Name: renal ischaemia reperfusion injury: a mouse model of injury and regeneration
Uploaded: 2014-06-07T14:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 27 s
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The present study was supported by grants from Kidney Research UK (ST4/2011), the Cunningham Trust (CT11/14) and the Mrs EA Hogg's Charitable Trust.

NOTA:. Los experimentos con animales se realizaron de acuerdo con los lineamientos y regulaciones impuestas por la Ley de 1986 Animales (Procedimientos Científicos) Los procedimientos se llevaron a cabo utilizando (en autoclave) instrumentos y consumibles quirúrgicos estériles. Mientras que el modelo murino de IRI renal presenta aquí se realizó en un ratón Balb / c que puede aplicarse de forma reproducible en una variedad de cepas murinas de cualquier género típicamente entre 7 8 semanas de edad, macho - 15 semanas, siendo el óptimo edad 8 semanas. Los datos presentados en la sección de resultados representativos se obtuvo de tanto ratones Balb / c y ratones FVB. La aplicación de la solución salina calentada se utiliza para mantener los intestinos y el área quirúrgica húmedo, pero que se debe monitorizar cuidadosamente y se mantiene a un mínimo como la aplicación excesiva de líquidos puede conducir a una reducción de los artefactos del suero o plasma los niveles de creatinina, que es un importante lectura experimental. 1. Preparación de los animales y laparotomía &lt;ol&gt; <li> Se anestesia el ratón con clorhidrato de ketamina (70 mg / kg) y clorhidrato de medetomidina (1 mg / kg) por vía intraperitoneal y confirmar la profundidad de la anestesia por la pérdida de los reflejos por ejemplo pizca dedo del pie. La duración del plano anestésico resultante es de 4 horas. Esto es suficiente para llevar a cabo todo el procedimiento quirúrgico y no se requiere anestesia suplementaria. </li><li> Quite el pelo que rodea el área de la incisión, asegúrese que el área esté libre de cabello suelto, y desinfectar la piel del abdomen con una solución de clorhexidina diluida. </li><li> Coloca el ratón sobre un cojín quirúrgico climatizada en posición supina y fijar los miembros superiores e inferiores a la plataforma con cinta adhesiva de baja adherencia. Asegúrese de que las extremidades superiores se mantienen en una posición normal para evitar la compresión de pulmón. Durante todo el procedimiento monitorizar el ratón para quemaduras térmicas. Si es posible, se recomienda utilizar una fuente de calor no eléctrica. </li><li> Administrar el hidrocloruro de buprenorfina analgésica (0,06 mg / kg)subcutánea y aplicar lubricante ocular para los ojos para evitar que se seque la córnea. Los analgésicos se administran antes de la cirugía con el fin de ayudar a la recuperación post-quirúrgica. </li><li> Uso de una hoja de bisturí de separación tijeras tejido o hacer una incisión de laparotomía media y sin rodeos separa la piel del peritoneo. Esto permite que la piel y el peritoneo a ser suturadas por separado durante el cierre de la herida. Una incisión de la línea alba avascular se hace que da acceso a la cavidad peritoneal. </li><li> Para crear una vista clara del área quirúrgica insertar un retractor y cuelgue el ratón. </li></ol> 2. División del uréter y nefrectomía derecha <ol><li> Empuje suavemente los intestinos hacia el lado izquierdo de la cavidad abdominal con hisopos de algodón esterilizados en autoclave humedecidos con solución salina para exponer el riñón derecho y el uréter. Cubra los intestinos con cortinas humedecidas para evitar la desecación. </li><li> Levante el uréter derecho con una pinza en ángulo. Se une el uréter derecho dos veces con 6/0 silsutura trenzada a k. Para los experimentos a largo plazo, utilizar suturas absorbibles para todas las cirugías abdominales. </li><li> Divida el uréter entre las suturas. Mientras que la unión vesicoureteral debe evitar que la orina se escape en el peritoneo de la vejiga al uréter se une como una salvaguarda contra cualquier fuga después de la operación durante los experimentos a largo plazo. </li><li> Para permitir un acceso más fácil al realizar la nefrectomía derecha, empuje suavemente hacia arriba hígado y hacia la derecha con un bastoncillo de algodón humedecido y mantener en su lugar con una gasa humedecida para exponer la arteria renal derecha y la vena. </li><li> Francamente diseccionar el tejido conjuntivo y la grasa a lo largo de la cara medial del riñón derecho hasta la arteria renal derecha y la vena. </li><li> Crear un canal debajo de la arteria renal y la vena deslizando cuidadosamente las pinzas en ángulo por debajo de los vasos sanguíneos. Guía de los fórceps por debajo con las puntas cerradas y retire suavemente con la punta abierta con el fin de facilitar la formación de la canal.</li><li> Repita el paso 2.6 hasta que las puntas de la pinza son visibles a través de los tejidos conectivos justo por encima de la arteria y la vena renal. Una vez visibles frotar suavemente las puntas de la pinza contra la punta de otro conjunto de pinzas en ángulo para romper suavemente el tejido conectivo. </li><li> Con la arteria renal y la vena claramente accesible que ahora pueden ser ocluidos. Deslice con cuidado forceps en ángulo por debajo de la arteria y vena renal con las puntas cerradas. Una vez en su lugar abrir las puntas de la pinza y guiar el aplicador del clip hemostático entre las puntas y firmemente aplicar un clip hemostático en la arteria y vena renal cerca de los riñones. Alternativamente, la arteria renal y la vena se pueden ligar utilizando sutura 6/0 de seda trenzada. </li><li> Divida la arteria renal obstruida y la vena cerca del riñón, que ahora puede ser removido con cualquier tejido conectivo adherente restante. </li><li> Retire cualquier gasa se utiliza para mantener el hígado y reemplazar los intestinos con hisopos de algodón. </li></ol><ol><li> Empuje suavemente los intestinos hacia el lado derecho de la cavidad abdominal con hisopos de algodón para exponer el riñón izquierdo y el uréter y cubrir con paños humedecidos. Si es necesario que el páncreas pueden ser desviados con una gasa humedecida para facilitar la tarea. </li><li> Utilice una disección roma para