The authors have no Acknowledgements.

1. Preparazione delle cellule <ol><li> cellule in crescita <ol><li> Grow D. cellule discoideum a medio AX a 23 ° C sotto la luce nelle piastre di coltura di tessuti. Evitare di tenere le cellule ad alta densità superiore al 75% di confluenza. NOTA: Per una risposta ottimale al calore stress, le cellule devono essere in fase di crescita esponenziale e non abbiano raggiunto fase stazionaria. </li><li> Il giorno prima di imaging, le cellule diviso in media di fluorescenza bassa (LFM) a 1 x 10 4 cellule / ml. NOTA: Questo passaggio è necessario per ridurre la fluorescenza di fondo causato dal fluido AX. Il tempo di incubazione può essere ridotto ad un minimo di 2 ore. Tuttavia, vescicole prese in media AX possono ancora generare qualche segnale di fondo dopo 2 ore. </li></ol></li><li> Cellule Preparazione per la microscopia <ol><li> Prima di imaging, le cellule raccolta dalla piastra di tessuto in LFM e trasferire un numero adeguato di cellule in piatti di fondo di vetro. NOTA: Solitamente,1 x 10 5 cellule / ml è sufficiente; tuttavia, se il setup sperimentale richiede periodi lunghi di imaging (più di 8 ore), il numero di cellule devono essere adeguati con attenzione, come D. cellule discoideum passeranno al ciclo di sviluppo e iniziare a trasmettere e globale se il numero di cellule sono elevati, mentre le sostanze nutrienti sono bassi. </li><li> Permettono alle cellule di stabilirsi per 20 min. Rimuovere le cellule non regolati sostituendo con attenzione il mezzo utilizzato con terreno fresco. </li></ol></li></ol> 2. Imaging NOTA: Il protocollo può essere utilizzato su sistemi a grande campo così come in configurazioni microscopia confocale. L&#39;utilizzo di una scatola di incubazione a temperatura controllata che copre gli obiettivi e la fase microscopio è utile, ma non essenziale per il controllo della temperatura. La temperatura della scatola incubazione è impostata la temperatura più alta usata nell&#39;esperimento, ad esempio, a 40 ° C se viene eseguita stress termico. Altrimenti, la temperatura viene impostata su 256; C. I cambiamenti di temperatura devono essere fatte in anticipo per consentire al sistema di adattarsi, come variazioni di temperatura durante l&#39;imaging possono influenzare la messa a fuoco. NOTA: Durante l&#39;imaging, la temperatura viene controllata utilizzando una camera di raffreddamento. La temperatura di default per l&#39;imaging cellule non-ha sottolineato è 23 ° C. Per le condizioni di tensione termica, la temperatura viene aumentata di conseguenza al livello desiderato. L&#39;elemento piezoelettrico nella camera di raffreddamento può rispondere molto rapidamente al cambiamento di temperatura. Tuttavia, il focus delle immagini può variare leggermente (può discostarsi fino a 20 micron a seconda del cambiamento di temperatura). Così rifocalizzazione manualmente all&#39;interno i primi minuti di acquisizione dell&#39;immagine, a meno che il microscopio utilizzato è dotato di un hardware di autofocus. <ol><li> L&#39;acquisizione delle immagini in condizioni di non-stress <ol><li> celle di immagine in condizioni di non-ha sottolineato a 23 ° C, acquistano un minimo di 6 campi di vista (FOV). NOTA: condizione non lo stress può essere visualizEd entrambi registrando un breve time-lapse (5-30 min) o l&#39;acquisizione di immagini fisse rappresentative. Per ogni linea di condizione o di cellule acquisire un minimo di 6 campi di vista (FOV). NOTA: Nel caso le singole celle sono di interesse, posizionare le rispettive cellule nel mezzo del FOV e registrare una serie di piastrelle 3 x 3 con il FOV contenente le cellule di interesse nel mezzo D.. cellule discoideum sono mobili e possono migrare fuori del campo di vista. Tuttavia, la serie di piastrelle 3 x 3 aumenta l&#39;area potenzialmente esplorato dalla cella di interesse e rimane tracciabile per periodi time-lapse di ~ 6 ore. </li><li> Acquisire z-pile di massimo 7 micron di 1-0.25 micron passi per catturare l&#39;intero volume della cella. </li><li> Acquisire un&#39;immagine di campo chiaro riferimento per valutare il numero totale di cellule. </li></ol></li><li> Acquisizione di immagini per lo stress termico <ol><li> Regolare la temperatura della camera di raffreddamento a 30 ° C secondo le istruzioni del produttore. &lt;/ Li&gt; <li> Dopo che il display della temperatura ha raggiunto il valore desiderato, riorientare manualmente il canale in campo chiaro e visualizzate tutte FOV registrati prima di iniziare il time-lapse. </li><li> Avviare un time-lapse per 4 ore di stress da calore, con un intervallo di tempo di 5-10 minuti tra i punti di tempo. Controllare la corretta messa a fuoco durante l&#39;acquisizione dei primi due punti di tempo. </li></ol></li><li> Acquisizione di immagini durante il recupero <ol><li> Dopo lo stress da calore, ridurre la temperatura torna a 23 ° C, attendere che il display della temperatura per regolare e riorientare manualmente. </li><li> Registra filmati time-lapse in fase di recupero per 8-10 ore a 10-20 intervalli di tempo min. Controllare la corretta messa a fuoco durante l&#39;acquisizione del primo punto temporale. </li></ol></li></ol> Analisi 3. Immagine NOTA: per quantificare il numero di cellule che ospitano foci citosolica, valuta il numero totale di cellule e il numero di cellule con foci citosolico in ogni tempotelaio. A causa della difficoltà di segmentare cellule da immagini in campo chiaro, la quantificazione deve essere fatto manualmente. Qui di seguito, l&#39;analisi dei dati è descritto per il pacchetto gratuito di elaborazione delle immagini ((http://fiji.sc/Fiji). Si richiede il plugin &quot;Cell Counter&quot; (http://fiji.sc/Cell_Counter). <ol><li> Valutare il numero totale di cellule <ol><li> Caricare l&#39;immagine in campo chiaro stack (XYT) facendo clic su &quot;File&quot; e &quot;Apri&quot;. </li><li> Aprire il plugin &quot;Cell Counter&quot; ( &quot;Plugins&quot; - &quot;Cell Counter&quot;). Caricare la risma immagine cliccando su &quot;Inizializza&quot;. </li><li> Scegliere il tipo appropriato di contatori barrando l&#39;apposita casella. NOTA: l&#39;uso di tipo 1 come contatore per il numero totale di cellule e di tipo 2 come contatore per le cellule con focolai citosolico. Contare tutte le cellule. </li><li> Salvare i marcatori cliccando &quot;Save Markers&quot;. </li></ol></li><li> Valutare il numero di cellule con focolai citosolica <ol> &lt;li&gt; Caricare il HyperStack immagine di fluorescenza (XZYT) ( &quot;File&quot; - &quot;Apri&quot;) e fare una proiezione massima intensità utilizzando la &quot;Z-proiettore&quot; (Immagine / pile). </li><li> Aprire il plugin &quot;Cell Counter&quot;. Caricare l&#39;immagine risultante pila (XYT) facendo clic su &quot;Inizializza&quot;. </li><li> Caricare i marcatori facendo clic su &quot;Carica&quot; ​​Markers. ATTENZIONE: I nomi dei file di immagine di riferimento e lo stack di fluorescenza devono essere identici. Se necessario, rinominare di conseguenza prima di inizializzare lo stack di immagini. </li><li> Scegliere il tipo di indicatore appropriato (vedi 3.1.3) e contare le cellule con focolai citosolico. I marcatori esistenti possono essere utilizzati come guida per la posizione delle singole cellule. </li><li> Recuperare il numero di conteggi per fetta cliccando su &quot;Risultati&quot; e salvare i conteggi altrove per ulteriori calcoli. </li></ol></li></ol>

