The authors are grateful for the support from the Center for Predicative Medicine Animal Models (Carol Vanover, Ashley Biller and Jennifer Kraenzle) and Microbiology (Daniel Cramer and Julie Sotsky) Core Facilities. This work was supported by funding from the NIH (HHSN272201000033I to M.B.L and J.M.W.).

הערה: כל הנהלים שתוארו כאן היו נבדקו ואושרה על ידי האוניברסיטה לואיוויל הוועדה מוסדית בטיחות ביולוגית (פרוטוקול # 13-056) ומוסדי טיפול בבעלי חיים ושימוש הוועדה (פרוטוקול # 13-064). 1. הכנת צבע <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לדלל 0.1% (w / v) הצבעים קומסי בPBS ולסנן לעקר באמצעות מסנן מזרק 0.45 מיקרומטר. </li></ol> 2. הכנת Pseudomonas aeruginosa התרבות <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> 15 שעות לפני החדרה, לחסן 3 מיליליטר של תרבות מרק עם מושבת חיידקים בודדת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לגדול hr תרבות 15 על 37 מעלות צלזיוס על שייקר (200 סל&quot;ד). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צנטריפוגה מיליליטר 1 של התרבות בXG -1.5 מיליליטר צינור microfuge 12,000 למשך 30 שניות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את המדיום וresuspend את הכדור ב1ml של PBS. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לדלל aliquot של ההשעיה מניית חיידקי 1:10 ב PBS ולמדוד את OD 600 של ההשעיה חיידקים המדולל כדי לקבוע אתריכוז חיידקים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לדלל את ההשעיה מניית החיידקים בPBS לריכוז הרצוי של הבידוד חיידקים, באמצעות משלוח נפח של 50 μl חיסון IMIT. </li></ol> 3. IMIT החדרה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח קבוצה של עכברים לחדר אינדוקציה ההרדמה isoflurane ולהרדים באמצעות 2 - 3% תערובת isoflurane / חמצן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בתחילה הראשונית של הרגעה, עורף העכבר, מחזיק את העכבר זקוף, ולנהל 10 μl של פתרון לידוקאין 2% על ידי מחט gavage לחלק האחורי של הגרון ולאפשר הפתרון לניקוז עד למכסה הקנה. החזר את העכבר לתא ההרדמה. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאפשר מינימום של 5 דקות על מנת לאפשר לידוקאין ייכנס לתוקף מלא כחומר הרדמה מקומית. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כאשר עכברים השיגו את הרמה רצויה של הרגעה (קצב נשימה של ~ 60 פעימות לדקה), להפחית את isoflurane עד 2% כדי לשמור על הרגעה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צבע Preload או הבידוד חיידקים לתוך μl 250 גז חזקכושר מזרק דיוק עם מחט קהה ארוכה 22 G. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ראשון לצייר עד 150 μl של אוויר, הנמדד על ידי בוכנת הטפלון של המזרק. בשלב הבא, להכין 50 μl של הבידוד על ידי קידום בוכנת הטפלון מסימן 150 μl לציון 200 μl על גוף המזרק. הערה: כאשר המדגם ייפלט לעכבר מחובר לצינורות, ההשעיה 50 μl תימסר ראשונה, ואחריו 150 על כרית אוויר של μl אשר תפיץ הבידוד לאורך כל הריאה. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר עכבר אחד מחדר האינדוקציה ושכב פרקדן על פלטפורמת אינטובציה. לאבטח את העכבר לפלטפורמה ידי משדלת החותכות שלה עם טבעת O מחוברת לרצועה ולקרו, והאבטחה וולקרו לפלטפורמה. הרם את העכבר לשיפוע של 45 °. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> באמצעות המוליך כותנה מיקרו, לחזור בו מהלשון בתנועת גלגול, באמצעות היד הדומיננטית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עם nondominant היד, להשתמש בכושר Otoscope פועל עם מצפה אינטובציה לשני maintain הכחשה לשון ולדמיין את מייתרי הקול. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עם היד הדומיננטית, להשתמש חוט מדריך מושחל דרך 20 קטטר G לצנרר העכבר, ישיבה הצנתר עד לעומק 10 מ&quot;מ לתוך קנה הנשימה של העכבר (קטטר הוא בכושר עם שרוול סיליקון עם 10 מ&quot;מ של קטטר החשוף). הסר את otoscope / המצפה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ודא שהעכבר כבר מחובר לצינורות בצורה נכונה על ידי הבטחת קטטר עם nondominant היד בזמן מצרף אורך מחובר Luer של 1/16 &quot;צינורות שקופים המכילים צבע בצבע בקצרה. הערה: הצבע יהיה במהירות יעבור הלוך ושוב בתגובה לנשימה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אל תמשיך בצעדים הבאים אם אישור של אינטובציה לא הוקם בשלב זה. אם אינטובציה ניסתה לכפות נכשלה, לאפס את חוט קטטר ומדריך לניסיון נוסף אחד באינטובציה. הערה: זה unadvisable לנסות יותר משני intubations של עכבר בפגישה אחת מבלי לגרום לטראומה לעכבר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> המשךלאבטח את הצנתר עם nondominant היד תוך שהוא מחדיר את מזרק דיוק / מחט קהה המכילה את כרית השעיה / אוויר הנוזלית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לוותר נוזל / האוויר ישירות לתוך הריאות בתנועה חלקה אחת ולהסיר באופן מיידי את המחט / קטטר מהעכבר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> החזר את העכבר לכלוב ולאפשר התאוששות מן ההרדמה. </li></ol> 4. אפיון של משלוח IMT <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר החדרת IMIT, להרדים את העכבר על ידי CO 2 חנק בלאחר חיסון זמן מתאים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אבטח את העכבר מורדמים על קרש חיתוך ולהשרות את החזה והבטן עם 70% EtOH באמצעות בקבוק להשפריץ. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אם הערכת הפצת סוכן הדמיה של ברחבי הריאות, להסיר את הריאות מבעלי החיים באמצעות טכניקה סטרילית ולהציג את הריאות כמתאימות להדמיה. הערה:. ריאות יכולות להיות מוכנות לטכניקות צביעה היסטולוגית נוספות באמצעות קיבוע או הקפאה מתאים &lt;/ Li&gt; <li style=";text-align:right;direction:rtl"> אם הערכת נטל החיידקים של רקמת ריאה נגועה, להסיר את הריאות מבעלי החיים באמצעות טכניקה סטרילית. ריאות מקום לסטרילי, preweighed תיק מדגם 1 גר &#39;. לשקול ולהקליט את המשקל של תיק המדגם + ריאות. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הוסף 1 מיליליטר סטרילי 1X PBS על כל תיק מדגם + רקמות. יש לחתום מחדש תיק מדגם. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Homogenize רקמות על ידי עדין מתגלגלות פיפטה סרולוגית 25 מיליליטר מעל לכריות הדגימה + הרקמה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צור דילולים סידוריים של homogenate הריאות בPBS סטרילי וצלחת על צלחת אגר (LB, או כפי שמתאימים למיני חיידקים הנלמדים): <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לנהל דילול סדרתי של פי שש בצלחת גם 96 U-תחתונה על ידי pipettor רבת ערוצים ואז צלחת דגימות בשלושה עותקים על ידי רב-ערוצית בצלחת אגר. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> דגירה צלחות אגר לילה בשעה 37 ° C ולמנות יוצרי יחידות מושבה למחרת. </li></ol></li></ol>

