This work is supported in part by American Heart Association Scientist Development Grant and NARSAD Young Investigator Award to Yingwei Mao.

NOTA: Tutti i protocolli su animali sono stati rilevati in conformità con le linee guida per la cura degli animali di The Pennsylvania State University, IACUC # 44057 1. Lentivirus Produzione NOTA: Il giorno prima transfezione, LentiX-293 cellule dovrebbe essere al 80% di confluenza. <ol><li> Lavare le cellule con DMEM appena prima trasfezione e incubare in 10 ml di DMEM / 10% FBS con penicillina (100 UI / ml) e streptomicina (100 ug / ml) per 5 minuti a temperatura ambiente. </li><li> Diluire DNA e polietilenimmina (PEI) (1 mg / ml) in rapporto 1: 3 (1 mg di DNA: 3 ml di PEI) in 1 ml di DMEM e vortex per 1 min. Il volume di DNA aggiunto dipende dalla concentrazione del DNA. Incubare a temperatura ambiente per 10 min. <ol><li> Ad esempio, utilizzare 20 mg di plasmide DNA, composto da 10 mg di plasmide vettore, 5 mg di psPax2 14 plasmide, 5 mg di virus della stomatite vescicolare (VSV) con 60 ml di PEI per piatto. </li></ol></li><li&gt; MiX DNA e soluzione PEI nuovamente vortex per 1 min. Incubare a temperatura ambiente per 10 min. </li><li> Aggiungere 1 / 10th volume di mezzo di coltura DMEM totale (cioè 1 ml per 10 ml terreno di coltura in un piatto 100 mm). Aggiungere 1 ml di DNA-PEI miscela goccia a goccia nel piatto e agitare il piatto intorno fino al mezzo di coltura è ben miscelato con il DNA. </li><li> Incubare per 6 ore a temperatura ambiente e rimuovere il surnatante. Aggiungere 5 ml di terreno di coltura. </li><li> 48 ore dopo la trasfezione, raccogliere il supernatante virale e centrifugare a 627 xg per 5 minuti a 4 ° C in un tubo da 50 ml. Filtrare 30 ml di surnatante virale attraverso un filtro siringa da 0,45 micron in una provetta ultracentrifuga. </li><li> Aggiungere acqua sterile per bilanciare i tubi, e coprire tubi con piccolo pezzo di parafilm. Tubi Spin a 11.249 g per 120 min a 4 ° C. Rimuovere il liquido con una punta del vuoto. </li><li> Aggiungere 100 ml di PBS freddo del tubo. Agitare delicatamente il tubo a 4 ° CO / N. </li><li> Per ri-sospensione del virus, pipetta tha PBS aggiunto nel passaggio 1.8 negli pellet per 10 volte, facendo attenzione a non toccare il pellet con la punta. Il pellet non sarà nuovamente sospeso fino a quando questo è completo. </li><li> Aliquota il virus a 10-20 ml per provetta, flash-congelare in azoto liquido e conservare a -80 ° C. </li></ol> 2. iniezione stereotassica 2.1) Preparazione degli strumenti <ol><li> Mettere un paio di forbici, pinze smussato-end, un porta-aghi, bisturi, tamponi di cotone, e un panno in una confezione sigillata con un indicatore della sterilizzazione, e in autoclave prima dell&#39;intervento. Inoltre, è necessario ottenere il 10% povidone iodio, il 70% di alcol etilico, suture assorbibili, una piastra elettrica, lacrime artificiali, un bicchiere tallone sterilizzatore, trapano, una punta, due siringhe monouso, una siringa per iniezione, rasoio elettrico, analgesico (ketoprofene), anestetico (avertin), guanti, e un apparato stereotassico con pompa di iniezione. </li><li> Rendere 1,25% soluzione avertin fresco quel giorno, il filtro in una cappa sterile utilizzando un 0,2 &amp;# 181; m filtro siringa sterile, e posizionare in una fiala di siero sterile. Miscelare 2,5 g di alcol 2,2,2-tribromoethyl in 5 ml di alcool terz-amile, poi sciogliere in 200 ml di acqua. Mantenere il pH inferiore a 5. 15 </li></ol> 2.2) Preparazione del mouse <ol><li> Amministrare avertin in base al peso del mouse (375 mg / kg). 15 Iniettare il mouse con la avertin tramite una iniezione intraperitoneale (IP), e quindi posizionare di nuovo nella sua gabbia fino a completo anestetizzato. </li><li> Dare un analgesico via iniezione IP (ketaprofen, 5 mg / kg), e luogo lacrime artificiali sugli occhi del mouse per evitare l&#39;essiccazione. </li><li> Assicurarsi che il mouse è completamente addormentato da pizzicare il piede. Se il mouse risponde al pinch piede, poi dare più anestetico (in dosi di 50 microlitri). Radere il capo del mouse utilizzando un rasoio elettrico. Radere l&#39;area da operare (tipicamente da appena dietro le orecchie, all&#39;inizio del muso), e l&#39;area circostante. </li><li> Posizionare la i del mousento l&#39;apparato stereotassico. Latch i denti anteriori sul morsetto anteriore e abbassare la fascetta e stringerlo in modo che la ganascia è completamente sicuro. </li><li> Inserire le barre auricolari nel condotto uditivo per stabilizzare completamente la testa. Fare attenzione a non inserire le barre orecchio troppo lontano, che potrebbe danneggiare l&#39;orecchio interno. Una volta terminato, il corpo del mouse dovrebbe essere in grado di essere spostati leggermente senza interrompere la posizione della testa. </li><li> Posizionare una piastra elettrica sotto il mouse in modo da regolare la temperatura corporea del topo durante tutta la procedura. </li><li> Pulire accuratamente l&#39;area chirurgica. Usando un tampone di cotone, strofinare 10% povidone iodio in un movimento circolare, partendo dal centro del sito chirurgico e procedendo verso l&#39;esterno. Quindi, utilizzare un tampone di cotone per lucidare il 70% di alcol etilico sul sito chirurgico nello stesso modo. Ripetere l&#39;operazione per due volte. </li></ol> 2.3) La prima incisione <ol><li> Una volta che il mouse è preparata, aprire il sacchetto materiale sterile. Cambiare i guanti prima Touching strumenti. Estrarre il panno sterile e posizionare gli strumenti sul panno. Se qualsiasi strumento tocca una superficie non-sterili, utilizzare il tallone sterilizzatrice vetro per 15 secondi per