Wir sind dankbar, Karin Winterhalter und Kerstin Semmler für technische Hilfe. Diese Arbeit wurde durch des Exzellenzclusters BrainLinks - BrainTools (EXC 1086) von der Deutschen Forschungsgemeinschaft unterstützt.

Alle Methoden, bei denen lebende Tiere sind durch das Regierungspräsidium Freiburg im Einklang mit dem deutschen Tierschutzgesetz genehmigt worden.
1. Vorbereitungen
<ol><li>Entwerfen Sie und erstellen Sie eine entsprechende einsatzwerkzeug vorübergehend tragen die Silizium-Sonde und der Elektrode Stecker während des Prozesses der Implantation. Siehe Abbildung 1 für ein Beispiel benutzerdefinierte gebaute einsatzwerkzeug.</li>
	<li>Lösen Sie vorsichtig die Silizium Sonde und Elektrode Connector aus der Verpackung mit Keramik Spitzen Pinzette.</li>
	<li>Heben Sie die Anschlussplatine und sicher befestigen Sie es mit einem Krokodil-Klemme an einem Ständer befestigt.</li>
	<li>Verwenden ein Stereoskop, richten Sie die Sonde mit dem Einsetzwerkzeug mit Keramik-bestückte Zangen. ~ 2 mm Auftragen von Paraffinwachs geschmolzen mit einer linken, die Sonde auf das einsatzwerkzeug zu kleben. Achten Sie darauf, nicht um die Sonde Shanks während dieses Vorgangs zu berühren.</li>
	<li>Fixieren Sie die Elektrode-Connector an der Welle das einsatzwerkzeug mit standard Klebeband. Beachten Sie, dass je nach Hersteller, Massekabel müssen die Anschlussplatine Elektrode vor der Implantation verlötet werden könnte. Entfernen Sie die Isolierung von zwei kurze Stücke von Lack-isolierten Kupferdraht mit Lötzinn mit einem Lötkolben (400 ° C) angewendet. Löten Sie das Massekabel an die entsprechenden Schlitze in der Elektrode Anschlussplatine.</li>
	<li>Entfernen Sie die Isolierung von zwei zusätzliche Stücke des kupfernen Drahtes. Wickeln Sie jeden blanken Kupferdraht dreimal um eine Edelstahlschraube (1 mm Durchmesser, 2 mm Länge). Gelten Sie Flussmittel zum Löten von Stahl geeignet und Löten Sie den Kupferdraht an der Unterseite des Schraubverschlusses. Stellen Sie sicher, dass die untere Hälfte des Schraubengewindes bleibt von Zinn frei.</li>
	<li>Verwenden Sie ein standard-Multimeter für elektrische Kontaktierung zwischen Draht und Schrauben zu überprüfen.</li>
	<li>Desinfizieren Sie die Schäfte der Silizium-Sonde und den Boden Schrauben durch Eintauchen in 70 % igem Ethanol (10 s).</li>
	<li>Bereiten Sie eine Schutzhülle für das Implantat Sonde durch den Kopf eines Kunststoffs Pasteurpipette in zwei Hälften schneiden.</li>
</ol>2. Implantation Operation
<ol><li>Sterilisieren Sie chirurgische Instrumente (Schere, feine Spitze Pinzetten, chirurgische Klemmen) mit einem heißen Perle Sterilisator. Wischen Sie alle Oberflächen mit 70 % Ethanol.</li>
	<li>Anästhesie mit Isofluran 3 % Sauerstoff geliefert bei ~ 1 L/min zu induzieren.<ol>
<li>Verwenden Sie für die Wartung 1-1,5 % Isofluran. Beachten Sie, dass die Isofluran-Konzentration erforderlich, um chirurgische Toleranz zu erreichen von Tier zu Tier unterschiedlich sein kann.</li>
		<li>Stabile chirurgische Toleranz wird erreicht, wenn das Tier reagiert nicht auf Zeh kneifen. Die Atemfrequenz der Maus zu überwachen und ggf. die Konzentration von Isofluran.</li>
		<li>Wenden Sie Salbe auf das Tier Augen Austrocknen zu verhindern.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Montieren Sie die Maus in einem stereotaktischen Rahmen durch sanft Ohr Bars in den Gehörgang einführen. Sobald der Kopf der Maus durch die Ohr-Balken stabilisiert wird, platzieren Sie ein Mundstück über die Schnauze für kontinuierliche Isofluran Lieferung. Platzieren Sie den Mauszeiger über ein Heizkissen auf Handtuch oder Pad und Buprenorphin subkutan zu injizieren (0,05 - 0,1 mg/kg Körpergewicht) um postoperative Analgesie zu gewährleisten.</li>
	<li>Rasieren Sie den Kopf mit einem standard Rasierer zu und Desinfizieren Sie die Haut mit 70 % Ethanol. Chirurgische Scheren, einen Einschnitt in die Haut entlang der Mittellinie des Schädels und die Haut mit chirurgischen Klammern öffnen.</li>
