This work was supported by DARPA grant number 84389.01.44908, an NSF CAREER award (DBI-1253293), an NIH exploratory/developmental research grant (CA195709), and NIH New Innovator Awards (HD080351, DP2-AR068129-01), and a New Directions grant from the UCSF resource allocation program.

1. ייצור מאסטר SU8 <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עיצוב מבני microfluidic עבור ייצור שכבה שלוש באמצעות תוכנת עיצוב יש את העיצובים מודפס על ידי ספק על סרט המעגלים עם 10 מיקרומטר ברזולוציה. הפרטים של עיצוב מכשיר ניתן הפניה מצורפת 6 ואת גיאומטריות הערוץ מוצגות באיור 1. השכבות צריכות לכלול סימני יישור כדי לעזור במתחמים בין תכונות שכבת ייצור 8. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים פרוסות סיליקון בקוטר מראש לנקות 3 אינץ &#39;על coater ספין ולהדליק את אבק כדי להדביק אותה על צ&#39;אק. החל 1 מ&quot;ל של SU8-3050 במרכז רקיק ועל ספין במשך 20 שניות ב 500 סל&quot;ד, אז 30 שניות 1,750 סל&quot;ד, מתן עובי שכבה של 80 מיקרומטר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את רקיק ואופים על פלטה חמה C 135 מעלות במשך 30 דקות. אפשר רקיק להתקרר RT לפני המעבר לשלב הבא. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחשוף את הפרוסות המצופות אל מסיכת שכבת 1 st תחת מטר collimated 190W, 365 ננומטר LED במשך 3 דקות. לאחר החשיפה, מניחים את פרוסות על פלטה חמה C 135 מעלות במשך 1 דקות, אז מגניב RT לפני שתמשיך לשלב הבא. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את פרוסות על coater ספין ולהדליק את אבק כדי להדביק אותה על צ&#39;אק. החל 1 מיליליטר של SU8-3050 במרכז הרקיק ועל הספין במשך 20 שניות ב 500 סל&quot;ד, אז 30 שניות ב 5000 סל&quot;ד, וכתוצאה מכך שכבה המספקת עובי נוסף של 40 מיקרומטר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את רקיק ואופים על פלטה חמה C 135 מעלות במשך 30 דקות, ולאחר מכן מגניב RT לפני המעבר לשלב הבא. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> יישר את מסיכת שכבה 2 nd על הגיאומטריה בדוגמת 1.3 ולחשוף את רקיק מצופה על 190 mW collimated, 365 ננומטר LED במשך 3 דקות. לאחר החשיפה, מניחים על פלטה חשמלית C 135 מעלות במשך 4 דקות 30 שניות, אז מגניב RT לפני שתמשיך לשלב הבא. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את פרוסות על coater ספין ולהדליק את אבק כדי להדביק אותה על צ&#39;אק. החל 1 מ&quot;ל של SU8-3050 במרכז רקיק ועל ספין במשך 20 שניות ב 500 סל&quot;ד, אז 30שניות ב 1000 סל&quot;ד, וכתוצאה מכך שכבה המספקת עובי נוסף של 100 מיקרומטר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את רקיק ואופים על פלטה חמה C 135 מעלות במשך 30 דקות, ולאחר מכן מגניב RT לפני המעבר לשלב הבא. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> יישר את מסיכת שכבה 3 rd על הגיאומטריה בדוגמת 1.3 ולחשוף את רקיק מצופה על 190 mW collimated, 365 ננומטר LED במשך 3 דקות. לאחר החשיפה, מניחים על פלטה חשמלית C 135 מעלות במשך 9 דקות, אז מגניב RT לפני שתמשיך לשלב הבא. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לפתח את המסכות ידי טבילה באמבט בחש של אצטט אתר monomethyl פרופילן גליקול למשך 30 דקות. שטפו את רקיק ב isopropanol ואופים על פלטה חמה C 135 מעלות במשך 1 דקות. מניחים את המאסטר שפותחה בצלחת פטרי 100 מ&quot;מ עבור polydimethylsiloxane דפוס (PDMS). </li></ol> 2. PDMS ייצור המכשיר <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן 10: 1 PDMS על ידי שילוב של 50 גרם בסיס סיליקון עם 5 גרם של סוכן ריפוי בתוך כוס פלסטיק. מערבבים את התוכן עם כלי רוטרי מצויד במקל ומערבבים. מעלותכמו התערובת בתוך תא ייבוש למשך 30 דקות, או עד שכל בועות האוויר יוסרו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> יוצקים את PDMS לתת עובי של 3 מ&quot;מ כלפי מאמן ומקום בחזרה לתוך תא ייבוש עבור degassing נוספת. לאחר כל הבועות מוסרות, לאפות את המכשיר ב -80 מעלות צלזיוס במשך 80 דקות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חותכים את המכשיר מהתבנית באמצעות אזמל ומניחים על משטח נקי עם הצד בדוגמת מעלה אגרוף פתחי הכניסה fluidic שקעים עם ביופסיה 0.75 מ&quot;מ. המכשיר חייב להיות לחתוך כך 120 מיקרומטר ו -220 מיקרומטר הגיאומטריות גבוהות נגישות מהצד של המכשיר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> פלזמה לטפל במכשיר, עם צד תכונה כלפי מעלה, יחד עם טרום ניקה 2 אינץ &#39;על זכוכית שקופית 3 אינץ&#39; ב 1 mbar O 2 פלזמה למשך 20 שניות בתוך שואב פלזמה 300 W. איגרות החוב המכשיר PDMS ידי הצבת בצד בדוגמת של המכשיר PDMS על הצד שטופלו פלזמה של שקופיות הזכוכית. מניח את המכשיר בתנור C 80 ° ואופי המכשיר התאסף במשך 40 דקות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לדקלם הערוציםהידרופובי באמצעות מזרק כדי לשטוף את המכשיר עם נוזל טיפול פני פלואור. מיד לאפות את המכשיר ב -80 מעלות צלזיוס במשך 10 דקות להתאדות ממס. </li></ol> 3. הכנת הרכיבים האופטיים <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן את סיבי עירור הליזר ידי הסרת הבידוד בין 5 המ&quot;מ האחרון של חיפוי 105 מיקרומטר ליבה, 125 מיקרומטר, NA = 