<ol>
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The authors have nothing to disclose.

Il protocollo qui descritto può essere usato per studiare il comportamento di una particolare proteina di interesse in risposta allo stress indotto da calore. Aumento della temperatura a 30 ° C è stato segnalato per innescare la risposta allo stress termico e in queste condizioni la vitalità di D. discoideum è marcatamente ridotta. modifiche Il protocollo può essere modificato per confrontare il comportamento delle varie proteine ​​nelle stesse condizioni di stress. Per questo, le cellule che esprimono proteine ​​diverse con lo stesso tag fluorescenti vengono trasferiti in piatti multi-e, come quattro piatti da camera (sezione 1.3.1). Il protocollo può essere applicato anche su cellule co-esprimono proteine ​​con differenti marcatori, come GFP o RFP. Questo può essere ad esempio utilizzato per monitorare il comportamento delle varie componenti del sistema di controllo qualità delle proteine ​​(PQC). Le cellule che esprimono marcatore aggregazione GFP-tagged e diversi componenti PCQ RFP-tag possono essere osservate con multi-pozzobombati per l&#39;imaging. Questo garantisce le stesse condizioni di stress (velocità di aumento della temperatura / diminuzione, la durata della temperatura incremento / decremento) e permette studi comparativi. Inoltre, il protocollo può essere usato per studiare l&#39;influenza del sistema PQC sulla risposta allo stress termico. L&#39;attività dei componenti può essere modulata cambiando livelli di espressione utilizzando strumenti genetici come knock-out o sovraespressione o utilizzando disponibili in commercio inibitori specifici 6. Il proteasoma può essere inibita aggiungendo MG132 (100 mM) o lactacistina (10 pM) per mezzo di crescita. Il chaperone Hsp90 può essere inibita mediante geldanamycin (6 micron) o radicicol (10 micron). Il chaperone Hsp70 può essere inibita con VER-155088, anche se non siamo riusciti a confermare l&#39;efficacia di inibizione nelle nostre impostazioni sperimentali finora. Inibitori dovrebbero essere aggiunti un giorno prima di imaging e le cellule sono incubate per 14 ore. Criti<html> CAL passaggi all&#39;interno del protocollo Il passaggio critico per la valutazione della perturbazione indotta dal calore è lo stato delle cellule prima dell&#39;esperimento di imaging. Studi in lievito hanno mostrato che le cellule acquisiscono la resistenza ad una varietà di stress ambientali durante la fase stazionaria 13. Abbiamo anche osservato risposta minimo per applicare lo stress da calore se D. cellule discoideum avevano raggiunto fase stazionaria prima di imaging. Pertanto, mantenendo un numero costante di cella &lt;5 x 10 5 cellule / ml è critica. Inoltre, il numero di cellule elevate possono indurre la transizione dal ciclo vegetativo di D. discoideum al ciclo di sviluppo, innescando così percorsi da fame, che potrebbero portare ad una diversa risposta allo stress da calore. Se il numero di cellule alti sono raggiunti in fase di recupero dopo lo stress da calore, lo streaming e le cellule aggregazione possono interferire con l&#39;analisi dei dati come le cellule si muovono fuori fuoco (vedi Figura 4). contenuto &quot;&gt; limitazione della tecnica La perdita di messa a fuoco è il collo di bottiglia del protocollo. Durante variazioni di temperatura, il piano focale può spostare drasticamente, che richiede rifocalizzazione manuale in un periodo di tempo immediatamente dopo la modifica della temperatura. Il salto nel fuoco può essere a volte troppo estremo da superare con autofocus software, soprattutto se il tempo tra i punti di tempo è alta. Tuttavia, se il microscopio utilizzato è dotato di un autofocus hardware, questa strozzatura può essere aggirato. Importanza della tecnica con rispetto a metodi esistenti In confronto con configurazioni esistenti, come l&#39;uso di camere climatizzate, scatole di incubazione a temperatura controllata che coprono gli obiettivi ei fase fasi microscopio o temperatura controllata e collari oggettive, l&#39;uso di una camera di raffreddamento fornisce un controllo più preciso del ambiente temperatura. Il Peltier-elemento nella camera di raffreddamento può mantenere una tem costante ed uniformetemperatura in tutto l&#39;apparato sperimentale. In configurazioni classiche, le differenze di temperatura locali potrebbero portare a risultati di osservazione diversi. Inoltre, può rispondere rapidamente e rapidamente ai cambiamenti indotti nella temperatura, mentre configurazioni classici adattano molto lentamente alle variazioni di temperatura indotte, in particolare l&#39;abbassamento della temperatura. Il Peltier-elemento nella camera di raffreddamento può anche coprire una gamma più ampia di temperatura (15-40 ° C) rispetto configurazioni classici, con le temperature che raggiungono come 15 ° C o 40 ° C è molto difficile. Dictyostelium discoideum è particolarmente sensibile alla foto-tossicità. Precedenti studi utilizzati ascorbato come spazzino per ridurre la foto-tossicità. Tuttavia, i periodi di imaging lunghi richiedono integrazione aggiuntiva. Inoltre, l&#39;uso di ascorbato è limitata a studi in cui il meccanismo di interesse non è influenzato dal supplemento antiossidante. Si propone che l&#39;imaging temperatura controllata può essere utilizzata come alternativa ca.oach per minimizzare fototossicità e potrebbe essere combinata con l&#39;aggiunta di ascorbato di diminuire ulteriormente la tossicità. effetti fototossiche possono essere minimizzati fornendo una temperatura costante ed uniforme di 23 ° C utilizzando una camera di raffreddamento. Le cellule ripreso con controllo della temperatura mostrano meno segni di foto-tossicità, quali l&#39;arrotondamento delle cellule, per un periodo di tempo più lungo. Questo permette anche di imaging con intensità elevate, intervalli di tempo più o più campi di vista (FOV). Applicazione generale Stress termico a temperature superiori ha dimostrato di innescare calore diversa risposta allo stress 14. Pertanto, aumentando la temperatura a 34 ° C o 37 ° C potrebbe indurre una risposta differente. Oltre allo stress temperatura applicata, la durata di una particolare situazione di stress può essere modificato per studiare la risposta immediata o adattamento a lungo termine per stress termico. In generale, il protocollo descritto può essereesteso a una vasta gamma di applicazioni. Poiché il controllo preciso della temperatura riduce considerevolmente effetti foto-tossico, il protocollo può essere utilizzato in ambienti che richiedono elevati tempi di esposizione e / o elevate intensità di luce di eccitazione, per esempio, per la visualizzazione di proteine con un livello di espressione basso, o in combinazione con brevi intervalli di tempo tra le immagini, ad esempio, durante il time-lapse imaging. Può anche essere vantaggioso per immagini di oggetti che coprono tutta la cella, ad esempio, microtubuli, come queste impostazioni richiedono un elevato numero di z-sezioni ottiche.