romper suavemente los tejidos conectivos anterior y posterior a la arteria renal izquierda y la vena, y luego crear un canal por debajo de los buques en una manera similar a la descrita en la División del uréter y nefrectomía derecha el paso 2.4. </li><li> Inducir la isquemia del riñón izquierdo mediante la aplicación de un clip de micro serrafine sobre la arteria y la vena renal. Isquemia exitosa puede ser confirmada visualmente por un oscurecimiento uniforme gradual del riñón. Los vasos sanguíneos en Además de la arteria renal izquierda y la vena ocasionalmente pueden suministrar el riñón. Si está presente, también tendrán que ser ocluida usando micro clips serrafine con el fin de éxito estos vasos sanguíneos adicionalesinducir isquemia de todo el riñón. </li><li> Vuelva a colocar los intestinos y cuidadosamente asegurar que no hay giros bruscos que pueden conducir a resultados comprometedores isquemia intestinal. Temporalmente cerrar el peritoneo con una sola sutura. </li><li> Después de la inducción de isquemia colocar inmediatamente el ratón sobre una manta homeotérmica con un termistor rectal conectada a una unidad de control que mantenga la temperatura corporal a 37 º C durante la duración requerida de la isquemia. Para definir la longitud adecuada de la isquemia necesario para inducir el grado deseado de lesión renal e insuficiencia renal se recomienda que se realice una valoración para cada cepa y el operador quirúrgico. </li><li> Poco antes del final del período isquémico de re-abrir el peritoneo y cuidadosamente la posición de los intestinos para permitir el acceso a la abrazadera y ver el riñón. La inserción del retractor, como se muestra en el video, no es necesario y se lleva a cabo únicamente para fines de presentación. </li><li> Retire el clamp después del período de isquemia ha concluido. Inmediatamente después de la extirpación del riñón va a cambiar con rapidez de color de un marrón oscuro a un color rosa oscuro sana indicando reperfusión exitosa. </li><li> Una vez más asegurarse de que los intestinos no están trenzados antes de cerrar el peritoneo con una puntada manta usando 6/0 sutura de seda trenzada. A continuación, cierre la piel con clips metálicos de la piel. </li><li> Para minimizar el riesgo de infección post-operatoria, aplicar un antiséptico tal como una solución de yodo / alcohol para el área quirúrgica. </li></ol> 4. Recuperación y cuidado post-operatorio <ol><li> Anestesia parcialmente inversa con clorhidrato de atipamezol (2 mg / kg) por vía subcutánea y administrar líquidos con una inyección subcutánea de 1 ml de solución salina calentado para prevenir la deshidratación después de la cirugía. </li><li> Controle cuidadosamente los ratones hasta que se hayan recuperado la conciencia, aparecerá la alerta y son capaces de enderezarse. </li><li> Permitir que los ratones para recuperar en una caja climatizada mantuvieron a 29 ° C, locATED en un entorno tranquilo, durante 24 horas. Los ratones tienen un deterioro de la capacidad para regular la temperatura debido a la anestesia, por lo que es crucial que se alojan a una temperatura elevada para permitir la recuperación efectiva. Comida humedecida también se puede proporcionar para fomentar fluido y la ingesta de nutrición. </li><li> Para los experimentos de recuperación a largo plazo proporcionan analgésicos en curso y eliminar clips de la piel 7 días después de la cirugía. </li></ol> 5. Evaluación Funcional y Estructural Lesión del riñón y Regeneración <ol><li> La sangre se puede recoger de la vena de la cola durante los experimentos o por punción cardiaca en el momento de la eutanasia al final del experimento. Medir la función renal mediante la creatinina sérica, usando un método basado creatinasa, y el nitrógeno de urea en sangre (BUN) en un analizador centrífugo bioquímica como se ha descrito previamente 7. La función renal de los ratones sanos normales debe ser determinado antes de establecer un modelo de insuficiencia renal, ya que puede variar notablemente depending en el método de análisis utilizado por ejemplo, la reacción de Jaffe y métodos creatinasa basado para medir la creatinina dar resultados diferentes. </li><li> Examinar la estructura renal por histopatología en secciones de tejidos embebidos en parafina de riñón teñidas con hematoxilina y eosina (H &amp; E) o ácido periódico de Schiff (PAS). Captura de entre 5 - 10 Imágenes aumento de 200x dentro de la franja exterior de la médula exterior (OSOM) para cada ratón. Evaluar el nivel de la lesión en el OSOM ya que esta región se lesiona en este modelo, ya que es altamente vulnerable a la hipoxia. </li><li> Utilice uno de los dos sistemas de puntuación que se detallan a continuación para medir la necrosis tubular aguda (NTA) o regeneración. Morfología Representante de las clasificaciones utilizadas en estos sistemas se ilustra en la Figura 1. </li><li> Utilice un sistema binario sencillo para anotar ATN. Sobre la base de la integridad celular y la marca de la morfología y contar túbulos como sea viable (morfología intacta de células) o necrótico (integración célula comprometidagridad, morfología celular anormal o pérdida de células). <ol><li> Expresar el número de túbulos necróticas como un porcentaje del número total de túbulos (túbulos necrótico%). </li></ol></li><li> Clasifique la regeneración utilizando otro sistema basado en la integridad celular, la morfología y el número de núcleos. Marcar y contar túbulos tan saludable, necrótico, lesionados o recuperándose de acuerdo con los criterios enumerados en los siguientes pasos. <ol><li> Al igual que con el sistema de puntuación ATN (se detalla en el paso 5.4) Marcar túbulos con células normales intactas como sanos, mientras que túbulos que muestran integridad de la célula comprometida, morfología celular anormal o pérdida de células abierta deben ser marcados como necrótico. </li><li> Clasifique túbulos como heridos si tienen un citoplasma adelgazada contiene pocos núcleos. Por el contrario, designar túbulos que contienen más núcleos con más morfología celular normal como en recuperación. </li><li> Expresa cada clasificación túbulo como un porcentaje del número total de túbulos. </li></ol></li></ol>