	<li>Richten Sie den Kopf des Tieres mit Hilfe von einer stereotaktischen Alignment-Tool zur Ebene Bregma und Lambda. Es sollte weniger als 50 µm Höhenversatz zwischen Bregma und Lambda. Darüber hinaus definiert Ebene, die den Kopf entlang der Mediolateral Achse durch Messung der Tiefe von Bregma am Schädel an der Oberfläche Abstände Links und rechts (z. B. 1 mm Links und rechts der Bregma). Stellen Sie die Neigung des Kopfes, bei Bedarf.</li>
	<li>Reinigen Sie den Kopf mit 3 % Wasserstoffperoxid und mit sterilen Baumwolle Tücher wischen Sie trocken.</li>
	<li>Bestimmen Sie den Speicherort der die Kraniotomie relativ Bregma mit einer entsprechenden stereotaktischen Atlas12.</li>
	<li>Bohren Sie mit einem 0,9 mm Bohrkopf, zwei Schraubenlöcher in den Knochen über das Kleinhirn, Boden und Referenz Schrauben zu platzieren. Darüber hinaus sind 1-3 Löcher für Verankerung Schrauben wünschenswert, das Implantat zu stabilisieren. Die Lage des Ankerschrauben richtet sich nach den Speicherort der die Kraniotomie. Platzieren Sie für die Implantation in Hippocampus Ankerschrauben über kontralateralen parietalen und ipsilateral frontalen Kortex. Stecken Sie die Schrauben in den Knochen mit einem geeigneten Schraubendreher. Achten Sie darauf, nicht in das Gehirn eindringen.</li>
	<li>Durchführen Sie die Kraniotomie durch langsam Ausdünnung des Schädels mit dem Bohrer in einem rechteckigen Bereich um die Implantation Seite. Befeuchten Sie häufig die Knochen mit steriler Phosphatpuffer (PB). Die verbleibenden ausgedünnte Schädel kann sanft durchbohrt und mit Hilfe einer feinen (27G) Injektionsnadel und Pinzette entfernt.</li>
	<li>Die Dura Mater sorgfältig mit einer dünnen Injektionsnadel (27G) durchstoßen. Bilden Sie einen kleinen Haken durch die Spitze der Nadel mit einer Pinzette biegen und ziehen Sie die Dura für die Entfernung. Gelten Sie PB um die Gehirn-Oberfläche Austrocknen verhindert wird.</li>
	<li>Das einsatzwerkzeug Elektrode auf einem stereotaktischen Halter montieren, NULL die Sonde am Bregma, und bewegen Sie die Sonde in der stereotaktischen Koordinaten über die Kraniotomie. Dringen Sie langsam in die Oberfläche des Gehirns. Stellen Sie sicher, dass die Sonde Wellen nicht biegen. Implantation durch Blutgefäße zu vermeiden.</li>
	<li>Senken Sie langsam die Sonde bis ~ 200 µm über die gewünschte Tiefe. Decken Sie die Kraniotomie und Ableger der Silizium-Sonde mit sterilisierter Vaseline für Schutz. Wenden Sie dental Zement um die Basis der Sonde auf die Verankerung Schraube in den Schädel zu beheben.</li>
	<li>Gerade nach dem Zement auftragen, langsam bewegen der Sonde auf die Solltiefe. Voran die letzten ~ 200 µm nach Anwendung des Zements seitliche Bewegung der Sonde reduziert und sorgt für minimalen Gewebeschädigung im Zielgebiet. Beachten Sie, dass die Aushärtezeit des Zements verwendet diesen Schritt des Protokolls auswirken kann. Überspringen Sie mit schnell heilen Zement diesen Schritt und Implantat direkt die Sonde die Zieltiefe zur Vermeidung von Schäden an der Silizium-Sonde.</li>
	<li>Nachdem der Zement ausgehärtet ist, lassen Sie die Sonde aus dem Einsetzwerkzeug durch Schmelzen des Wachses mit einem linken.</li>
	<li>Lassen Sie die Anschlussplatine vom Gerät einfügen und positionieren Sie es an einem geeigneten Ort auf den Schädel mit einem Krokodil Klemme an der Einfügemarke Griff befestigt. Im Falle einer Sonde Implantation in den Hippocampus setzen Sie die Connector-Platine am kontralateralen Parietal Knochen. Befestigen Sie die Anschlussplatine an den Schädel mit dental Zement.</li>
	<li>Löten Sie Boden und Referenz Drähten Connector Board an den Seilen über das Kleinhirn, die zwei Schrauben befestigt.</li>
	<li>Schneiden Sie die Schutzabdeckung auf die richtige Höhe und legen Sie es über die Silizium-Sonde. Befestigen Sie die Abdeckung auf der Anschlussplatine und Schädel mit dental Zement, die Haut um den exponierten Schädel zu vermeiden. Nähen die Haut um den Implantationsort ist in der Regel nicht erforderlich.</li>
</ol>3. Erholung nach der Operation