0.22 סיבים אופטיים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן את סיבי עירור ליזר צבע 2 nd על ידי חזרה על 3.1 עבור סיב 2 nd זהה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן את הסיב לאיסוף אותות הקרינה על ידי חזרה על 3.1 עבור חיפוי 200 מיקרומטר ליבה, 225 מיקרומטר, NA = 0.39 סיבים אופטיים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בדוק את קצות כל הסיבים - אם את הטיפים אינם מסתיימים משטח שטוח, מחדש לבקע את הקצוות עם סופר סת&quot;ם סיבים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צרף מצמד סיבים לייזר לייזר 50 mW, 405 ננומטר ולצרף אחד הסיבים הליבה 105 מיקרומטר הלייזר. כוון את הסוף הפשיט לחיישן של כוח הליזרמטר, ולהשתמש התאמות קנס של מצמד לייזר על מנת למקסם את כוח לייזר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חזור על 3.5 עבור לייזר ננומטר 50 mW, 473. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הר 446/510/581/703 מסננים bandpass quad ננומטר על PMT באמצעות צינורות העדשה כדי לחסום אור לייזר ולהעביר הקרינה הנפלטת. צרף מצמד סיבים כך שהאור עובר דרך מסננים לפני שפגע PMT. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צרף הסיב מ -3.3 ליחידה התכנסה 3.7. </li></ol> 4. מנותק מעורב דור אמולסיה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השג מכשיר מיקרופלואידיקה זרימת מוקד dropmaker עם פתח מיקרומטר 60 מיקרומטר x 60. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ממלאים מזרק 1 מ&quot;ל עם שמנים HFE 7500 עם 2% יוניים fluorosurfactant 9. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מלאו סדרה של 1 מ&quot;ל מזרקים עם השילובים הבאים של והעמסת (FITC) וצבעים כחול מצומדות dextran (CB) ב- PBS: 1 ננומטר FITC / 10 ננומטר CB, 10 ננומטר FITC / 10 ננומטר CB, 1 ננומטר FITC / 100 ננומטר CB, ו -10 ננומטר FITC / 100 ננומטר CB. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הר מכשיר dropmaker על הבמה של מייקרו הפוךלהתמודד ואת המזרקים המימיים ושמן על משאבות מזרק. זוג את המזרקים המכשירים באמצעות צינורות PE-2. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפעלת משאבות מזרק ב 500 μl / hr עבור נפט 250 μl / hr עבור תמיסות מימיות, ליצור תערובת של 80 מיקרומטר טיפות המכילות הפתרונות מ -4.3. עבור כל סוג של מדגם מימי, השתמש בהתקן dropmaker טרי לחסל זיהום צולב. אסוף ~ 200 μl של אמולסיה מכל שילוב צבע לתוך מזרק ריק. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר 4 סוגי טיפות נאספו בתוך מזרק אוסף יחיד, לערבב את תחליב על ידי החלפה של מזרק שוב ושוב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חזור על שלבים 4.2-4.6 עם תמיסות מימיות המכילות 0.1, 1, 10, ו 100 ננומטר FITC ב PBS. </li></ol> 5. הכנסת סיב אופטי <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את שבב microfluidic מפוברק בשלב 2 על הבמה של מיקרוסקופ הפוכה יחד עם מצלמה דיגיטלית מסוגל &lt;100 μsec במהירויות תריס. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עבודה בזהירות מהצד, inseרט הסיב מצמיד את ליזר 473 ננומטר לתוך תעלה הרחוק זרם 120 מיקרומטר, נזהר שלא לנקב דרך לערוץ הנביעה העיקרי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנס את הסיבים מצמידים את ליזר 405 ננומטר לתוך תעלה הרחוק במורד זרם 120 מיקרומטר גבוה בצד, מתן מרווח סיבים של 300 מיקרומטר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנס את הסיב PMT מצמיד לתוך תעלה גבוה 220 מיקרומטר נורמלי סיבי עירור הליזר השני. </li></ol> 6. גילוי הקרינה של אמולסיות מעורבת <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הר מזרק 5 מ&quot;ל מלא HFE 7500 עם 2% fluorosurfactant יוניים כניסת שמן spacer של מכשיר איתור עם צינורות PE-2. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הר מזרק המכיל תחליב FITC / CB מעורבת על משאבת מזרק בכיוון אנכי ואת בני הזוג כניסת reinjection אגל של המכשיר באמצעות צינורות PE-2. חבר באורך של צינורות PE-2 מיציאת המכשיר מיכל פסולת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> התקן הראש על ידי הפעלת כל אחד המשאבות ב 1000 μl / hr עד ששנישמן טיפות נראים להיות שילוב קבוע במכשיר וזורם במורד הזרם. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> התאם את ספיקות כך שמן spacer פועל ב -6,000 μl / hr ואת טיפות ב 100 μl / hr, מתן מרווח משמעותי בין טיפות ארוכים באזור זיהוי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפעל לייזרים, להפעיל את תוכנית רכישת נתונים, ולהתאים את הרווח PMT לספק אותות כי הם יותר 100x הרצפה רעש הבסיס. התאם את כוח הליזר כך שכל פסגות הכפיל גלויים לעין על timetrace מדורג יחיד, באופן ליניארי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> רוכשת 60 שניות של timetrace מתח PMT ב kHz 20 לפחות. לייבא את הנתונים לתוכנה מחשוב כגון Matlab ולמדוד למרומי הפסגות של כפילויות רשמה באמצעות סקריפט תוכנית מחשוב מותאמים אישית. הערה: זה מסופק כמידע משלים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חזור על שלבי 6.2-6.7 באמצעות התחליב המעורב FITC בלבד שנוצר 4.7, עם הליזר 405 ננומטר כבוי. </li></ol>