Dictyostelium discoideum sono solitari amebe vivente terreno che si nutrono di batteri e altri microrganismi, che sono presi da fagocitosi. Ha un ciclo di vita unico e straordinario che è stato un importante settore di ricerca dalla sua scoperta 1. Il precoce interesse per lo sviluppo multicellulare 2 e le basi molecolari della chemiotassi 3 fu presto completata da studi incentrati sulla motilità cellulare, la polarità delle cellule, immunità innata. Inoltre, D. discoideum è stato introdotto come sistema modello per 4,5 ricerca biomedica. Recentemente, abbiamo stabilito D. discoideum come un nuovo sistema per studiare il sistema di controllo della qualità delle proteine (PQC) 6,7. Il suo proteoma è arricchito in proteine prioniche come aggregazione a rischio, che rappresenta una sfida per il controllo della qualità delle proteine 8. Per studiare se D. discoideum ha sviluppato meccanismi molecolari speciali per controllare il suo altamente agCongregazione incline proteoma, abbiamo studiato il comportamento delle proteine ​​marker di aggregazione a rischio sia in normali condizioni colturali e durante lo stress. Condizioni di stress, come ad esempio lo stress da calore, può essere utilizzato per aumentare il tasso di proteine misfolding 9. Pertanto, abbiamo cercato un sistema in cui siamo riusciti a indurre cambiamenti di temperatura e contemporaneamente seguire il comportamento delle proteine ​​marker. A questo scopo, abbiamo combinato live-cell imaging con riscaldamento Peltier controllato utilizzando un (camera di raffreddamento) inserto fase termica. Questo metodo ha permesso di mantenere una temperatura costante ed uniforme, così da indurre un cambiamento rapido ma preciso della temperatura. Live-cell imaging viene utilizzato per studiare una varietà di processi biologici in D. discoideum. Tuttavia, questo approccio deve affrontare due limiti importanti. Innanzitutto, le cellule mostrano un&#39;alta motilità e tendono a migrare fuori del campo di vista, inseguimento quindi delle singole celle spesso richiede l&#39;imaging di una grande area. La mobilità delle cellule puòessere ridotto di agar di copertura 10, tuttavia, tali condizioni non sono adatti per l&#39;imaging a lungo termine a causa di un calo della redditività. In secondo luogo, D. cellule discoideum mostrano una particolarmente elevata sensibilità a foto-tossicità, che si traduce in arrotondamento cellulare e arresto mitotico 11. Precedenti protocolli affrontato questo problema con l&#39;aggiunta di acido ascorbico come scavenger di radicali e la riduzione dei tempi di esposizione 12. Quest&#39;ultimo può essere critico se la proteina di interesse è espressa a livelli bassi e mostra un segnale debole fluorescenza. Gli autori suggeriscono anche di fornire una temperatura costante di 21 ° C sia per l&#39;imaging in una stanza con aria condizionata o utilizzando le caselle di incubazione a temperatura controllata, che coprono l&#39;obiettivo e microscopio fase 12. Qui, si descrive un metodo con un migliorato controllo della temperatura utilizzando una camera di raffreddamento impostato a 23 ° C. Durante l&#39;imaging nostro set-up migliora in modo significativo la resistenza alla foto-tossicità. essoconsente l&#39;utilizzo di tempi di esposizione più elevati e superiori intensità di luce di eccitazione. Questo è di particolare importanza durante time-lapse imaging, come gli intervalli di tempo devono essere attentamente bilanciata rispetto al numero di posizioni imaged e il tempo di esposizione utilizzato. La possibilità di aumentare il numero di posizioni impressi permette anche la copertura di un&#39;area più ampia di imaging e facilita il monitoraggio delle singole celle in un periodo di tempo più lungo.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="587">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">AX Medium</td>
			<td style="width:85px;">ForMedium</td>
			<td style="width:119px;">AXM0102</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">LoFlo medium</td>
			<td>ForMedium</td>
			<td>LF1001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">MG132</td>
			<td style="width:85px;">Sigma</td>
			<td>C2211</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Lactacystin</td>
			<td style="width:85px;">Sigma</td>
			<td style="width:119px;">L6785</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Geldanamycin</td>
			<td style="width:85px;">Santa Cruz</td>
			<td style="width:119px;">sc-200617</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Radicicol</td>
			<td style="width:85px;">Santa Cruz</td>
			<td style="width:119px;">sc-200620</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">MatTek disch 35 mm</td>
			<td style="width:85px;">MatTek corporation</td>
			<td style="width:119px;">P35G-1.5-14-C</td>
			<td>glass bottom imaging dish</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">CellViell cell culture dish</td>
			<td style="width:85px;">Greiner</td>
			<td align="right" style="width:119px;">627870</td>
			<td>4-compartments glass bottom imaging dish</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Thermal Stage Heater/Cooler Insert</td>
			<td style="width:85px;">Warner Istruments</td>
			<td style="width:119px;">TB-3/CCD</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Bipolar temperature controller</td>
			<td style="width:85px;">Warner Istruments</td>
			<td style="width:119px;">CL-100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Liquid cooling System</td>
			<td style="width:85px;">Warner Instruments</td>
			<td style="width:119px;">LCS-1</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

studying the protein quality control system of d. discoideum using temperature-controlled live cell imaging