<ol><li>Wenden Sie geeignete schmerzstillende Behandlung für mindestens 2 Tage (z. B. subkutane Injektionen von Buprenorphin alle 6 h tagsüber und im Trinkwasser über Nacht mit Carprofen (4-5 mg/kg Körpergewicht) subkutan alle 24 h kombiniert). Single-Gehäuse wird empfohlen, um Schäden an das Implantat.</li>
	<li>Mindestens eine Woche für die Wiederherstellung zu ermöglichen. Wenden Sie sich an lokalen Tierschutzrichtlinien.</li>
</ol>4. Datenerfassung
<ol><li>Rekord drängendere von frei beweglichen Mäuse verwenden ein passende Datenerfassungssystem, verbunden durch einen Kommutator. Drängendere erwerben, verwenden Sie eine Abtastfrequenz von 1 bis 5 kHz. Höhere Abtastraten (20-30 kHz) sind erforderlich, wenn Monoblock-Entladungen sind zusammen mit der LFP aufgezeichnet werden.</li>
	<li>Speichern Sie raw-Aufnahme-Dateien der einzelnen Kanäle für offline-Analyse.</li>
</ol>5. Histologie
<ol><li>Nach Abschluss der Aufnahme tief betäuben des Tieres (z.B. 2 g/kg Körper Gewicht Urethan injiziert intraperitoneal). Bestätigen Sie die Narkose Zustand durch mangelnde Reaktion bis zu den Zehen kneifen.</li>
	<li>Durchspülen Sie die Maus-Transcardially mit eiskalten Phosphat-gepufferte Kochsalzlösung (~ 1 min) gefolgt von 4 % Paraformaldehyd (~ 10 min) mit standard Intracardial Perfusion Methoden13. Vor Perfusion, elektrolytische schädigendes der Aufnahme Websites möglicherweise durch durchgeführt (z. B. durch die Anwendung von 10-20 V der Konstante Spannung für bis zu 1 s). Alternativ Fluoreszenzfarbstoffen auf den Schaft Tipps angewendet, bevor Implantation verwendet werden kann, um Identifikation zu verfolgen. Testen die verschiedenen Methoden zur Identifizierung von Elektrodenpositionen, optimale Ergebnisse mit verschiedenen Arten von Silizium-Sonden zu erzielen wird empfohlen.</li>
	<li>Schneiden Sie Gehirn-Abschnitte (~ 100 µm) und Färben Sie die Scheiben mit 4'-6-Diamidino-2-Phenylindole (DAPI, 1 µg/mL) gefolgt von drei Waschschritten in PB (jede 10 min bei Raumtemperatur).</li>
	<li>Die Abschnitte auf einen Objektträger zu platzieren, geben Sie einen Tropfen der Einbettung von Medium und Abdeckprofil mit einem Deckglas. Lassen Sie die einbettende mittlere über Nacht trocknen bei Raumtemperatur.</li>
	<li>Mit einem Epifluoreszenz oder konfokale Laserscanning-Mikroskop, den Standort der Aufnahme Websites identifizieren.</li>
	<li>Zur Wiederherstellung der Silizium-Sonde für die weitere Verwendung zu versuchen, halten Sie die Sonde mit einem Krokodil-Klemme und lassen Sie die Sonde aus dem Schädel durch sorgfältig Schmelzen des dental Zements mit einem Lötkolben (400 ° C). Achten Sie darauf, nicht um die Sonde Shanks während dieses Vorgangs zu berühren!</li>
	<li>Waschen Sie die Sonde in heißes destilliertes Wasser (~ 80 ° C, 15 min), gefolgt von enzymatischen Lösung (1 % Tergazyme in destilliertem Wasser, 30 min bei Raumtemperatur) und ein weiteres waschen Schritt in destilliertem Wasser (15 min). Beachten Sie, dass die Erfolgsquote bei der Sonde Wiederherstellung niedrig ist.</li>
</ol>6. CSD-Analyse
<ol><li>Mit Hilfe einer geeigneten Analyseumgebung (z.B. Python), konvertieren LFP Daten von einer einzelnen Schaft zum CSD durch Annäherung an die zweite räumliche Ableitung entlang des Schafts als <img alt="Equation" src="/files/ftp_upload/57714/57714eq1.jpg"> wo LFPn, t ist die LFP-Signal auf die n-th -Elektrode zum Zeitpunkt t und ΔZ ist der Abstand zwischen Elektrode. Beachten Sie, dass aufgrund der n-1 und n+ 1-Operationen, der CSD der ersten und letzten Elektroden des Schaftes abgeschätzt werden kann, die unter Berücksichtigung während der Platzierung der Sonde werden muss. Implementieren der Näherungsformel mit ein kurzes Segment des Codes, die das CSD-Signal für jede Elektrode während der Iteration über Zeit (siehe ergänzende Codedatei) berechnet.</li>
	<li>Verwenden Sie die erhaltenen CSD-Signal für weitere Analysen (z. B. Studium bestimmte Frequenzbänder des Gehirns Schwingungen durch Anwendung der Bandpass-Filter).</li>
</ol>