sterilizzarlo. </li><li> Prendere il bisturi in mano e smussato-end la pinza dominanti della mano non dominante. Utilizzare le pinze smussato-end per afferrare delicatamente la pelle del mouse, e fare un&#39;incisione con il bisturi. Iniziare l&#39;incisione circa 1,5 cm sopra le orecchie (verso il naso) e si estendono per circa 0,5 cm al di sotto le orecchie. Estendere l&#39;incisione verticalmente al centro della testa del mouse per esporre bregma (Figura 1). </li><li> Una volta bregma viene visualizzato, prendere una punta di cotone sterile per rimuovere delicatamente il sangue che copre la superficie del cranio. Utilizzare due punte di cotone per spingere la pelle verso il lato della testa. </li></ol> 2.4) Equipment Setup <ol><li> Dopo il sangue viene rimosso dalla superficie del cranio, e bregma è chiaramente visualizzato, preparare la siringa (concentrazione di 10 8 TU / ml, il volume di 1 ml). Nella cappa, riempire la siringa con il virus da iniettare. Assicurarsi che non bolle sono dentro. Posizionare la siringa nell&#39;apparato stereotassica, facendo in modo che sia completamente protetto. </li><li> Lentamente abbassare la siringa finché è proprio sopra la superficie del cranio, in modo che la punta dell&#39;ago della siringa sterile viene impostato l&#39;intersezione del bregma e la linea interaurale. Impostare questo punto zero, e determinare le coordinate di questo punto. </li><li> A seconda della zona del cervello di interesse, variare le coordinate stereotassica. Determinare le coordinate utilizzando un atlante del cervello 4. Una volta che le coordinate sono determinati, spostare l&#39;ago della siringa in modo che corrisponda quelle coordinate. Obiettivo giro dentato utilizzando le coordinate: M / L = +/- 1 mm, A / P = -1.82 mm. Abbassare l&#39;ago proprio sopra il cranio di visualizzare dove il foro deve essere forato. </li><li> Sollevare la siringa un po &#39;, prendere il trapano e posizionare il bi trapanot proprio sopra il sito di perforazione di destinazione a circa un angolo di 45 ° al cranio. Inizia la perforazione, e continueranno a perforare sino cranio cede. Quando il cranio cede, un calo di resistenza può essere rilevato. Fare attenzione a non forare nel cervello, in modo da evitare danni corticale. </li><li> Prendere una punta di cotone sterile e rimuovere il sangue dal foro. </li><li> Abbassare la siringa in modo che la punta si trova proprio sulla superficie del cervello (non il cranio). Impostare il D / V coordinate (profondità) 0. Lower siringa alla profondità desiderata, in base alle coordinate dell&#39;atlante cerebrali. Per raggiungere il giro dentato, impostare D / V per -1,79 mm. </li><li> Avviare l&#39;iniezione ad una velocità di 0,2 ml / min. Orologio per assicurarsi che la siringa non scivoli inferiore alla profondità desiderata. Se ciò si verifica, aumentare leggermente la siringa alla profondità desiderata di nuovo. </li><li> Dopo l&#39;iniezione è terminata, attendere circa 2 minuti per assicurare che tutti i virus residuo è stato assorbito. Lentamente alzare la siringa e utilizzare una punta di cotone per rimuovere qualsiasi liquid dal sito di iniezione. </li><li> Ripetere l&#39;operazione per l&#39;altro emisfero. </li></ol> 2.5) sutura <ol><li> Rimuovere la sutura sterile e ago dalla confezione e presa l&#39;ago utilizzando i porta-aghi. Affrontare il bordo appuntita dell&#39;ago dalla porta-aghi. Tenere la pinza smussato-end della mano non dominante, e utilizzarlo per afferrare la pelle sul mouse. Inizia con la mano dominante. </li><li> Spingere delicatamente la sutura attraverso la pelle e utilizzare il forcipe smussato-end per afferrare la pelle sull&#39;altro lato dell&#39;incisione. Tirare il materiale di sutura attraverso fino a circa 0,75 pollici rimane. </li><li> Rilasciare dell&#39;ago, e utilizzare il forcipe smussato-end per avvolgere la sutura intorno al supporto dell&#39;ago una volta, quindi, afferrare la sutura rimanente 0,75 pollici con porta-aghi, e tirare la sutura attraverso, in modo che il supporto dell&#39;ago e l&#39;ago finire sul lato della testa opposta a quella che erano in origine. Ciò dovrebbe costituire un nodo. </li><li> Ripetere questa operazionealtre tre volte, alternando il lato della testa porta-aghi finisce su ogni volta. </li><li> Tagliare la sutura e ripetere i passaggi fino a quando 2.5.1-2.5.3 l&#39;incisione viene chiusa. </li></ol> 2.6) cure post-operatorie <ol><li> Rimuovere delicatamente le barre di orecchio del mouse e rimuovere la sua mascella dal morsetto anteriore. </li><li> Tenere il mouse sul tappetino di riscaldamento fino a quando non si sveglia e si muove da sola. Monitorare il mouse quotidiano, e tenere d&#39;occhio per i segni di dolore, come quella di non governare, mangiare o bere. Dare analgesico aggiuntivo quando ritenuto necessario. </li></ol> 3. Aprire Field Test 3.1) Impostazione <ol><li> Ottenere un quadrato vuoto, arena di plastica con dimensioni 50 cm x 50 cm, 50 cm di altezza muri (ma può essere leggermente più grande). Pulire campo con 70% di alcool etilico prima dell&#39;inizio dell&#39;esperimento. Assicurarsi che l&#39;alcol etilico è asciugato completamente prima di mettere un mouse nell&#39;arena. </li><li> Posizionare l&#39;arena sullapiano, e cercare di garantire l&#39;illuminazione è impostato per ridurre al minimo le ombre e riflessi. </li><li> Se si utilizza software di monitoraggio, posizionare la fotocamera direttamente sovraccarico di campo aperto, a circa 1,5 ft sopra il campo aperto (abbastanza lontano per intero encompass tutta l&#39;arena, ma abbastanza vicino per avere una visione chiara del mouse). </li><li> Impostare una zona nel centro area (circa una superficie di 30 cm x 30 cm). 