Gli autori sono grati per il sostegno della National Science Foundation ai sensi del Grant No. CMMI-00748094 e ONR N000141110629.

Il testo del protocollo è suddiviso in tre sezioni principali: 1) la fabbricazione dei pilastri PDMS (polidimetilossano), 2) la funzionalizzazione delle cime dei pilastri e 3) la formazione e caratterizzazione dei ponti capillari.
1. Fabbricazione dei pilastri PDMS
Questa sezione descrive in dettaglio la fabbricazione dei pilastri PDMS utilizzando la pressofusione con uno stampo in silicio/ SU-8.
<ol><li>
Fabbricazione di stampi in silicio/SU-8
	<ol>
<li>Mettere un 4 pulito in wafer di silicio in una piastra pyrex petri.</li>
		<li>Preparare una soluzione di acido solforico 4:1 (in volume) a perossido di idrogeno (piranha) in un becher separato. Nota: È necessaria estrema cautela nella preparazione e nell'uso della soluzione di piranha. La reazione è altamente esotermica e i guanti isolati saranno necessari per maneggiare i becher. Piranha reagisce violentemente con l'organico. Lasciare raffreddare la soluzione di piranha a temperatura ambiente prima di smaltire. Preparare solo una soluzione sufficiente necessaria per immergere il wafer nel piatto.</li>
		<li>Versare lentamente la soluzione di piranha sul wafer di silicio fino a quando non è completamente sommerso. Lasciare riposare per 15 minuti.</li>
		<li>Togliere il wafer dalla piastra di Petri e risciacquare sotto un flusso di: acqua deionizzata (DI) per 2 min, etanolo per 30 sec, acetone per 30 sec, quindi asciugare con azoto. Nota: Se i residui di acetone sono un problema, si consiglia un risciacquo aggiuntivo con IPA</li>
		<li>Asciugare il wafer su una piastra calda a 150 °C per 15 minuti.</li>
		<li>Rimuovere dalla piastra calda e lasciare raffreddare a temperatura ambiente.</li>
		<li>Spin coat SU-8 2002 sulla superficie del wafer per 40 secondi a 500 giri/min.</li>
		<li>Cappotto di spin SU-8 2050 sul wafer con un programma di spin coater in due gradini. Passo 1: 40 sec a 500 giri/min. Passo 2: 1 min a 1.500 giri/min.</li>
		<li>Rimuovere il wafer dal mandrino di spin e posizionarsi su una piastra calda preriscaldata (65 °C) per 10 minuti.</li>
		<li>Lasciare raffreddare a temperatura ambiente, quindi posizionare la maschera sul wafer.</li>
		<li>Posizionare sotto la lampada ultravioletta ed esporre per 30 secondi a 200 watt.</li>
		<li>Rimuovere la maschera e posizionare il wafer su una piastra calda preriscaldata (95 °C) per 10 minuti.</li>
		<li>Posizionare nella soluzione sviluppatore SU-8 e agitare leggermente fino a quando tutti i SU-8 non esposti non sono stati rimossi. Quindi risciacquare in un flusso di alcol isopropile per 30 secondi, asciugare con azoto.</li>
		<li>Posizionare su una piastra calda preriscaldata (95 °C) per 30 minuti per un hardbake finale.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Pressofusione di pilastri PDMS
	<ol>
<li>Mescolare vigorosamente un rapporto di massa 10:1 di base di Sylgard-184 PDMS con agente polimerizzante nel becher.</li>
		<li>Degas PDMS in una camera a vuoto fino a quando tutte le bolle sono sparite.</li>
		<li>Posizionare lo stampo fabbricato nella sezione 1.1 in un grande piatto da 4 in plastica e versare il PDMS.</li>
		<li>Riposizionare il piatto con PDMS e lo stampo nella camera a vuoto. Degas di nuovo fino a quando tutte le bolle sono sparite.</li>
		<li>Mettere l'intero piatto in forno (preriscaldato a 75 °C) per almeno 2 ore. Quindi lasciare raffreddare a temperatura ambiente.</li>
		<li>Tagliare il piatto dal PDMS e il PDMS dal wafer di silicio con una lama di rasoio dritta.</li>
		<li>Ritaglia la regione PDMS con i pilastri dalla massa e conservalo in una piastra di Petri pulita.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. Funzionalizzazione delle cime dei pilastri
Questo processo in tre fasi prevede prima l'evaporazione di un film d'oro su un wafer di silicio, seguito dalla litografiadi trasferimento dell'impronta 16 del film d'oro sui pilastri PDMS (fabbricati nella sezione 1), e infine la funzionalizzazione del film d'oro con un monostrato auto-assemblato per renderlo idrofilo.
<ol><li>Fabbricazione di oro su wafer di silicio per litografia a trasferimento di impronte 
	<ol>
<li>Usa una taglierina di vetro per tagliare a dadini un wafer di silicio circolare da 4 pezzi di dimensioni uguali. Nota: i wafer possono essere puliti utilizzando i passaggi 1.1.2-1.1.4 e riutilizzati.</li>
		<li>Evaporare 20 nm di oro direttamente sul wafer di silicio.</li>
		<li>Lasciare il wafer in camera di evaporazione (o in un essiccatore) fino al completamento del punto 3. Questo manterrà il wafer il più pulito possibile.</li>
		<li>Preparare una soluzione di 8 μl:20 ml,(3-mercaptopropil)-trimetossisilano (MPTS): soluzione di toluene in una fiala di vetro pulita.</li>
		<li>Preparare 200 ml di acido cloridrico (HCl) da 16 mM in un bicchiere pulito.</li>
		<li>Metti il wafer con pellicola d'oro nel reattore al plasma.</li>
		<li>Pulire il wafer utilizzando plasma di ossigeno a una pressione di 300 mTorr, potenza di 50 W per 10 min. Nota: Per questa procedura è stato utilizzato un reattore al plasma costruito in casa.</li>
		<li>Mettere il wafer in una piastra pyrex petri piena di 200 etanolo a prova per almeno 10 minuti. Nota: Questo passaggio viene fatto per rimuovere eventuali ossidi instabili che si formano sull'oro a causa del plasma di ossigeno.</li>
		<li>Risciacquare il wafer con etanolo, quindi asciugare con azoto.</li>