<ol>
	<li>Teh, S. Y., Lin, R., Hung, L. H., Lee, A. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Droplet+microfluidics.">Droplet microfluidics.</a> Lab Chip. 8, 198-220 (2008).</li><li>Mazutis, L., Gilbert, J., Ung, W. L., Weitz, D. A., Griffiths, A. D., Heyman, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Single-cell+analysis+and+sorting+using+droplet-based+microfluidics.">Single-cell analysis and sorting using droplet-based microfluidics.</a> Nat Protocol. 8 (5), 870-891 (2013).</li><li>Hindson, B. J., Ness, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-throughput+droplet+digital+PCR+system+for+absolute+quantitation+of+DNA+copy+number.">High-throughput droplet digital PCR system for absolute quantitation of DNA copy number.</a> Anal Chem. 83, 8604-8610 (2011).</li><li>Agresti, J. J., Antipov, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ultrahigh-throughput+screening+in+drop-based+microfluidics+for+directed+evolution.">Ultrahigh-throughput screening in drop-based microfluidics for directed evolution.</a> Proc Nat Acad Sci USA. 107 (14), 4004 (2010).</li><li>Eastburn, D. J., Sciambi, A., Abate, A. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Picoinjection+Enables+Digital+Detection+of+RNA+with+Droplet+RT-PCR.">Picoinjection Enables Digital Detection of RNA with Droplet RT-PCR.</a> PLOS ONE. 8 (4), (2013).</li><li>Cole, R. H., de Lange, N., Gartner, Z. J., Abate, A. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Compact+and+modular+multicolour+fluorescence+detector+for+droplet+microfluidics.">Compact and modular multicolour fluorescence detector for droplet microfluidics.</a> Lab Chip. 15 (13), 2754-2758 (2015).</li><li>Guo, F., Lapsley, M. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+droplet-based,+optofluidic+device+for+high-throughput,+quantitative+bioanalysis.">A droplet-based, optofluidic device for high-throughput, quantitative bioanalysis.</a> Anal Chem. 84, 10745-10749 (2012).</li><li>. Lithography Available from: <a target="_blank" href="https://www.memsnet.org/mems/processes/lithography.html">https://www.memsnet.org/mems/processes/lithography.html</a> (2015)</li><li>DeJournette, C. J., Kim, J., Medlen, H., Li, X., Vincent, L. J., Easley, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Creating+Biocompatible+Oil-Water+Interfaces+without+Synthesis:+Direct+Interactions+between+Primary+Amines+and+Carboxylated+Perfluorocarbon+Surfactants.">Creating Biocompatible Oil-Water Interfaces without Synthesis: Direct Interactions between Primary Amines and Carboxylated Perfluorocarbon Surfactants.</a> Anal Chem. 85 (21), (2013).</li><li>Fallah-Araghi, A., Baret, J. C., Ryckelynck, M., Griffiths, A. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+completely+in+vitro+ultrahigh-throughput+droplet-based+microfluidic+screening+system+for+protein+engineering+and+directed+evolution.">A completely in vitro ultrahigh-throughput droplet-based microfluidic screening system for protein engineering and directed evolution.</a> Lab Chip. 12, 882 (2012).</li><li>Eastburn, D. J., Sciambi, A., Abate, A. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ultrahigh-Throughput+Mammalian+Single-Cell+Reverse-Transcriptase+Polymerase+Chain+Reaction+in+Microfluidic+Drops.">Ultrahigh-Throughput Mammalian Single-Cell Reverse-Transcriptase Polymerase Chain Reaction in Microfluidic Drops.</a> Anal Chem. 85 (16), 8016-8021 (2013).</li><li>Martini, J., Recht, M. I., Huck, M., Bern, M. W., Johnson, N. M., Kiesel, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Time+encoded+multicolor+fluorescence+detection+in+a+microfluidic+flow+cytometer.">Time encoded multicolor fluorescence detection in a microfluidic flow cytometer.</a> Lab Chip. 12 (23), 5057-5062 (2012).</li><li>Bliss, C. L., McMullin, J. N., Backhouse, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rapid+fabrication+of+a+microfluidic+device+with+integrated+optical+waveguides+for+DNA+fragment+analysis.">Rapid fabrication of a microfluidic device with integrated optical waveguides for DNA fragment analysis.</a> Lab Chip. 7 (10), 1280-1287 (2007).</li><li>Martinez Vazquez, R., Osellame, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optical+sensing+in+microfluidic+lab-on-a-chip+by+femtosecond-laser-written+waveguides.">Optical sensing in microfluidic lab-on-a-chip by femtosecond-laser-written waveguides.</a> Anal Bioanal Chem. 393, 1209-1216 (2009).</li><li>Vishnubhatla, K. C., Bellini, N., Ramponi, R., Cerullo, G., Osellame, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Shape+control+of+microchannels+fabricated+in+fused+silica+by+femtosecond+laser+irradiation+and+chemical+etching.">Shape control of microchannels fabricated in fused silica by femtosecond laser irradiation and chemical etching.</a> Opt Express. 17 (10), 8685-8695 (2009).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