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	<li>Kinsey, G. R., Li, L., Okusa, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inflammation+in+acute+kidney+injury.">Inflammation in acute kidney injury.</a> Nephron Exp Nephrol. 109, (2008).</li><li>Wei, Q., Dong, Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+model+of+ischemic+acute+kidney+injury:+technical+notes+and+tricks.">Mouse model of ischemic acute kidney injury: technical notes and tricks.</a> Am J Physiol Renal Physiol. 303, (2012).</li><li>Ferenbach, D. A., Kluth, D. 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L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Macrophage+Wnt7b+is+critical+for+kidney+repair+and+regeneration.">Macrophage Wnt7b is critical for kidney repair and regeneration.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 107, 4194-4199 (2010).</li><li>Lee, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Distinct+macrophage+phenotypes+contribute+to+kidney+injury+and+repair.">Distinct macrophage phenotypes contribute to kidney injury and repair.</a> J Am Soc Nephrol. 22, 317-326 (2011).</li><li>Kumar, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dexamethasone+ameliorates+renal+ischemia-reperfusion+injury.">Dexamethasone ameliorates renal ischemia-reperfusion injury.</a> J Am Soc Nephrol. 20, 2412-2425 (2009).</li><li>Sharples, E. 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The authors have no competing or conflicting interests to disclose.

Renal IRI es una causa importante de lesión renal aguda con tratamiento específico disponible. El estudio experimental de IRI renal ha sido muy informativo con trabajos anteriores que demuestran el papel de los macrófagos, células dendríticas, linfocitos, células T reguladoras, así como otras células y mediadores en la inducción tanto de la lesión aguda y fase de curación 5,8 - 16. Además, el IRI renal experimental se ha utilizado para evaluar el efecto de diversos agentes terapéuticos 4,17-...

