Lésion d’ischémie-reperfusion d’organe en simulant des changements hémodynamiques dans le modèle de greffe de foie de rat. Les dommages d’ischemia-reperfusion sont une application commune après transplantation de foie. Les patients présentant la participation extrahepatic d’organe tendent à rester plus longtemps à l’hôpital, dépensent plus et ont un pronostic plus mauvais.
Le développement de la complication est étroitement lié à la longueur de la phase anhepatic de la transplantation de foie. Cependant, la recherche fondamentale sur les dommages d’ischémie-reperfusion après transplantation de foie a prouvé que le taux de survie après transplantation de foie est inversement lié au degré de blessure aux organes extrahaptiques. Basé sur la définition de la phase anhaptique, nous avons simulé le changement hémodynamique dans la transplantation de foie ayant pour résultat des dommages d’ischémie-reperfusion des organes extrahaptiques.
De cet article est de fournir une description détaillée de la façon de construire un modèle animal de la phase anhaptique chez les rats, la recherche fondamentale sur les lésions ischémiques-reperfusion après la transplantation du foie. Le Dr Yuan Yuan est responsable de toutes les opérations vidéo sur animaux. Deux forceps ophtalmiques, droits et flexion, et lentille interoculaire, forceps IOL, ciseaux ophtalmiques, un à deux rétracteurs, coton-tiges, sutures chirurgicales 3-0, gaze iodoforme, aiguilles de suture, biosystèmes si nécessaire, et lentille interoculaire, forceps IOL est utilisé pour séparer les vaisseaux sanguins en raison de têtes rondes.
Machine d’anesthésie animale, machine de désarroiement, machine d’intégration, trancheur pathologique, machine congelée, trancheur de tissu, four de séchage à l’air, microscope optique neural, le scanner, enflurane pour l’anesthésie générale, solution de paraformaldéhyde de 4%, éthanol anyhydrous, xylène, cire de paraffine à haut rendement, solution de colorant d’hématoxyline-éosin, acide chlorhydrique, ammoniac, glissière, verre de couverture, gomme neutre et rééconts mourants, et matériaux consommables. Pipettes, centrifugeuse, analyseur biochimique automatique, alanine amino transferase, kit ALT, aspartate, amino transferase, kit AST, kit créatinine. Après pesage, les rats sont anesthésiés à l’isoflurane par une machine d’anesthésie animale.
Après la désinfection abdominale, faire une incision médiane de trois centimètres au-dessous du processus xiphoïde à l’aide de forceps et ciseaux. Ouvrez la cavité abdominale, exposez le foie à l’aide d’un rétracteur et mobilisez le ligament hépatogastrique. Utilisez des cotons-tiges pour retourner doucement le lobe moyen du foie et le tourner vers le haut pour exposer la porta habitis.
Identifiez le canal biliaire, la veine portail et l’artère hépatique. Poussez l’intestin grêle vers la cavité abdominale inférieure gauche à l’aide d’échanges de coton et déplacez le cava vena inférieur vers la veine rénale droite, isolez la veine portail, l’artère hépatique et le cava vena inférieur au-dessus de la veine rénale droite avec une lentille intraoculaire, IOL, forceps marqués d’un fil de soie 3-0 chacun avec un noeud de glissement. Coupez la peau de l’extrémité inférieure gauche et droite et exposez la veine fémorale à l’aide de forceps ophtalmiques.
Injectez lentement de l’héparine de faible poids moléculaire de 625 UI/kg par la veine fémorale pour hépariniser tout le corps. Ligate la veine portail, artère hépatique, et cava vena inférieur au-dessus de la veine rénale droite avec le nombre de sutures 3-0, d’une durée de 45 minutes. Remplacer l’intestin grêle dans la cavité abdominale et le couvrir de gaze.
L’anesthésie par inhalation est réduite pendant ces périodes. Après 45 minutes, relâchez la veine portail, l’artère hépatique et le cava vena inférieur au-dessus de la veine rénale droite. Suture le muscle et la peau couche par couche et mettre fin à l’anesthésie par inhalation.
Fournir une analgésie postopératoire à l’aide de morphine sous-cutanée de 5 mg/kg toutes les quatre heures Observez le rat jusqu’à ce qu’il soit éveillé et nourri sous une température de 25 plus ou moins deux degrés Celsius et une humidité de 50 plus ou moins 10 % Lampes de chauffage pour animaux est nécessaire. Dans ce modèle animal, les rats ont été répartis au hasard en cinq groupes selon l’ischémie pendant 15 minutes, je 15 groupe, 30 minutes, je 30 groupe, 45 minutes, je 45 groupe, 60 minutes, je 60, et un groupe factice avec 10 rats dans chaque groupe. Leur taux de survie de chaque groupe a été observé 14 jours après l’opération.
Tous les rats ont survécu dans les groupes I 15, I 30 et sham. Huit ont survécu pendant 14 jours dans le groupe I 45 et seulement deux ont survécu dans le groupe I 60. Les résultats ont suggéré que les rats pourraient tolérer la phase anhépatique pendant 45 minutes tout au plus.
Pendant l’expérience, Biosystems a été employé pour enregistrer les changements de la fréquence cardiaque et de la tension artérielle, l’intubation interne droite d’artère carotide avant et après la phase anhepatic. Nous avons constaté que la fréquence cardiaque et la pression artérielle moyenne, MAP des rats, ont changé de façon spectaculaire après ligature vasculaire. Après ligature, l’ischémie hépatique, la congestion, et l’oedème dans les intestins, les varices gastriques et la splendeur étaient évidents.
80 rats ont été répartis au hasard en huit groupes, y compris l’ischémie pendant 45 minutes, T0, reperfusion pendant six heures, T6, 12 heures, T12, 24 heures, T24, 48 heures, T48, 72 heures, T72, sept jours, T7, en 14 jours, T14, respectivement. Les tissus rénaux, pancréatique, intestin grêle, coeur et poumon ont été pris et tachés avec HE après que des rats aient été sacrifiés. À l’exception du cœur, des scores pathologiques ont été donnés selon les références, respectivement.
Les résultats ont prouvé que le temps de la blessure maximale des organes extrahepatic variait. C’était six à 24 heures après opération pour le pancréas et 24 à 48 heures pour les poumons. Le tractus intestinal et le rein ont été les plus gravement blessés après 45 minutes d’ischémie.
Il n’y avait aucune anomalie évidente de la muqueuse intestinale 24 heures après l’opération et les reins récupérés après 48 heures. Quant au coeur, avec le passage du temps après la reperfusion, la narcose locale de cellules myocardiques, la fragmentation et la dissolution cellulaires, l’infiltration inflammatoire de cellules, et la vasodilatation et la congestion locales ont été trouvées dans le tissu par 24 à 48 heures après l’opération. Le sérum a été rassemblé et les niveaux d’ALT, d’AST, de créatinine, et d’amylase ont été détectés par un analyseur biochimique automatique.
Tous les indicateurs ont culminé à 24 à 48 heures, contrairement aux changements pathologiques. Bien que les niveaux aient été fondamentalement normaux 48 heures après l’opération, les dommages pathologiques continuaient toujours. Pour résumer, le modèle chez les rats est simple et plus facile à utiliser sans microchirurgie et fournit la base à la recherche fondamentale de la lésion ischémique-reperfusion des organes extrahépatiques après ischémie hépatique.