<ol>
	<li>Reznik, G. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparative+anatomy,+physiology,+and+function+of+the+upper+respiratory+tract.">Comparative anatomy, physiology, and function of the upper respiratory tract.</a> Environ Health Perspect. 85, 171-176 (1990).</li><li>Hoyt, R. F. J., Hawkins, J. V., St. Clair, M. B., Kennet, M. B., Fox, J. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chapter+2.">Chapter 2.</a> The Mouse in Biomedical Research, Volume 2, Second Edition: Diseases (American College of Laboratory Animal Medicine). 2, 23-90 (2007).</li><li>Visweswaraiah, A., Novotny, L. A., Hjemdahl-Monsen, E. J., Bakaletz, L. O., Thanavala, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tracking+the+tissue+distribution+of+marker+dye+following+intranasal+delivery+in+mice+and+chinchillas:+a+multifactorial+analysis+of+parameters+affecting+nasal+retention.">Tracking the tissue distribution of marker dye following intranasal delivery in mice and chinchillas: a multifactorial analysis of parameters affecting nasal retention.</a> Vaccine. 20, 3209-3220 (2002).</li><li>Eyles, J. E., Spiers, I. D., Williamson, E. D., Alpar, H. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tissue+distribution+of+radioactivity+following+intranasal+administration+of+radioactive+microspheres.">Tissue distribution of radioactivity following intranasal administration of radioactive microspheres.</a> J Pharm Pharmacol. 53, 601-607 (2001).</li><li>Southam, D. S., Dolovich, M., O'Byrne, P. M., Inman, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Distribution+of+intranasal+instillations+in+mice:+effects+of+volume,+time,+body+position,+and+anesthesia.">Distribution of intranasal instillations in mice: effects of volume, time, body position, and anesthesia.</a> Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 282, 833-839 (2002).</li><li>Miller, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Visualization+of+murine+intranasal+dosing+efficiency+using+luminescent+Francisella+tularensis:+effect+of+instillation+volume+and+form+of+anesthesia.">Visualization of murine intranasal dosing efficiency using luminescent Francisella tularensis: effect of instillation volume and form of anesthesia.</a> PLoS ONE. 7, (2012).</li><li>Lathem, W. W., Crosby, S. D., Miller, V. L., Goldman, W. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Progression+of+primary+pneumonic+plague:+a+mouse+model+of+infection,+pathology,+and+bacterial+transcriptional+activity.">Progression of primary pneumonic plague: a mouse model of infection, pathology, and bacterial transcriptional activity.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 102, 17786-17791 (2005).</li><li>Warawa, J. M., Long, D., Rosenke, R., Gardner, D., Gherardini, F. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bioluminescent+diagnostic+imaging+to+characterize+altered+respiratory+tract+colonization+by+the+Burkholderia+pseudomallei+capsule+mutant.">Bioluminescent diagnostic imaging to characterize altered respiratory tract colonization by the Burkholderia pseudomallei capsule mutant.</a> Front Microbiol. 2, 133 (2011).</li><li>Gutierrez, M., Pfeffer, T. L., Warawa, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Type+3+Secretion+System+cluster+3+is+a+critical+virulence+determinant+for+lung-specific+melioidosis.">Type 3 Secretion System cluster 3 is a critical virulence determinant for lung-specific melioidosis.</a> Submitted. , (2014).</li><li>Fodah, R. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Correlation+of+Klebsiella+pneumoniae+comparative+genetic+analyses+with+virulence+profiles+in+a+murine+respiratory+disease+model.">Correlation of Klebsiella pneumoniae comparative genetic analyses with virulence profiles in a murine respiratory disease model.</a> PLoS ONE. In revision, (2014).</li><li>Soto-Montenegro, M. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assessment+of+airway+distribution+of+transnasal+solutions+in+mice+by+PET/CT+imaging.">Assessment of airway distribution of transnasal solutions in mice by PET/CT imaging.</a> Mol Imaging Biol. 11, 263-268 (2009).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