La isquemia lesión por reperfusión (IRI) es un modo común de lesión para múltiples órganos, incluyendo el riñón, corazón y cerebro. Renal IRI puede conducir a una lesión renal aguda (LRA) en pacientes y no hay tratamiento específico disponible. AKI como resultado de IRI tiene una patogénesis complicado que implica tanto la respuesta inmune innata y adaptativa 1. Un modelo experimental de IRI renal ofrece el potencial para diseccionar las células clave y mediadores implicados en la patogénesis de la lesión renal aguda, así como la regeneración renal posterior que se produce en los días subsecuentes. Además, los efectos de los agentes terapéuticos novedosos sobre los procesos de enfermedad pueden ser evaluados. El objetivo general del modelo experimental de IRI renal se describe aquí es para inducir tanto la lesión aguda del riñón funcional y estructural. Algunos investigadores han utilizado un modelo que implica la inducción de IRI bilaterales 2. Aunque el modelo bilateral IRI renal es de uso, el ren unilateralmodelo al IRI tiene la ventaja de una nefrectomía derecha está llevando a cabo en el momento de la cirugía. El tejido nefrectomía derecha sirve como valiosa tejido de control en los estudios que implica una etapa de tratamiento previo que induzca o suprime la expresión de un gen o proteína. Por ejemplo, hemos utilizado este modelo para evaluar los efectos de preacondicionamiento de arginato hemo (HA) de inyección de 24 horas antes de IRI renal 3. La inducción exitosa de la enzima citoprotector hemo-oxigenasa-1 (HO-1) por HA antes de IRI se confirmó en el tejido de control nefrectomía derecha 4. HA reduce IRI renal en ratones viejos, en parte, a través de un mecanismo de HO-1 dependiente. Del mismo modo, se ha utilizado el modelo en estudios de agotamiento de los macrófagos para examinar el papel de los macrófagos en el IRI renal 5. El análisis inmunohistoquímico del tejido nefrectomía derecha se puede utilizar para confirmar la eficacia de la metodología de la ablación. Por consiguiente, el tejido de nefrectomía derecha se puede utilizar para confirmar y cuantificar el nivel de induction o inhibición de la molécula de interés en cada animal de experimentación individuo. Este modelo será de interés para los investigadores que están utilizando medicamentos u otros compuestos que modulan la expresión de genes o proteínas, etc antes de la inducción de la IRI renal. Otros estudios han utilizado incisiones flanco para acceder a los riñones. El modelo descrito aquí utiliza una sola cirugía abdominal en la línea media para llevar a cabo tanto la nefrectomía derecha e inducir isquemia reperfusión del riñón izquierdo. Este abordaje quirúrgico proporciona una excelente visualización del campo quirúrgico que incluye los pedículos renales y cambios de color que siguen de sujeción pedículo renal. Nuestra experiencia publicada con el modelo 4-6 indica que los ratones que se recuperan rápidamente de la cirugía con una tasa de supervivencia de casi el 100%. Por último, el análisis cinético del modelo durante un período de 7 días indica que este modelo presenta la restauración de tanto la función renal y la integridad tubular, conla proliferación de las células tubulares significativa.

<table><tbody><tr><td>Tissue scissors</td><td>Fine Science Tools</td><td>14072 - 10</td><td></td></tr><tr><td>Micro-Adson forceps (Rat toothed)</td><td>Fine Science Tools</td><td>11019 - 12</td><td></td></tr><tr><td>S&amp;amp;T JFA-5bTC Forceps - SuperGrip Angled</td><td>Fine Science Tools</td><td>00649-11</td><td></td></tr><tr><td>Colibri retractor</td><td>Fine Science Tools</td><td>17000 - 04</td><td></td></tr><tr><td>Micro clip applicator</td><td>Fine Science Tools</td><td>18057-14</td><td></td></tr><tr><td>Micro serrafines&amp;nbsp;</td><td>Fine Science Tools</td><td>18055-04</td><td></td></tr><tr><td>Olsen-Hegar needle holder</td><td>Fine Science Tools</td><td>12002 - 12</td><td></td></tr><tr><td>Hemoclip Plus Ligating Clips Small</td><td>Weck</td><td>533837</td><td></td></tr><tr><td>Autoclip Wound Clip System, 9mm</td><td>Harvard Apparatus</td><td>PY2 52-3748</td><td></td></tr><tr><td>Silk Black Braided Suture, Size 6-0</td><td>Harvard Apparatus</td><td>723288</td><td></td></tr><tr><td>Standard Heat Matt</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Homeothermic Blanket &amp;amp; Control Unit</td><td>Harvard Apparatus</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Lacri-Lube</td><td>Allergan</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Vetasept Chlorhexidine&amp;nbsp;&amp;nbsp;</td><td>AnimalCare</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Vetalar : Ketamine hydrochloride</td><td></td><td></td><td>100 mg/ml solution</td></tr><tr><td>Domitor : medetomidine hydrochloride&amp;nbsp;</td><td></td><td></td><td>1 mg/ml</td></tr><tr><td>Vetergesic : Buprenorphine hydrochloride&amp;nbsp;</td><td></td><td></td><td>0.3 mg/ml</td></tr><tr><td>Antisedan : Atipamezole hydrochoride</td><td></td><td></td><td>5 mg/ml</td></tr></tbody></table>