זיהוי סיבים אופטיים דורש יישור של סיבים אופטיים ביחס לאפיקי נוזל. מאחר שהמכשיר שלנו מנצל ערוצי מדריך מפוברקים עם photolithography multilayer, שמה של מסכות ביחס לזה היא בעלת חשיבות רבה. אם ערוצי מדריך סיבים קרובים מדי לערוץ הנוזל, קיים פוטנציאל לדליפת נוזל; אם ערוצי המדריך ממוקמים ...

מיקרופלואידיקה אגל לתת במה ביולוגית קצב העברת נתונים גבוהה על ידי מידור ניסויים במספר רב של טיפות מימיות מרחפים מוביל שמן 1. טיפות שימשו עבור יישומים שונים כמו תא בודד ניתוח 2, תגובת שרשרת פולימראז דיגיטלי (PCR) 3, ואת האנזים האבולוציה 4. מבחני פלורסנט הם במצב הרגיל של גילוי מיקרופלואידיקה רביב, כאותות הבהירים שלהם ועל זמן תגובה מהירה תואמים גילוי כרכי אגל משנה nanoliter בשיעורי kilohertz. יישומים רבים דורשים גילוי קרינה עבור זמנית בשני צבעים לפחות. למשל, במעבדה שלנו בדרך כלל מבצעת PCR המופעל ניסויי מיון אגל המשתמשים ערוץ זיהוי אחד על התוצאה של assay, ומשתמשת לצבוע רקע משני לעשות אגל assay שלילי 5 ספיר. תחנות גילוי אופיינית עבור מיקרופלואידיקה אגל הם based על מיקרוסקופים epifluorescence, ודורשים מסובך תוכניות מניפולציות אור להציג אור עירור לייזרים מקום פנוי לתוך מיקרוסקופ להיות ממוקד על המדגם. לאחר הקרינה נפלטת מן אגל, האור לא זרח הנפלטים מסונן כך שכל ערוץ זיהוי מנצל צינור מכפיל אחד (PMT) התרכז להקה גל. מערכות epifluorescence זיהוי אופטי מבוסס מיקרוסקופ לספק חסם הכניסה בשל ההוצאה, מורכבותם, ונזקקו תחזוקה. סיבים אופטיים לספק את האמצעים לבנות ערכת זיהוי פשוטה וחזקה, מאז סיביים יכול להיות מוכנסים באופן ידני לתוך מכשירי microfluidic, יבטל את צורך ניתוב מבוסס אור במראה, ומאפשר נתיבי אור להתממשק באמצעות מחברי סיב אופטיים. במאמר זה נתאר את ההרכבה והבדיקה של ערכה קומפקטית ומודולרי לבצע גילוי קרינה ססגוני ידי ניצול מערך של סיבים אופטייםדה היחיד photodetector 6. סיבים אופטיים הם מצמידים את לייזרי פרט המוכנסים נורמלים ערוץ זרימה בצורת L ב קיזוז מרחבית רגיל. סיב אוסף קרינה מכוון במקביל באזורי העירור מחובר PMT יחיד. בגלל אגל עובר דרך קרן הליזר בזמנים שונים, נתונים שרשמו PMT מראים זמני לקזז המאפשר למשתמש להבחין בין הקרינה הנפלטת לאחר האגל שמתלהב כל קרן ליזר ברורה. משמרת זמנית זו מבטלת את הצורך להפריד אור נפלט אל PMTs הנפרד באמצעות סדרה של מראות dichroic ומסנן bandpass. כדי לאמת את היעילות של הגלאי, אנו לכמת קרינה באוכלוסיות אגל encapsulating צבעים של צבע ריכוז שונה. הרגישות של המערכת הוא נחקר לגילוי והעמסת צבע אחד, ומראה את היכולת לזהות טיפות עם ריכוזים עד 0.1 ננומטר, הופעות רגישות 200xovement לעומת גישות סיבים מבוסס האחרונות מהמדווח בספרות 7.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Photomasks</td>
			<td>CadArt Servcies</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3&#34; silicon wafers, P type, virgin test grade</td>
			<td>University Wafers</td>
			<td>447</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SU-8 3035</td>
			<td>Microchem</td>
			<td>Y311074</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SU-8 2050</td>
			<td>Microchem</td>
			<td>Y111072</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sylgard 184 silicone elastomer kit</td>
			<td>Krayden</td>
			<td>4019862</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1 ml syringes</td>
			<td>BD</td>
			<td>309628</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10 ml syringes</td>
			<td>BD</td>
			<td>309604</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>27 gaugue needles</td>
			<td>BD</td>
			<td>305109</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PE 2 polyethylene tubing</td>
			<td>Scientific Commodities, Inc.</td>
			<td>B31695-PE/2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Novec 7500</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>98-0212-2928-5</td>
			<td>Commonly knowns as HFE 7500</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ionic Krytox Surfactant</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Synthesis instructions in ref #10</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dextran- conjugated cascade blue dye</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>D-1976</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fluorescein sodium salt</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>28803</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Quad bandpass filter</td>
			<td>Semrock</td>
			<td>FF01-446/510/581/703-25</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PMT</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>PMM02</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fiber port</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>PAFA-X-4-A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>lens tube</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>SM1L05</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Patch cable with 200 um core / 225 um cladding optical fiber with one stripped end and one FC/PC connector</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>Custom</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Patch cable with 105 um core / 125 um cladding optical fiber with one stripped end and one FC/PC connector</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>Custom</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>125 um fiber stripping tool</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>T08S13</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>225 um fiber stripping tool</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>T10S13</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>laser fiber adapter</td>
			<td>OptoEngine</td>
			<td>FC/PC Adapter</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>405 nm CW laser at 50 mW</td>
			<td>OptoEngine</td>
			<td>MDL-III-405</td>
			<td>Distributor for CNI lasers</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>473 nm CW laser at 50 mW</td>
			<td>OptoEngine</td>
			<td>MLL-FN-473-50</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