<ol>
	<li>Buzs&#225;ki, G., Draguhn, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neuronal+oscillations+in+cortical+networks.">Neuronal oscillations in cortical networks.</a> Science. 304 (5679), 1926-1929 (2004).</li><li>Keefe, J., Recce, M. 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N., Buzs&#225;ki, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Learning-enhanced+coupling+between+ripple+oscillations+in+association+cortices+and+hippocampus.">Learning-enhanced coupling between ripple oscillations in association cortices and hippocampus.</a> Science. 358 (6361), 369-372 (2017).</li><li>Buzs&#225;ki, G., Anastassiou, C. 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L., Branka&#269;k, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hippocampal+respiration-driven+rhythm+distinct+from+theta+oscillations+in+awake+mice.">Hippocampal respiration-driven rhythm distinct from theta oscillations in awake mice.</a> Journal of Neuroscience. 36 (1), 162-177 (2016).</li><li>Chung, J., Sharif, F., Jung, D., Kim, S., Royer, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Micro-drive+and+headgear+for+chronic+implant+and+recovery+of+optoelectronic+probes.">Micro-drive and headgear for chronic implant and recovery of optoelectronic probes.</a> Scientific Reports. 7 (1), 2773 (2017).</li></ol>

Die Autoren haben nichts preisgeben.

Zunehmende Beweise zeigen, dass Gehirn Schwingungen in hippocampal neuronalen Schaltkreisen in diskreten räumlichen Bereichen10,11,16auftreten. CSD-Analyse reduziert drastisch den Einfluss der Lautstärke Wärmeleitung, eine entscheidende Voraussetzung für das Studium der lokalen Schwingung Veranstaltungen. Mit diesem Video stellen wir eine Anleitung zur Maus Hippocampus für die Analyse von CSD Daten Silizium Sonden implantie...

Schwingungen in die LFP engagieren sich kritisch in Informationsverarbeitung durch neuronale Schaltkreise. Sie decken ein breites Spektrum an Frequenzen, von langsamen Wellen (~ 1 Hz) bis hin zu schnellen Wellen Schwingungen (~ 200 Hz)1. Unterschiedliche Frequenzbänder sind verbunden mit kognitiven Funktionen, einschließlich Gedächtnis, emotionale Verarbeitung und Navigation2,3,4,5,6,7. Stromfluss über neuronalen Membranen bildet den größten Teil des LFP Signal8. Kationen in der Zelle (z.B. durch Aktivierung der erregenden glutamatergen Synapsen) stellen eine aktive Stromsenke (da kostenlos das extrazelluläre Medium verlässt). Im Gegensatz dazu zeigt net Fluss der positiven Ladung auf das extrazelluläre Medium, z. B. durch Aktivierung des Gabaergen hemmenden Synapsen, eine aktive Stromquelle an dieser Stelle. In neuronalen Dipole sind Stromsenken mit passiven Quellen gepaart, aufgrund der Strömungen beeinflussen Membran kostenlos an entfernten Standorten zu kompensieren.
Das elektrische Feld durch neuronale Remoteprozessen produziert auch beträchtliche Spannung Durchbiegungen auf einer Aufnahme Elektrode führen kann und somit fälschlicherweise als ein lokales Ereignis angesehen werden könnte. Dieses Volumen-Leitung stellt eine ernste Herausforderung für die Interpretation der LFP-Signale. CSD-Analyse gibt Auskunft über lokale Stromsenken und Quellen zugrunde liegenden LFP signalisiert und umfasst daher ein Mittel zur Verringerung der Auswirkungen der Band Leitung8. In laminierte Strukturen wie der Hippocampus erhalten Sie durch die zweite räumliche Ableitung von der LFP, aufgenommen von Äquidistanten Elektroden angeordnet senkrecht bis laminar Flugzeuge9eindimensionale CSD-Signale. Das Aufkommen von im Handel erhältlichen linearen Silizium Sonden ermöglichte Forscher, die CSD-Methode für das Studium der lokalen Schwingung Aktivität im Hippocampus zu nutzen. Beispielsweise wurde nachgewiesen, dass unterschiedliche Gamma Schwingungen in eine Schicht-spezifisch in die CA1 Bereich10entstehen. Darüber hinaus hat CSD Analyse unabhängige Hot Spots der Gamma-Aktivität in den wichtigsten Zellschicht der dentate Gyrus11identifiziert. Wichtig ist, waren diese Ergebnisse nur in lokalen CSD aber nicht im LFP-Signale erkennbar. CSD-Analyse liefert somit ein mächtiges Werkzeug um Einblick in die batteriegestützte Operationen des Hippocampus.
In diesem Protokoll bieten wir einen umfassenden Leitfaden um eindimensionale CSD-Signale mit Silizium-Sonden zu erhalten. Diese Methoden ermöglichen Benutzern, lokalisierte Oszillation Ereignisse im Hippocampus von Mäusen, Verhalten zu untersuchen.