renal ischaemia reperfusion injury: a mouse model of injury and regeneration

Renal lesión por isquemia de reperfusión (IRI) es una causa frecuente de lesión renal aguda (LRA) en pacientes y oclusión del flujo sanguíneo renal es inevitable durante el trasplante renal. Los modelos experimentales que precisa y reproducible recapitulan IRI renal son cruciales en la disección de la fisiopatología de la lesión renal aguda y el desarrollo de nuevos agentes terapéuticos. Se presenta aquí un modelo de ratón de IRI renal que resulta en reproducible AKI. Esto se consigue mediante un enfoque de la laparotomía de la línea media para la cirugía con una incisión que permite tanto una nefrectomía derecha que proporciona tejido de control y de sujeción del pedículo renal izquierda para inducir isquemia del riñón izquierdo. Por un control cuidadoso de la posición de sujeción y la temperatura corporal durante el período de isquemia este modelo alcanza una lesión funcional y estructural reproducible. Ratones sacrificados 24 horas después de la cirugía demostrar la pérdida de la función renal con la elevación del nivel de creatinina en suero o plasma, así como estructurasdaño renal estructural con necrosis tubular aguda evidente. La función renal mejora y la lesión tisular aguda se resuelve en el transcurso de 7 días después de IRI renales tales que este modelo puede ser usado para estudiar la regeneración renal. Este modelo de IRI renal se ha utilizado para estudiar la fisiopatología molecular y celular de AKI así como el análisis de la regeneración renal posterior.

Lesión tubular y la recuperación pueden ser evaluados por H &amp; E o tinción PAS de las secciones de tejidos siguientes IRI renal. Túbulos situados dentro de la OSOM se clasifican como sano, lesionado, necrótico o recuperación de acuerdo con la morfología celular, la integridad y el número de núcleos (Figura 1). La lesión estructural y funcional en este modelo depende de la duración de la isquemia. Un aumento progresivo de la gravedad de la disfunción renal, evaluada por la creatinina plasm...

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Renal Ischaemia Reperfusion Injury: A Mouse Model of Injury and Regeneration

The mouse model of renal ischaemia reperfusion injury described here comprises of a right nephrectomy that provides control tissue and clamping of the left renal pedicle to induce ischaemia that results in acute kidney injury. This model uses a midline laparotomy approach with all steps performed via one incision.

La isquemia reperfusión renal: un modelo de ratón de la lesión y regeneración

Renal ischaemia reperfusion injury (IRI) is a common cause of acute kidney injury (AKI) in patients and occlusion of renal blood flow is unavoidable ...

renal-ischaemia-reperfusion-injury-mouse-model-injury

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Medicine

49.6K vistas.  University of Edinburgh. The mouse model of renal ischaemia reperfusion injury described here comprises of a right nephrectomy that provides control tissue and clamping of the left renal pedicle to induce ischaemia that results in acute kidney injury. This model uses a midline laparotomy approach with all steps performed via one incision.

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Normothermic Cardiac Arrest and Cardiopulmonary Resuscitation: A Mouse Model of Ischemia-Reperfusion Injury

Acute Kidney Injury (AKI) is a common, highly lethal, complication of critical illness which has a high mortality1-4 and which is most 
frequently caused by whole-body hypoperfusion.5,6 Successful reproduction of whole-body hypoperfusion in rodent models has been fraught with 
difficulty.7-9,9,10 Models which employ focal ischemia have repeatedly demonstrated results which do not translate to the clinical setting, and larger 
animal models which allow for whole body hypoperfusion lack access to the full toolset of genetic manipulation possible in the mouse.11,12 However, in recent 
years a mouse model of cardiac arrest and cardiopulmonary resuscitation has emerged which can be adapted to model AKI.13 This model reliably reproduces 
physiologic, functional, anatomic, and histologic outcomes seen in clinical AKI, is rapidly repeatable, and offers all of the significant advantages of a murine surgical 
model, including access to genetic manipulative techniques, low cost relative to large animals, and ease of use. Our group has developed extensive experience 
with use of this model to assess a number of organ-specific outcomes in AKI.14,15

A powerful model for perioperative and critical care related acute kidney injury is presented. Using whole body hypoperfusion induced by cardiac arrest it is possible to nearly replicate the histologic and functional changes of clinical AKI.