החדרת IMIT מציעה שיפורי מפתח למודלים של מחלות בדרכי הנשימה קיימות ביכולת להחדיר חומרים כימיים reproducibly ישירות לתוך הריאות. זוהי גישה מהירה הממוקמת באופן אידיאלי לצוות של שני חוקרים, שאחד מהם מנהל את הלוגיסטיקה של הרדמה וכליאה, ואחרת שמבצעת את טכניקת IMIT. מחקרים גדולים שיכולים להתבצע באמצעות IMIT עם מחויבות זמן ממוצעת של 3 - 2 דקות לכל עכבר. בגלל שהגישה עושה שימוש בisoflurane כחומר הרדמה, עכברים להתאושש במהירות מההרדמה, צמצום הזמן בעלי מעקב בעלי חיים באמצעות התאוששות. האספקט הכי המאתגר מבחינה טכנית של שיטת IMIT הוא השלב הראשוני של intubating עכברים. אנשים לומדים לבצע IMIT יכולים להתמקד בשלב זה ראשון של מיקום קטטר והבטחת אינטובציה שהושג באמצעות האישור החזותי של תנועת צבע. היתרון של הגישה הוא שריאות המפרטהחדרת ific מובטחת באמצעות שימוש באישור לאינטובציה, מה שמגביר את אמונן של החוקר החדש, כמו גם המומחה מנסה צנרר חיה קשה. המרכיבים העיקריים של אופטימיזציה של הסבירות לאינטובציה מוצלחת הם: א) השיג הרגעה עמוקה כדי לאפשר זמן עבודה מספק, ii) מיקום נכון של המצפה בפה כדי לאפשר הדמיה טובה של מכסה הקנה, iii) מיקום עומק טוב של מצפה כך שהלשון נשארה חזרה לאורך כל ההליך, וiv) שימוש בפלטפורמת ההטיה לתמוך ידיו של החוקר, כך שההליך מתנהל רגוע ועם גישה קבועה. אחת המגבלות של הליך IMIT קשור לשכיחות של אירועי החדרת IMIT. בשל הטראומה הפוטנציאלית הקשורים עם אינטובציה החמיצה, זה לא מומלץ שיותר משני ניסיונות אינטובציה ייערכו בפגישה אחת (עד שתי החטאות). IMITיש פוטנציאל מצוין ביכולתה לשמש כדי לספק תרופות לריאות העכבריות, משטרי טיפול זאת אשר עושים שימוש במשלוח תכוף מאוד של מגיב לריאות לא יכול להיות מתאים לIMIT. זה יכול להיות אפשרי, כי IMIT יכול לשמש יומי כדי לספק חומרים כימיים לתוך ריאות עכבריות מבלי לגרום לטראומה משמעותית, אבל הוא חשב רק כאשר שנערך על ידי חוקר מיומן, כמו רוב הטראומה יחד עם אינטובציה להיות מזוהה עם אירוע אינטובציה החמיץ . IMIT בתדר גבוה כזה יש לדון עם וטרינרים מקומיים וIACUC. מגבלה פוטנציאלית נוספת של IMIT היא בגודל של העכבר אשר נמצאת בתהליך מונשם. הליך IMIT שתואר לעיל פותח באמצעות עכברים של כ 17-22 g, שבו קטטר 20 G נמצא בגודל מתאים לקנה הנשימה של עכברים בטווח גדלים זה. צנתרים גדולים יותר היו בשימוש בהצלחה בעכברים מבוגרים; הפיתוח הראשוני של מטר IMITשימוש ADE של קטטר G 18 בעכברים / ג BALB שהם&gt; 20 גרמו. חשוב לציין, אם גדלי צנתר חלופיים משמשים, צריכים להיות שמקורו מחטים קהות אשר מתאימה לומן של הצנתר והם גזומים לאורך המשתרע רק 1 מ&quot;מ מעבר לקצה הצנתר. אינטובציה של עכברים קטנים יותר מ -17 גר &#39;עשויה להיות אפשרית אבל לא מומלצת בשל המומחיות הנדרשת, ותדרוש שימוש בצנתרים ומצפה מאשר תוארו לעיל קטנים יותר. יש לנו להשתמש IMIT למסירה של כמה פתוגנים נשימה בנוסף לפ aeruginosa, כולל ב &#39; pseudomallei 9 וקלבסיאלה pneumoniae 10. מודל IMIT עשה התקדמות חשובה למחקריהם של ב &#39;שלנו מחלות בדרכי הנשימה pseudomallei, לאחר שזיהו כי חיסון intranasal גורם תחלואה מוקדמת, אגדתי-קשורה של עכברים ולא נקודת סיום המחלה המערכתית שנצפתה במחלות של בני אדם 9. ב pseudomallei היא אין תמיכה בבחירה Tier 1סוכן לא של השפעת ההגנה מפני טרור ביולוגי, וכפי שמודלים כאלה, נשימה מחלה מפותחים עבור חשיפת תרסיס שמודלי מסלול הגנה מפני טרור ביולוגי הקשורים פוטנציאל של כניסה לפתוגנים מעובדים לנשק. מכיוון שמודלי תרסיס הנוכחיים לגרום לזיהום של שתי אגד וLRT, אותו פנוטיפים תחלואה מוקדמת הפוטנציאל זיהינו למודל אינטרה-ב &#39; מחלות בדרכי הנשימה pseudomallei עשויות לחול על מודל התרסיס. הסתגלות עתידית של מודל IMIT יכולה להיות משלוח בתיווך אינטובציה תרסיס (עימאד), שבו עכברים מחוברים לצינורות לאספקת תרסיס היעד רק לריאות. מאווררים מכאניים זמינים כעת כדי לשמור על ההרדמה isoflurane, אשר יכול להיות מותאמת כדי לספק ולא מבוסס נוזל אתגר תרסיס,, מחולל מחלה. IMIT פותח בתחילה כגישה כדי לייעל את המשלוח של חיידקים לריאות, אבל יש גם בקשה למשלוח של חומרים כימיים אחרים לריאות העכבר. כדיסקלל מעל, משלוח אינטרה של תרכובות לתוצאות עכברים ביעילות נמוכה, משלוח משתנה מאוד של חומרים כימיים לאיבר המטרה של הריאה. משלוח אינטרה של חומרים כימיים הדמיה Positron פליטת טומוגרפיה (PET) לריאות העכבריות הניב 40% יעילות משלוח 11, בעוד שאנחנו הוכחנו כי IMIT מציע אלטרנטיבה מצוינת למסירת ריאה אחרת מתקרבת עם 98% יעילותה&gt; משלוח והפצת multilobar. שיפור באספקה ​​ממוקדת לריאה זו יש הפוטנציאל להגדיל את שחזור של מסירה טיפולית לטיפול במחלת ריאות. IMIT דומה אפשר להציע הטבות ללימודים של: א) ההשפעה של חומרים מגרים ריאות סביבתיות, מחקרים פנוטיפי ii) סרטן ריאות, iii) siRNA ריאות ספציפיות לדפוק למטה.