<table><tbody><tr><td>Crocodile clamp with stand</td><td>Reichelt Elektronik</td><td>HALTER ZD-10D</td><td></td></tr><tr><td>Silicon probe</td><td>Cambridge Neurotech</td><td>P-series 32</td><td></td></tr><tr><td>Stereoscope</td><td>Olympus</td><td>SZ51</td><td></td></tr><tr><td>Varnish-insulated copper wire</td><td>B&amp;uuml;rklin Elektronik</td><td>89 F 232</td><td></td></tr><tr><td>Ground screws</td><td>Screws &amp;amp; More GmbH (screwsandmore.de)</td><td>DIN 84 A2 M1x2</td><td></td></tr><tr><td>Flux</td><td>Stannol</td><td>114018</td><td></td></tr><tr><td>Ceramic-tipped forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11210-60</td><td></td></tr><tr><td>Paraffine Wax</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>327204</td><td></td></tr><tr><td>Cauterizer</td><td>Fine Science Tools</td><td>18010-00</td><td></td></tr><tr><td>Soldering iron</td><td>Kurtz Ersa</td><td>OIC1300</td><td></td></tr><tr><td>Multimeter</td><td>Uni-T</td><td>UT61C</td><td></td></tr><tr><td>Ethanol</td><td>Carl Roth</td><td>9065.1</td><td></td></tr><tr><td>Pasteur pipettes</td><td>Carl Roth</td><td>EA65.1</td><td></td></tr><tr><td>Heat sterilizer</td><td>Fine Science Tools</td><td>18000-45</td><td></td></tr><tr><td>Stereotaxic frame</td><td>David Kopf</td><td>Model 1900</td><td></td></tr><tr><td>Stereotaxic electrode holder</td><td>David Kopf</td><td>Model 1900</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Abbvie</td><td>B506</td><td></td></tr><tr><td>Oxygen concentrator</td><td>Respironix</td><td>1020007</td><td></td></tr><tr><td>Buprenorphine</td><td>Indivior UK Limited</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Electrical shaver</td><td>Tondeo</td><td>Eco-XS</td><td></td></tr><tr><td>Heating pad</td><td>Thermolux</td><td>463265/-67</td><td></td></tr><tr><td>Surgical clamps</td><td>Fine Science Tools</td><td>18050-28</td><td></td></tr><tr><td>Hydrogen peroxide</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>H1009</td><td></td></tr><tr><td>Sterile cotton wipes</td><td>Carl Roth</td><td>EH12.1</td><td></td></tr><tr><td>Drill</td><td>Proxxon</td><td>Micromot 230/E</td><td></td></tr><tr><td>21G injection needle</td><td>B. Braun</td><td>4657527</td><td></td></tr><tr><td>Phosphate buffer/phosphate buffered saline</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Stereotaxic atlas</td><td>Elsevier</td><td>9.78012E+12</td><td></td></tr><tr><td>Surgical scissors</td><td>Fine Science Tools</td><td>14094-11</td><td></td></tr><tr><td>Surgical forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11272-40</td><td></td></tr><tr><td>27G injection needles</td><td>B. Braun</td><td>4657705</td><td></td></tr><tr><td>Vaseline</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Dental cement</td><td>Sun Medical</td><td>SuperBond T&amp;amp;M</td><td></td></tr><tr><td>Carprofen</td><td>Zoetis</td><td>Rimadyl 50mg/ml</td><td></td></tr><tr><td>Recording amplifier</td><td>Intan Technologies</td><td>C3323</td><td></td></tr><tr><td>USB acquisition board</td><td>Intan Technologies</td><td>C3004</td><td></td></tr><tr><td>Recording cables</td><td>Intan Technologies</td><td>C3216</td><td></td></tr><tr><td>Electrical commutator</td><td>Doric lenses</td><td>HRJ-OE_FC_12_HARW</td><td></td></tr><tr><td>Acquisition software</td><td>OpenEphys (www.open-ephys.org)</td><td>GUI</td><td>allows platform-independent data acquisition</td></tr><tr><td>Computer for data acquisition</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Analysis environment</td><td>Python (www.python.org)</td><td></td><td>allows platform-independent data analysis</td></tr><tr><td>Urethane</td><td>Sigma-Aldrich</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Vibratome</td><td>Leica</td><td>VT1000</td><td></td></tr><tr><td>Microscope slides</td><td>Carl Roth</td><td>H868.1</td><td></td></tr><tr><td>Cover slips</td><td>Carl Roth</td><td>H878.2</td><td></td></tr><tr><td>Embedding medium</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>81381-50G</td><td></td></tr><tr><td>Distilled water</td><td>Millipore</td><td>Milli Q</td><td>Table-top machine for the production of distilled water</td></tr><tr><td>Tergazyme</td><td>Alconox</td><td>Tergazyme</td><td></td></tr></tbody></table>