multicolor fluorescence detection for droplet microfluidics using optical fibers

Fluorescence assays are the most common readouts used in droplet microfluidics due to their bright signals and fast time response. Applications such as multiplex assays, enzyme evolution, and molecular biology enhanced cell sorting require the detection of two or more colors of fluorescence. Standard multicolor detection systems that couple free space lasers to epifluorescence microscopes are bulky, expensive, and difficult to maintain. In this paper, we describe a scheme to perform multicolor detection by exciting discrete regions of a microfluidic channel with lasers coupled to optical fibers. Emitted light is collected by an optical fiber coupled to a single photodetector. Because the excitation occurs at different spatial locations, the identity of emitted light can be encoded as a temporal shift, eliminating the need for more complicated light filtering schemes. The system has been used to detect droplet populations containing four unique combinations of dyes and to detect sub-nanomolar concentrations of fluorescein.

המצאה של מכשיר PDMS המאפשר ההחדרה של סיבים אופטיים דורשת פרוצדורת photolithography רב שלבים ליצור ערוצי גובה שונה (איור 1). ראשית, 80 מיקרומטר שכבה גבוהה של SU-8 הוא הסתובב על גבי פרוסות סיליקון בדוגמת באמצעות מסכה כדי ליצור את גיאומטרית טיפול נוזל. הבא, ?...

Watch this Scientific Journal Video about Multicolor Fluorescence Detection for Droplet Microfluidics Using Optical Fibers at JoVE.com

Multicolor Fluorescence Detection for Droplet Microfluidics Using Optical Fibers

Multicolor fluorescence detection in droplet microfluidics typically involves bulky and complex epifluorescence microscope-based detection systems. Here we describe a compact and modular multicolor detection scheme that utilizes an array of optical fibers to temporally encode multicolor data collected by a single photodetector.

ססגוניות קרינת איתור עבור מיקרופלואידיקה אגל באמצעות סיבים אופטיים

Fluorescence assays are the most common readouts used in droplet microfluidics due to their bright signals and fast time response. Applications such as ...

multicolor-fluorescence-detection-for-droplet-microfluidics-using

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Bioengineering

10.4K Views.  University of California, San Francisco. Multicolor fluorescence detection in droplet microfluidics typically involves bulky and complex epifluorescence microscope-based detection systems. Here we describe a compact and modular multicolor detection scheme that utilizes an array of optical fibers to temporally encode multicolor data collected by a single photodetector.

Video: Multicolor Fluorescence Detection for Droplet Microfluidics Using Optical Fibers

Fluorescence detection methods for microfluidic droplet platforms

The development of microfluidic platforms for performing chemistry and biology has in large part been driven by a range of potential benefits that accompany system miniaturisation. Advantages include the ability to efficiently process nano- to femoto- liter volumes of sample, facile integration of functional components, an intrinsic predisposition towards large-scale multiplexing, enhanced analytical throughput, improved control and reduced instrumental footprints.1
In recent years much interest has focussed on the development of droplet-based (or segmented flow) microfluidic systems and their potential as platforms in high-throughput experimentation.2-4 Here water-in-oil emulsions are made to spontaneously form in microfluidic channels as a result of capillary instabilities between the two immiscible phases. Importantly, microdroplets of precisely defined volumes and compositions can be generated at frequencies of several kHz. Furthermore, by encapsulating reagents of interest within isolated compartments separated by a continuous immiscible phase, both sample cross-talk and dispersion (diffusion- and Taylor-based) can be eliminated, which leads to minimal cross-contamination and the ability to time analytical processes with great accuracy. Additionally, since there is no contact between the contents of the droplets and the channel walls (which are wetted by the continuous phase) absorption and loss of reagents on the channel walls is prevented.
Once droplets of this kind have been generated and processed, it is necessary to extract the required analytical information. In this respect the detection method of choice should be rapid, provide high-sensitivity and low limits of detection, be applicable to a range of molecular species, be non-destructive and be able to be integrated with microfluidic devices in a facile manner. To address this need we have developed a suite of experimental tools and protocols that enable the extraction of large amounts of photophysical information from small-volume environments, and are applicable to the analysis of a wide range of physical, chemical and biological parameters. Herein two examples of these methods are presented and applied to the detection of single cells and the mapping of mixing processes inside picoliter-volume droplets. We report the entire experimental process including microfluidic chip fabrication, the optical setup and the process of droplet generation and detection.

Droplet-based microfluidic platforms are promising candidates for high throughput experimentation since they are able to generate picoliter, self-compartmentalized vessels inexpensively at kHz rates. Through integration with fast, sensitive and high resolution fluorescence spectroscopic methods, the large amounts of information generated within these systems can be efficiently extracted, harnessed and utilized.