עכברים כבר משמשים מודל ביטויים רבים אדם מחלה, כוללים מספר עצום של מחלות בדרכי הנשימה. מודלים של מחלות פונדקאיות הם לעתים קרובות מסוגלים לשחזר את כל ההיבטים של מחלת מודל, בדרך כלל עקב פיסיולוגי חשוב או הבדלים חיסוניים בשני דגמי המארח. כך, במטרה לשפר את מערכות מודל היא לפתח גישות שתאפשרנה תחליפים לשקף באופן הדוק יותר תהליך מחלה או לארח תגובה כפי שנצפו במערכת המארח המקורית. ישנם מספר הבדלים עיקריים פיסיולוגיים בין עכברים ובני האדם במנגנון שבאמצעותו הם השראה לאוויר. כלולים בהבדלים אלה הבדלי ratiometric משמעותיים בגודל בין אגד ורכבת הקלה. הערכה הוא שעכברים בעלי&gt; 100 לקפל את שטח הפנים אגדו לא ביחס לבני אדם, מנורמל נגד כולל 1,2 קיבולת ריאות. כך, turbinates האף של העכבר מאפשר סינון נרחב יותר של אוויר השראה כדי להקל על שיעור גדול בהרבה של breathing, אשר עשוי להשפיע באופן משמעותי על מחקרים של דלקת ריאות אם זיהום של חלל האף משחק תפקיד משמעותי בהתקדמות מחלה. מספר גישות שונות נוצלו כדי להחדיר חיידקים לריאות של עכברים ללמוד מחלות בדרכי הנשימה כמו בני-. הנפוץ ביותר של גישות אלו הוא חיסון אינטרה, שבו השעיה נוזלית מיושמת בnares אחד או שניהם של עכבר. בעוד פשוט יחסית, אזהרות כגון החדרת כמות וסוג של הרדמה המשמשת יכול להשפיע על היעילות של החדרה לרכבת הקלה באמצעות חיסון אינטרה-3-5. באופן ספציפי, מילר et al. הראה שהחדרת אינטרה של tularensis Francisella בכמויות פחות מ -50 μl לא הביא להחדרה של החיידקים לרכבת הקלה 6. הם התבוננו נוספים החדרת LRT טובה יותר בעת שימוש isoflurane בשאיפה לעומת הזריק קטמין / xylazine להרדמה. עם זאת, experienc שלנודואר עם חיסון intranasal Yersinia pestis מציין חיסון עקבי יותר יכול להיות מושגים באמצעות קטמין / xylazine לעומת isoflurane (MBL, נתונים שלא פורסמו). הבדלים אלו ניתן לייחס לפתוגן בשימוש או לשינוי בנהלי מעבדה, אבל חשוב להדגיש את השונות הפוטנציאליות בטכניקה זו. יתר על כן, ריאות שנקטפו זמן קצר לאחר תכנית החדרת אינטרה כי אחוז נמוך יחסי של הבידוד החיידקים הראשוני מגיע הריאות (במקרה של י &#39;pestis, רק 10% נמצאו 1 שעה לאחר החדרת 7), המצביעה על כך מספר רב של חיידקים יכול להישמר באגדתי (או נבלע בתוך מערכת העיכול). במודלים של מחלות מסוימות, בתצהיר משמעותי זו של חיידקים ברירית אגד לא יכול לבלבל את ההבנה של התקדמות המחלה שלנו, אם האורגניזם מסוגל מיישב את חלל האף העכברי באופן עקבי עם המחלות של בני האדם. לדוגמא, באמצעות in vivo &lt;/ Em&gt; הדמיה, היא נצפתה כי Burkholderia pseudomallei, שאינו ליישב אגדו לא האנושי, גורם לזיהום אופורטוניסטי מכריע של חלל האף העכברי כאשר נמסר על ידי שיטת החדרת אינטרה 8. שיטות אחרות לצורך הקניית חיידקים לריאות של עכברים גם להיות מועסקת במחקר מחלות מדבקות. עם זאת, בהשוואה להחדרת אינטרה שיטות אלה נוטים לדרוש מומחיות טכנית יותר ו / או ציוד יקר מבלי לבטל את הפוטנציאל לייזום זיהום במספר רב של אתרים (לדוגמא, בתרסיס [אגדתי ורכבת הקלה]; [מערכת עיכול ורכבת הקלה] transoral; וintratracheal כירורגית [רכבת קלה וזרם דם]). בהתחשב בסיבוכים האפשריים שיכול להיות קשורים לאתרים משניים לזיהום, שבקשנו לפתח גישת intratracheal שעוקף את אגד ומספקת הפתוגן ישירות לתוך הריאות של עכברים מורדמים, אבל גם מגביל inoculat בשוגגיון לתוך זרם הדם או במערכת עיכול. לצורך זה, intratracheal החדרת תיווך אינטובציה (IMIT) פותחה כהליך ניתוחי אשר מבטיח החדרת LRT של הבידוד על ידי הכללת שלב ביניים כדי לוודא מיקום צנתר נכון לפני החדרה. שיטה זו מתוארת באמצעות החדרת צבע להפגין חזותי הפצה רחבה של הבידוד לאורך כל הריאה, ופ החדרת aeruginosa כדי להדגים את האספקה ​​יעילה מאוד (&gt; 98% מהבידוד) של שיטה זו לריאות. חשוב לציין, בזמן שפותח במקור למסירה בקטריאלי, IMIT מציע גם כלי יעיל ל: i) החדרה של מולקולות שונות לחקר מודלים אחרים בדרכי הנשימה מחלה, ii) אספקה ​​טיפולית ריאות ספציפיות, וiii) את הלימודים בתפקוד ריאות בסיסיות, לרבות ממוקד משלוח siRNA לריאות.