16 Per impostare una zona, fare clic sulla scheda zona 1 nel pannello laterale. <ol><li> Selezionare un contorno forma nel pannello superiore, e delineare il perimetro della zona centrale. Selezionare aggiungere la zona, e fare clic all&#39;interno della zona centrale. Utilizzando le istruzioni del programma, il nome della zona (questo sarà indicato come &#39;centro&#39; per questa procedura). Se la prova comportamentale viene ottenuto manualmente, assicurarsi che il fondo del campo è divisa in 10 cm x 10 cm quadrati, contrassegnato con del nastro. </li></ol></li><li> Impostare il software in modo che le impostazioni siano corrette, e il mouse è facilmente visiBLE sullo schermo. Realizzare questo regolando le impostazioni di rilevamento sulla macchina per essere compatibile con l&#39;arena di test (illuminazione) e il colore del mouse. NOTA: Quando le impostazioni sono corrette, il sistema dovrebbe monitorare solo il mouse, e non tutte le ombre o urina / materia fecale. Le impostazioni del software specifici dipendono l&#39;illuminazione della scena, e il colore del mouse. </li></ol> 3.2) acclimatazione e di prova <ol><li> Spostare topi sperimentali nella comportamentale stanza 1 ora prima del test al fine di acclimatarsi al loro ambiente. Lasciare i topi nella loro gabbia per l&#39;acclimatazione. </li><li> Accendere la fotocamera su nastro il compito comportamentale e posizionare il mouse verso la parte anteriore centro dell&#39;arena in modo che il mouse si trova di fronte al muro. </li><li> Impostare il timer per 5 minuti, e allontanarsi dalla scena. Se possibile, lasciare la camera in modo da non influenzare accidentalmente il mouse. </li><li> Una volta 5 min sono, rimuovere il mouse e metterli nella loro gabbia. </li><li> Utilizzare 70% di alcol etilico per pulire a fondo il campo prima di procedere alla prossima mouse. Assicurarsi che l&#39;alcol etilico è asciugato completamente. </li></ol> 3.3) Punteggio <ol><li> Si consideri il mouse come essendo nel centro del campo quando tutti e quattro zampe sono all&#39;interno del centro 30 cm x 30 centimetri. </li><li> Quantificare la quantità di tempo il mouse passa nel centro. In alternativa, determinare questa volta usando il software di monitoraggio (come Noldus ethovison). <ol><li> Per fare questo, vai alla scheda di analisi, e cliccare su &quot;movimento&quot; sotto profili di analisi. Eliminare le categorie attualmente impostati, e poi selezionare &quot;in zona&quot; sotto la scheda posizione. Selezionare la zona centrale. Quindi, selezionare &quot;output analysis&quot; (nella scheda dei risultati) per visualizzare i risultati. Una tabella che elenca il tempo speso per immobile deve apparire ogni prova. </li></ol></li><li> In caso contrario, segnerà l&#39;OFT a mano. Il campo aperto dovrebbe avere 25 10 cm x 10 cm di lato delineati sul fondo della opecampo n (come indicato al punto 3.1.3). Quantificare la quantità di tempo il mouse passa nel centro, oltre al numero di ingressi nel centro dell&#39;arena. 16 NOTA: Il centro 30 cm x 30 cm zona è considerata il centro del campo aperto. Un mouse è considerato che abitano la regione centrale se le quattro zampe si trova all&#39;interno dell&#39;area 30 x 30 centimetri. </li></ol> 4. Costretto Swim test NOTA: Lasciare un minimo di cinque giorni tra le attività comportamentali. 4.1) Impostazione <ol><li> Ottenere un 2 L secchio chiaro, e riempire con 22 ° C acqua. Posizionare il secchio su un tavolo, e cercare di garantire l&#39;illuminazione è impostato per ridurre al minimo le ombre e riflessi. </li><li> Se si utilizza software di monitoraggio, posizionare la fotocamera direttamente dall&#39;alto della benna. </li><li> Impostare il software in modo che il mouse è facilmente visibile sullo schermo. </li></ol> 4.2) acclimatazione e di prova <ol><li> Spostare topi sperimentale nel ro comportamentaleom 1 ora prima del test si adatti i dintorni. Lasciare i topi nella loro gabbia per l&#39;acclimatazione. </li><li> Accendere la fotocamera su nastro il compito comportamentale. Delicatamente, posizionare il mouse al centro del secchio d&#39;acqua. Assicurarsi di non far cadere il mouse. Abbassare lentamente il mouse, così le sue zampe anteriori toccano l&#39;acqua prima. Fare attenzione ad evitare che la loro testa da sommergere. </li><li> Impostare il timer per 6 min, e allontanarsi dalla zona comportamentale. </li><li> Una volta 6 min sono, rimuovere il topo dal secchio, e pulire l&#39;acqua in eccesso prima di mettere di nuovo il mouse nella loro gabbia. </li></ol> 4.3) Punteggio <ol><li> Se si utilizza il software di monitoraggio, impostato per cento l&#39;immobilità al 11%, come suggerito da Noldus (questo dovrebbe essere l&#39;impostazione di default), per quantificare il tempo che galleggia contro nuoto. </li><li> Per quantificare l&#39;utilizzo del sistema di tracking, vai alla scheda di analisi, e fare clic sul movimento sotto profili di analisi. Eliminare le categorie attualmente impostate, e quindi selezionare lo stato di mobilità, suil pannello laterale sinistro (sotto comportamento individuale). Impostare l&#39;immobilità al 11%. </li><li> Selezionare la visualizzazione pista, sotto la scheda dei risultati. Selezionare uscita analisi (nella scheda dei risultati) per visualizzare i risultati. Una tabella che elenca il tempo speso per immobile deve apparire ogni prova. </li><li> Se punteggio mano, misurare il tempo con il mouse passa il nuoto o l&#39;arrampicata, e la quantità di tempo il mouse passa immobile. Inoltre, misurare la latenza del primo tempo immobile. Vedere la Figura 2 in Risultati sezione. </li></ol>