		<li>Spin rivestire la soluzione MPTS sul wafer a 500 giri/min per 30 secondi seguita da 2.750 giri/min per 1 min. Nota: MPTS viene utilizzato come strato di adesione tra il PDMS e lo strato d'oro16.</li>
		<li>Togliere il wafer dal filatore e risciacquare sotto un flusso di etanolo. Quindi, sciacquare con acqua DI e asciugare con azoto. Nota: Risciacquare delicatamente per evitare il peeling dello strato d'oro dal wafer di silicio.</li>
		<li>Posizionare il wafer in una piastra pyrex petri che contiene una soluzione HCl da 16 mM sufficiente per immergere completamente il wafer. Lasciare in HCl per almeno 5 minuti. Nota: Mettere delicatamente nella soluzione per evitare che l'oro si stagni. Nota: questo viene fatto per migliorare l'adesione tra il PDMS e lo strato d'oro16.</li>
		<li>Rimuovere il wafer dalla soluzione HCl e asciugare con azoto. Nota: i wafer devono essere utilizzati non più di 15-20 minuti dopo il completamento di questo passaggio.</li>
	</ol></li>
	<li>Litografia di trasferimento dell'impronta dell'oro dal wafer ai pilastri PDMS
	<ol>
<li>Preparare uno scivolo di vetro da 25 mm x 75 mm per ogni campione PDMS risciacquarlo con etanolo, acqua DI e asciugare con azoto.</li>
		<li>Posizionare i pilastri PDMS nella camera al plasma ed eseguire plasma di ossigeno a una pressione di 300 mTorr e una potenza di 50 W per 30 secondi. Nota: la sovraesposizione del PDMS al plasma di ossigeno causerà crepe. Regolare le condizioni plasmatiche di conseguenza.</li>
		<li>Legare la parte posteriore dei substrati PDMS ai vetri puliti applicando loro una leggera pressione. Lo scivolo in vetro facilita le manipolazioni dei pilastri PDMS e il montaggio sul dispositivo descritto al passaggio 3.</li>
		<li>Capovolgere i substrati PDMS con supporto in vetro e premere i pilastri verso il basso sulle pellicole in oro funzionalizzate MPTS (passo 2.1). Applicare inizialmente una pressione moderata, quindi mettere un peso (circa 100 g) sul vetrino per garantire un contatto conforme.</li>
		<li>Lasciare il substrato a contatto con il wafer di silicio per almeno 12 ore.</li>
		<li>Separare il substrato PDMS dal wafer. Se il substrato PDMS è bloccato, utilizzare una lama di rasoio dritta per far infilare con cura un bordo del PDMS fuori dal wafer.</li>
		<li>A questo punto dovrebbe essere presente un film d'oro uniforme sulla parte superiore dei pilastri PDMS. Utilizzare un microscopio ottico per verificare che la pellicola d'oro non sia incrinato o che non manchino parti lungo il pilastro.</li>
	</ol></li>
	<li>Funzionalizzazione dell'oro sulla parte superiore dei pilastri PDMS
	<ol>
<li>Preparare abbastanza acido mercaptoesadecanoico da 1 mM (MHA) in solfossido di dimetile (DMSO) per immergere completamente l'oro sopra i pilastri PDMS. Nota: DMSO viene utilizzato per il suo basso fattore di gonfiore PDMS17.</li>
		<li>Posizionare i substrati PDMS nella soluzione MHA e conservarli lì per almeno 24 ore.</li>
		<li>Rimuovere il substrato dalla soluzione MHA e risciacquare con acqua DI, quindi asciugare con azoto.</li>
		<li>Mettere in camera a vuoto (pressione < 100 mTorr a 25 °C) per almeno 12 ore.</li>
	</ol></li>
</ol>Nota: per verificare che il processo di funzionalizzazione abbia avuto esito positivo, il passaggio 2 può essere eseguito su un pezzo sfuso di PDMS (senza pilastri) e l'angolo di bagnatura può essere testato in un goniometro. Le pellicole in oro MHA dovrebbero avere angoli di contatto dell'acqua in avanzamento e in recupero rispettivamente di <15° e ~0°. 18 di cui: la commissione per i
3. Formazione e caratterizzazione dei ponti capillari
Questa sezione descrive in dettaglio come un ponte liquido può essere introdotto tra due substrati seguito dalla sua caratterizzazione tramite imaging a diverse altezze e volumi di fluidi.
<ol><li>Utilizzando due substrati a pilastri (realizzati nei passaggi 1-2), posizionare uno nella parte superiore e uno nei supporti inferiori. Fissare i substrati utilizzando viti di tensione laterale. Nota: vedere la figura 1 e i risultati rappresentativi per i dettagli del dispositivo.</li>
	<li>Assemblare il dispositivo collegando lo stadio superiore del substrato alla tavola del pane in modo che il substrato superiore sia approssimativamente sopra il substrato inferiore. Diminuire l'altezza tra i due pilastri rivolti a circa 1 mm.</li>
	<li>Allineamento approssimativo: utilizzando le manopole x, y e rotazione sullo stadio inferiore del substrato allineare (a occhio) le strisce dore per i due substrati in modo che siano parallele (guardando dall'alto verso il basso attraverso il substrato superiore).</li>
	<li>Allineamento preciso: posizionare la fotocamera per guardare in basso la lunghezza del pilastro PDMS. Utilizzando il feed della fotocamera dal vivo sullo schermo del computer, regolare ulteriormente la posizione del substrato inferiore in modo che i pilastri siano paralleli.</li>
	<li>Spostare la fotocamera sul lato opposto del dispositivo e ripetere il passaggio 3.4.</li>
	<li>Diminuire la separazione tra i due pilastri fino a quando il pilastro superiore non prende contatto con il pilastro inferiore (utilizzando il feed della fotocamera dal vivo). Azzerare il micro stage digitale. Questo sarà definito come un'altezza dei pori pari a zero.</li>
	<li>Aumentare l'altezza dei pori a circa 200 μm.</li>
	<li>Preparare una siringa con 1-5 μl di un 80% di glicerolo, soluzione di acqua al 20%. Attaccare un ago da 30 G all'estremità della siringa, assicurandosi che nessuna bolla d'aria sia intrappolata all'interno dell'ago. Nota: la miscela acqua/glicerolo viene utilizzata per ridurre l'evaporazione durante l'esperimento. L'acqua può anche essere utilizzata.</li>