The complex lifestyle of the social amoebae Dictyostelium discoideum makes it a valuable model for the study of various biological processes. Recently, we showed that D. discoideum is remarkably resilient to protein aggregation and can be used to gain insights into the cellular protein quality control system. However, the use of D. discoideum as a model system poses several challenges to microscopy-based experimental approaches, such as the high motility of the cells and their susceptibility to photo-toxicity. The latter proves to be especially challenging when studying protein homeostasis, as the phototoxic effects can induce a cellular stress response and thus alter to behavior of the protein quality control system. 
Temperature increase is a commonly used way to induce cellular stress. Here, we describe a temperature-controllable imaging protocol, which allows observing temperature-induced perturbations in D. discoideum. Moreover, when applied at normal growth temperature, this imaging protocol can also noticeably reduce photo-toxicity, thus allowing imaging with higher intensities. This can be particularly useful when imaging proteins with very low expression levels. Moreover, the high mobility of the cells often requires the acquisition of multiple fields of view to follow individual cells, and the number of fields needs to be balanced against the desired time interval and exposure time.

Il protocollo di imaging descritto può essere utilizzato per analizzare il comportamento di proteine prioniche come aggregazione a rischio in un&#39;ameba D. discoideum durante stress termico. La Figura 1 mostra la distribuzione di Q103 proteine polyglutamine GFP-etichettato in cellule normali condizioni colturali (Figura 1A), dopo 2 ore di stress termico a 30 ° C (Figura 1B) e dopo 6 ore di recupero stress e crescita a normali condizioni di crescita (Figura 1C). Su aumento della temperatura da 23 ° C a 30 ° C, il marcatore Q103-GFP fonde da una distribuzione diffusa per puntiformi strutture. Dopo il rilascio di stress e la crescita a temperatura normale, queste strutture si dissolvono. La ridistribuzione di Q103-GFP e la formazione di calore indotta da stress citosolico foci possono essere quantificati utilizzando l&#39;analisi dell&#39;immagine. La figura 2A mostra l&#39;analisi dei singoli FOV utilizzando Fiji e il plugin &quot;Cell contatore &quot;. La figura 2B mostra la quantificazione della risposta allo stress termico. Questo dimostra che l&#39;aumento di focolai Q103-GFP citosolico in numero con continuo stress da calore. Durante lo stress da calore, il sistema (PQC) il controllo della qualità delle proteine è sopraffatto, quindi aggregation- proteine inclini come la Q103 proteina prionica-simili non possono essere mantenute in uno stato solubile e sempre aggregata foci citosolico. le cellule mostrano anche un arrotondamento caratteristica, come illustrato nella Figura 1B. la riduzione dei foci citosolico dopo la rimozione di stress suggerisce che l&#39;aggregato le proteine ​​sono dissolti. La qualità delle immagini è sensibile alla densità cellulare iniziale. Figura 3 mostra un esempio di cellule dopo il recupero stress, confrontando appropriata densità iniziale delle cellule (Figura 3A) e alta densità iniziale delle cellule (Figura 3B). Se la densità cellulare iniziale era troppo elevato, le cellule stellata per formare flussi come illustrato in figura 3b. Ciò che impone difficoltà sul successiva quantificazione come le cellule hanno spostato fuori del piano focale. Il metodo descritto può essere utilizzato per monitorare le variazioni di temperatura indotte come descritto sopra. Può anche essere utilizzato per ridurre fototossicità quando l&#39;imaging a temperatura crescita fisiologica. Figura 4 mostra un confronto di cellula ripreso a 23 ° C in una camera di raffreddamento (figura 4A) e cellule ripreso senza controllo della temperatura in una camera climatizzata, impostare a 25 ° C (Figura 4B). Al momento l&#39;esposizione costante alla luce di eccitazione, le cellule completano il quadro quando non è ripreso in condizioni di temperatura controllata. Questo cambiamento di forma delle cellule indica stress. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/54730/54730fig1.jpg" /> Figura 1: <sTrong&gt; proteine prioniche come aggregazione inclini cambiare la loro distribuzione cellulare durante lo stress termico. GFP-tagged ricco di poliglutamine huntingtina esone 1 (Q103) è costitutivamente espresso in AX2-214 D. cellule discoideum (segnale GFP raffigurato nella tabella di ricerca invertito scala di grigi). (A) In condizioni normali di crescita a 23 ° C, Q103-GFP è diffuso distribuita nel citoplasma. (B) Dopo 2 ore di stress da calore a 30 ° C, Q103-GFP fonde in focolai citosolico (frecce rosse). Le cellule mostrano una caratteristica cambiamento di forma e completano. (C) Al rilascio stress e crescita a 23 ° C, il foci citosolico vengono disciolti. Dopo 6 ore, senza foci citosolico può essere osservato. Barra di scala = 10 micron. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54730/54730fig1large.jpg" target="_blank">Cliccate qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> Figura 2: Quantificazione di formazione foci citosolico indotta dal calore (A) Analisi delle cellule con il pacchetto di elaborazione delle immagini gratuito Fiji e il plugin &quot;Cell Counter&quot;.. La quantità totale di cellule (tipo 1, contro i marcatori blu) viene determinata l&#39;immagine in campo chiaro a. I marcatori sono caricati nel GFP-canale e il numero di cellule con citosolica focolai (tipo 2, marcatori da banco rosso) è determinata. (B) Quantificazione dei focolai dopo 3 ore di stress da calore a 30 ° C e 3 ore di recupero dello stress a 23 ° C (n = 4 campi di vista, errore bar = SD). <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54730/54730fig2large.jpg" target="_blank">Fai clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a> <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/54730/54730fig3.jpg" /> <stron<html> g&gt; Figura 3: Effetto della densità cellulare in time-lapse imaging a lungo termine Cells (A) impressi a densità cellulari iniziali &lt;10 5 cellule / ml.. Dopo 3 ore di stress termico a 30 ° C e 6 ore di recupero stress a 23 ° C, le cellule rimangono nel ciclo vegetativo e dividere. Solo poche cellule uscire dal piano focale. (B) Le cellule ripreso a densità cellulari iniziale&gt; 10 6 cellule / ml. Dopo 9 ore di immagini (impostazioni come in A), le cellule sono entrati nel ciclo di sviluppo e ha iniziato lo streaming e l&#39;aggregazione. Le cellule in aggregati non possono essere chiaramente distinti. Una gran parte di cellule esce dal piano focale e non possono essere analizzati. Barra di scala = 10 micron. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54730/54730fig3large.jpg" target="_blank">Cliccate qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> <html> .jpg &quot;/&gt; Figura 4:. Effetto di controllo di temperatura effetti fototossiche cellule (A) ripreso per 10 min a temperatura controllata a 23 ° C: 6 campi di vista, z-stack (spaziatura 0,5 mM, spessore del campione 8 mM), lasso di tempo (totale tempo 10 min, periodo 1 min), il canale GFP (0,07 msec tempo di esposizione, il 10% dell&#39;intensità del laser), canale RFP (0,1 msec tempo di esposizione, l&#39;intensità del laser 10%). Le cellule non mostrano segni dei cambiamenti morfologici caratteristici associati allo stress fototossico. (B) Le cellule ripreso per 10 minuti, senza controllo della temperatura (stesse condizioni in A). Le cellule mostrano segni di fototossicità indotta arrotondamento, che indica lo stress. Barra di scala = 10 micron. Le cellule sono stati ripresi in un sistema basato su un microscopio con un obiettivo 100x / 1.4 apertura numerica (NA). Le immagini sono state raccolte con una telecamera CCD da 1.024 x 1.024 pixel file utilizzando 1 x 1 binning.4large.jpg &quot;target =&quot; _ blank &quot;&gt; Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.