recording spatially restricted oscillations in the hippocampus of behaving mice

Das lokale Feld-Potenzial (LFP) ergibt sich aus Ionen-Bewegungen über neuronalen Membranen. Da die Spannung von LFP-Elektroden erfasst das summierte elektrische Feld eine große Menge von Hirngewebe widerspiegelt, ist die Gewinnung von Informationen über lokale Aktivitäten eine Herausforderung. Studium der neuronale Mikroschaltungen, erfordert jedoch eine sichere Unterscheidung zwischen wirklich lokale Veranstaltungen und Volumen durchgeführt Signale mit Ursprung in fernen Hirnregionen. Aktuelle Quelle Dichte (CSD) Analyse bietet eine Lösung für dieses Problem durch die Bereitstellung von Informationen über aktuelle Senke und Quelle in der Nähe der Elektroden. In Hirnarealen mit laminarer Cytoarchitecture wie Hippocampus erhalten Sie eindimensionale CSD durch Schätzung der zweiten räumliche Ableitung von der LFP. Hier beschreiben wir eine Methode zur Aufzeichnung Multilaminar drängendere mit linearen Silizium-Sonden in den dorsalen Hippocampus implantiert. CSD-Spuren werden auf einzelne Ableger der Sonde berechnet. Dieses Protokoll beschreibt somit ein Verfahren um räumlich begrenzten neuronalen Netzes Schwingungen im Hippocampus von frei beweglichen Mäuse zu beheben.

Abbildung 1 zeigt das einsatzwerkzeug für die Implantation von Silizium-Sonden verwendet. Aufnahmen von chronisch implantierten Silizium-Sonden Ausrichtung der CA1-Region und das Granulat Zellschicht von dentate Gyrus sind in Abbildung 2dargestellt. Während der freien Bewegung in der Homecage verzeichneten wir drängendere aus der Sonde-Ableger. Um die Wirkung der Lautstärke Wärmeleitung zu minimieren, wurden die erhaltenen S...

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Recording Spatially Restricted Oscillations in the Hippocampus of Behaving Mice

Dieses Protokoll beschreibt die Aufzeichnung des lokalen Feldes Potentiale mit Multi-Schaft, die lineare Silicon-Sonden. Umwandlung der Signale mit Hilfe der aktuellen Quelle dichteanalyse ermöglicht die Rekonstruktion der lokalen elektrischen Aktivität im Hippocampus Maus. Mit dieser Technik können räumlich begrenzten Gehirn Schwingungen frei beweglichen Mäusen untersucht werden.

Aufzeichnung von räumlich eingeschränkt Schwingungen im Hippocampus Verhalten der Mäuse

The local field potential (LFP) emerges from ion movements across neural membranes. Since the voltage recorded by LFP electrodes reflects the summed ...

recording-spatially-restricted-oscillations-hippocampus-behaving

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Neuroscience

8.7K Aufrufe.  University of Freiburg. Dieses Protokoll beschreibt die Aufzeichnung des lokalen Feldes Potentiale mit Multi-Schaft, die lineare Silicon-Sonden. Umwandlung der Signale mit Hilfe der aktuellen Quelle dichteanalyse ermöglicht die Rekonstruktion der lokalen elektrischen Aktivität im Hippocampus Maus. Mit dieser Technik können räumlich begrenzten Gehirn Schwingungen frei beweglichen Mäusen untersucht werden.

Serie: Recording Spatially Restricted Oscillations in the Hippocampus of Behaving Mice

Tuning in the Hippocampal Theta Band In Vitro: Methodologies for Recording from the Isolated Rodent Septohippocampal Circuit

This protocol outlines the procedures for preparing and recording from the isolated whole hippocampus, of WT and transgenic mice, along with recent improvements in methodologies and applications for the study of theta oscillations. A simple characterization of the isolated hippocampal preparation is presented whereby the relationship between internal hippocampal theta oscillators is examined together with the activity of pyramidal cells, and GABAergic interneurons, of the cornu ammonis-1 (CA1) and subiculum (SUB) areas. Overall, we show that the isolated hippocampus is capable of generating intrinsic theta oscillations in vitro and that rhythmicity generated within the hippocampus can be precisely manipulated by optogenetic stimulation of parvalbumin-positive (PV) interneurons. The in vitro isolated hippocampal preparation offers a unique opportunity to use simultaneous field and intracellular patch-clamp recordings from visually-identified neurons to better understand the mechanisms underlying theta rhythm generation.

Tuning in the Hippocampal Theta Band In Vitro: Methodologies for Recording from the Isolated Rodent Septohippocampal Circuit

Here, we present a protocol for recording rhythmic neuronal network theta and gamma oscillations from an isolated whole hippocampal preparation. We describe the experimental steps from extraction of the hippocampus to details of field, unitary and whole-cell patch clamp recordings as well as optogenetic pacing of the theta rhythm.

Tuning in der Hippocampal Theta Band<em&gt; In vitro</em&gt;: Methoden für die Aufnahme aus dem isolierten Nagetier Septohippocampal Circuit

This protocol outlines the procedures for preparing and recording from the isolated whole hippocampus, of WT and transgenic mice, along with recent ...