שיטות גילוי הקרינה לפלטפורמות אגל microfluidic

The development of microfluidic platforms for performing chemistry and biology has in large part been driven by a range of potential benefits that ...

A Cre-Lox P Recombination Approach for the Detection of Cell Fusion In Vivo

The ability of two or more cells of the same type to fuse has been utilized in metazoans throughout evolution to form many complex organs, including skeletal muscle, bone and placenta. Contemporary studies demonstrate fusion of cells of the same type confers enhanced function. For example, when the trophoblast cells of the placenta fuse to form the syncytiotrophoblast, the syncytiotrophoblast is better able to transport nutrients and hormones across the maternal-fetal barrier than unfused trophoblasts1-4. More recent studies demonstrate fusion of cells of different types can direct cell fate. The "reversion" or modification of cell fate by fusion was once thought to be limited to cell culture systems. But the advent of stem cell transplantation led to the discovery by us and others that stem cells can fuse with somatic cells in vivo and that fusion facilitates stem cell differentiation5-7. Thus, cell fusion is a regulated process capable of promoting cell survival and differentiation and thus could be of central importance for development, repair of tissues and even the pathogenesis of disease.
Limiting the study of cell fusion, is lack of appropriate technology to 1) accurately identify fusion products and to 2) track fusion products over time. Here we present a novel approach to address both limitations via induction of bioluminescence upon fusion (Figure 1); bioluminescence can be detected with high sensitivity in vivo8-15. We utilize a construct encoding the firefly luciferase (Photinus pyralis) gene placed adjacent to a stop codon flanked by LoxP sequences. When cells expressing this gene fuse with cells expressing the Cre recombinase protein, the LoxP sites are cleaved and the stop signal is excised allowing transcription of luciferase. Because the signal is inducible, the incidence of false-positive signals is very low. Unlike existing methods which utilize the Cre/LoxP system16, 17, we have incorporated a "living" detection signal and thereby afford for the first time the opportunity to track the kinetics of cell fusion in vivo.
To demonstrate the approach, mice ubiquitously expressing Cre recombinase served as recipients of stem cells transfected with a construct to express luciferase downstream of a floxed stop codon. Stem cells were transplanted via intramyocardial injection and after transplantation intravital image analysis was conducted to track the presence of fusion products in the heart and surrounding tissues over time. This approach could be adapted to analyze cell fusion in any tissue type at any stage of development, disease or adult tissue repair.

A Cre-Lox P Recombination Approach for the Detection of Cell Fusion In Vivo

A method to track cell fusion in living organisms over time is described. The approach utilizes Cre-LoxP recombination to induce luciferase expression upon cell fusion. The luminescent signal generated can be detected in living organisms using biophotonic imaging systems with a sensitivity of detection of &tilde;1,000 cells in peripheral tissues.

Cre-P לקס גישה רקומבינציה לצורך זיהוי של Fusion Cell In vivo</em

The ability of two or more cells of the same type to fuse has been utilized in metazoans throughout evolution to form many complex organs, including ...

Optical Detection of E. coli Bacteria by Mesoporous Silicon Biosensors

A label-free optical biosensor based on a nanostructured porous Si is designed for rapid capture and detection of Escherichia coli K12 bacteria, as a model microorganism. The biosensor relies on direct binding of the target bacteria cells onto its surface, while no pretreatment (e.g.&#160;by cell lysis) of the studied sample is required. A mesoporous Si thin film is used as the optical transducer element of the biosensor. Under white light illumination, the porous layer displays well-resolved Fabry-P&#233;rot fringe patterns in its reflectivity spectrum. Applying a fast Fourier transform (FFT) to reflectivity data results in a single peak. Changes in the intensity of the FFT peak are monitored. Thus, target bacteria capture onto the biosensor surface, through antibody-antigen interactions, induces measurable changes in the intensity of the FFT peaks, allowing for a &#39;real time&#39; observation of bacteria attachment.
The mesoporous Si film, fabricated by an electrochemical anodization process, is conjugated with monoclonal antibodies, specific to the target bacteria. The immobilization, immunoactivity and specificity of the antibodies are confirmed by fluorescent labeling experiments. Once the biosensor is exposed to the target bacteria, the cells are directly captured onto the antibody-modified porous Si surface. These specific capturing events result in intensity changes in the thin-film optical interference spectrum of the biosensor. We demonstrate that these biosensors can detect relatively low bacteria concentrations (detection limit of 104 cells/ml) in less than an hour.

Optical Detection of E. coli Bacteria by Mesoporous Silicon Biosensors

A label-free optical biosensor for rapid bacteria detection is introduced. The biosensor is based on a nanostructured porous Si, which is designed to directly capture the target bacteria cells onto its surface. We use monoclonal antibodies, immobilized onto the porous transducer, as the capture probes. Our studies demonstrate the applicability of these biosensors for the detection of low bacterial concentrations within minutes with no prior sample processing (such as cell lysis).

זיהוי אופטי של<em&gt; א coli</em&gt; חיידקים על ידי Biosensors הסיליקון Mesoporous

A label-free optical biosensor based on a nanostructured porous Si is designed for rapid capture and detection of Escherichia coli K12 bacteria, as a ...