	<li>Montare la siringa nella fase di traslazione xyz della siringa con un morsetto meccanico.</li>
	<li>Regolare i micrometri sullo stadio di posizionamento della siringa in modo che l'ago si inserisca nel poro a fessura (parallelo alla lunghezza dei pilastri).</li>
	<li>Diminuire l'altezza del poro fessurato in modo che le superfici superiore e inferiore contattino delicatamente l'ago. Ciò farà in modo che il liquido tocchi entrambe le superfici e formi spontaneamente un ponte capillare.</li>
	<li>Erogare lentamente il liquido dalla siringa nel poro fessurato.</li>
	<li>Utilizzare i micrometri sullo stadio di posizionamento della siringa per rimuovere l'ago dal poro a fessura. Nota: A questo punto, l'altezza del poro a fessura può essere variata e il ponte liquido è stato immaginato. Nota: le immagini possono essere analizzate con il pacchetto software open source ImageJ.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Broesch, D. J., Frechette, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=From+Concave+to+Convex:+Capillary+Bridges+in+Slit+Pore+Geometry.">From Concave to Convex: Capillary Bridges in Slit Pore Geometry.</a> Langmuir. 28, 15548-15554 (2012).</li><li>Orr, F. M., Scriven, L. E., Rivas, A. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pendular+rings+between+solids+-+meniscus+properties+and+capillary+force.">Pendular rings between solids - meniscus properties and capillary force.</a> J. Fluid Mech. 67, 723-742 (1975).</li><li>Rose, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Volumes+and+surface+areas+of+pendular+rings.">Volumes and surface areas of pendular rings.</a> J. Appl. Phys. 29, 687-691 (1958).</li><li>Erle, M. A., Dyson, D. C., Morrow, N. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Liquid+bridges+between+cylinders,+in+a+torus,+and+between+spheres.">Liquid bridges between cylinders, in a torus, and between spheres.</a> Aiche J. 17, 115-121 (1971).</li><li>Lambert, P., Chau, A., Delchambre, A., Regnier, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+between+two+capillary+forces+models.">Comparison between two capillary forces models.</a> Langmuir. 24, 3157-3163 (2008).</li><li>Mason, G., Clark, W. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Liquid Bridges Between Spheres. Chem. Eng. Sci. 20, 859-866 (1965).</li><li>De Souza, E. J., Brinkmann, M., Mohrdieck, C., Arzt, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Enhancement+of+capillary+forces+by+multiple+liquid+bridges.">Enhancement of capillary forces by multiple liquid bridges.</a> Langmuir. 24, 8813-8820 (2008).</li><li>Hornbaker, D. J., Albert, R., Albert, I., Barabasi, A. L., Schiffer, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=What+keeps+sandcastles+standing.">What keeps sandcastles standing.</a> Nature. 387, 765-765 (1997).</li><li>Scheel, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Morphological+clues+to+wet+granular+pile+stability.">Morphological clues to wet granular pile stability.</a> Nat. Mater. 7, 189-193 (2008).</li><li>Mastrangeli, M., Ruythooren, W., Celis, J. -. P., Van Hoof, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Challenges+for+Capillary+Self-Assembly+of+Microsystems.">Challenges for Capillary Self-Assembly of Microsystems.</a> IEEE T. Compon. Pack. 1, 133-149 (2011).</li><li>Josell, D., Wallace, W. E., Warren, J. A., Wheeler, D., Powell, A. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Misaligned+flip-chip+solder+joints:+Prediction+and+experimental+determination+of+force-displacement+curves.">Misaligned flip-chip solder joints: Prediction and experimental determination of force-displacement curves.</a> J. Electron. Pack. 124, 227-233 (2002).</li><li>Lin, W., Patra, S. K., Lee, Y. 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B., Degrez, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spectral+analysis+and+experimental+study+of+lateral+capillary+dynamics+for+flip-chip+applications.">Spectral analysis and experimental study of lateral capillary dynamics for flip-chip applications.</a> Microfluid. Nanofluid. 9, 797-807 (2010).</li><li>Mastrangeli, M., Valsamis, J. B., Van Hoof, C., Celis, J. P., Lambert, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lateral+capillary+forces+of+cylindrical+fluid+menisci:+a+comprehensive+quasi-static+study.">Lateral capillary forces of cylindrical fluid menisci: a comprehensive quasi-static study.</a> J. Micromech. Microeng. 20, 10-1088 (2010).</li><li>Childs, W. R., Nuzzo, R. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Large-area+patterning+of+coinage-metal+thin+films+using+decal+transfer+lithography.">Large-area patterning of coinage-metal thin films using decal transfer lithography.</a> Langmuir. 21, 195-202 (2005).</li><li>Lee, J. N., Park, C., Whitesides, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Solvent+compatibility+of+poly(dimethylsiloxane)-based+microfluidic+devices.">Solvent compatibility of poly(dimethylsiloxane)-based microfluidic devices.</a> Anal. Chem. 75, 6544-6554 (2003).</li><li>Olivier, G. K., Shin, D., Gilbert, J. B., Monzon, L. A. A., Frechette, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Supramolecular Ion-Pair Interactions To Control Monolayer Assembly. Langmuir. 25, 2159-2165 (2009).</li><li>Ferraro, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Morphological+Transitions+of+Droplets+Wetting+Rectangular+Domains.">Morphological Transitions of Droplets Wetting Rectangular Domains.</a> Langmuir. 28, 13919-13923 (1021).</li></ol>