Forschung

Neurowissenschaften

Optogenetic Entrainment of Hippocampal Theta Oscillations in Behaving Mice

Extensive data on relationships of neural network oscillations to behavior and organization of neuronal discharge across brain regions call for new tools to selectively manipulate brain rhythms. Here we describe an approach combining projection-specific optogenetics with extracellular electrophysiology for high-fidelity control of hippocampal theta oscillations (5-10 Hz) in behaving mice. The specificity of the optogenetic entrainment is achieved by targeting channelrhodopsin-2 (ChR2) to the GABAergic population of medial septal cells, crucially involved in the generation of hippocampal theta oscillations, and a local synchronized activation of a subset of inhibitory septal afferents in the hippocampus. The efficacy of the optogenetic rhythm control is verified by a simultaneous monitoring of the local field potential (LFP) across lamina of the CA1 area and/or of neuronal discharge. Using this readily implementable preparation we show efficacy of various optogenetic stimulation protocols for induction of theta oscillations and for the manipulation of their frequency and regularity. Finally, a combination of the theta rhythm control with projection-specific inhibition addresses the readout of particular aspects of the hippocampal synchronization by efferent regions.

We describe the use of optogenetics and electrophysiological recordings for selective manipulations of hippocampal theta oscillations (5-10 Hz) in behaving mice. The efficacy of the rhythm entrainment is monitored using local field potential. A combination of opto- and pharmacogenetic inhibition addresses the efferent readout of hippocampal synchronization.

Optogenetische Mitnahme von Hippocampal Theta Schwingungen im Verhalten der Mäuse

Extensive data on relationships of neural network oscillations to behavior and organization of neuronal discharge across brain regions call for new tools ...

Acute Mouse Brain Slicing to Investigate Spontaneous Hippocampal Network Activity

Acute rodent brain slicing offers a tractable experimental approach to gain insight into the organization and function of neural circuits with single-cell resolution using electrophysiology, microscopy, and pharmacology. However, a major consideration in the design of in vitro experiments is the extent to which different slice preparations recapitulate naturalistic patterns of neural activity as observed in vivo. In the intact brain, the hippocampal network generates highly synchronized population activity reflective of the behavioral state of the animal, as exemplified by the sharp-wave ripple complexes (SWRs) that occur during waking consummatory states or non-REM sleep. SWRs and other forms of network activity can emerge spontaneously in isolated hippocampal slices under appropriate conditions. In order to apply the powerful brain slice toolkit to the investigation of hippocampal network activity, it is necessary to utilize an approach that optimizes tissue health and the preservation of functional connectivity within the hippocampal network. Mice are transcardially perfused with cold sucrose-based artificial cerebrospinal fluid. Horizontal slices containing the hippocampus are cut at a thickness of 450 &#956;m to preserve synaptic connectivity. Slices recover in an interface-style chamber and are transferred to a submerged chamber for recordings. The recording chamber is designed for dual surface superfusion of artificial cerebrospinal fluid at a high flow rate to improve oxygenation of the slice. This protocol yields healthy tissue suitable for the investigation of complex and spontaneous network activity in vitro.

This protocol describes the preparation of horizontal hippocampal-entorhinal cortex (HEC) slices from mice exhibiting spontaneous sharp-wave ripple activity. Slices are incubated in a simplified interface holding chamber and recordings are performed under submerged conditions with fast-flowing artificial cerebrospinal fluid to promote tissue oxygenation and the spontaneous emergence of network-level activity.

Akute Maus Gehirn Schneiden, um spontane Hippocampal-Netzwerk-Aktivität zu untersuchen

Acute rodent brain slicing offers a tractable experimental approach to gain insight into the organization and function of neural circuits with single-cell ...

Craniotomy Procedure for Visualizing Neuronal Activities in Hippocampus of Behaving Mice

Imaging neuronal activities at single-cell resolution in awake behaving animals is a very powerful approach for the investigation of neural circuit functions in systems neuroscience. However, high absorbance and scattering of light in mammalian tissue limit intravital imaging mostly to superficial brain regions, leaving deep-brain areas, such as the hippocampus, out of reach for optical microscopy. In this video, we show the preparation and implantation of the custom-made imaging window to enable chronic in vivo imaging of the dorsal hippocampal CA1 region in head-fixed behaving mice. The custom-made window is supplemented with an infusion cannula that allows targeted delivery of viral vectors and drugs to the imaging area. By combining this preparation with wide-field imaging, we performed a long-term recording of neuronal activity using a fluorescent calcium indicator from large subsets of neurons in behaving mice over several weeks. We also demonstrated the applicability of this preparation for voltage imaging with single-spike resolution. High-performance genetically encoded indicators of neuronal activity and scientific CMOS cameras allowed the recurrent visualization of subcellular morphological details of single neurons at high temporal resolution. We also discuss the advantages and potential limitations of the described method and its compatibility with other imaging techniques.

This article demonstrates the preparation of a custom-made imaging window supplemented with infusion cannula and its implantation onto the CA1 region of the hippocampus in mice.

Kraniotomie-Verfahren zur Visualisierung neuronaler Aktivitäten im Hippocampus von sich benehmenden Mäusen

Imaging neuronal activities at single-cell resolution in awake behaving animals is a very powerful approach for the investigation of neural circuit ...