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Studying the Protein Quality Control System of D. discoideum Using Temperature-controlled Live Cell Imaging

The social amoebae Dictyostelium discoideum has recently been established as a system to study protein misfolding and proteostasis. Here, we describe a new imaging-based methodology to study temperature-induced protein aggregation and the cellular stress response in D. discoideum.

Studiando la proteina del sistema di controllo di qualità di<em&gt; D. discoideum</em&gt; Uso Cellulare Imaging a temperatura controllata

The complex lifestyle of the social amoebae Dictyostelium discoideum makes it a valuable model for the study of various biological processes. Recently, we ...

studying-protein-quality-control-system-d-discoideum-using

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Biology

Studying the Protein Quality Control System of D. discoideum Using Temperature-controlled Live Cell Imaging

6.1K Views.  Max-Planck Institute for Molecular Cell Biology and Genetics. The social amoebae Dictyostelium discoideum has recently been established as a system to study protein misfolding and proteostasis. Here, we describe a new imaging-based methodology to study temperature-induced protein aggregation and the cellular stress response in D. discoideum.

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Using the GELFREE 8100 Fractionation System for Molecular Weight-Based Fractionation with Liquid Phase Recovery

The GELFREE 8100 Fractionation System is a novel protein fractionation system designed to maximize protein recovery during molecular weight based fractionation. The system is comprised of single-use, 8-sample capacity cartridges and a benchtop GELFREE Fractionation Instrument. During separation, a constant voltage is applied between the anode and cathode reservoirs, and each protein mixture is electrophoretically driven from a loading chamber into a specially designed gel column gel. Proteins are concentrated into a tight band in a stacking gel, and separated based on their respective electrophoretic mobilities in a resolving gel. As proteins elute from the column, they are trapped and concentrated in liquid phase in the collection chamber, free of the gel. The instrument is then paused at specific time intervals, and fractions are collected using a pipette. This process is repeated until all desired fractions have been collected. If fewer than 8 samples are run on a cartridge, any unused chambers can be used in subsequent separations.
This novel technology facilitates the quick and simple separation of up to 8 complex protein mixtures simultaneously, and offers several advantages when compared to previously available fractionation methods. This system is capable of fractionating up to 1mg of total protein per channel, for a total of 8mg per cartridge. Intact proteins over a broad mass range are separated on the basis of molecular weight, retaining important physiochemical properties of the analyte. The liquid phase entrapment provides for high recovery while eliminating the need for band or spot cutting, making the fractionation process highly reproducible1.

The accompanying video describes the use of the GELFREE 8100 Fractionation System, which partitions complex protein samples on the basis of molecular weight and recovers the fractions in liquid phase. The video describes how the technology works, how it is used, and provides resultant data, with polyacrylamide gel electrophoresis analysis of fractionated bovine liver homogenate.

Utilizzando il sistema GELFREE 8100 Frazionamento per peso molecolare basata su Frazionamento con recupero della fase liquida

The GELFREE 8100 Fractionation System is a novel protein fractionation system designed to maximize protein recovery during molecular weight based ...

Ricerca

Biologia

Live-cell Imaging and Quantitative Analysis of Embryonic Epithelial Cells in Xenopus laevis

Embryonic epithelial cells serve as an ideal model to study morphogenesis where multi-cellular tissues undergo changes in their geometry, such as changes in cell surface area and cell height, and where cells undergo mitosis and migrate. Furthermore, epithelial cells can also regulate morphogenetic movements in adjacent tissues1. A traditional method to study epithelial cells and tissues involve chemical fixation and histological methods to determine cell morphology or localization of particular proteins of interest. These approaches continue to be useful and provide "snapshots" of cell shapes and tissue architecture, however, much remains to be understood about how cells acquire specific shapes, how various proteins move or localize to specific positions, and what paths cells follow toward their final differentiated fate. High resolution live imaging complements traditional methods and also allows more direct investigation into the dynamic cellular processes involved in the formation, maintenance, and morphogenesis of multicellular epithelial sheets. Here we demonstrate experimental methods from the isolation of animal cap tissues from Xenopus laevis embryos to confocal imaging of epithelial cells and simple measurement approaches that together can augment molecular and cellular studies of epithelial morphogenesis.