Using Microfluidics Chips for Live Imaging and Study of Injury Responses in Drosophila Larvae

Live imaging is an important technique for studying cell biological processes, however this can be challenging in live animals. The translucent cuticle of the Drosophila larva makes it an attractive model organism for live imaging studies. However, an important challenge for live imaging techniques is to noninvasively immobilize and position an animal on the microscope. This protocol presents a simple and easy to use method for immobilizing and imaging Drosophila larvae on a polydimethylsiloxane (PDMS) microfluidic device, which we call the 'larva chip'. The larva chip is comprised of a snug-fitting PDMS microchamber that is attached to a thin glass coverslip, which, upon application of a vacuum via a syringe, immobilizes the animal and brings ventral structures such as the nerve cord, segmental nerves, and body wall muscles, within close proximity to the coverslip. This allows for high-resolution imaging, and importantly, avoids the use of anesthetics and chemicals, which facilitates the study of a broad range of physiological processes. Since larvae recover easily from the immobilization, they can be readily subjected to multiple imaging sessions. This allows for longitudinal studies over time courses ranging from hours to days. This protocol describes step-by-step how to prepare the chip and how to utilize the chip for live imaging of neuronal events in 3rd instar larvae. These events include the rapid transport of organelles in axons, calcium responses to injury, and time-lapse studies of the trafficking of photo-convertible proteins over long distances and time scales. Another application of the chip is to study regenerative and degenerative responses to axonal injury, so the second part of this protocol describes a new and simple procedure for injuring axons within peripheral nerves by a segmental nerve crush.

Using Microfluidics Chips for Live Imaging and Study of Injury Responses in Drosophila Larvae

Drosophila larvae are an attractive model system for live imaging due to their translucent cuticle and powerful genetics. This protocol describes how to utilize a single-layer PDMS device, called the &#39;larva chip&#39; for live imaging of cellular processes within neurons of 3rd instar Drosophila larvae.

באמצעות שבבי מיקרופלואידיקה עבור הדמית חיה וחקר תגובות פגיעה ב<em&gt; דרוזופילה</em&gt; זחלים

Live imaging is an important technique for studying cell biological processes, however this can be challenging in live animals. The translucent cuticle of ...

The Submerged Printing of Cells onto a Modified Surface Using a Continuous Flow Microspotter

The printing of cells for microarray applications possesses significant challenges including the problem of maintaining physiologically relevant cell phenotype after printing, poor organization and distribution of desired cells, and the inability to deliver drugs and/or nutrients to targeted areas in the array. Our 3D microfluidic printing technology is uniquely capable of sealing and printing arrays of cells onto submerged surfaces in an automated and multiplexed manner. The design of the microfluidic cell array (MFCA) 3D fluidics enables the printhead tip to be lowered into a liquid-filled well or dish and compressed against a surface to form a seal. The soft silicone tip of the printhead behaves like a gasket and is able to form a reversible seal by applying pressure or backing away. Other cells printing technologies such as pin or ink-jet printers are unable to print in submerged applications. Submerged surface printing is essential to maintain phenotypes of cells and to monitor these cells on a surface without disturbing the material surface characteristics. By printing onto submerged surfaces, cell microarrays are produced that allow for drug screening and cytotoxicity assessment in a multitude of areas including cancer, diabetes, inflammation, infections, and cardiovascular disease.

This 3D microfluidic printing technology prints arrays of cells onto submerged surfaces. We describe how arrays of cells are delivered microfluidically in 3D flow cells onto submerged surfaces. By printing onto submerged surfaces, cell microarrays were produced that allow for drug screening and cytotoxicity assessment in a multitude of areas.

הדפסה השקועה של תאים על גבי משטח שונה באמצעות זרימת Microspotter רציפה

The printing of cells for microarray applications possesses significant challenges including the problem of maintaining physiologically relevant cell ...

3D Orbital Tracking in a Modified Two-photon Microscope: An Application to the Tracking of Intracellular Vesicles

The objective of this video protocol is to discuss how to perform and analyze a three-dimensional fluorescent orbital particle tracking experiment using a modified two-photon microscope1. As opposed to conventional approaches (raster scan or wide field based on a stack of frames), the 3D orbital tracking allows to localize and follow with a high spatial (10 nm accuracy) and temporal resolution (50 Hz frequency response) the 3D displacement of a moving fluorescent particle on length-scales of hundreds of microns2. The method is based on a feedback algorithm that controls the hardware of a two-photon laser scanning microscope in order to perform a circular orbit around the object to be tracked: the feedback mechanism will maintain the fluorescent object in the center by controlling the displacement of the scanning beam3-5. To demonstrate the advantages of this technique, we followed a fast moving organelle, the lysosome, within a living cell6,7. Cells were plated according to standard protocols, and stained using a commercially lysosome dye. We discuss briefly the hardware configuration and in more detail the control software, to perform a 3D orbital tracking experiment inside living cells. We discuss in detail the parameters required in order to control the scanning microscope and enable the motion of the beam in a closed orbit around the particle. We conclude by demonstrating how this method can be effectively used to track the fast motion of a labeled lysosome along microtubules in 3D within a live cell. Lysosomes can move with speeds in the range of 0.4-0.5 &#181;m/sec, typically displaying a directed motion along the microtubule network8.

In this video protocol we track - at high speed and in three dimensions - fluorescently labeled lysosomes within living cells, using the orbital tracking method in a modified two-photon microscope.

3D Orbital מעקב במיקרוסקופ שני פוטונים השתנה: בקשה למעקב של תאיים שלפוחית

The objective of this video protocol is to discuss how to perform and analyze a three-dimensional fluorescent orbital particle tracking experiment using a ...