Arresto normotérmica cardiaca y reanimación cardiopulmonar: un modelo de ratón de la lesión por isquemia-reperfusión

Acute Kidney Injury (AKI) is a common, highly lethal, complication of critical illness which has a high mortality1-4 and which is most 
frequently caused ...

Investigación

Medicina

Ischemia-reperfusion Model of Acute Kidney Injury and Post Injury Fibrosis in Mice

Ischemia-reperfusion induced acute kidney injury (IR-AKI) is widely used as a model of AKI in mice, but results are often quite variable with high, often unreported mortality rates that may confound analyses. Bilateral renal pedicle clamping is commonly used to induce IR-AKI, but differences between effective clamp pressures and/or renal responses to ischemia between kidneys often lead to more variable results. In addition, shorter clamp times are known to induce more variable tubular injury, and while mice undergoing bilateral injury with longer clamp times develop more consistent tubular injury, they often die within the first 3 days after injury due to severe renal insufficiency. To improve post-injury survival and obtain more consistent and predictable results, we have developed two models of unilateral ischemia-reperfusion injury followed by contralateral nephrectomy. Both surgeries are performed using a dorsal approach, reducing surgical stress resulting from ventral laparotomy, commonly used for mouse IR-AKI surgeries. For induction of moderate injury BALB/c mice undergo unilateral clamping of the renal pedicle for 26 min and also undergo simultaneous contralateral nephrectomy. Using this approach, 50-60% of mice develop moderate AKI 24 hr after injury but 90-100% of mice survive. To induce more severe AKI, BALB/c mice undergo renal pedicle clamping for 30 min followed by contralateral nephrectomy 8 days after injury. This allows functional assessment of renal recovery after injury with 90-100% survival. Early post-injury tubular damage as well as post injury fibrosis are highly consistent using this model.

We describe models of moderate and severe ischemia-reperfusion-induced kidney injury in which the mice undergo unilateral renal pedicle clamping followed by simultaneous or delayed contralateral nephrectomy, respectively. These models consistently give rise to renal dysfunction and post-injury fibrosis, but injury severity and survival are dependent on mouse background, age and surgical equipment.

La isquemia-reperfusión modelo de lesión renal aguda y post lesión fibrosis en ratones

Ischemia-reperfusion induced acute kidney injury (IR-AKI) is widely used as a model of AKI in mice, but results are often quite variable with high, often ...

A Murine Model of Myocardial Ischemia-reperfusion Injury through Ligation of the Left Anterior Descending Artery

Acute or chronic myocardial infarction (MI) are cardiovascular events resulting in high morbidity and mortality. Establishing the pathological mechanisms at work during MI and developing effective therapeutic approaches requires methodology to reproducibly simulate the clinical incidence and reflect the pathophysiological changes associated with MI. Here, we describe a surgical method to induce MI in mouse models that can be used for short-term ischemia-reperfusion (I/R) injury as well as permanent ligation. The major advantage of this method is to facilitate location of the left anterior descending artery (LAD) to allow for accurate ligation of this artery to induce ischemia in the left ventricle of the mouse heart. Accurate positioning of the ligature on the LAD increases reproducibility of infarct size and thus produces more reliable results. Greater precision in placement of the ligature will improve the standard surgical approaches to simulate MI in mice, thus reducing the number of experimental animals necessary for statistically relevant studies and improving our understanding of the mechanisms producing cardiac dysfunction following MI. This mouse model of MI is also useful for the preclinical testing of treatments targeting myocardial damage following MI.

We introduce a surgical method to induce experimental ischemia/reperfusion (I/R) injury to simulate myocardial infarction (MI) in mouse models that allows for more clarity in positioning of the ligation on the left anterior descending artery (LAD) to increase the reproducibility of MI experiments in mice.

Un modelo murino de isquemia-reperfusión miocárdica lesión a través de la ligadura de la arteria descendente anterior

Acute or chronic myocardial infarction (MI) are cardiovascular events resulting in high morbidity and mortality. Establishing the pathological mechanisms ...