Live-cell Imaging and Quantitative Analysis of Embryonic Epithelial Cells in Xenopus laevis

Xenopus embryonic epithelia are an ideal model system to study cell behaviors such as polarity development and shape change during epithelial morphogenesis. Traditional histology of fixed samples is increasingly being complemented by live-cell confocal imaging. Here we demonstrate methods to isolate frog tissues and visualize live epithelial cells and their cytoskeleton using live-cell confocal microscopy.

Live-cell imaging e analisi quantitativa della embrionali in cellule epiteliali Xenopus laevis</em

Embryonic epithelial cells serve as an ideal model to study morphogenesis where multi-cellular tissues undergo changes in their geometry, such as changes ...

Live Imaging of Cell Extrusion from the Epidermis of Developing Zebrafish

Homeostatic maintenance of epithelial tissues requires the continual removal of damaged cells without disrupting barrier function. Our studies have found that dying cells send signals to their live neighbors to form and contract a ring of actin and myosin that ejects it out from the epithelial sheet while closing any gaps that might have resulted from its exit, a process termed cell extrusion1. The optical clarity of developing zebrafish provides an excellent system to visualize extrusion in living epithelia. Here we describe a method to induce and image extrusion in the larval zebrafish epidermis. To visualize extrusion, we inject a red fluorescent protein labeled probe for F-actin into one-cell stage transgenic zebrafish embryos expressing green fluorescent protein in the epidermis and induce apoptosis by addition of G418 to larvae. We then use time-lapse imaging on a spinning disc confocal microscope to observe actin dynamics and epithelial cell behaviors during the process of apoptotic cell extrusion. This approach allows us to investigate the extrusion process in live epithelia and will provide an avenue to study disease states caused by the failure to eliminate apoptotic cells.

Dying cells are extruded from epithelial tissues by concerted contraction of neighboring cells without disrupting barrier function. The optical clarity of developing zebrafish provides an excellent system to visualize extrusion in living epithelia. Here we describe methods to induce and image extrusion in the larval zebrafish epidermis at cellular resolution.

Immagini dal vivo di estrusione in cella dal Epidermide di Zebrafish in via di sviluppo

Homeostatic maintenance of epithelial tissues requires the continual removal of damaged cells without disrupting barrier function.  Our studies have found ...

Imaging G-protein Coupled Receptor (GPCR)-mediated Signaling Events that Control Chemotaxis of Dictyostelium Discoideum

Many eukaryotic cells can detect gradients of chemical signals in their environments and migrate accordingly 1. This guided cell migration is referred as chemotaxis, which is essential for various cells to carry out their functions such as trafficking of immune cells and patterning of neuronal cells 2, 3. A large family of G-protein coupled receptors (GPCRs) detects variable small peptides, known as chemokines, to direct cell migration in vivo 4. The final goal of chemotaxis research is to understand how a GPCR machinery senses chemokine gradients and controls signaling events leading to chemotaxis. To this end, we use imaging techniques to monitor, in real time, spatiotemporal concentrations of chemoattractants, cell movement in a gradient of chemoattractant, GPCR mediated activation of heterotrimeric G-protein, and intracellular signaling events involved in chemotaxis of eukaryotic cells 5-8. The simple eukaryotic organism, Dictyostelium discoideum, displays chemotaxic behaviors that are similar to those of leukocytes, and D. discoideum is a key model system for studying eukaryotic chemotaxis. As free-living amoebae, D. discoideum cells divide in rich medium. Upon starvation, cells enter a developmental program in which they aggregate through cAMP-mediated chemotaxis to form multicullular structures. Many components involved in chemotaxis to cAMP have been identified in D. discoideum. The binding of cAMP to a GPCR (cAR1) induces dissociation of heterotrimeric G-proteins into G&gamma; and G&beta;&gamma; subunits 7, 9, 10. G&beta;&gamma; subunits activate Ras, which in turn activates PI3K, converting PIP2 into PIP3 on the cell membrane 11-13. PIP3 serve as binding sites for proteins with pleckstrin Homology (PH) domains, thus recruiting these proteins to the membrane 14, 15. Activation of cAR1 receptors also controls the membrane associations of PTEN, which dephosphorylates PIP3 to PIP2 16, 17. The molecular mechanisms are evolutionarily conserved in chemokine GPCR-mediated chemotaxis of human cells such as neutrophils 18. We present following methods for studying chemotaxis of D. discoideum cells. 1. Preparation of chemotactic component cells. 2. Imaging chemotaxis of cells in a cAMP gradient. 3. Monitoring a GPCR induced activation of heterotrimeric G-protein in single live cells. 4. Imaging chemoattractant-triggered dynamic PIP3 responses in single live cells in real time. Our developed imaging methods can be applied to study chemotaxis of human leukocytes.

Imaging G-protein Coupled Receptor GPCR-mediated Signaling Events that Control Chemotaxis of Dictyostelium Discoideum

Here, we describe detailed live cell imaging methods for investigating chemotaxis. We present fluorescence microscopic methods to monitor spatiotemporal dynamics of signaling events in migrating cells. Measurement of signaling events permits us to further understand how a GPCR-signaling network achieves gradient sensing of chemoattractants and controls directional migration of eukaryotic cells.

Receptor Imaging proteina G accoppiata (GPCR)-mediata eventi di segnalazione che chemiotassi di controllo di Dictyostelium discoideum</em

Many eukaryotic cells can detect gradients of chemical signals in their environments and migrate accordingly 1.  This guided cell migration is referred as ...