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D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gene+transfer+by+retrovirus+vectors+occurs+only+in+cells+that+are+actively+replicating+at+the+time+of+infection.">Gene transfer by retrovirus vectors occurs only in cells that are actively replicating at the time of infection.</a> Molecular and Cellular Biology. 10 (8), 4239-4242 (1990).</li><li>Rubinson, D. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+lentivirus-based+system+to+functionally+silence+genes+in+primary+mammalian+cells,+stem+cells+and+transgenic+mice+by+RNA+interference.">A lentivirus-based system to functionally silence genes in primary mammalian cells, stem cells and transgenic mice by RNA interference.</a> Nature Genetics. 33, 401-406 (2003).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Iniezioni stereotassica di successo si basano su tre fattori: tenere il mouse viva, impostando il corretto punto zero per le coordinate (punta dell&#39;ago sull&#39;intersezione di bregma e la linea interaurale), e impostando la giusta profondità al punto zero (punta dell&#39;ago sfiora l&#39;esterno del tessuto cerebrale). La vitalità dei topi è importante. Sopravvivenza chirurgia può essere aiutata da fare in modo che il mouse sia correttamente anestetizzato e riceve adeguata analgesico. Il dolore è noto per esse...

Il mouse è stato ampiamente utilizzato in neurobiologia perché è facile da manipolare geneticamente. Tecniche di Gene knockout permettono ai ricercatori di indagare come ogni fattore genetico dà forma comportamenti del mouse. Inoltre, il sistema cre-loxP fornisce uno strumento prezioso per tessutale e Cell tipo- knockout gene specifico nei topi, che consente ai ricercatori di studiare la funzione dei geni in diversi tessuti. 1 Tuttavia, in pratica, i modelli di espressione dei promotori CRE sono difficili da controllare , e finora molti driver cre stabiliti non hanno raggiunto l&#39;espressione specifica regione. 2,3 In alternativa, l&#39;iniezione stereotassica è un metodo che gli obiettivi di specifiche regioni cerebrali di topo adulto. Iniettando virus geneticamente modificati che esprimono cDNA o shRNA, regione specifica modulazione dell&#39;espressione genica può essere raggiunto. Anche se le dimensioni del cervello di ogni mouse varia, la posizione di specifiche regioni cerebrali può essere determinato mediante coordi stereotassicanates impostato da punti di riferimento sul cranio del cervello di topo. I punti di riferimento più comunemente usati sono bregma, lambda, e la linea interaurale. Usando coordinate ottenute da un atlante del cervello, 4 la posizione esatta di ogni area del cervello può essere identificato dal antero-posteriore (A / P), medio-laterale (M / L), e dorso-ventrale (D / V) assi da bregma / interaurale intersezione linea. In genere i virus iniettato nel cervello dei topi sono etichettati con entrambi proteina fluorescente rosso o verde (RFP o GFP), in modo che le iniezioni possono essere confermate mediante microscopia a fluorescenza. Sono particolarmente necessari per la ricerca di base di disturbi psichiatrici valutazioni comportamentali di topi. I sintomi di disturbi psichiatrici nei pazienti tipicamente coinvolgono comportamenti anomali. Alcuni di questi comportamenti umani sono evolutivamente conservati e possono essere imitate direttamente e osservato nel topo. Ad esempio, la depressione può essere modellato in topo misurando disperazione comportamentale. Le persone affette da depressione oftit si sentono come se nulla fanno potrà mai aiutare, un sintomo che può portare al suicidio. Nei roditori, questo può essere modellata utilizzando il nuoto forzato test (FST), che misura la quantità di tempo un mouse nuotare contro galleggiante in una vasca d&#39;acqua (vista come rinunciare). Questo paradigma è convalidato dal salvataggio fenotipo con antidepressivi. 7,8,9 topi che hanno ricevuto antidepressivi spenderà molto meno tempo immobile rispetto ai controlli non trattati. Un altro test comportamentale, il Field Test Open (OFT) è progettato per valutare locomozione nei topi, e inoltre può essere utilizzato per analizzare il fenotipo ansia nei topi. 5,6 Questo test è basato sulla premessa che i topi sentono più sicuri quando sono vicini alla parete in un campo aperto romanzo. Topi wild-type alla fine di esplorare l&#39;ambiente romanzo, in quanto sono animali curiosi. Tuttavia, spendere meno tempo nel centro del campo indica ansia nel topo, come il mouse non sarà in grado di superare la initial paura causata da un ambiente nuovo. L&#39;ansia del mouse, come quantificato dalla quantità di tempo trascorso nel centro di un campo aperto, può essere paragonato ad ansia clinica nell&#39;uomo, che è presente in molti disturbi psichiatrici. La combinazione di iniezioni stereotassica con paradigmi comportamentali è un nuovo modo per alterare l&#39;espressione di un gene specifico in una zona del cervello mirato. L&#39;effetto dell&#39;espressione genica modulata sui comportamenti del mouse può essere determinata. In contrasto intero knockout cervello, questo metodo è particolarmente utile in quanto si rivolge solo specifiche aree cerebrali. Inoltre, le iniezioni stereotassica sono tipicamente eseguiti nell&#39;adulto tipo topo selvatico, di conseguenza, l&#39;espressione del gene endogeno è stata mantenuta per tutta stadi di sviluppo. Questo metodo di evitare l&#39;effetto confound se è richiesto il gene per la sopravvivenza nella fase embrionale o postnatale dello sviluppo. Una limitazione importante è che i topi sperimentali hanno bisogno di andare through un intervento chirurgico invasivo, in cui i crani di topi hanno da aprire. Inoltre, il grado di modulazione gene è determinata dal titolo e l&#39;efficienza del virus. Il virus deve essere iniettato nella regione corretta usando coordinate stereotassica, che richiede strumenti speciali. La verifica del sito di iniezione corretta può essere completato solo post mortem. Questo metodo è stato precedentemente utilizzato per testare il coinvolgimento di un gene specifico in varie malattie neurologiche. Ad esempio, virale mediata RNAi mira il gene Th (che permette di sintetizzare la dopamina) è stato iniettato nel compacta sostanza nera, e l&#39;analisi del comportamento motorio è stata condotta. 10 Un altro studio ha utilizzato l&#39;iniezione stereotassica di un silenziamento DISC1 lentivirus per valutare il comportamento del mouse in relazione alla schizofrenia. Knockdown di DISC1 ha portato ad un aumento della locomozione in risposta alle novità (paralleli sintomi positivi nella schizofrenia), e una maggiore immobilità nellaFST. 11 Allo stesso modo, un ulteriore studio ha scoperto che 5-HT 1B sovraespressione ha portato ad un aumento comportamento esplorativo nella OFT, coerente con un fenotipo anti-ansia utilizzando questo metodo. 12 iniezioni stereotassica in grado di fornire il virus cre indurre ricombinazione in cre-loxP topi . Questo metodo è stato utilizzato per eliminare selettivamente il recettore Y2 nell&#39;amigdala e il nucleo della stria terminale. Dopo l&#39;analisi comportamentale, questi topi sono stati trovati a un fenotipo antidepressivo quando il gene è stato eliminato nell&#39;amigdala centrale, ma non fenotipo quando il gene è stato eliminato nell&#39;amigdala basolaterale o il letto nucleo della stria terminale. 13 Così, questa tecnica fornisce uno strumento unico per studiare l&#39;effetto genetico sui comportamenti animali.