Murine Model of Intestinal Ischemia-reperfusion Injury

Intestinal ischemia is a life-threatening condition associated with a broad range of clinical conditions including atherosclerosis, thrombosis, hypotension, necrotizing enterocolitis, bowel transplantation, trauma and chronic inflammation. Intestinal ischemia-reperfusion (IR) injury is a consequence of acute mesenteric ischemia, caused by inadequate blood flow through the mesenteric vessels, resulting in intestinal damage. Reperfusion following ischemia can further exacerbate damage of the intestine. The mechanisms of IR injury are complex and poorly understood. Therefore, experimental small animal models are critical for understanding the pathophysiology of IR injury and the development of novel therapies.
Here we describe a mouse model of acute intestinal IR injury that provides reproducible injury of the small intestine without mortality. This is achieved by inducing ischemia in the region of the distal ileum by temporally occluding the peripheral and terminal collateral branches of the superior mesenteric artery for 60 min using microvascular clips. Reperfusion for 1 hr, or 2 hr after injury results in reproducible injury of the intestine examined by histological analysis. Proper position of the microvascular clips is critical for the procedure. Therefore the video clip provides a detailed visual step-by-step description of this technique. This model of intestinal IR injury can be utilized to study the cellular and molecular mechanisms of injury and regeneration.

Here we describe the detailed procedure of intestinal ischemia-reperfusion in mice which results in reproducible injury without mortality to encourage the standardization of this technique across the field. This model of intestinal ischemia-reperfusion injury can be utilized to study the cellular and molecular mechanisms of injury and regeneration.

Modelo murino de isquemia-reperfusión intestinal Lesiones

Intestinal ischemia is a life-threatening condition associated with a broad range of clinical conditions including atherosclerosis, thrombosis, ...

An Effective Mouse Model of Unilateral Renal Ischemia-Reperfusion Injury

Ischemia-reperfusion injury (IRI) is the leading cause of acute renal failure and is a significant contributor to delayed graft function. Animal models are the only available resources that mimic the complexities of the IRI-associated damage encountered in vivo. This paper describes an effective mouse model of unilateral renal IRI that delivers highly reproducible data. Ischemia is induced by occluding the right renal pedicle for 30 min followed by reperfusion. In addition to the surgical procedure, a sequential overview of the expected physiological and histopathological changes following renal IRI will be provided by comparing data from seven different reperfusion times (4 h, 8 h, 16 h, 1 day, 2 days, 4 days, and 7 days). Critical data for planning experiments ahead, such as mean surgical time, average anesthetic consumption, and body weight changes over time, will be shared. This work will help researchers implement a reliable renal IRI model and select the appropriate reperfusion time that aligns with their intended investigative goals.

Renal ischemia-reperfusion injury is associated with high morbidity and mortality in hospitalized patients. Here, we present a simple and effective mouse model of unilateral renal ischemia-reperfusion injury and provide a sequential overview of representative pathological changes observed in the kidney.

Un modelo de ratón eficaz de lesión unilateral por isquemia-reperfusión renal

Ischemia-reperfusion injury (IRI) is the leading cause of acute renal failure and is a significant contributor to delayed graft function. Animal models ...

Induction of Myocardial Infarction and Myocardial Ischemia-Reperfusion Injury in Mice

Acute myocardial infarction is a common cardiovascular disease with high mortality. Myocardial reperfusion injury can counteract the beneficial effects of heart reflow and induce secondary myocardial injury. A simple and reproducible model of myocardial infarction and myocardial ischemia-reperfusion injury is a good tool for researchers. Here, a customizable method to create a myocardial infarction (MI) model and MIRI by precision ligation of the left anterior descending coronary artery (LAD) through micromanipulation is described. Accurate and reproducible ligature positioning of the LAD helps obtain consistent results for heart injury. ST-segment changes can help to identify model accuracy. The serum level of cardiac troponin T (cTnT) is used to assess the myocardial injury, cardiac ultrasound is employed to evaluate the myocardial systolic function, and Evans-Blue/triphenyl tetrazolium chloride staining is used to measure infarct size. In general, this protocol reduces procedure duration, ensures controllable infarct size, and improves mouse survival.

Here we describe a simple and reproducible method that can induce myocardial infarction or myocardial ischemia-reperfusion injury in mice by precision ligation of the left anterior descending coronary artery through micromanipulation.

Inducción de infarto de miocardio y lesión por isquemia-reperfusión miocárdica en ratones

Acute myocardial infarction is a common cardiovascular disease with high mortality. Myocardial reperfusion injury can counteract the beneficial effects of ...

Technical Refinement of a Bilateral Renal Ischemia-Reperfusion Mouse Model for Acute Kidney Injury Research

Cardiac arrest poses a large public health burden. Acute kidney injury (AKI) is an adverse marker in survivors of cardiac arrest following the return of spontaneous circulation (ROSC) after successful cardiopulmonary resuscitation. Conversely, recovery of kidney function from AKI is a predictor of favorable neurological outcomes and hospital discharge. However, an effective intervention to prevent kidney damage caused by cardiac arrest after ROSC is lacking, suggesting that additional therapeutic strategies are required. Renal hypoperfusion and reperfusion are two pathophysiological mechanisms that cause AKI after cardiac arrest. Animal models of ischemia-reperfusion-induced AKI (IR-AKI) of both kidneys are comparable with patients with AKI following ROSC in a clinical setting. However, IR-AKI of both kidneys is technically challenging to analyze because the model is associated with high mortality and wide variation in kidney damage, which may affect the analysis. Lightweight mice were chosen, placed under general anesthesia with isoflurane, subjected to surgery with a dorsolateral approach, and their body temperature maintained during operation, thereby reducing tissue damage and establishing a reproducible acute renal IR-AKI research protocol.