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Il metodo qui presentato fornisce un modo per creare ponti capillari in geometria dei pori a fessura, e anche un metodo per l'imaging di questi ponti in modo che la loro morfologia possa essere analizzata e confrontata con la simulazione e la teoria.
Questo metodo incorpora sollievo fisico e modelli chimici selettivi per creare proprietà di bagnatura asimmetriche. Se è presente solo un'eterogeneità chimica, una goccia di liquido rimarrà appuntata sull'eterogeneità fino a quando l'angolo d...

Lo studio della forma e delle forze risultanti causate da ponti capillari è stato oggetto di approfonditistudi 2-7. Inizialmente la maggior parte degli sforzi si concentravano, grazie alla loro semplicità, sui ponti capillari assimmetrici. Spesso i ponti capillari presenti nei sistemi naturali, come quelli presenti nei mezzi granulari e porosi8,9 e i ponti impiegati nelle applicazioni tecnologiche, come per l'auto-assemblaggio capillare nelle tecnologie flip chip10-15 sono asimmetrici con proprietà di bagnatura nonuniformi sulle superfici interagenti. La combinazione di tecniche litografiche migliorate insieme all'accessibilità di semplici strumenti numerici per modellare interfacce fluide consente la creazione e la modellazione di ponti capillari con crescente complessità.
I ponti capillari in geometria a fessura offrono un interessante compromesso: le proprietà di bagnatura direzionale portano a ponti nonaxisimmetrici che mantengono alcuni piani di simmetria (il che semplifica l'analisi). Sono stati studiati teoricamente e numericamente come caso di studio per i mezzi porosi. Gli studi sperimentali sistematici sui ponti capillari nella geometria dei pori a fessura sono stati tuttavia limitati. Qui presentiamo un metodo per creare e caratterizzare ponti capillari in geometria a poro a fessura. In breve, il metodo consiste in 1) la fabbricazione di pilastri per creare un'eterogeneità chimica e fisica, 2) la progettazione di un microstaggio per allineare e manipolare i ponti, e 3) l'imaging dei ponti capillari sia dalla parte anteriore che da quella dei lati per caratterizzarne la morfologia. La caratterizzazione della morfologia del ponte, insieme ai confronti con le simulazioni di evolutore di superficie, sono fornite in una pubblicazione separata1.