<table><tbody><tr><td>Rodent, Tilting WorkStand</td><td>Hallowell EMC</td><td>000A3467</td><td>Base should be detached when working in a BSC</td></tr><tr><td>Operating Otoscope Head</td><td>Welch Allyn</td><td>21700</td><td></td></tr><tr><td>Otoscope 3.5 V Li Battery</td><td>Welch Allyn</td><td>71900</td><td></td></tr><tr><td>Mouse Intubation Specula short, Autoclaveable</td><td>Hallowell EMC</td><td>200A3589S</td><td></td></tr><tr><td>Incisor Loops</td><td>Hallowell EMC</td><td>210A3490A</td><td></td></tr><tr><td>Cotton fine tip applicator</td><td>Puritan</td><td>871-PC DBL&amp;nbsp;</td><td>Used for tongue retraction</td></tr><tr><td>I.V. Catheter, 20 G</td><td>Exel Int</td><td>26741</td><td>Optional: fit a silicon sleeve with 10 mm exposed catheter surface</td></tr><tr><td>Gas tight syringe, 250 ul</td><td>Hamilton</td><td>81120</td><td>Used for delivery of liquid inoculum by IMIT</td></tr><tr><td>Blunt Needle, 22 G</td><td>Hamilton</td><td>91022</td><td>Trim to length to protrude 1 mm from 20 G catheter</td></tr><tr><td>Guide wire (Fiber optic wire, 0.5 mm)</td><td>TheFiberOpticStore.com</td><td>FOF .50</td><td>Cut to 6&quot; length: used as guide wire for intubation</td></tr><tr><td>Tuberculin syringe, 1 ml</td><td>Becton Dickinson</td><td>309659</td><td>Assemble with fiber optic wire as guide wire</td></tr><tr><td>Brilliant Blue R (Coomassie)</td><td>Sigma</td><td>B0149</td><td></td></tr><tr><td>Tygon tubing, 1/16&quot;</td><td>Saint Gobain</td><td>ALC00002&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Male Luer 1/16&quot; barb</td><td>Cole Parmer</td><td>45503-22</td><td></td></tr><tr><td>Female Luer 1/16&quot; barb</td><td>Cole Parmer</td><td>45500-00</td><td></td></tr><tr><td>Lidocaine, USP</td><td>Spectrum</td><td>LI102</td><td>pH lidocaine into solution at 2%(w/v) pH7.0</td></tr><tr><td>Sample bag, 1 oz</td><td>Whirl-Pak</td><td>B01067</td><td></td></tr><tr><td>U-bottom 96 well plate, sterile</td><td>Greiner</td><td>650161</td><td></td></tr></tbody></table>

intubation-mediated intratracheal (imit) instillation: a noninvasive, lung-specific delivery system

מחקרי מחלות בדרכי הנשימה בדרך כלל כרוכים בשימוש במודלים עכבריים מערכות פונדקאיות. ואולם, יש הבדלים משמעותיים פיסיולוגיים בין העכברי ומערכות נשימה של אדם, ובמיוחד בשטחים שלהם בדרכי הנשימה העליונות (אגדו,). בחלק מהדגמים, הבדלים אלה בחלל האף העכברי יכולים להיות השפעה משמעותית על התקדמות מחלה ולהצגה בדרכי הנשימה התחתונה (LRT) בעת שימוש בטכניקות החדרת אינטרה, שעלול להגביל את התועלת של מודל העכבר ללמוד במחלות אלה. מסיבות אלה, זה יהיה יתרון לפתח טכניקה להחדיר חיידקים ישירות לתוך ריאות העכבר כדי ללמוד מחלה LRT בהיעדר המעורבות של אגד. יש לנו מכונים החדרת intratracheal תיווך אינטובציה טכניקת מסירה (IMIT,) ייחודית זה ריאות. טכניקה לא פולשנית זו מקטינה את הפוטנציאל להחדרה לזרם הדם, אשר יכול להתרחש במהלך traditi פולשניים יותרגישות onal כירורגית intratracheal זיהום, ומגביל את האפשרות של משלוח מערכת עיכול מקרי. IMIT הוא תהליך בן שני שלבים שבעכברים מונשמים ראשון, עם שלב ביניים כדי להבטיח מיקום קטטר נכון לתוך קנה הנשימה, ואחריו החדרת מחט בוטה לקטטר לתווך משלוח ישיר של חיידקים לריאות. גישה זו מאפשרת יעילות&gt; 98% מאספקה ​​לריאות עם הפצה מעולה של מגיב בכל הריאה. כך, IMIT מייצג גישה חדשנית ללימוד מחלה LRT ומשלוח טיפולי ישירות לתוך הריאות, שיפור על היכולת להשתמש בעכברים כממלאי מקום לחוות דעה על מחלת נשימה של אדם. יתר על כן, את הדיוק ואת שחזור של מערכת מסירה זה גם עושה את זה נוח לטוב תקני מעבדה עיסוק (GLPS), כמו גם אספקה ​​של מגוון רחב של חומרים כימיים הדורשים משלוח יעילות גבוה לריאות.

כדי להמחיש את הפצתו של חומר החדיר באמצעות שיטת IMIT, 50 μl של 0.1% לצבוע צבעי קומסי הוחדר לריאות של עכבר בהרדמה. העכבר היה מורדמים באופן מיידי והריאות הוסרו על ידי נתיחה לאחר מות סטרילי. איור 1 מציג שהצבע נמסר לכל אונות הריאה. כדי לקבוע את כמות החיידקים מועברת אל הריאות באמצעות שיטת IMIT, שלוש קבוצות של עכברים (N = 3) היו החדיר עם שלושה ריכוזים שונים של פ aeruginosa (x 1.21 x 10 8, 1.21x10 7, ו1.21 10 6 יחידות מושבה להרכיב [CFU] לכל 50 μl). מייד לאחר החדרת IMIT, עכברים מורדמים, ריאות הוסרו, ומספרי חיידקים נפקדו ובהשוואה לinoculums (איור 2). משלוח של הבידוד הוא יעיל ביותר באמצעות שיטה זו, עם&gt; 98% מהבידוד התאושש מהריאות של החדירבעלי חיים. יתר על כן, החדרת IMIT הייתה מאוד לשחזור, ללא קשר לריכוז של הבידוד (R 2 = 0.9951). <img alt="איור 1" src="/files/ftp_upload/52261/52261fig1highres.jpg" /> איור 1: החדרת IMIT מפיצה הבידוד לאורך כל ריאות ריאות מעכברים החדירו עם 50 μl של 0.1% צבע כחול תכנית הכחולה Coomassie מבריק מופץ בכל האונות.. <img alt="איור 2" src="/files/ftp_upload/52261/52261fig2highres.jpg" /> איור 2:. החדרת IMIT של חיידקים לריאות עכברים החדירו עם פ aeruginosa ואת מספר החיידקים החדירו לתוך הריאות (התחבר 10 CFU - התאושש) הושוו להערכת הבידוד (התחבר 10 CFU - נמסר). כל עיגול מייצג את CFU / הריאות של עכבר בודד (n = 3 עבור כלמינון חיידקים).