4D Imaging of Protein Aggregation in Live Cells

One of the key tasks of any living cell is maintaining the proper folding of newly synthesized proteins in the face of ever-changing environmental conditions and an intracellular environment that is tightly packed, sticky, and hazardous to protein stability1. The ability to dynamically balance protein production, folding and degradation demands highly-specialized quality control machinery, whose absolute necessity is observed best when it malfunctions. Diseases such as ALS, Alzheimer's, Parkinson's, and certain forms of Cystic Fibrosis have a direct link to protein folding quality control components2, and therefore future therapeutic development requires a basic understanding of underlying processes. Our experimental challenge is to understand how cells integrate damage signals and mount responses that are tailored to diverse circumstances.
The primary reason why protein misfolding represents an existential threat to the cell is the propensity of incorrectly folded proteins to aggregate, thus causing a global perturbation of the crowded and delicate intracellular folding environment1. The folding health, or "proteostasis," of the cellular proteome is maintained, even under the duress of aging, stress and oxidative damage, by the coordinated action of different mechanistic units in an elaborate quality control system3,4. A specialized machinery of molecular chaperones can bind non-native polypeptides and promote their folding into the native state1, target them for degradation by the ubiquitin-proteasome system5, or direct them to protective aggregation inclusions6-9.
In eukaryotes, the cytosolic aggregation quality control load is partitioned between two compartments8-10: the juxtanuclear quality control compartment (JUNQ) and the insoluble protein deposit (IPOD) (Figure 1 - model). Proteins that are ubiquitinated by the protein folding quality control machinery are delivered to the JUNQ, where they are processed for degradation by the proteasome. Misfolded proteins that are not ubiquitinated are diverted to the IPOD, where they are actively aggregated in a protective compartment.
Up until this point, the methodological paradigm of live-cell fluorescence microscopy has largely been to label proteins and track their locations in the cell at specific time-points and usually in two dimensions. As new technologies have begun to grant experimenters unprecedented access to the submicron scale in living cells, the dynamic architecture of the cytosol has come into view as a challenging new frontier for experimental characterization. We present a method for rapidly monitoring the 3D spatial distributions of multiple fluorescently labeled proteins in the yeast cytosol over time. 3D timelapse (4D imaging) is not merely a technical challenge; rather, it also facilitates a dramatic shift in the conceptual framework used to analyze cellular structure.
We utilize a cytosolic folding sensor protein in live yeast to visualize distinct fates for misfolded proteins in cellular aggregation quality control, using rapid 4D fluorescent imaging. The temperature sensitive mutant of the Ubc9 protein10-12 (Ubc9ts) is extremely effective both as a sensor of cellular proteostasis, and a physiological model for tracking aggregation quality control. As with most ts proteins, Ubc9ts is fully folded and functional at permissive temperatures due to active cellular chaperones. Above 30 &deg;C, or when the cell faces misfolding stress, Ubc9ts misfolds and follows the fate of a native globular protein that has been misfolded due to mutation, heat denaturation, or oxidative damage. By fusing it to GFP or other fluorophores, it can be tracked in 3D as it forms Stress Foci, or is directed to JUNQ or IPOD.

Cellular viability depends on timely and efficient management of protein misfolding. Here we describe a method for visualizing the different potential fates of a misfolded protein: refolding, degradation, or sequestration in inclusions. We demonstrate the use of a folding sensor, Ubc9ts, for monitoring proteostasis and aggregation quality control in live cells using 4D microscopy.

4D Imaging di aggregazione proteica in cellule vive

One of the key tasks of any living cell is maintaining the proper folding of newly synthesized proteins in the face of ever-changing environmental ...

Live Imaging of Apoptotic Cell Clearance during Drosophila Embryogenesis

The proper elimination of unwanted or aberrant cells through apoptosis and subsequent phagocytosis (apoptotic cell clearance) is crucial for normal development in all metazoan organisms. Apoptotic cell clearance is a highly dynamic process intimately associated with cell death; unengulfed apoptotic cells are barely seen in vivo under normal conditions. In order to understand the different steps of apoptotic cell clearance and to compare 'professional' phagocytes - macrophages and dendritic cells to 'non-professional' - tissue-resident neighboring cells, in vivo live imaging of the process is extremely valuable. Here we describe a protocol for studying apoptotic cell clearance in live Drosophila embryos. To follow the dynamics of different steps in phagocytosis we use specific markers for apoptotic cells and phagocytes. In addition, we can monitor two phagocyte systems in parallel: 'professional' macrophages and 'semi-professional' glia in the developing central nervous system (CNS). The method described here employs the Drosophila embryo as an excellent model for real time studies of apoptotic cell clearance.

Live Imaging of Apoptotic Cell Clearance during Drosophila Embryogenesis

Here we describe an effective method for studying dynamics of apoptotic cell clearance in vivo. This method employs live Drosophila embryos as a powerful model for monitoring phagocytosis of apoptotic cells using specific labeling of apoptotic cells and phagocytes.

Vivere Imaging di apoptotica delle cellule libera nel corso<em&gt; Drosophila</em&gt; Embriogenesi

The  proper elimination of unwanted or aberrant cells through apoptosis and  subsequent phagocytosis (apoptotic cell clearance) is crucial for normal  ...

Live Cell Imaging of Early Autophagy Events: Omegasomes and Beyond

Autophagy is a cellular response triggered by the lack of nutrients, especially the absence of amino acids. Autophagy is defined by the formation of double membrane structures, called autophagosomes, that sequester cytoplasm, long-lived proteins and protein aggregates, defective organelles, and even viruses or bacteria. Autophagosomes eventually fuse with lysosomes leading to bulk degradation of their content, with the produced nutrients being recycled back to the cytoplasm. Therefore, autophagy is crucial for cell homeostasis, and dysregulation of autophagy can lead to disease, most notably neurodegeneration, ageing and cancer.	
	Autophagosome formation is a very elaborate process, for which cells have allocated a specific group of proteins, called the core autophagy machinery. The core autophagy machinery is functionally complemented by additional proteins involved in diverse cellular processes, e.g. in membrane trafficking, in mitochondrial and lysosomal biology. Coordination of these proteins for the formation and degradation of autophagosomes constitutes the highly dynamic and sophisticated response of autophagy. Live cell imaging allows one to follow the molecular contribution of each autophagy-related protein down to the level of a single autophagosome formation event and in real time, therefore this technique offers a high temporal and spatial resolution.	
	Here we use a cell line stably expressing GFP-DFCP1, to establish a spatial and temporal context for our analysis. DFCP1 marks omegasomes, which are precursor structures leading to autophagosomes formation. A protein of interest (POI) can be marked with either a red or cyan fluorescent tag. Different organelles, like the ER, mitochondria and lysosomes, are all involved in different steps of autophagosome formation, and can be marked using a specific tracker dye. Time-lapse microscopy of autophagy in this experimental set up, allows information to be extracted about the fourth dimension, i.e. time. Hence we can follow the contribution of the POI to autophagy in space and time.

Time-lapse microscopy of fluorescently labeled autophagy markers allows monitoring of the dynamic autophagy response with high temporal resolution. Using specific autophagy and organelle markers in a combination of 3 different colors, we can follow the contribution of a protein to autophagosome formation in a robust spatial and temporal context.

Imaging cellulare dal vivo dei primi autofagia Eventi: Omegasomes e oltre

Autophagy is a  cellular response triggered by the lack of nutrients, especially the absence of  amino acids. Autophagy is defined by the formation of ...