<table><tbody><tr><td>99.999% Gold wire</td><td>Kurt J. Lesker</td><td>EVMAU40040</td><td></td></tr><tr><td>Acetone</td><td>Pharmco-AAPER</td><td>C1107283</td><td></td></tr><tr><td>Dimethyl sulfoxide</td><td>Fisher</td><td>D128-500</td><td></td></tr><tr><td>Ethanol (200 proof)</td><td>Pharmco-AAPER</td><td>111000200</td><td></td></tr><tr><td>Hydrochloric acid</td><td>EMD</td><td>HX0603-4</td><td></td></tr><tr><td>Hydrogen peroxide (30%)</td><td>EMD</td><td>HX0635-3</td><td></td></tr><tr><td>Isopropyl alcohol</td><td>Fisher</td><td>L-13597</td><td></td></tr><tr><td>Mercapto hexadecanoic acid (90%)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>448303-1G</td><td></td></tr><tr><td>Mercapto-propyl-trimethoxy-silane (MPTS)</td><td>Gelest</td><td>Sim6476-O-100GM</td><td></td></tr><tr><td>Milli-Q DI water</td><td>Millipore</td><td>Milli-Q</td><td></td></tr><tr><td>Nitrogen (gas)</td><td>Airgas</td><td>UN1066</td><td></td></tr><tr><td>Oxygen (gas)</td><td>Airgas</td><td>UN1072</td><td></td></tr><tr><td>Silicon wafers (4 in)</td><td>WRS Materials</td><td>CC8506</td><td></td></tr><tr><td>SU-8 2002 (negative photo resist)</td><td>MicroChem</td><td>SU82002</td><td></td></tr><tr><td>SU-8 2050 (negative photoresist)</td><td>MicroChem</td><td>SU82050</td><td></td></tr><tr><td>SU-8 Developer solution</td><td>MicroChem</td><td>Y020100 4000L1PE</td><td></td></tr><tr><td>Sulfuric acid</td><td>J.T. Baker</td><td>9681-03</td><td></td></tr><tr><td>Poly dimethy sulfoxide (PDMS)</td><td>Dow Corning</td><td>Sylgard -184</td><td></td></tr><tr><td>Toluene</td><td>Omnisolv</td><td>TX0737-1</td><td> &lt;p&gt;&lt;/p&gt; </td></tr></tbody></table>

fabrication and visualization of capillary bridges in slit pore geometry

Viene presentata una procedura per la creazione e l'imaging di ponti capillari in geometria a fessura.po por. I pilastri idrofobi ad alto rapporto di aspetto sono fabbricati e funzionalizzati per rendere idrofile le loro superfici superiore. La combinazione di una caratteristica fisica (il pilastro) con un confine chimico (la pellicola idrofila sulla parte superiore del pilastro) fornisce un'eterogeneità fisica e chimica che inchioda la linea di contatto tripla, una caratteristica necessaria per creare ponti capillari lunghi ma stretti stabili. I substrati con i pilastri sono attaccati a vetrini e fissati in supporti personalizzati. I supporti vengono quindi montati su microstaggi a quattro assi e posizionati in modo che i pilastri siano paralleli e rivolti l'uno verso l'altro. I ponti capillari si formano introducendo un fluido nello spazio tra i due substrati una volta ridotta la separazione tra i pilastri rivolti a poche centinaia di micrometri. Il microstaggio personalizzato viene quindi utilizzato per variare l'altezza del ponte capillare. Una telecamera CCD è posizionata per l'immagine della lunghezza o della larghezza del ponte capillare per caratterizzare la morfologia dell'interfaccia del fluido. Pilastri con larghezze fino a 250 μm e lunghezze fino a 70 mm sono stati fabbricati con questo metodo, portando a ponti capillari con proporzioni (lunghezza/larghezza) di oltre 1001.

Descrizione del dispositivo sperimentale
Il dispositivo sperimentale può essere suddiviso in quattro parti principali: 1) lo stadio superiore del substrato, 2) lo stadio inferiore del substrato, 3) lo stadio di traduzione xyz della siringa / siringa e 4) la fotocamera / ottica e il supporto della fotocamera. I dettagli di ciascuno seguono:
<ol><li>
Stadio superiore del substrato. Uno stadio di traduzione digitale è collegato a un morsetto di montaggio della serie P tramite ...

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Fabrication and Visualization of Capillary Bridges in Slit Pore Geometry

Viene presentata una procedura per la creazione e l'imaging di ponti capillari in geometria a fessura.po por. La creazione di ponti capillari si basa sulla formazione di pilastri per fornire un'eterogeneità fisica e chimica direzionale per fissare il fluido. I ponti capillari sono formati e manipolati utilizzando microstaggi e visualizzati utilizzando una telecamera CCD.

Fabbricazione e visualizzazione di ponti capillari in geometria dei pori a fessura

A procedure for creating and imaging capillary bridges in slit-pore geometry is presented. High aspect ratio hydrophobic pillars are fabricated and ...

fabrication-visualization-capillary-bridges-slit-pore

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Engineering

6.4K Views.  Johns Hopkins University. Viene presentata una procedura per la creazione e l'imaging di ponti capillari in geometria a fessura.po por. La creazione di ponti capillari si basa sulla formazione di pilastri per fornire un'eterogeneità fisica e chimica direzionale per fissare il fluido. I ponti capillari sono formati e manipolati utilizzando microstaggi e visualizzati utilizzando una telecamera CCD.

Video: Fabrication and Visualization of Capillary Bridges in Slit Pore Geometry

Synthesis and Operation of Fluorescent-core Microcavities for Refractometric Sensing

This paper discusses fluorescent core microcavity-based sensors that can operate in a microfluidic analysis setup. These structures are based on the formation of a fluorescent quantum-dot (QD) coating on the channel surface of a conventional microcapillary. Silicon QDs are especially attractive for this application, owing in part to their negligible toxicity compared to the II-VI and II-VI compound QDs, which are legislatively controlled substances in many countries. While the ensemble emission spectrum is broad and featureless, an Si-QD film on the channel wall of a capillary features a set of sharp, narrow peaks in the fluorescence spectrum, corresponding to the electromagnetic resonances for light trapped within the film. The peak wavelength of these resonances is sensitive to the external medium, thus permitting the device to function as a refractometric sensor in which the QDs never come into physical contact with the analyte. The experimental methods associated with the fabrication of the fluorescent-core microcapillaries are discussed in detail, as well as the analysis methods. Finally, a comparison is made between these structures and the more widely investigated liquid-core optical ring resonators, in terms of microfluidic sensing capabilities.