LFP-Aufzeichnung im Gehirn von Mäusen für die Kognitionsforschung und Wirkstoffanalytik

Dual Extracellular Recordings in the Mouse Hippocampus and Prefrontal Cortex

The technique of recording local field potentials (LFPs) is an electrophysiological method used to measure the electrical activity of localized neuronal populations. It serves as a crucial tool in cognitive research, particularly in brain regions like the hippocampus and prefrontal cortex. Dual LFP recordings between these areas are of particular interest as they allow the exploration of interregional signal communication. However, methods for performing these recordings are rarely described, and most commercial recording devices are either expensive or lack adaptability to accommodate specific experimental designs. This study presents a comprehensive protocol for performing dual-electrode LFP recordings in the mouse hippocampus and the prefrontal cortex to investigate the effects of antipsychotic drugs and potassium channel modulators on LFP properties in these areas. The technique enables the measurement of LFP properties, including power spectra within each brain region and coherence between the two. Additionally, a low-cost, custom-designed recording device has been developed for these experiments. In summary, this protocol provides a means to record signals with high signal-to-noise ratios in different brain regions, facilitating the investigation of interregional information communication within the brain.

Autor im Rampenlicht: Untersuchung der Auswirkungen von Medikamenten auf Gehirnsignale unter Verwendung des dualen LFP-Aufzeichnungsprotokolls bei Mäusen

This protocol outlines the use of a custom-designed recording device and electrodes to record local field potentials and investigate information flow in the mouse hippocampus and prefrontal cortex.

Duale extrazelluläre Aufzeichnungen im Hippocampus der Maus und im präfrontalen Kortex

The technique of recording local field potentials (LFPs) is an electrophysiological method used to measure the electrical activity of localized neuronal ...

<meta charset="utf8"></head><body>Aufzeichnung der neuronalen Aktivität während der Navigation durch Geruchsfahnen mit Miniskop-Bildgebung

Miniscope Recording Calcium Signals at Hippocampus of Mice Navigating an Odor Plume

Mice navigate an odor plume with a complex spatiotemporal structure in the dark to find the source of odorants. This article describes a protocol to monitor behavior and record Ca2+ transients in dorsal CA1 stratum pyramidale neurons in the hippocampus (dCA1) in mice navigating an odor plume in a 50 cm x 50 cm x 25 cm odor arena. An epifluorescence miniscope focused through a gradient-index (GRIN) lens imaged Ca2+ transients in dCA1 neurons expressing the calcium sensor GCaMP6f in Thy1-GCaMP6f mice. The paper describes the behavioral protocol to train the mice to perform this odor plume navigation task in an automated odor arena. The methods include a step-by-step procedure for the surgery for GRIN lens implantation and baseplate placement for imaging GCaMP6f in CA1. The article provides information on real-time tracking of the mouse position to automate the start of the trials and delivery of a water reward. In addition, the protocol includes information on using an interface board to synchronize metadata describing the automation of the odor navigation task and frame times for the miniscope and a digital camera tracking mouse position. Moreover, the methods delineate the pipeline used to process GCaMP6f fluorescence movies by motion correction using the NorMCorre algorithm followed by identification of regions of interest with EXTRACT. Finally, the paper describes an artificial neural network approach to decode spatial paths from CA1 neural ensemble activity to predict mouse navigation of the odor plume.

<meta charset="utf8"></head><body>Autor im Rampenlicht: Verständnis der Verarbeitung von olfaktorischen und räumlichen Informationen durch das Gehirn mit Echtzeit-Verhaltensanalyse

This protocol investigates the brain-behavior relationship in hippocampal CA1 in mice navigating an odor plume. We provide a step-by-step protocol, including surgery to access imaging of the hippocampus, behavioral training, miniscope GCaMP6f recording and processing of the brain, and behavioral data to decode the mouse position from ROI neural activity.

Miniskop zur Aufzeichnung von Kalziumsignalen am Hippocampus von Mäusen, die durch eine Geruchsfahne navigieren

Mice navigate an odor plume with a complex spatiotemporal structure in the dark to find the source of odorants. This article describes a protocol to ...

Aufzeichnung von räumlich eingeschränkt Schwingungen im Hippocampus Verhalten der Mäuse

Zusammenfassung

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Kapitel in diesem Video

Tuning in der Hippocampal Theta Band

Optogenetische Mitnahme von Hippocampal Theta Schwingungen im Verhalten der Mäuse

Akute Maus Gehirn Schneiden, um spontane Hippocampal-Netzwerk-Aktivität zu untersuchen

Kraniotomie-Verfahren zur Visualisierung neuronaler Aktivitäten im Hippocampus von sich benehmenden Mäusen

Duale extrazelluläre Aufzeichnungen im Hippocampus der Maus und im präfrontalen Kortex

Duale extrazelluläre Aufzeichnungen im Hippocampus der Maus und im präfrontalen Kortex

Duale extrazelluläre Aufzeichnungen im Hippocampus der Maus und im präfrontalen Kortex

Miniskop zur Aufzeichnung von Kalziumsignalen am Hippocampus von Mäusen, die durch eine Geruchsfahne navigieren

Miniskop zur Aufzeichnung von Kalziumsignalen am Hippocampus von Mäusen, die durch eine Geruchsfahne navigieren

Miniskop zur Aufzeichnung von Kalziumsignalen am Hippocampus von Mäusen, die durch eine Geruchsfahne navigieren