Watch this Scientific Journal Video about Intubation-mediated Intratracheal IMIT Instillation: A Noninvasive, Lung-specific Delivery System at JoVE.com

Intubation-mediated Intratracheal IMIT Instillation: A Noninvasive, Lung-specific Delivery System

intratracheal החדרת תיווך אינטובציה (IMIT) של חומרים כימיים היא שיטה מצוינת, לא פולשנית ללימוד מחלות בדרכי הנשימה, כמו גם שיטה להחדרת חומרים כימיים טיפוליים ישירות לתוך הריאות. זוהי שיטה מהירה ושחזור ביותר אשר מתאימה לניסויים פרה-קליניים.

Intratracheal החדרת תיווך אינטובציה (IMIT): מערכת לא פולשני, ריאות ספציפי משלוח

Respiratory disease studies typically involve the use of murine models as surrogate systems. However, there are significant physiologic differences ...

intubation-mediated-intratracheal-imit-instillation-noninvasive-lung

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Medicine

Intubation-mediated Intratracheal (IMIT) Instillation: A Noninvasive, Lung-specific Delivery System

24.2K Views.  University of Louisville Medical School.  intratracheal החדרת תיווך אינטובציה (IMIT) של חומרים כימיים היא שיטה מצוינת, לא פולשנית ללימוד מחלות בדרכי הנשימה, כמו גם שיטה להחדרת חומרים כימיים טיפוליים ישירות לתוך הריאות. זוהי שיטה מהירה ושחזור ביותר אשר מתאימה לניסויים פרה-קליניים. 

Video: Intubation-mediated Intratracheal IMIT Instillation: A Noninvasive, Lung-specific Delivery System

Non-surgical Intratracheal Instillation of Mice with Analysis of Lungs and Lung Draining Lymph Nodes by Flow Cytometry

Phagocytic cells such as alveolar macrophages and lung dendritic cells (LDCs) continuously sample antigens from the alveolar spaces in the 
lungs. LDCs, in particular, are known to migrate to the lung draining lymph nodes (LDLNs) where they present inhaled antigens to T cells initiating an 
appropriate immune response to a variety of immunogens1,2. To model interactions between the lungs and airborne antigens in mice, antigens can be 
administered intranasally1,3,4, intratracheally5 or as aerosols6. Delivery by each route involves distinct technical skills and limitations that need to be 
considered before designing an experiment. For example, intranasal and aerosolized exposure delivers antigens to both the lungs and the upper respiratory 
tract. Hence antigens can access the nasal associated lymphoid tissue (NALT)7, potentially complicating interpretation of the results. In addition, swallowing, 
sneezing and the breathing rate of the mouse may also lead to inconsistencies in the doses delivered. Although the involvement of the upper respiratory tract may 
be preferred for some studies, it can complicate experiments focusing on events specifically initiated in the lungs. In this setting, the intratracheal (i.t) 
route is preferable as it delivers test materials directly into the lungs and bypasses the NALT. Many i.t injection protocols involve either blind intubation of the 
trachea through the oral cavity or surgical exposure of the trachea to access the lungs. Herein, we describe a simple, consistent, non-surgical method for i.t 
instillation. The opening of the trachea is visualized using a laryngoscope and a bent gavage needle is then inserted directly into the trachea to deliver the 
innoculum. We also describe procedures for harvesting and processing of LDLNs and lungs for analysis of antigen trafficking by flow cytometry.

We illustrate non-surgical delivery of test materials into the lungs of anesthetized mice via the trachea. This method permits lung exposure to bacterial and viral pathogens, cytokines, antibodies, beads, chemicals, or dyes. We further describe harvesting and processing of lungs and lung draining lymph nodes (LDLNs) for flow cytometry.

לא ניתוחי Intratracheal החדרה של עכברים עם ניתוח ריאות וניקוז ריאות בלוטות הלימפה על ידי זרימת cytometry

Phagocytic cells such as alveolar macrophages and lung dendritic cells (LDCs) continuously sample antigens from the alveolar spaces in the 
lungs. LDCs, ...

Immunology and Infection

Noninvasive Intratracheal Intubation to Study the Pathology and Physiology of Mouse Lung

The use of a model that mimics the condition of lung diseases in humans is critical for studying the pathophysiology and/or etiology of a particular disease and for developing therapeutic intervention. With the increasing availability of knockout and transgenic derivatives, together with a vast amount of genetic information, mice provide one of the best models to study the molecular mechanisms underlying the pathology and physiology of lung diseases. Inhalation, intranasal instillation, intratracheal instillation, and intratracheal intubation are the most widely used techniques by a number of investigators to administer materials of interest to mouse lungs. There are pros and cons for each technique depending on the goals of a study. Here a noninvasive intratracheal intubation method that can directly deliver exogenous materials to mouse lungs is presented. This technique was applied to administer bleomycin to mouse lungs as a model to study pulmonary fibrosis.

The use of a model that mimics the condition of lung diseases in humans is critical for studying the pathophysiology and/or etiology of a particular disease and for developing therapeutic intervention. Here a noninvasive intratracheal intubation method that can directly deliver exogenous materials to mouse lungs is presented.

פולשנית Intratracheal אינטובציה ללמוד פתולוגיה והפיזיולוגיה של עכבר ריאות

The use of a model that mimics the condition of lung diseases in humans is critical for studying the pathophysiology and/or etiology of a particular ...