<table><tbody><tr><td>Stereotactic Apparatus item 51725</td><td>Stoelting co.</td><td>51725</td><td></td></tr><tr><td>Quintessential stereotaxic pump&amp;nbsp;</td><td>Stoelting co.</td><td>53311</td><td></td></tr><tr><td>Injection Styringe, 65 RN</td><td>Hamilton</td><td>7633-01</td><td></td></tr><tr><td>DMEM</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>D5796</td><td></td></tr><tr><td>PEI&amp;nbsp;</td><td>Polysciences Inc.</td><td>23966</td><td></td></tr><tr><td>Scissors</td><td>Fine Surgical Tools</td><td>14084-08</td><td></td></tr><tr><td>Blunt end forceps</td><td>Fine Surgical Tools</td><td>11002-12</td><td></td></tr><tr><td>Needle holder&amp;nbsp;</td><td>Fine Surgical Tools</td><td>12001-13</td><td></td></tr><tr><td>Drill</td><td>Ram Products Inc</td><td>Microtorque control box, Tech2000 handpiece</td><td>with pedal</td></tr><tr><td>Glass bead sterilizer</td><td>Inotech&amp;nbsp;</td><td>IS-400</td><td></td></tr><tr><td>Absorbable sutures&amp;nbsp;</td><td>Unify</td><td>M-K518r19</td><td>Absorbable, reverse cutting</td></tr><tr><td>Cotton swabs</td><td>VWR</td><td>89031-270</td><td></td></tr><tr><td>Heating pad</td><td>Gaymar</td><td>T-pump TP-500 PN11184-000</td><td></td></tr><tr><td>Artificial tears</td><td>Rugby</td><td>NDC 0536-6550-91</td><td></td></tr><tr><td>Disposable syringe</td><td>BD Syringe</td><td>309623</td><td></td></tr><tr><td>Cloth</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Gloves&amp;nbsp;</td><td>Ansell</td><td>Senseitouch #7823</td><td></td></tr><tr><td>Avertin or other anesthetic</td><td>see recipe citation</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ketoprofen or other analgesic</td><td>see veternarian&amp;nbsp;</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Tracking software</td><td>Noldus</td><td>Ethovision XT</td><td></td></tr><tr><td>Tracking Camera</td><td>Noldus</td><td>Media Recorder</td><td></td></tr></tbody></table>

applying stereotactic injection technique to study genetic effects on animal behaviors

Iniezione stereotassica è una tecnica utile per fornire lentivirus ad alto titolo di aree cerebrali mirati nei topi. Lentivirus possono sia iperespressione o espressione genica atterramento in una regione relativamente concentrato, senza danni significativi al tessuto cerebrale. Dopo il recupero, il mouse iniettato può essere testato su vari compiti comportamentali come il Field Test Open (OFT) e la nuotata di prova forzato (FST). L&#39;OFT è progettato per valutare locomozione e il fenotipo ansia nei topi misurando la quantità di tempo che trascorre un topo nel centro di un campo aperto romanzo. Un topo più ansioso spenderà molto meno tempo nel centro del campo romanzo rispetto ai controlli. La FST valuta il fenotipo antidepressivo quantificando la quantità di tempo che i topi trascorrono immobile, quando sono immessi in un secchio d&#39;acqua. Un mouse con un fenotipo antidepressivo spenderà molto meno tempo rispetto immobile agli animali di controllo. L&#39;obiettivo di questo protocollo è quello di utilizzare la STERiniezione eotactic di un lentivirus, in combinato disposto con test comportamentali per valutare come i fattori genetici modulare comportamenti animali.

<html> Iniezione stereotassica accurata si basa molto su come impostare le coordinate corrette. La punta dell&#39;ago utilizzato per iniettare il virus dovrebbe essere impostato direttamente sull&#39;intersezione di bregma e la linea intraurale (Figura 1). È utile utilizzare uno stereomicroscopio di accertare se l&#39;ago è posizionato correttamente. Quando guardando attraverso il microscopio, l&#39;ago deve essere posizionato in modo che se il virus è stato iniettato, sarebbe atterrare direttamente s...

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Applying Stereotactic Injection Technique to Study Genetic Effects on Animal Behaviors

Iniezione stereotassica di lentivirus esprimere cDNA o shRNAs possono modulare l&#39;espressione genica in specifiche aree cerebrali di topi. Qui, vi presentiamo un protocollo per combinare iniezioni stereotassiche con compiti comportamentali, come il Field Test Open (OFT) e la nuotata di prova forzato (FST).

L&#39;applicazione tecnica di iniezione stereotassica per studiare gli effetti genetici sui comportamenti animali

Stereotactic injection is a useful technique to deliver high titer lentiviruses to targeted brain areas in mice. Lentiviruses can either overexpress or ...

applying-stereotactic-injection-technique-to-study-genetic-effects-on

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Behavior

14.1K Views.  The Pennsylvania State University.  Iniezione stereotassica di lentivirus esprimere cDNA o shRNAs possono modulare l'espressione genica in specifiche aree cerebrali di topi. Qui, vi presentiamo un protocollo per combinare iniezioni stereotassiche con compiti comportamentali, come il Field Test Open (OFT) e la nuotata di prova forzato (FST). 