Fluorescent-core microcavity sensors employ a high-index quantum-dot coating in the channel of silica microcapillaries. Changes in the refractive index of fluids pumped into the capillary channel cause shifts in the microcavity fluorescence spectrum that can be used to analyze the channel medium.

Sintesi e funzionamento del fluorescente-core microcavità per il Rilevamento rifrattometrico

This paper discusses  fluorescent core microcavity-based sensors that can operate in a microfluidic  analysis setup. These structures are based on the ...

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Ingegneria

Process of Making Three-dimensional Microstructures using Vaporization of a Sacrificial Component

Vascular structures in natural systems are able to provide high mass transport through high surface areas and optimized structure. Few synthetic material fabrication techniques are able to mimic the complexity of these structures while maintaining scalability. The Vaporization of a Sacrificial Component (VaSC) process is able to do so. This process uses sacrificial fibers as a template to form hollow, cylindrical microchannels embedded within a matrix. Tin (II) oxalate (SnOx) is embedded within poly(lactic) acid (PLA) fibers which facilitates the use of this process. The SnOx catalyzes the depolymerization of the PLA fibers at lower temperatures. The lactic acid monomers are gaseous at these temperatures and can be removed from the embedded matrix at temperatures that do not damage the matrix. Here we show a method for aligning these fibers using micromachined plates and a tensioning device to create complex patterns of three-dimensionally arrayed microchannels. The process allows the exploration of virtually any arrangement of fiber topologies and structures.

The Vaporization of a Sacrificial Component (VaSC) process is used to fabricate microvascular structures. This procedure uses sacrificial poly(lactic) acid fibers to form hollow microchannels with precise 3D geometric positioning provided by laser micromachined guide plates.

Processo di creazione di microstrutture tridimensionali mediante vaporizzazione di un componente sacrificale

Vascular structures in natural systems are able to provide high mass transport through high surface areas and optimized structure. Few synthetic material ...

Procedure for the Development of Multi-depth Circular Cross-sectional Endothelialized Microchannels-on-a-chip

Efforts have been focused on developing in vitro assays for the study of microvessels because in vivo animal studies are more time-consuming, expensive, and observation and quantification are very challenging. However, conventional in vitro microvessel assays have limitations when representing in vivo microvessels with respect to three-dimensional (3D) geometry and providing continuous fluid flow. Using a combination of photolithographic reflowable photoresist technique, soft lithography, and microfluidics, we have developed a multi-depth circular cross-sectional endothelialized microchannels-on-a-chip, which mimics the 3D geometry of in vivo microvessels and runs under controlled continuous perfusion flow. A positive reflowable photoresist was used to fabricate a master mold with a semicircular cross-sectional microchannel network. By the alignment and bonding of the two polydimethylsiloxane (PDMS) microchannels replicated from the master mold, a cylindrical microchannel network was created. The diameters of the microchannels can be well controlled. In addition, primary human umbilical vein endothelial cells (HUVECs) seeded inside the chip showed that the cells lined the inner surface of the microchannels under controlled perfusion lasting for a time period between 4 days to 2 weeks.

A microchannels-on-a-chip platform was developed by the combination of photolithographic reflowable photoresist technique, soft lithography, and microfluidics. The endothelialized microchannels platform mimics the three-dimensional (3D) geometry of in vivo microvessels, runs under controlled continuous perfusion flow, allows for high-quality and real-time imaging&#160;and can be applied for microvascular research.

Procedura per lo sviluppo di multi-profondità circolare a sezione trasversale Endothelialized microcanali-on-a-chip

Efforts have been focused on developing in vitro assays for the study of microvessels because in vivo animal studies are more time-consuming, expensive, ...

Bioingegneria

Microfluidic Fabrication of Polymeric and Biohybrid Fibers with Predesigned Size and Shape

A &#8220;sheath&#8221; fluid passing through a microfluidic channel at low Reynolds number can be directed around another &#8220;core&#8221; stream and used to dictate the shape as well as the diameter of a core stream.&#160;Grooves in the top and bottom of a microfluidic channel were designed to direct the sheath fluid and shape the core fluid.&#160;By matching the viscosity and hydrophilicity of the sheath and core fluids, the interfacial effects are minimized and complex fluid shapes can be formed.&#160;Controlling the relative flow rates of the sheath and core fluids determines the cross-sectional area of the core fluid.&#160;Fibers have been produced with sizes ranging from 300 nm to ~1 mm, and fiber cross-sections can be round, flat, square, or complex as in the case with double anchor fibers. Polymerization of the core fluid downstream from the shaping region solidifies the fibers.&#160;Photoinitiated click chemistries are well suited for rapid polymerization of the core fluid by irradiation with ultraviolet light.&#160;Fibers with a wide variety of shapes have been produced from a list of polymers including liquid crystals, poly(methylmethacrylate), thiol-ene and thiol-yne resins, polyethylene glycol, and hydrogel derivatives. Minimal shear during the shaping process and mild polymerization conditions also makes the fabrication process well suited for encapsulation of cells and other biological components.

Two adjacent fluids passing through a grooved microfluidic channel can be directed to form a sheath around a prepolymer core; thereby&#160;determining both shape and cross-section. Photoinitiated polymerization, such as thiol click chemistry, is well suited for rapidly solidifying the core fluid into a microfiber with predetermined size and shape.