Direct Tracheal Instillation of Solutes into Mouse Lung

Intratracheal instillations deliver solutes directly into the lungs. This procedure targets the delivery of the instillate into the distal regions of the lung, and is therefore often incorporated in studies aimed at studying alveoli. We provide a detailed survival protocol for performing intratracheal instillations in mice. Using this approach, one can target delivery of test solutes or solids (such as lung therapeutics, surfactants, viruses, and small oligonucleotides) into the distal lung. Tracheal instillations may be the preferred methodology, over inhalation protocols that may primarily target the upper respiratory tract and possibly expose the investigator to potentially hazardous substances. Additionally, in using the tracheal instillation protocol, animals can fully recover from the non-invasive procedure. This allows for making subsequent physiological measurements on test animals, or reinstallation using the same animal. The amount of instillate introduced into the lung must be carefully determined and osmotically balanced to ensure animal recovery. Typically, 30-75 &mu;L instillate volume can be introduced into mouse lung.

Intratracheal instillations deliver solutes directly into the lungs. This procedure targets the delivery of the instillate into the distal regions of the lung, and is therefore often incorporated in studies aimed at studying alveoli. We provide a detailed survival protocol for performing intratracheal instillations in mice.

החדרה ישירה של קנה הנשימה אל הריאות מומסים עכבר

Intratracheal instillations deliver solutes directly into the lungs.  This procedure targets the delivery of the instillate into the distal regions of the ...

Biology

Instillation and Fixation Methods Useful in Mouse Lung Cancer Research

The ability to instill live agents, cells, or chemicals directly into the lung without injuring or killing the mice is an important tool in lung cancer research. Although there are a number of methods that have been published showing how to intubate mice for pulmonary function measurements, none are without potential problems for rapid tracheal instillation in large cohorts of mice. In the present paper, a simple and quick method is described that enables an investigator to carry out such instillations in an efficient manner. The method does not require any special tools or lighting and can be learned with very little practice. It involves anesthetizing a mouse, making a small incision in the neck to visualize the trachea, and then inserting an intravenous catheter directly. The small incision is quickly closed with tissue adhesive, and the mice are allowed to recover. A skilled student or technician can do instillations at an average rate of 2 min/mouse. Once the cancer is established, there is frequently a need for quantitative histologic analysis of the lungs. Traditionally pathologists usually do not bother to standardize lung inflation during fixation, and analyses are often based on a scoring system that can be quite subjective. While this may sometime be sufficiently adequate for gross estimates of the size of a lung tumor, any proper stereological quantification of lung structure or cells requires a reproducible fixation procedure and subsequent lung volume measurement. Here we describe simple reliable procedures for both fixing the lungs under pressure and then accurately measuring the fixed lung volume. The only requirement is a laboratory balance that is accurate over a range of 1 mg&#8211;300 g. The procedures presented here thus could greatly improve the ability to create, treat, and analyze lung cancers in mice.

The goal of this paper is to describe simple methods that will greatly aid in the setup and analysis of mouse lungs with lung cancer or other pathologies. We present 3 protocols to simply and reliably carry out lung instillations, fixation, and lung volume measurements.

שיטות החדרה וקיבוע שימושיות בחקר סרטן ריאות עכבר

The ability to instill live agents, cells, or chemicals directly into the lung without injuring or killing the mice is an important tool in lung cancer ...

An Improved Method for Rapid Intubation of the Trachea in Mice

Despite some anatomical and physiological differences, mouse models continue to be an essential tool for studying human lung disease. Bleomycin toxicity is a commonly used model to study both acute lung injury and fibrosis, and multiple methods have been developed for administering bleomycin (and other toxic agents) into the lungs. However, many of these approaches, such as transtracheal instillation, have inherent drawbacks, including the need for strong anesthetics and survival surgery. This paper reports a quick, reproducible method of intratracheal intubation that involves mild inhaled anesthesia, visualization of the trachea, and the use of a surrogate spirometer to confirm exposure. As a proof of concept, 8-12 week old C57BL/6 mice were administered either 2.0 U/kg of bleomycin or an equivalent volume of PBS, and both damage and fibrotic endpoints were measured post-exposure. This procedure allows researchers to treat a large cohort of mice in a relatively short period with little expense and minimal post-procedure care.

This article presents a rapid and simple method for administering bleomycin directly into the mouse trachea via intubation. Key advantages of this method are that it is highly reproducible, easy to master, and does not require specialized equipment or lengthy recovery times.

שיטה משופרת עבור אינטובציה מהירה של קנה הנשימה של עכברים

Despite some anatomical and physiological differences, mouse models continue to be an essential tool for studying human lung disease. Bleomycin toxicity ...

Direct Intrabronchial Administration to Improve the Selective Agent Deposition Within the Mouse Lung

Intratracheal (IT) administration of experimental agents is an essential technique in murine models of diffuse lung diseases, such as bleomycin-induced pulmonary fibrosis.&#160; However, distribution of intratracheally-administered agents to the distal mouse lung is often asymmetric, with lung parenchymal concentrations increased in the smaller (but equally accessible) left lung of the mouse.&#160; Described in this report is a novel intrabronchial (IB) approach to cannulate the left and/or right lungs of living mice non-operatively.&#160; It is also demonstrated how this approach can be used to selectively administer agents to one lung or adapted (via dose-adjusted IB delivery) to improve the left-right symmetry of lung delivery of experimental agents, thereby improving models of diffuse lung disease such as bleomycin-induced pulmonary fibrosis.

Intratracheal (IT) administration of experimental agents in mice often results in asymmetric delivery to the distal lungs.&#160; In this report, we describe a direct intrabronchial (IB) approach to cannulate each lung in living mice non-operatively.&#160; This approach can be used to selectively administer agents to one lung or may be adapted to improve the symmetric agent delivery to both lungs.

מינהל הארגון הישיר כדי לשפר את הסוכן הסלקטיבי התצהיר בתוך הריאה של העכבר

Intratracheal (IT) administration of experimental agents is an essential technique in murine models of diffuse lung diseases, such as bleomycin-induced ...