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Stereotactic Injection of MicroRNA-expressing Lentiviruses to the Mouse Hippocampus CA1 Region and Assessment of the Behavioral Outcome

MicroRNAs (miRNAs) are small regulatory single-stranded RNA molecules around 22 nucleotides long that may each target numerous mRNA transcripts and dim an entire gene expression pathway by inducing destruction and/or inhibiting translation of these targets. Several miRNAs play key roles in maintaining neuronal structure and function and in higher-level brain functions, and methods are sought for manipulating their levels for exploring these functions. Here, we present a direct in vivo method for examining the cognitive consequences of enforced miRNAs excess in mice by stereotactic injection of miRNA-encoding virus particles. Specifically, the current protocol involves injection into the hippocampal CA1 region, which contributes to mammalian memory consolidation, learning, and stress responses, and offers a convenient injection site. The coordinates are measured according to the mouse bregma and virus perfusion is digitally controlled and kept very slow. After injection, the surgery wound is sealed and the animals recover. Lentiviruses encoding silencers of the corresponding mRNA targets serve to implicate the specific miRNA/target interaction responsible for the observed effect, with na&iuml;ve mice, mice injected with saline and mice injected with "empty" lentivirus vectors as controls. One month post-injection, the animals are examined in the Morris Water Maze (MWM) for assessing their navigation learning and memory abilities. The MWM is a round tank filled with colored water with a small platform submerged 1 cm below the water surface. Steady visual cues around the tank allow for spatial navigation (sound and the earth's magnetic field may also assist the animals in navigating). Video camera monitoring enables measuring the route of swim and the time to find and amount the platform. The mouse is first taught that mounting the hidden platform offers an escape from the enforced swimming; it is then tested for using this escape and finally, the platform is removed and probe tests examine if the mouse remembers its previous location. Repeated tests over several consecutive days highlight improved performance of tested mice at shorter latencies to find and mount the platform, and as more direct routes to reach the platform or its location. Failure to show such improvement represents impaired learning and memory and/or anxiety, which may then be tested specifically (e.g. in the elevated plus maze). This approach enables validation of specific miRNAs and target transcripts in the studied cognitive and/or stress-related processes.

MicroRNAs have significant roles in brain structure and function. Here we describe a method to enforce hippocampal miRNA over-expression using stereotactic injection of an engineered miRNA-expressing lentivirus. This approach can serve as a relatively rapid way to assess the in vivo effects of over-expressed miRNAs in specific brain regions.

Iniezione stereotassica di microRNA-esprimono lentivirus al mouse Hippocampus CA1 regione e valutazione dei risultati Behavioral

MicroRNAs (miRNAs) are small regulatory single-stranded RNA molecules around 22 nucleotides long that may each target numerous mRNA transcripts and dim an ...

Ricerca

Comportamento

Stereotaxic Microinjection of Viral Vectors Expressing Cre Recombinase to Study the Role of Target Genes in Cocaine Conditioned Place Preference

Microinjecting recombinant adenoassociated viral (rAAV) vectors expressing Cre recombinase into distinct mouse brain regions to selectively knockout genes of interest allows for enhanced temporally- and regionally-specific control of gene deletion, compared to existing methods. While conditional deletion can also be achieved by mating mice that express Cre recombinase under the control of specific gene promoters with mice carrying a floxed gene, stereotaxic microinjection allows for targeting of discrete brain areas at experimenter-determined time points of interest. In the context of cocaine conditioned place preference, and other cocaine behavioral paradigms such as self-administration or psychomotor sensitization that can involve withdrawal, extinction and/or reinstatement phases, this technique is particularly useful in exploring the unique contribution of target genes to these distinct phases of behavioral models of cocaine-induced plasticity. Specifically, this technique allows for selective ablation of target genes during discrete phases of a behavior to test their contribution to the behavior across time. Ultimately, this understanding allows for more targeted therapeutics that are best able to address the most potent risk factors that present themselves during each phase of addictive behavior.

This article describes how to microinject viral vectors into mouse brain and then test in a conditioned place preference paradigm that includes an acquisition, extinction and reinstatement phase.

Microiniezione stereotassica di vettori virali che esprimono Cre ricombinasi per studiare il ruolo di geni bersaglio in cocaina condizionata place preference

Microinjecting recombinant adenoassociated viral (rAAV) vectors expressing Cre recombinase into distinct mouse brain regions to selectively knockout genes ...

Rodent Brain Microinjection to Study Molecular Substrates of Motivated Behavior

Brain microinjection can aid elucidation of the molecular substrates of complex behaviors, such as motivation. For this purpose rodents can serve as appropriate models, partly because the response to behaviorally relevant stimuli and the circuitry parsing stimulus-action outcomes is astonishingly similar between humans and rodents. In studying molecular substrates of complex behaviors, the microinjection of reagents that modify, augment, or silence specific systems is an invaluable technique. However, it is crucial that the microinjection site is precisely targeted in order to aid interpretation of the results. We present a method for the manufacture of surgical implements and microinjection needles that enables accurate microinjection and unlimited customizability with minimal cost. Importantly, this technique can be successfully completed in awake rodents if conducted in conjunction with other JoVE articles that covered requisite surgical procedures. Additionally, there are many behavioral paradigms that are well suited for measuring motivation. The progressive ratio is a commonly used method that quantifies the efficacy of a reinforcer to maintain responding despite an (often exponentially) increasing work requirement. This assay is sensitive to reinforcer magnitude and pharmacological manipulations, which allows reinforcing efficacy and/ or motivation to be determined. We also present a straightforward approach to program operant software to accommodate a progressive ratio reinforcement schedule.

Rodents are an appropriate model to investigate the molecular substrates of behavior and complex psychiatric disorders. Brain microinjection in awake rodents can be used to elucidate disease substrates. An efficient and customizable brain microinjection method as well as the execution of an operant paradigm that quantifies motivation is presented.

Roditore cervello microiniezione di studio molecolare substrati di Motivato Behavior

Brain microinjection can aid elucidation of the molecular substrates of complex behaviors, such as motivation. For this purpose rodents can serve as ...

