advantage of the heart (myocardial) specific GFP transgenic Tg(myl7:GFP)twu34 (12), which allows us to visualize the entire heart and is particularly useful at early stages in development when the cardiac morphology is less distinct from surrounding tissues. Dissection of the heart makes further analysis of the cell and molecular biology underlying heart development and maturation using in situ hybridization, immunohistochemistry, RNA extraction or other analytical methods easier in post-embryonic zebrafish. This protocol will provide a valuable technique for the study of cardiac development maturation and aging.

Heart Dissection in Larval, Juvenile and Adult Zebrafish, Danio rerio

A clear, standardized method for dissection and isolation of the zebrafish heart at multiple developmental stages are described. Annotation and quantification techniques are also discussed.

Dissezione di cuore in larvale, Zebrafish giovanile e degli adulti, Danio rerio</em

Zebrafish have become a beneficial and practical model organism for the study of embryonic heart development (see recent reviews1-6), however, work ...

Rodent Working Heart Model for the Study of Myocardial Performance and Oxygen Consumption

Isolated working heart models have been used to understand the effects of loading conditions, heart rate and medications on myocardial performance in ways that cannot be accomplished in vivo. For example, inotropic medications commonly also affect preload and afterload, precluding load-independent assessments of their myocardial effects in vivo. Additionally, this model allows for sampling of coronary sinus effluent without contamination from systemic venous return, permitting assessment of myocardial oxygen consumption. Further, the advent of miniaturized pressure-volume catheters has allowed for the precise quantification of markers of both systolic and diastolic performance. We describe a model in which the left ventricle can be studied while performing both volume and pressure work under controlled conditions. 
In this technique, the heart and lungs of a Sprague-Dawley rat (weight 300-500 g) are removed en bloc under general anesthesia. The aorta is dissected free and cannulated for retrograde perfusion with oxygenated Krebs buffer. The pulmonary arteries and veins are ligated and the lungs removed from the preparation. The left atrium is then incised and cannulated using a separate venous cannula, attached to a preload block. Once this is determined to be leak-free, the left heart is loaded and retrograde perfusion stopped, creating the working heart model. The pulmonary artery is incised and cannulated for collection of coronary effluent and determination of myocardial oxygen consumption. A pressure-volume catheter is placed into the left ventricle either retrograde or through apical puncture. If desired, atrial pacing wires can be placed for more precise control of heart rate. This model allows for precise control of preload (using a left atrial pressure block), afterload (using an afterload block), heart rate (using pacing wires) and oxygen tension (using oxygen mixtures within the perfusate).

Isolated working heart models can be used to measure the effect of loading conditions, heart rate, and medications on myocardial performance and oxygen consumption. We describe methods for preparation of a rodent left heart working model that permits study of systolic and diastolic performance and oxygen consumption under various conditions.

Roditore Working Model Cuore per lo Studio della performance miocardica e consumo di ossigeno

Isolated working heart models have been used to understand the effects of loading conditions, heart rate and medications on myocardial performance in ways ...

Dissection Techniques and Histological Sampling of the Heart in Large Animal Models for Cardiovascular Diseases

The standard gross examination and sampling are key elements in the reproducibility and success of experimental studies of cardiovascular diseases carried out in large animals. Considering the complex anatomy of the heart, interspecies differences, and the types of compensatory and pathological reactions, consistent protocols are challenging to implement. The utilization of multiple dissection protocols is usually adapted to suit the prosector's experience, and personal preference continues to be a source of experimental and interobserver variability. Here, the aim is to present the main anatomical features and landmarks, dissection protocols, and histological sampling standards of the heart in some commonly used species (including dogs, pigs, ruminants, and cats) as models of cardiovascular diseases.
Two standard gross examination protocols are presented here. First, the inflow-outflow method, which follows the physiological blood flow direction through the heart and large vessels (frequently used in dogs, ruminants, and pigs), and second, the four-chamber dissection technique (exemplified in cats). Both techniques can be adapted to any species in certain experimental circumstances. The sampling protocols include all the areas of interest (sinoatrial node, ventricles, interventricular septum, atria, valves, and aorta), and if properly carried out, improve both the reproducibility and reliability of experimental studies.