Fabbricazione microfluidica di fibre polimeriche e bioibride con dimensioni e forma predesignate

A &#8220;sheath&#8221; fluid passing through a microfluidic channel at low Reynolds number can be directed around another &#8220;core&#8221; stream and ...

Generation of Shear Adhesion Map Using SynVivo Synthetic Microvascular Networks

Cell/particle adhesion assays are critical to understanding the biochemical interactions involved in disease pathophysiology and have important applications in the quest for the development of novel therapeutics. Assays using static conditions fail to capture the dependence of adhesion on shear, limiting their correlation with in vivo environment. Parallel plate flow chambers that quantify adhesion under physiological fluid flow need multiple experiments for the generation of a shear adhesion map. In addition, they do not represent the in vivo scale and morphology and require large volumes (~ml) of reagents for experiments. In this study, we demonstrate the generation of shear adhesion map from a single experiment using a microvascular network based microfluidic device, SynVivo-SMN. This device recreates the complex in vivo vasculature including geometric scale, morphological elements, flow features and cellular interactions in an in vitro format, thereby providing a biologically realistic environment for basic and applied research in cellular behavior, drug delivery, and drug discovery. The assay was demonstrated by studying the interaction of the 2 &#181;m biotin-coated particles with avidin-coated surfaces of the microchip. The entire range of shear observed in the microvasculature is obtained in a single assay enabling adhesion vs. shear map for the particles under physiological conditions.

Flow chambers used in adhesion experiments typically consist of linear flow paths and require multiple experiments at different flow rates to generate a shear adhesion map. SynVivo-SMN enables the generation of shear adhesion map using a single experiment utilizing microliter volumes resulting in significant savings in time and consumables.

Generazione di Shear Adesione mappa usando SynVivo reti microvascolari sintetico

Cell/particle adhesion assays are critical to understanding the biochemical interactions involved in disease pathophysiology and have important ...

Micropatterning and Assembly of 3D Microvessels

In vitro platforms to study endothelial cells and vascular biology are largely limited to 2D endothelial cell culture, flow chambers with polymer or glass based substrates, and hydrogel-based tube formation assays. These assays, while informative, do not recapitulate lumen geometry, proper extracellular matrix, and multi-cellular proximity, which play key roles in modulating vascular function. This manuscript describes an injection molding method to generate engineered vessels with diameters on the order of 100 &#181;m. Microvessels are fabricated by seeding endothelial cells in a microfluidic channel embedded within a native type I collagen hydrogel. By incorporating parenchymal cells within the collagen matrix prior to channel formation, specific tissue microenvironments can be modeled and studied. Additional modulations of hydrodynamic properties and media composition allow for control of complex vascular function within the desired microenvironment. This platform allows for the study of perivascular cell recruitment, blood-endothelium interactions, flow response, and tissue-microvascular interactions. Engineered microvessels offer the ability to isolate the influence from individual components of a vascular niche and precisely control its chemical, mechanical, and biological properties to study vascular biology in both health and disease.

This manuscript presents an injection molding method to engineer microvessels that recapitulate physiological properties of endothelium. The microfluidic-based process creates patent 3D vascular networks with tailorable conditions, such as flow, cellular composition, geometry, and biochemical gradients. The fabrication process and examples of potential applications are described.

Micropatterning e montaggio dei microvasi 3D

In vitro platforms to study endothelial cells and vascular biology are largely limited to 2D endothelial cell culture, flow chambers with polymer or glass ...

Image-guided, Laser-based Fabrication of Vascular-derived Microfluidic Networks

This detailed protocol outlines the implementation of image-guided, laser-based hydrogel degradation for the fabrication of vascular-derived microfluidic networks embedded in PEGDA hydrogels. Here, we describe the creation of virtual masks that allow for image-guided laser control; the photopolymerization of a micromolded PEGDA hydrogel, suitable for microfluidic network fabrication and pressure head-driven flow; the setup and use of a commercially available laser scanning confocal microscope paired with a femtosecond pulsed Ti:S laser to induce hydrogel degradation; and the imaging of fabricated microfluidic networks using fluorescent species and confocal microscopy. Much of the protocol is focused on the proper setup and implementation of the microscope software and microscope macro, as these are crucial steps in using a commercial microscope for microfluidic fabrication purposes that contain a number of intricacies. The image-guided component of this technique allows for the implementation of 3D image stacks or user-generated 3D models, thereby allowing for creative microfluidic design and for the fabrication of complex microfluidic systems of virtually any configuration. With an expected impact in tissue engineering, the methods outlined in this protocol could aid in the fabrication of advanced biomimetic microtissue constructs for organ- and human-on-a-chip devices. By mimicking the complex architecture, tortuosity, size, and density of in vivo vasculature, essential biological transport processes can be replicated in these constructs, leading to more accurate in vitro modeling of drug pharmacokinetics and disease.

This protocol outlines the implementation of image-guided, laser-based hydrogel degradation to fabricate vascular-derived, biomimetic microfluidic networks embedded in poly(ethylene glycol) diacrylate (PEGDA) hydrogels. These biomimetic microfluidic systems may be useful for tissue engineering applications, generation of in vitro disease models, and fabrication of advanced "on-a-chip" devices.

Immagine-guidate, Fabrication laser a base di reti microfluidici vascolare-derivati

This detailed protocol outlines the implementation of image-guided, laser-based hydrogel degradation for the fabrication of vascular-derived microfluidic ...