From Fast Fluorescence Imaging to Molecular Diffusion Law on Live Cell Membranes in a Commercial Microscope

It has become increasingly evident that the spatial distribution and the motion of membrane components like lipids and proteins are key factors in the regulation of many cellular functions. However, due to the fast dynamics and the tiny structures involved, a very high spatio-temporal resolution is required to catch the real behavior of molecules. Here we present the experimental protocol for studying the dynamics of fluorescently-labeled plasma-membrane proteins and lipids in live cells with high spatiotemporal resolution. Notably, this approach doesn&#8217;t need to track each molecule, but it calculates population behavior using all molecules in a given region of the membrane. The starting point is a fast imaging of a given region on the membrane. Afterwards, a complete spatio-temporal autocorrelation function is calculated correlating acquired images at increasing time delays, for example each 2, 3, n repetitions. It is possible to demonstrate that the width of the peak of the spatial autocorrelation function increases at increasing time delay as a function of particle movement due to diffusion. Therefore, fitting of the series of autocorrelation functions enables to extract the actual protein mean square displacement from imaging (iMSD), here presented in the form of apparent diffusivity vs average displacement. This yields a quantitative view of the average dynamics of single molecules with nanometer accuracy. By using a GFP-tagged variant of the Transferrin Receptor (TfR) and an ATTO488 labeled 1-palmitoyl-2-hydroxy-sn-glycero-3-phosphoethanolamine (PPE) it is possible to observe the spatiotemporal regulation of protein and lipid diffusion on &#181;m-sized membrane regions in the micro-to-milli-second time range.

Spatial distribution and temporal dynamics of plasma membrane proteins and lipids is a hot topic in biology. Here this issue is addressed by a spatio-temporal image fluctuation analysis that provides conceptually the same physical quantities of single particle tracking, but it uses small molecular labels and standard microscopy setups.

מהדמיה מהירה פלואורסצנטי לחוק דיפוזיה מולקולרי בקרום תא חי במיקרוסקופ מסחרי

It has become increasingly evident that the spatial distribution and the motion of membrane components like lipids and proteins are key factors in the ...

Label-free Single Molecule Detection Using Microtoroid Optical Resonators

Detecting small concentrations of molecules down to the single molecule limit has impact on areas such as early detection of disease, and fundamental studies on the behavior of molecules. Single molecule detection techniques commonly utilize labels such as fluorescent tags or quantum dots, however, labels are not always available, increase cost and complexity, and can perturb the events being studied. Optical resonators have emerged as a promising means to detect single molecules without the use of labels. Currently the smallest particle detected by a non-plasmonically-enhanced bare optical resonator system in solution is a 25 nm polystyrene sphere1. We have developed a technique known as Frequency Locking Optical Whispering Evanescent Resonator (FLOWER) that can surpass this limit and achieve label-free single molecule detection in aqueous solution2. As signal strength scales with particle volume, our work represents a &#62; 100x improvement in the signal to noise ratio (SNR) over the current state of the art. Here the procedures behind FLOWER are presented in an effort to increase its usage in the field.

We have developed a label-free biosensing system based on optical resonator technology known as Frequency Locking Optical Whispering Evanescent Resonator (FLOWER) that is capable of detecting single molecules in solution. Here the procedures behind this work are described and presented.

ללא תווית מולקולה בודדת איתור באמצעות תהודה אופטית Microtoroid

Detecting small concentrations of molecules down to the single molecule limit has impact on areas such as early detection of disease, and fundamental ...

Circulating MicroRNA Quantification Using DNA-binding Dye Chemistry and Droplet Digital PCR

Circulating (of cell-free) microRNAs (miRNAs) are released from cells into the blood stream. The amount of specific microRNAs in the circulation has been linked to a disease state and has the potential to be used as disease biomarker. A sensitive and accurate method for circulating microRNA quantification using a dye-based chemistry and droplet digital PCR technology has been recently developed. Specifically, using Locked Nucleic Acid (LNA)-based miRNA-specific primers with a green fluorescent DNA-binding dye in a compatible droplet digital PCR system it is possible to obtain the absolute quantification of specific miRNAs. Here, we describe how performing this technique to assess miRNA amount in biological fluids, such as plasma and serum, is both feasible and effective.

A sensitive and accurate method for cell-free microRNAs quantification using a dye-based chemistry and droplet digital PCR technology is described.

במחזור כימות MicroRNA שימוש DNA מחייבת כימיה דיי PCR דיגיטלי אגל

Circulating (of cell-free) microRNAs (miRNAs) are released from cells into the blood stream. The amount of specific microRNAs in the circulation has been ...

Light-sheet Fluorescence Microscopy for the Study of the Murine Heart

Light-sheet fluorescence microscopy has been widely used for rapid image acquisition with a high axial resolution from micrometer to millimeter scale. Traditional light-sheet techniques involve the use of a single illumination beam directed orthogonally at sample tissue. Images of large samples that are produced using a single illumination beam contain stripes or artifacts and suffer from a reduced resolution due to the scattering and absorption of light by the tissue. This study uses a dual-sided illumination beam and a simplified CLARITY optical clearing technique for the murine heart. These techniques allow for deeper imaging by removing lipids from the heart and produce a large field of imaging, greater than 10 x 10 x 10 mm3. As a result, this strategy enables us to quantify the ventricular dimensions, track the cardiac lineage, and localize the spatial distribution of cardiac-specific proteins and ion-channels from the post-natal to adult mouse hearts with sufficient contrast and resolution.

This study uses a dual-sided illumination light-sheet fluorescence microscopy (LSFM) technique combined with optical clearing to study the murine heart.

מיקרוסקופ אור גיליונות פלורסצנטיות לחקר הלב מאתר

Light-sheet fluorescence microscopy has been widely used for rapid image acquisition with a high axial resolution from micrometer to millimeter scale. ...

ססגוניות קרינת איתור עבור מיקרופלואידיקה אגל באמצעות סיבים אופטיים

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video