Due to the complex anatomy, a consistently reproducible dissection and harvesting protocol for cardiac samples can be challenging to implement. This manuscript presents the key elements of some standard cardiac dissection protocols, highlighting both the gross examination approaches and the sampling sites commonly used for histopathologic examination.

Tecniche di dissezione e campionamento istologico del cuore in modelli animali di grandi dimensioni per malattie cardiovascolari

The standard gross examination and sampling are key elements in the reproducibility and success of experimental studies of cardiovascular diseases carried ...

Medicina

Drosophila Preparation and Longitudinal Imaging of Heart Function In Vivo Using Optical Coherence Microscopy (OCM)

Longitudinal study of the heartbeat in small animals contributes to understanding structural and functional changes during heart development. Optical coherence microscopy (OCM) has been demonstrated to be capable of imaging small animal hearts with high spatial resolution and ultrahigh imaging speed. The high image contrast and noninvasive properties make OCM ideal for performing longitudinal studies without requiring tissue dissections or staining. Drosophila has been widely used as a model organism in cardiac developmental studies due to its high number of orthologous human disease genes, its similarity of molecular mechanisms and genetic pathways with vertebrates, its short life cycle, and its low culture cost. Here, the experimental protocols are described for the preparation of Drosophila and optical imaging of the heartbeat with a custom OCM system throughout the life cycle of the specimen. By following the steps provided in this report, transverse M-mode and 3D OCM images can be acquired to conduct longitudinal studies of the Drosophila cardiac morphology and function. The en face and axial sectional OCM images and the heart rate (HR) and cardiac activity period (CAP) histograms, were also shown to analyze the heart structural changes and to quantify the heart dynamics during Drosophila metamorphosis, combined with the videos constructed with M-mode images to trace cardiac activity intuitively. Due to the genetic similarity between Drosophila and vertebrates, longitudinal study of heart morphology and dynamics in fruit flies could help reveal the origins of human heart diseases. The protocol here would provide an effective method to perform a wide range of studies to understand the mechanisms of cardiac diseases in humans.

Drosophila Preparation and Longitudinal Imaging of Heart Function In Vivo Using Optical Coherence Microscopy OCM

Here, the experimental protocols are described for preparing Drosophila at different developmental stages and performing longitudinal optical imaging of Drosophila heartbeats using a custom optical coherence microscopy (OCM) system. The cardiac morphological and dynamical changes can be quantitatively characterized by analyzing the heart structural and functional parameters from OCM images.

Drosophila preparazione e imaging longitudinale della funzione cardiaca in vivo utilizzando Optical Coherence Microscopy (OCM)

Longitudinal study of the heartbeat in small animals contributes to understanding structural and functional changes during heart development. Optical ...

Heart Dissection: A Method to Observe Zebrafish Cardiac Development

Source: Singleman C. et. al., <a href="https://jove.unicartagenaproxy.elogim.com/v/3165/" target="_blank">Heart Dissection in Larval, Juvenile and Adult Zebrafish, Danio rerio</a>. J. Vis. Exp. (2011).
This video describes a technique of isolating the heart from a zebrafish at multiple developmental stages to study cardiac development, maturation, and ageing.

Dissezione cardiaca: un metodo per osservare lo sviluppo cardiaco del pesce zebra

Source: Singleman C. et. al., Heart Dissection in Larval, Juvenile and Adult Zebrafish, Danio rerio. J. Vis. Exp. (2011).
This video describes a technique ...

Dissezione e di osservazione di Honey Bee dorsale della nave per gli studi della funzione cardiaca

Riepilogo

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