Microtensiometer for Confocal Microscopy Visualization of Dynamic Interfaces

Adsorption of surface-active molecules to fluid-fluid interfaces is ubiquitous in nature. Characterizing these interfaces requires measuring surfactant adsorption rates, evaluating equilibrium surface tensions as a function of bulk surfactant concentration, and relating how surface tension changes with changes in the interfacial area following equilibration. Simultaneous visualization of the interface using fluorescence imaging with a high-speed confocal microscope allows the direct evaluation of structure-function relationships. In the capillary pressure microtensiometer (CPM), a hemispherical air bubble is pinned at the end of the capillary in a 1 mL volume liquid reservoir. The capillary pressure across the bubble interface is controlled via a commercial microfluidic flow controller that allows for model-based pressure, bubble curvature, or bubble area control based on the Laplace equation. Compared to previous techniques such as the Langmuir trough and pendant drop, the measurement and control precision and response time are greatly enhanced; capillary pressure variations can be applied and controlled in milliseconds. The dynamic response of the bubble interface is visualized via a second optical lens as the bubble expands and contracts. The bubble contour is fit to a circular profile to determine the bubble curvature radius, R, as well as any deviations from circularity that would invalidate the results. The Laplace equation is used to determine the dynamic surface tension of the interface. Following equilibration, small pressure oscillations can be imposed by the computer-controlled microfluidic pump to oscillate the bubble radius (frequencies of 0.001-100 cycles/min) to determine the dilatational modulus The overall dimensions of the system are sufficiently small that the microtensiometer fits under the lens of a high-speed confocal microscope allowing fluorescently tagged chemical species to be quantitatively tracked with submicron lateral resolution.

This manuscript describes the design and operation of a microtensiometer/confocal microscope to do simultaneous measurements of interfacial tension and surface dilatational rheology while visualizing the interfacial morphology. This provides the real-time construction of structure-property relationships of interfaces important in technology and physiology.

Microtensiometro per microscopia confocale Visualizzazione di interfacce dinamiche

Adsorption of surface-active molecules to fluid-fluid interfaces is ubiquitous in nature. Characterizing these interfaces requires measuring surfactant ...

Perfusable Vascular Network with a Tissue Model in a Microfluidic Device

A spheroid (a multicellular aggregate) is regarded as a good model of living tissues in the human body. Despite the significant advancement in the spheroid cultures, a perfusable vascular network in the spheroids remains a critical challenge for long-term culture required to maintain and develop their functions, such as protein expressions and morphogenesis. The protocol presents a novel method to integrate a perfusable vascular network within the spheroid in a microfluidic device. To induce a perfusable vascular network in the spheroid, angiogenic sprouts connected to microchannels were guided to the spheroid by utilizing angiogenic factors from human lung fibroblasts cultured in the spheroid. The angiogenic sprouts reached the spheroid, merged with the endothelial cells co-cultured in the spheroid, and formed a continuous vascular network. The vascular network could perfuse the interior of the spheroid without any leakage. The constructed vascular network may be further used as a route for supply of nutrients and removal of waste products, mimicking blood circulation in vivo. The method provides a new platform in spheroid culture toward better recapitulation of living tissues.

The protocol describes how to engineer a perfusable vascular network in a spheroid. The spheroid's surrounding microenvironment is devised to induce angiogenesis and connect the spheroid to the microchannels in a microfluidic device. The method allows the perfusion of the spheroid, which is a long-awaited technique in three-dimensional cultures.

Perfusable rete vascolare con un modello di tessuto in un dispositivo microfluidico

A spheroid (a multicellular aggregate) is regarded as a good model of living tissues in the human body. Despite the significant advancement in the ...

A Microphysiological System to Study Leukocyte-Endothelial Cell Interaction during Inflammation

Leukocyte-endothelial cell interactions play an important role in inflammatory diseases such as sepsis. During inflammation, excessive migration of activated leukocytes across the vascular endothelium into key organs can lead to organ failure. A physiologically relevant biomimetic microfluidic assay (bMFA) has been developed and validated using several experimental and computational techniques, which can reproduce the entire leukocyte rolling/adhesion/migration cascade to study leukocyte-endothelial cell interactions. Microvascular networks obtained from in vivo images in rodents were digitized using a Geographic Information System (GIS) approach and microfabricated with polydimethylsiloxane (PDMS) on a microscope slide. To study the effect of shear rate and vascular topology on leukocyte-endothelial cell interactions, a Computational Fluid Dynamics (CFD) model was developed to generate a corresponding map of shear rates and velocities throughout the network. The bMFA enables the quantification of leukocyte-endothelial cells interactions, including rolling velocity, number of adhered leukocytes in response to different shear rates, number of migrated leukocytes, endothelial cell permeability, adhesion molecule expression and other important variables. Furthermore, by using human-related samples, such as human endothelial cells and leukocytes, bMFA provides a tool for rapid screening of potential therapeutics to increase their clinical translatability.

In this protocol, a biomimetic microfluid assay, which can reproduce a physiologically relevant microvascular environment and reproduce the entire leukocyte adhesion/migration cascade, is employed to study leukocyte-endothelial cell interactions in inflammatory disease.

Un sistema microfisiologico per studiare l'interazione leucocitaria-cellula endoteliale durante l'infiammazione

Leukocyte-endothelial cell interactions play an important role in inflammatory diseases such as sepsis. During inflammation, excessive migration of ...