Intratracheal Administration of Dry Powder Formulation in Mice

In the development of inhalable dry powder formulations, it is essential to evaluate their biological activities in preclinical animal models. This paper introduces a noninvasive method of intratracheal delivery of dry powder formulation in mice. A dry powder loading device that consists of a 200 &#181;L gel loading pipette tip connected to an 1 mL syringe via a three-way stopcock is presented. A small amount of dry powder (1-2 mg) is loaded into the pipette tip and dispersed by 0.6 mL of air in the syringe. Because pipette tips are disposable and inexpensive, different dry powder formulations can be loaded into different tips in advance. Various formulations can be evaluated in the same animal experiment without device cleaning and dose refilling, thereby saving time and eliminating the risk of cross-contamination from residual powder. The extent of powder dispersion can be inspected by the amount of powder remaining in the pipette tip. A protocol of intubation in mouse with a custom-made light source and a guiding cannula is included. Proper intubation is one of the key factors that influences the intratracheal delivery of dry powder formulation to the deep lung region of the mouse.

Dry powder formulations for inhalation have great potential in treating respiratory diseases. Before entering human studies, it is necessary to evaluate the efficacy of the dry powder formulation in preclinical studies. A simple and noninvasive method of the administration of dry powder in mice through the intratracheal route is presented.

ניהול תוך-סחיר של ניסוח אבקה יבשה בעכברים

In the development of inhalable dry powder formulations, it is essential to evaluate their biological activities in preclinical animal models. This paper ...

A Minimally Invasive Method for Intratracheal Instillation of Drugs in Neonatal Rodents to Treat Lung Disease

Treatment of neonatal rodent with drugs instilled directly into the trachea could serve as a valuable tool to study the impact of a locally administered drug. This has direct translational impact because surfactant and drugs are administered locally into the lungs. Though the literature has many publications describing minimally invasive transoral intubation of adult mice and rats in therapeutic experiments, this approach in neonatal rat pups is lacking. The small size of orotracheal region/pharynx in the pups makes visualization of laryngeal lumen (vocal cords) difficult, contributing to the variable success rate of intratracheal drug delivery. We hereby demonstrate effective oral intubation of neonatal rat pup - a technique that is non-traumatic and minimally-invasive, so that it can be used for serial administration of drugs. We used an operating otoscope with an illumination system and a magnifying lens to visualize the tracheal opening of the rat neonates. The drug is then instilled using a 1 mL syringe connected to a pipette tip. The accuracy of the delivery method was demonstrated using Evans blue dye administration. This method is easy to get trained in and could serve as an effective way to instill drugs into trachea. This method could also be used for administration of inoculum or agents to simulate disease conditions in animals and, also, for cell-based treatment strategies for various lung diseases.

This technique of instilling drugs directly into the trachea of neonatal rodents is important in studying the impact of locally administered drugs or biologicals on neonatal lung diseases. Additionally, this method can also be used for inducing lung injury in animal models.

שיטה זעיר פולשנית להחדרת תרופות תוך-רחמיות במכרסמים יילודים לטיפול במחלות ריאה

Treatment of neonatal rodent with drugs instilled directly into the trachea could serve as a valuable tool to study the impact of a locally administered ...

Simplifying Transcutaneous Intratracheal Drug Delivery in the Newborn Preterm Rabbit

Intratracheal (IT) drug delivery allows the direct delivery of pharmaceutical substances to the lung, maximizing potential pulmonary benefit and minimizing systemic drug exposure. The transcutaneous technique is simple and allows for the IT delivery of substances to the lung of prematurely born rabbits shortly after birth. Newborn pups are anesthetized with inhaled Isoflurane before being placed in a supine position with the neck extended. The larynx is identified and stabilized before transcutaneous placement of a 26-gauge (G) catheter into the trachea. Following catheterization of the trachea, a 30 G blunt needle attached to a Hamilton syringe is introduced into the IT catheter and is used for delivering a precise volume into the trachea during spontaneous respiration. After the IT injection is completed, the needle and catheter are withdrawn, and the pup is allowed to recover from anesthesia. Transcutaneous IT injection delivers a large proportion of the injected substance to the lung, with the majority remaining in the lung 3 hours after the intervention. The injections are well tolerated from the day of birth and can be repeated for multiple consecutive days without influencing survival. This technique can be used to investigate the effect of pharmaceutical agents on lung development and in the prevention of neonatal lung injury in preterm rabbits.

Transcutaneous intratracheal injection allows for effective intrapulmonary drug delivery during spontaneous respiration. Single and multiple injections are well tolerated with no effect on survival. The technique is simple to perform and can examine the effect of substances on lung development and the prevention of lung injury in newborn rabbits.

Intratracheal (IT) drug delivery allows the direct delivery of pharmaceutical substances to the lung, maximizing potential pulmonary benefit and ...

Noninvasive Intratracheal Lipopolysaccharide Instillation in Mice

The acute lung injury (ALI) mouse model induced by lipopolysaccharide (LPS) or endotoxin is still among the most commonly used models in animal studies of acute lung injury or acute inflammation. The current most commonly used methods in acute lung injury mouse models are an intraperitoneal injection of LPS and tracheostomy for the tracheal infusion of LPS. However, the former method lacks lung targeting and damages other organs, and the latter method induces operative trauma, infection risk, and a low survival rate. Here, we recommend a noninvasive oropharyngeal endotracheal intubation method for LPS instillation in mice. In this method, LPS is noninvasively introduced into the trachea through the oropharyngeal cavity to be instilled into the lung with the help of an apparatus for endotracheal intubation. This method not only assures lung targeting but also avoids damage and the risk of death in the animals. We expect that this approach will become widely used in the field of acute lung injury.

Here, we propose a protocol for intratracheal lipopolysaccharide (LPS) delivery via noninvasive oropharyngeal endotracheal intubation. This method minimizes the trauma of the surgical procedure for the animal and accurately delivers LPS to the trachea and then to the lungs.

החדרת ליפופוליסכריד תוך טרכאלי לא פולשני בעכברים

The acute lung injury (ALI) mouse model induced by lipopolysaccharide (LPS) or endotoxin is still among the most commonly used models in animal studies of ...