Mouse Fetal Whole Intestine Culture System for Ex Vivo Manipulation of Signaling Pathways and Three-dimensional Live Imaging of Villus Development

Most morphogenetic processes in the fetal intestine have been inferred from thin sections of fixed tissues, providing snapshots of changes over developmental stages. Three-dimensional information from thin serial sections can be challenging to interpret because of the difficulty of reconstructing serial sections perfectly and maintaining proper orientation of the tissue over serial sections. Recent findings by Grosse et al., 2011 highlight the importance of three- dimensional information in understanding morphogenesis of the developing villi of the intestine1. Three-dimensional reconstruction of singly labeled intestinal cells demonstrated that the majority of the intestinal epithelial cells contact both the apical and basal surfaces. Furthermore, three-dimensional reconstruction of the actin cytoskeleton at the apical surface of the epithelium demonstrated that the intestinal lumen is continuous and that secondary lumens are an artifact of sectioning. Those two points, along with the demonstration of interkinetic nuclear migration in the intestinal epithelium, defined the developing intestinal epithelium as a pseudostratified epithelium and not stratified as previously thought1. The ability to observe the epithelium three-dimensionally was seminal to demonstrating this point and redefining epithelial morphogenesis in the fetal intestine. With the evolution of multi-photon imaging technology and three-dimensional reconstruction software, the ability to visualize intact, developing organs is rapidly improving. Two-photon excitation allows less damaging penetration deeper into tissues with high resolution. Two-photon imaging and 3D reconstruction of the whole fetal mouse intestines in Walton et al., 2012 helped to define the pattern of villus outgrowth2. Here we describe a whole organ culture system that allows ex vivo development of villi and extensions of that culture system to allow the intestines to be three-dimensionally imaged during their development.

Mouse Fetal Whole Intestine Culture System for Ex Vivo Manipulation of Signaling Pathways and Three-dimensional Live Imaging of Villus Development

Improved imaging technology is allowing three-dimensional imaging of organs during development. Here we describe a whole organ culture system that allows live imaging of the developing villi in the fetal mouse intestine.

Mouse fetale Whole Intestino Sistema Cultura per<em&gt; Ex Vivo</em&gt; La manipolazione delle vie di segnalazione e tridimensionale Imaging in diretta di Sviluppo del villo

Most morphogenetic processes in the fetal intestine have been inferred from thin sections of fixed tissues, providing snapshots of changes over ...

Live-cell Imaging of Platelet Degranulation and Secretion Under Flow

Blood platelets are essential players in hemostasis, the formation of thrombi to seal vascular breaches. They are also involved in thrombosis, the formation of thrombi that occlude the vasculature and injure organs, with life-threatening consequences. This motivates scientific research on platelet function and the development of methods to track cell-biological processes as they occur under flow conditions.
A variety of flow models are available for the study of platelet adhesion and aggregation, two key phenomena in platelet biology. This work describes a method to study real-time platelet degranulation under flow during activation. The method makes use of a flow chamber coupled to a syringe-pump setup that is placed under a wide-field, inverted, LED-based fluorescence microscope. The setup described here allows for the simultaneous excitation of multiple fluorophores that are delivered by fluorescently labeled antibodies or fluorescent dyes. After live-cell imaging experiments, the cover glasses can be further processed and analyzed using static microscopy (i.e., confocal microscopy or scanning electron microscopy).

This work describes a fluorescence microscopy-based method for the study of platelet adhesion, spreading, and secretion under flow. This versatile platform enables the investigation of platelet function for mechanistic research on thrombosis and hemostasis.

Imaging di cellule vive di degranulazione piastrinica e secrezione sotto flusso

Blood platelets are essential players in hemostasis, the formation of thrombi to seal vascular breaches. They are also involved in thrombosis, the ...

LDL Cholesterol Uptake Assay Using Live Cell Imaging Analysis with Cell Health Monitoring

The regulation of LDL cholesterol uptake through LDLR-mediated endocytosis is an important area of study in various major pathologies including metabolic disorder, cardiovascular disease, and kidney disease. Currently, there is no available method to assess LDL uptake while simultaneously monitoring for health of the cells. The current study presents a protocol, using a live cell imaging analysis system, to acquire serial measurements of LDL influx with concurrent monitoring for cell health. This novel technique is tested in three human cell lines (hepatic, renal tubular epithelial, and coronary artery endothelial cells) over a four-hour time course. Moreover, the sensitivity of this technique is validated with well-known LDL uptake inhibitors, Dynasore and recombinant PCSK9 protein, as well as by an LDL uptake promoter, Simvastatin. Taken together, this method provides a medium-to-high throughput platform for simultaneously screening pharmacological activity as well as monitoring of cell morphology, hence cytotoxicity of compounds regulating LDL influx. The analysis can be used with different imaging systems and analytical software.

This protocol provides an efficient approach to measuring LDL cholesterol uptake with real time influx rates using a live cell imaging system in various cell types. This technique provides a platform to screen the pharmacological activity of compounds affecting LDL influx while monitoring for cell morphology and hence potential cytotoxicity.

Analisi di assorbimento di colesterolo LDL utilizzando Live Cell Imaging analisi con cella di monitoraggio dello stato

The regulation of LDL cholesterol uptake through LDLR-mediated endocytosis is an important area of study in various major pathologies including metabolic ...

Studiando la proteina del sistema di controllo di qualità di

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Utilizzando il sistema GELFREE 8100 Frazionamento per peso molecolare basata su Frazionamento con recupero della fase liquida

Live-cell imaging e analisi quantitativa della embrionali in cellule epiteliali Xenopus laevis

Immagini dal vivo di estrusione in cella dal Epidermide di Zebrafish in via di sviluppo

Receptor Imaging proteina G accoppiata (GPCR)-mediata eventi di segnalazione che chemiotassi di controllo di Dictyostelium discoideum

4D Imaging di aggregazione proteica in cellule vive

Vivere Imaging di apoptotica delle cellule libera nel corso

Imaging cellulare dal vivo dei primi autofagia Eventi: Omegasomes e oltre

Mouse fetale Whole Intestino Sistema Cultura per

Imaging di cellule vive di degranulazione piastrinica e secrezione sotto flusso

Analisi di assorbimento di colesterolo LDL utilizzando Live Cell Imaging analisi con cella di monitoraggio dello stato