This study established a protocol focusing on the technical refinement of a mouse model of bilateral renal ischemia-reperfusion for acute kidney injury research.

Perfeccionamiento técnico de un modelo murino bilateral de isquemia renal-reperfusión para la investigación de lesiones renales agudas

Cardiac arrest poses a large public health burden. Acute kidney injury (AKI) is an adverse marker in survivors of cardiac arrest following the return of ...

Developing Murine Acute Kidney Injury Model Using Bilateral Ischemia-Reperfusion

Bilateral Renal Ischemia-Reperfusion Model for Acute Kidney Injury in Mice

Acute kidney injury (AKI) is defined as a rapid decline in renal function, in which persistent kidney dysfunction gradually progresses to chronic kidney disease (CKD) due to the irreversible loss of nephrons and their maladaptive repair. In recent years, the incidence of AKI has been increasing concerning diverse etiologies, including volume depletion, sepsis, nephrotoxicity, muscle injury, and major trauma, in which ischemia-reperfusion injury (IRI)&#160;accounts for most episodes. Development of the IRI model in mice is induced by surgical clamping of the renal pedicles, which provides powerful and controllable tools for preclinical models of AKI. Importantly, the IRI model is deployed at different stages of the AKI development, especially in the processes of AKI to CKD. Despite the IRI model being widely practiced in many laboratories, a series of variables still influence the results of this model. Here, we describe the procedure of IRI model development to provide a repeatable and reliable method for researchers to explore the underlying pathogenesis in the development of AKI and the progression of AKI to CKD.

The ischemia-reperfusion injury (IRI) model can be used at different stages of acute kidney injury (AKI) development, especially during AKI to chronic kidney disease (CKD) progression. Here, we describe the procedure for IRI model development in mice via a trans-abdominal approach, clamping renal pedicles via a vascular clip to induce ischemic injury.

Acute kidney injury (AKI) is defined as a rapid decline in renal function, in which persistent kidney dysfunction gradually progresses to chronic kidney ...

Modelo murino para el estudio de la lesión por isquemia-reperfusión pulmonar

Murine Left Pulmonary Hilar Clamp Model of Lung Ischemia Reperfusion Injury

Ischemia reperfusion injury (IRI) during lung transplantation is a major risk factor for post-transplant complications, including primary graft dysfunction, acute and chronic rejection, and mortality. Efforts to study the underpinnings of IRI led to the development of a reliable and reproducible mouse model of left lung hilar clamping. This model involves a surgical procedure performed in an anesthetized and intubated mouse. A left thoracotomy is performed, followed by careful lung mobilization and dissection of the left pulmonary hilum. The hilar clamp involves reversible suture ligation of the pulmonary hilum with a slipknot, which stops the arterial inflow, venous outflow, and airflow through the left mainstem bronchus. Reperfusion is initiated by careful removal of the suture. Our laboratory uses 30 min of ischemia and 1 h of reperfusion for the experimental model in the current investigations. However, these time periods can be modified depending on the specific experimental question. Immediately prior to sacrifice, arterial blood gas can be obtained from the left ventricle after a 4 min period of right hilar clamping to ensure that the PaO2 values obtained are attributed to the injured left lung alone. We also describe a method to measure cell extravasation with flow cytometry, which involves intravenous injection of a fluorochrome-labeled antibody specific for the cell(s) to be studied prior to sacrifice. The left lung can then be harvested for flow cytometry, frozen or fixed, paraffin-embedded immunohistochemistry, and quantitative polymerase chain reaction. This hilar clamp technique allows for&#160;detailed study of the cellular and molecular mechanisms underlying IRI. Representative results reveal decreased left lung oxygenation and histologic evidence of lung injury following hilar clamping. This technique can be readily learned and reproduced by personnel with and without microsurgical experience, leading to reliable and consistent results and serving as a widely adoptable model for studying lung IRI.

Autor destacado: Perspectivas sobre el efecto de la reperfusión por isquemia en el trasplante de pulmón

The protocol outlines a feasible, reliable, and reproducible method of left pulmonary hilar clamping that can be used to study lung ischemia-reperfusion injury in mouse models.