Modeling Brain Metastases Through Intracranial Injection and Magnetic Resonance Imaging

Metastatic spread of cancer is an unfortunate consequence of disease progression, aggressive cancer subtypes, and/or late diagnosis. Brain metastases are particularly devastating, difficult to treat, and confer a poor prognosis. While the precise incidence of brain metastases in the United States remains hard to estimate, it is likely to increase as extracranial therapies continue to become more efficacious in treating cancer. Thus, it is necessary to identify and develop novel therapeutic approaches to treat metastasis at this site. To this end, intracranial injection of cancer cells has become a well-established method in which to model brain metastasis. Previously, the inability to directly measure tumor growth has been a technical hindrance to this model; however, increasing availability and quality of small animal imaging modalities, such as magnetic resonance imaging (MRI), are vastly improving the ability to monitor tumor growth over time and infer changes within the brain during the experimental period. Herein, intracranial injection of murine mammary tumor cells into immunocompetent mice followed by MRI is demonstrated. The presented injection approach utilizes isoflurane anesthesia and a stereotactic setup with a digitally controlled, automated drill and needle injection to enhance precision, and reduce technical error. MRI is measured over time using a 9.4 Tesla instrument in The Ohio State University James Comprehensive Cancer Center Small Animal Imaging Shared Resource. Tumor volume measurements are demonstrated at each time point through use of ImageJ. Overall, this intracranial injection approach allows for precise injection, day-to-day monitoring, and accurate tumor volume measurements, which combined greatly enhance the utility of this model system to test novel hypotheses on the drivers of brain metastases.

Intracranial brain metastasis modeling is complicated by an inability to monitor tumor size and response to treatment with precise and timely methods. The presented methodology couples intracranial tumor injection with magnetic resonance imaging analysis, which when combined, cultivates precise and consistent injections, enhanced animal monitoring, and accurate tumor volume measurements.

Modellazione delle metastasi cerebrali attraverso l'iniezione intracraniciale e la risonanza magnetica

Metastatic spread of cancer is an unfortunate consequence of disease progression, aggressive cancer subtypes, and/or late diagnosis. Brain metastases are ...

Ricerca sul cancro

Establishment of Orthotopic Patient-derived Xenograft Models for Brain Tumors using a Stereotaxic Device

The development of clinically relevant and reliable models for central nervous system (CNS) tumors has been pivotal in advancing the field of neuro-oncology. One of the most widely used techniques is the orthotopic intracranial injection, a method that allows investigating of tumor growth, invasion, and dissemination within a controlled setting. This technique involves transplanting tumor cells from a specific patient region into the corresponding anatomical site in an animal. By doing so, these orthotopic brain tumor models offer a unique advantage, as they more accurately replicate cancer's biological behavior and its interactions with the brain environment seen in human patients. This makes them especially valuable for preclinical therapeutic testing, where a close resemblance to the clinical scenario is essential for evaluating potential treatments. This protocol shares experiences in developing patient-derived xenograft (PDX) models for pediatric brain tumors, including diffuse midline glioma (DMG), glioblastoma (GBM), medulloblastoma, and ependymoma. This method delineates the procedure for conducting intracranial stereotaxic injections in mice, ensuring the correct targeting of the injection site within the brain. Additionally, we describe the post-procedural monitoring system employed to detect signs of successful tumor engraftment. Following tumor injection, a rigorous monitoring system is implemented to observe the animals for any signs of neurological impairment, behavioral changes, and/or weight loss, which are common indicators of tumor progression. This system allows for timely intervention and provides critical data regarding the tumor's growth dynamics. By refining these models and protocols, we aim to enhance the reliability and translational potential of preclinical studies, contributing to the development of more effective treatments for pediatric CNS tumors.

The development of orthotopic pediatric brain tumor models requires meticulous precision, using a stereotaxic device to implant cancer cells precisely. The methodology presented here outlines the steps involved in preparing brain tumor cells, performing intracranial injections, and implementing a post-operative monitoring system to assess brain tumor engraftment.

The development of clinically relevant and reliable models for central nervous system (CNS) tumors has been pivotal in advancing the field of ...

Stereotaxic Surgery for Genetic Manipulation in Striatal Cells of Neonatal Mouse Brains

Many genes are expressed in embryonic brains, and some of them are continuously expressed in the brain after birth. For such persistently expressed genes, they may function to regulate the developmental process and/or physiological function in neonatal brains. To investigate neurobiological functions of specific genes in the brain, it is essential to inactivate genes in the brain. Here, we describe a simple stereotaxic method to inactivate gene expression in the striatum of transgenic mice at neonatal time windows. AAV-eGFP-Cre viruses were microinjected into the striatum of Ai14 reporter gene mice at postnatal day (P) 2 by stereotaxic brain surgery. The tdTomato reporter gene expression was detected in P14 striatum, suggesting a successful Cre-loxP mediated DNA recombination in AAV-transduced striatal cells. We further validated this technique by microinjecting AAV-eGFP-Cre viruses into P2Foxp2fl/fl mice. Double labeling of GFP and Foxp2 showed that GFP-positive cells lacked Foxp2 immunoreactivity in P9 striatum, suggesting the loss of Foxp2 protein in AAV-eGFP-Cre transduced striatal cells. Taken together, these results demonstrate an effective genetic deletion by stereotaxically microinjected AAV-eGFP-Cre viruses in specific neuronal populations in the neonatal brains of floxed transgenic mice. In conclusion, our stereotaxic technique provides an easy and simple platform for genetic manipulation in neonatal mouse brains. The technique can not only be used to delete genes in specific regions of neonatal brains, but it also can be used to inject pharmacological drugs, neuronal tracers, genetically modified optogenetics and chemogenetics proteins, neuronal activity indicators and other reagents into the striatum of neonatal mouse brains.

We describe a protocol of stereotaxic surgery with a homemade head-fixed device for microinjecting reagents into the striatum of neonatal mouse brains. This technique allows genetic manipulation in neuronal cells of specific regions of neonatal mouse brains.

Chirurgia stereotassica per la manipolazione genetica in cellule striatali di cervelli di topo neonatale

Many genes are expressed in embryonic brains, and some of them are continuously expressed in the brain after birth. For such persistently expressed genes, ...

Neuroscienze

In Vivo Intracerebral Stereotaxic Injections for Optogenetic Stimulation of Long-Range Inputs in Mouse Brain Slices

Knowledge of cell-type specific synaptic connectivity is a crucial prerequisite for understanding brain-wide neuronal circuits. The functional investigation of long-range connections requires targeted recordings of single neurons combined with the specific stimulation of identified distant inputs. This is often difficult to achieve with conventional and electrical stimulation techniques, because axons from converging upstream brain areas may intermingle in the target region. The stereotaxic targeting of a specific brain region for virus-mediated expression of light-sensitive ion channels allows selective stimulation of axons originating from that region with light. Intracerebral stereotaxic injections can be used in well-delimited structures, such as the anterior thalamic nuclei, in addition to other subcortical or cortical areas throughout the brain.
Described here is a set of techniques for precise stereotaxic injection of viral vectors expressing channelrhodopsin in the mouse brain, followed by photostimulation of axon terminals in the brain slice preparation. These protocols are simple and widely applicable. In combination with whole-cell patch clamp recording from a postsynaptically connected neuron, photostimulation of axons allows the detection of functional synaptic connections, pharmacological characterization, and evaluation of their strength. In addition, biocytin filling of the recorded neuron can be used for post-hoc morphological identification of the postsynaptic neuron.

This protocol describes a set of methods to identify the cell-type specific functional connectivity of long-range inputs from distant brain regions using optogenetic stimulations in ex vivo brain slices.

In Vivo Intracerebral Stereotaxic Iniezioni per la stimolazione optogenetica degli ingressi a lungo raggio nelle fette di cervello del topo

Knowledge of cell-type specific synaptic connectivity is a crucial prerequisite for understanding brain-wide neuronal circuits. The functional ...

Adaptable Angled Stereotactic Approach for Versatile Neuroscience Techniques

Stereotactic surgery is an essential tool in the modern neuroscience lab. However, the ability to precisely and accurately target difficult-to-reach brain regions still presents a challenge, particularly when targeting brain structures along the midline. These challenges include avoiding of the superior sagittal sinus and third ventricle and the ability to consistently target selective and discrete brain nuclei. In addition, more advanced neuroscience techniques (e.g., optogenetics, fiber photometry, and two-photon imaging) rely on targeted implantation of significant hardware to the brain, and spatial limitations are a common hindrance. Presented here is a modifiable protocol for stereotactic targeting of rodent brain structures using an angled coronal approach. It can be adapted to 1) mouse or rat models, 2) various neuroscience techniques, and 3) multiple brain regions. As a representative example, it includes the calculation of stereotactic coordinates for targeting of the mouse hypothalamic ventromedial nucleus (VMN) for an optogenetic inhibition experiment. This procedure begins with the bilateral microinjection of an adeno-associated virus (AAV) encoding a light-sensitive chloride channel (SwiChR++) to a Cre-dependent mouse model, followed by the angled bilateral implantation of fiberoptic cannulae. Using this approach, findings show that activation of a subset of VMN neurons is required for intact glucose counterregulatory responses to insulin-induced hypoglycemia.

Described here is a stereotactic procedure that can target challenging and difficult-to-reach brain regions (due to spatial limitations) using an angled coronal approach. This protocol is adaptable to both mouse and rat models and can be applied to diverse neuroscientific applications, including cannula implantation and microinjections of viral constructs.

Approccio stereotassico angolato adattabile per tecniche di neuroscienze versatili

Stereotactic surgery is an essential tool in the modern neuroscience lab. However, the ability to precisely and accurately target difficult-to-reach brain ...

Stereotaxic Intracranial Delivery of Chemicals, Proteins or Viral Vectors to Study Parkinson's Disease

Parkinson's disease (PD) is a progressive disorder traditionally defined by resting tremor and akinesia, primarily due to loss of dopaminergic neurons in the substantia nigra. Affected brain areas display intraneuronal fibrillar inclusions consisting mainly of alpha-synuclein (asyn) proteins. No animal model thus far has recapitulated all characteristics of this disease. Here, we describe the use of stereotaxic injection to deliver chemicals, proteins, or viral vectors intracranially in order to mimic various aspects of PD. These methods are well-established and widely used throughout the PD field. Stereotaxic injections are incredibly flexible; they can be adjusted in concentration, age of animal used for injection, brain area targeted and in animal species used. Combinations of substances allow for rapid variations to assess treatments or alter severity of the pathology or behavioral deficits. By injecting toxins into the brain, we can mimic inflammation and/or a severe loss of dopaminergic neurons resulting in substantial motor phenotypes. Viral vectors can be used to transduce cells to mimic genetic or mechanistic aspects. Preformed fibrillar asyn injections best recapitulate the progressive phenotype over an extended period of time. Once these methods are established, it can be economical to generate a new model compared to creating a new transgenic line. However, this method is labor intensive as it requires 30 minutes to four hours per animal depending on the model used. Each animal will have a slightly different targeting and therefore create a diverse cohort which on one hand can be challenging to interpret results from; on the other hand, help mimic a more realistic diversity found in patients. Mistargeted animals can be identified using behavioral or imaging readouts, or only after being sacrificed leading to smallercohort size after the study has already been concluded. Overall, this method is a rudimentary but effective way to assess a diverse set of PD aspects.

We describe how to successfully inject solutions into specific brain areas of rodents using a stereotaxic frame. This survival surgery is a well-established method used to mimic various aspects of Parkinson's disease.

Parkinson's disease (PD) is a progressive disorder traditionally defined by resting tremor and akinesia, primarily due to loss of dopaminergic neurons in ...

Ottimizzazione dell'accuratezza della microiniezione stereotassica nei topi

Preliminary Validation of Stereotaxic Injection Coordinates via Cryosectioning

Stereotaxic injection of a specific brain region constitutes a fundamental experimental technique in basic neuroscience. Researchers commonly base their choice of stereotaxic injection parameters on mouse brain atlases or published materials that employed various populations/ages of mice and different stereotaxic equipment, necessitating further validation of the stereotaxic coordinate parameters. The efficacy of calcium imaging, chemogenetic, and optogenetic manipulations relies on the precise expression of reporter genes within the region of interest, often requiring several weeks of effort. Thus, it is a time-consuming task if the coordinates of the target brain region are not verified in advance. Using an appropriate dye instead of a virus and implementing cryosectioning, researchers can observe the injection site immediately following dye administration. This facilitates timely adjustments to coordinate parameters in cases where discrepancies exist between the actual injection site and the theoretical position. Such adjustments significantly enhance the accuracy of viral expression within the target region in subsequent experiments.

Autore in primo piano: Accelerare la ricerca sul deterioramento cognitivo nei topi attraverso l'iniezione stereotassica e coloranti convenienti

The present protocol describes a practical strategy to expedite the verification step of stereotaxic injection coordinates before conducting viral tracing using dyes and frozen sections.

Validazione preliminare delle coordinate di iniezione stereotassiche tramite criosezione

Stereotaxic injection of a specific brain region constitutes a fundamental experimental technique in basic neuroscience. Researchers commonly base their ...

L'applicazione tecnica di iniezione stereotassica per studiare gli effetti genetici sui comportamenti animali

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